JDISISION: C ~ T C I A S BIOLOGICAS Y DE LA SALUD

Casa abisda al tiempo ,-

.. ~ UNIVERSIDAD AUTONOMA METROPOLITANA DIVISION DE CIENCIAS BIOLOGICASY DE LA SALUD DEPARTAMENTO DE BlOLOGlA -^

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Junio 24, 1999

Dr. Jose Luis Arredondo Figueroa Dlrector de la Dlvlslón de Clenclas Bi016glcas y de la Salud Univenldad Autónoma Metropolitana, Unldad Iztapalapa P R E S E N T E :

Utlllzo este medlo para Informar a Ud. que la alumna Torem Luck &mora Rueda, con matrícula 92332237 de la Wnciatur@ en Biología de esta Unldad, conduyó satlsfactoriamente su trabajo de Servido Codal con el tema Ropig.cl6n de Ca#áceas. Dlcho trabajo se Inidó el 4 de agosto de 1997 y se terminó el 5 de mayo de 1998, llevándose a cabo en el Laboratorlo de Ecoflslología del Instituto de Ecologia de la UNAM.

Sin más por el momento, me despldo de Ud. con un cordial saludo.

Atentamente TASA ABIERAL TIEMPO"

M. en C. Fernando Vlte González Prof. Tltular, T/C, Depaitamento de Bldogía,

UAM Iztapalapa

UNIDAD IZTAPALAPA Av. Michoacán y La Purísima, Col. Vicentina, Irtapalapa, D.F. C.F? 09340 Tels.: 724-4687 723-6460 TELEFAX 724-4688

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INSTITUTO DE ECOLOGIA Departamento de Ecologia Funcional y Aplicada

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México, D.F., a 25 de junio de 1999 I.

VNVEWDAD NA~IONAI. AVFWMA DE

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Dr. José Luis Arredondo Figueroa Director del Departamento de Ciencias Biológicas y de la Salud Presente

Por este medio quisiera informarle que la alumna Teresa Lucía Zamora

Rueda con matricula 92332237 de la Licenciatura en Biologia, ha concluído

satisfactoriamente su Servicio Social titulado " Propagación de cactáceas "

cumpliendo las horas establecidas para la realización del Servicio Social.

El trabajo que realizó la alumna Teresa Zamora correspondió a la primera

fase de un proyecto que actualmente sigue en proceso en el Laboratorio de

Ecologia Fisiológica del Instituto de Ecologia, UNAM. Su trabajo consistió en

realizar varias salidas al campo para la colecta de material biólogico y en montar

experimentos en el laboratorio y hacer el seguimiento de los mismos, así como el

análisis de los datos.

ApAñTADo POmM 70275 CKNMD UNMRSKARIA. U W M510 MEXICO, D.F. TELEFAX (5)su BB 95 Y E16 19 76 TEEX 176ül55CICME

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INSTITUTO DE ECOLOGIA Departamento de Ecologla Funcional y Aplicada

VFIIVEWDAD N A ~ O N A L AvTDE~~MA DE

MEXICO

Por este medio manifiesto que estoy de acuerdo con el contenido de su

informe final y que ha cumplido con los objetivos establecidos al inicio del Servicio.

Sin más por el momento agradezco su atención a la presente.

Atentamente

M. en C. Mariana Rojas Aréchiga

Técnico Académico " B T. C.

APARTADO POSTAL 70275 ClWM UNIVERSITARIA. UNMI 04510 MEXICO, D.F. TEEFAX (5)622 8ü 95 Y 616 19 iü TELEX 176015XICME

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INDICE.

INTRODUCCION 1

OBJETIVOS GENERALES Y ESPECIFICOS

METODOLOGIA

Colecta de plantas

Procedimientos de laboratorio

Análisis estadístico

Descripción de las especies

ACTIVLDADES REALIZADAS

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RESULTADOS

CONCLUSIONES

BIBLIOGRAFiA

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INTRODUCCI~N.

Los miembros de la familia Cactaceae son plantas originarias del Continente Americano, adaptadas a vivir principalmente en zonas áridas y semi/&idas. Estas zonas cubren aproximadamente el 60% del territorio nacional. Sin embargo algunas especies crecen en selvas altas y selvas medianas perennífolias. También se localizan en zonas khs, en las que hay bosques de pino, y en bosques de pino-encino (Arias-Montes, 1997). En México se encuentran representadas aproximadamente 850 especies de las io00 que componen a la familia. Se estima que cerca de 700 especies crecen exclusivamente en el pais, lo que significa que más del 80 % de las especies son endémicas pata el territorio mexicano (Reyes-Santiago y Arias-Montes, 1995). Se calcula que 36 especies de cactáceas están en peligro de extinción y otras 197 (35 % del total) están amenazadas. Entre las áreas más afectadas por este problema se encuentra la región de Tehuadn-Cuicatlán (Alvarez y Montaña, 1997).

El dafío ocasionado por la colecta en el campo con fines comerciales es uno de los factores que, junto con la agricultura, la ganaderfa, la deforestación y obras urbanas, han ocasionado la pérdida de poblaciones silvestres de esta familia botánica (Martin-Lunas, 1990).

La propagación de las cactaCeas mexicanas en peligro representa una efectiva medida práctica para la protección de sus poblaciones naturales. La disponibilidad en el mercado de piantas en peligro, que se multipliquen por trktodos artificiales, puede hacer decrecer la demanda de este material bajo condiciones naturales.

La propagación es un método que lieva a la obtención de una o más plantas, ya sea de manera sexual o asexualmente (Reyes-Santiago y Arias-Montes, 1995).

Las cactáceas se pueden propagar de diferente manera (Reyes-Santiago y Arias- Montes, 1995), realizandose mediante semilla, multiplicación vegetativa y cultivo de tejidos.

La multiplicación de cactáceas por medio de semillas es un método sexual, el cual implica la recombinación de material genético. Las semillas se pueden obtener de las poblaciones silvestres y de plantas cultivadas y como producto de polinización natural o artificial (Reyes-Santiago y Arias-Montes, 1995). Con este tipo de propagación se asegura la obtención de plántulas con genotipos diferentes a los de sus progenitores, obteniéndose una mayor variabilidad. La propagaci6n por semilla es entonces un método importante para mantener la diversidad genética de las poblaciones y especies (Hartmann et a1.,1990).

Las semillas poseen mecanismos para detectar cambios de temperatura, luz y humedad para así poder asegurar su gennhación (Rojas-Aréchiga, 1995). Estos ktores ambientales, junto con los aictores internos, como son la latencia y la viabilidad, pueden afectar ai proceso genninativo.

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Las plantas obtenidas a partir de semillas se adaptan mejor a las condiciones de

La propagación asexual o vegetativa es el método por el cual, a partir de UM porción de planta, se obtiene una segunda (involucra el uso de la capacidad regenerativa de los tejidos), la planta que se desarrolla a partir del @mento removido es idéntica en genotipo a la planta que originalmente fue %mentada (Hartmann et al., 1990). La propagación vegetativa es comúnmente usada por las plantas en su hábitat n a t w si la planta es dañada por herbívoros o fuego, las partes separadas son capaces de sobrevivir (Cattabriga, 1994).

ambientes artificiales en las cuales son cultivadas.

La propagación vegetativa en las cactáceas se puede llevar a cabo por: brotes o vástagos, injerto y esquejes. Los vástagos son renuevos que se presentan en algunas cactáceas globosas, como Mammillaria, Epithelanfha, Echinocereus, etc. Se desprende los brotes que emergen alrededor de la planta madre, los cuales se dejan cicatrizar durante un tiempo. La propagación por injerto es un método que consiste en unir porciones de plantas distintas. Se utiliza en cactáceas y en otras plantas para ayudar a aquellas que tienen dificultad para sobrevivir debido a que han perdido su sistema radicular y no pueden establecerse directamente en el suelo (Reyes-Santiago, 1997).

La ventaja de estos métodos es la rápida obtención de plantas adultas y la desventaja consiste en la carencia de recombinaciones gedticas, importante en la conservación.

Las etapas más vulnerables en el ciclo de vida de las plantas son la germinación, el establecimiento y dispersión; resultando esta vulnerabilidad más evidente en aquellas poblaciones de especies sujetas a presiones que las ponen en peligro de extinción. Por consiguiente, el estudio de estas etapas representa una herramienta indispensable para conocer las estrategias de las especies, así como para su propagación artificial y conservación (Moreno, Mpez y Arce, 1992). El estudio de los requerimientos minimos para la germinación es necesario porque puede aplicarse a la propagación de cactáceas con valor comercial o en peligro de extinción (Rojas-Mchiga, 1995).

La germinación es la salida de la raíz a través de la testa. La germinación depende de factores tanto internos como extemos, los cuales interactuán entre sí influyendo en la ruptura del estado latente de la semilla, lo que conduce fmlmente a la emergencia de la raíz. Dentro de los factores externos se encuentran el agua, la luz, la temperatura, ciertos gases y sustancias químicas. Dentro de los factores internos se encuentran la latencia y la viabilidad, los cuales están determinados genéticamente y pueden ser modificados por factores ambientales (Rojas-Aréchiga, 1995).

Las semillas viables que se encuentran en condiciones adecuadas y no germinan, se dice que están en estado de latencia.

La latencia puede prevenir o retardar la germinación hasta que el ambiente sea favorable para el establecimiento de las plántulas. A las semillas se les dan diferentes tratamientos para que germínen más rápido, sometiéndolas a procesos de escarificación para que la cubierta o testa permita el paso de agua al interior. En algunos caso se utiliza

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procesos mecánicos como es la raspadura de la cubierta o utilizando ácido sulfürico (De la Rosa y Garcia, 1994) cuando las testas son demasiado duras.

Para la propagación de cactáceas por semilla se han utilizado diversos sustratos en diferentes proporciones, como es el caso de tierra arenosa, tierra de jardin, arena volcánica, tierra de hoja (Rivas, 1993) y mezcla de bentonita cálcica, arena silica, turba, temntle o vermiculia en partes iguales (Reyes-Santiago y Arias-Montes, 1995). Para Jolly y Lockert (1996), el sustrato que dio mejores resultados fue 50% de tierra de jardín y 50% de arena de río.

Quail, (1997), utili& 40% de tierra de composta 20% de arena de río, 20% de residuos fuios de granito, 20% de perlita y rocas que permitan tener suficientes espacios de aire.

El cultivo estéril usado para la germinación tiene ventajas sobre las técnicas convencionales, dando como consecuencia altas tasas de germinación. Esta técnica puede usarse para germinar especies raras o para especies con semillas pequeñas (Starling y Hutson, 1984).

Otras mezclas se preparan con rocas de río, grava, temntle, tepetate (silicato de aluminio), tabique molido o perlita (unicel); como sustrato mineral y tierra negra con excremento de ganado esterilizado (sustrato humoso). El sustrato organic0 es mezclado en una proporción de 1:2 con el sustrato mineral, que puede ser cualquiera de los antes mencionados. Se puede utilizar abono químico, que contenga nitrógeno 1%, ácido fosfórico 7% y potasio soluble 6%. También se utiliza la harina de hueso (fbmula que contiene nitrógeno, fósforo y potasio),y se sugiere añadii una cucharada sopera de harim de hueso por kilogramo de tierra preparada. (Bravo-Hollis y Scheinvar,l995).

Un sustrato que proporcione una buena aireación es muy importante; después de que el agua cambia de sitio, quedan espacios de aire. La raíz requiere de oxígeno, si la planta se ve carente de una buena aireación se sofoca y muere, un pobre drenaje pone en peligro la sobrevivencia de una planta. Un buen drenaje, no depende solo de los ingredientes de la mezcla o la proporción usada, sino que, también el resultado de la estructura es vital. Los materiales de grano grande como la perlita, pumita o arena de cuarza son los componentes más a menudo usados que proveen drenaje adecuado (Dúnmit, 1998).

U t i l i d o una mezcla de suelos nativos (donde las plantas crecen en su medio natural), bajos en materia orgánica, las plantas se desarrollan más sanas (Peters, 1998).

Las cactáceas son tolerantes a una amplia gama de suelos y mezclas de ellos. El óptimo crecimiento y la longevidad, están relacionados con la composición del medio en el cual las plantas se encuentran creciendo. Un suelo debe ser para la planta un buen soporte ffsico, un reservorio de nutrientes y agua, con suficiente drenaje y aireación. Utilizando pumita o piedra pómez, turba para la retención de agua y nutrientes que amortigüe las temperaturas extremas y f e r t i l i t e s como cal dolomítica, fósforo y potasio. (Bach, 1998).

Uno de los métodos para propagar cactáceas desarrollado por Manuel Rivas en el

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Jardín Botánico de la Universidad Nacional Autónoma de México, consiste en desinfectar el suelo en el horno, las semillas se rocían con agua que contiene fhgicida (natifren o cupravit), y se plantan en el suelo desinfectado. Los recipientes se sellan para prevenir la contaminación y la pérdida de humedad. Así las plantas que crecen requieren de poca atención, y no se requiere regar, ni adicionar nutrientes, ni fungicidas(Fitz-Maurice, 1989).

El trabajo r e a l i o fue la parte inicial de un proyecto de cinco años denominado “Propagación de WdRas”(C0NACYT GOO1 1-v.

En este estudio se probaron varias mezclas de sustratos para la germinación de semilla de algunas especies de cactkeas, utilizando tierra negra, tepojal, vermiculita y arena; en proporciones iguaies. En todos los experimentos se ut i l i ion frascos de vidrio transparente de 250 mililitros con tapa. Se sembraron semillas de cuatro especies de cact8ceas: Pilosocereus chysacanthus, Mitrocereus fulviceps, Ferocactus hamatacanthus y Ferocactus robustus para poder así definir que suelo favorecía la germinación. Posteriormente se dio un seguimiento a la sobrevivencia de estas especies

Debido a la proliferación de hongos se decidió esterilizar el suelo, tierra negra, tepojai y haria de hueso (1 : 1 :ID), en el homo de microondas. Además con esta misma combinación de sustratos se hizo otra serie, y a cada unidad experimental se le agregó 0.30 gramos de fungicida comercial. Se ut i l i ion semillas de dos especies Pilosocereus chysacanthus y Ferocactus hamatacanthus. Posteriormente al ver que 0.30 gramos afectaba a las plántulas, se probaron otras concentraciones más bajas. Se probaron cuatro concentraciones de fhgicida comercial (Interguzan 30-30 Quhiozeno más thiram): 0.05, 0.10, 0.20 y 0.30 gramos, utilizando dos especies: Coryphanta cornfera y Echinocactus plafyacanthus, en un suelo que contenía tierra negra, arena, y tepojal(1:l:l).

Para determinar si el ácido giberélico pudiera favorecer la germinación, se sembraron semillas de en cajas de Petri con agar ai 1 % en cámara de germinación a temperatura constante y fotoperíodo de 12 horas co diferentes concentraciones de ácido giberélico.

Se realizó la colecta de plantas en los estados de Querétaro, Hidalgo, Puebla y Morelos, así como el cuidado de las mismas.

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OBJETIVOS GENERALES.

Defmir una serie de requerimientos importantes para la propagación de cactAceas, los cuales puedan ser aplicados a cactáceas amenazadas o en peligro de extinción.

Determinar un método para la propagación de cactáceas por semilla, el cual sea económico y sencillo.

OBJETIVOS ESPECIFICOS.

Fijar que mezcla de suelos es la más adecuada para la germinación de cactáceas.

Definir que m6todo de esterilización de suelo es el más apropiado en cuanto a la germinación.

Determinar que concentración de fungicida es la adecuada para evitar la proliferación de hongos.

Evaluar el efecto de dos concentraciones de hido giberélico en la germinación de semillas de cactáceas.

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METODOLOGIA.

La metodología consistió tanto de trabajo en campo para colectar plantas, como de trabajo en laboratorio. El trabajo de campo en un principio estaba planeado para realizar la colecta de ñutos y semillas de las plantas vulnerables o en peligro, dado que no se encontraron ni semillas ni fhtos, se decidió colectar algunos ejemplares con eutos verdes o con botones florales, (esto para poder obtener posteriormente las semillas y fiutos). El trabajo de laboratorio se llevó a cabo sembrando semillas de diferentes especies de cactáceas en f?ascos de vidrio transparente de 250 mililitros con tapa para todos los experimentos (excepto cuando se sembraron las semillas en agar), para todos los casos estos fiascos una vez sembrados se llevaron a la casa de sombra.

Las semillas de estas especies fueron utilizadas debido a que había una gran cantidad de ellas y también, se deseaba tener una aproximación de las condiciones de germinación que dieran mejores resultados, antes de experimentar con semillas de las cactáceas vulnerables o en peligro.

Colecta de plantas.

Se colectaron las plantas (enlistadas en el punto cuatro de las actividades realizadas). Este material al momento de colectar se envolvió en papel periódico y se metió en bolsas de papel. Una vez en el laboratorio, se limpiaron las plantas a fm de quitarles la tierra, basura y parásitos. En el suelo que se les quitó y entre las &las se buscaron semillas. Después de hacer esto, se lavaron con agua de la llave a chorro abundante y con un cepillo. Se dejaron secar y se plantaron en macetas de plástico; el suelo tuvo la siguiente composición: tierni negra, tepojai, arena (1 :l:l) y tezontk. En ciertos casos, a las plantas se les colocó un fitorregulador comercial (Redm 1500), que estimula la aparición de rakes; y se dejaron sobre papel periódico durante una semana; y después se sembraron.

Las plantas se colocaron dentro de la casa de sombra y se les regaba constantemente en primavera y verano, y muy pocas veces en invierno, con agua de la llave que se dejaba en una cubeta por dos días. AI momento de regarlas se procuraba que el agua no tocase el tallo y las espinas.

Algunas plantas se colectaron con finitos inmaduros, al madurar estos, las cactáceas se cubrieron con malla para evitar que las lagartijas se los comieran. Una vez estando secos los fiutos se retiraban de la planta y se colocaban en sobres de papel; en otros casos los ñutos reventaron y las semillas quedaron sobre las areólas. Para extraer las semillas se utilizó una pipeta Pasteur que se adapiaba a un mango eltktrico, el cual al accionarlo, aspiraba las semillas y estas se colocabíui dentro de fiascos de vidrio.

Al florecer las plantas, se realizó la polinización con un pincel, procurando hacerlo de manera cruzada.

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Procedimiento de Iaóomtorw.

1. Determinación del tipo de suelo y Condiciones para la germinación y sobrevivencia.

Para determinar el suelo apropiado, se hizo la combinación con varios sustratos. Estos sustratos son Tierra negra (TN), tepojal (T), arena(A) y vermiculita(V).

La mezcla de sustratos fue la siguiente:

1) T+TN en proporción uno a uno (1 : 1)

2) TN+A+T+V (1:l:l:l)

3)TN+A+T(l:l:l)

Se utilizaron las siguientes especies de cactáceas: P ilosocereus chrysucunrhus, Ferocuctus hamatacanbus, Ferocucrus robustus y Mitrocereus filviceps.

La cantidad de sustrato que se le agregó a cada fiasco fue medida con un vaso de precipitados, colocando 50 mililitros de suelo; equivalente aproximadamente a 68.93 gramos. Después de agregar el suelo dentro de cada fhsco, a cada uno se le adicionó 25 mililiiros de agua de la llave.

Las semillas se sumergieron, en solución de hipoclorito de sodio al 1%, durante 3 minutos, pasando este tiempo se enjuagaron denim de un colador con agua de la llave y posteriormente se les enjuagó con agua destilada. Las semillas fueron colocadas con un pincel húmedo denim de los hitos, los cuales se etiquetaron con el nombre de la especie, fecha y condiciones a las cuales se sembraron las semillas.

Ai fml se cerraron y se llevaron a la casa de sombra. La unidad experimental consistió de un fiasco con 25 semillas y 4 repeticiones para cada tratamiento.

Los h c o s se revisaron cada tres o cuaim días para llevar un control de la germinación, durante un mes y medio. Las semillas de Pilosocereus chrysucunthus se infestaron rápidamente de hongos por io cual no hubo germinación. Al observar esto se realizaron otra vez las repeticiones con 25 semillas bajo las mismas condiciones.

Se consideró que la semilla había germinado ai aparecer la radfcula.

I . 1. Seguimiento de la sobrevivencia de P. chrysucunrhus, F. humurucunthus, y M. filviceps.

Después de mes y medio, las plántulas que germinaron de estas especies, se colocaron en semilleros para evaluar postdomente la sobrevivencia El suelo contenía partes iguales TN +A +T. Se hicieron 5 lotes de 25 pliuitulas para las tres primeras especies y 5 lotes de 30 piántulas con M. filviceps. Se cubrieron con una protección plástica y se colocaron dentro de la casa de sombra. Se les regaba constantemente y se llevó el control

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de la sobrevivencia. Las plántulas de F robmius murieron por lo cual no se siguió la sobrevivencia de esta especie.

2. Esterilización del suelo y utilización de 0.30 gramos de fungicida.

Este experimento se hizo para evaluar él método más eficiente de esterilización del suelo, debido a la infestación de hongos en los fiascos, aplicando los siguientes tratamientos:

1) Esterilización en horno de microondas.

2) Fungicida en concentración de 0.30 gramod68.93 g de suelo.

El suelo utilizado para el experimento se hizo con una combinación de TN +T y harina de hueso (hh), en proporci6n (1:1:1/2), y las especies utilizadas fueron: P. chrysacanthus y F. hamatacanthus.

Para la esterilización del suelo en el microondas, se le adicionó aproximadamente 68.93 g de suelo a cada hsco y 25 mililitros de agua de la llave; se metieron al horno de microondas durante 3 minutos. Se sacaron los fiascos y se dejaron enfriar.

Las semillas se colocaton en agua que contenfa hipoclorito de sodio al 1%, durante tres minutos. Pasando este tiempo se colocaron en una coladera y se les enjuago con agua de la llave y al final se les dio un enjuague con agua destilada. Una vez que los hscos estaban fiíos se procedió a sembrar las semillas con un pincel. Se hicieron 5 repeticiones de 25 semillas para cada una de las especies. Los fraascos se cerraron, etiquetaron y se llevaron a la casa de sombra.

En la utilizaci6n del fungicida, se adicionó el suelo a los fiascos (68.939) y se les agregó 0.30 granms de fungicida comercial (Interguzan 30-30 Quintozeno más t h m ) . Después de agregar el fungicida se removió el suelo y se le adicionó 25 mililitros de agua de la llave, se hicieron 5 repeticiones de 25 semillas para cada una de las dos especies; los -os se cerraron y etiquetaron.

Los experimentos anteriormente descritos se siguieron durante 6 meses, y los &ascos se revisaron cada tercer día.

3. Utilización de diferentes concentraciones de fungicida.

Se decidib probar diferentes concentraciones de fungicida (Interguzan 30-30 quintozeno más thiram) debido a que algunas semillas puestas a germinar tuvieron infestación por hongos, estos invadían la testa de la semilla y no germinakm o germinakan y morían al segundo día. Las plántulas también morían poco después de nacidas.

Se sembraron semillas de Coryphanta cornVera y Echinocactus. platyacanthus con una mezcla de TN+A+T (1 : 1 : 1), agregando a cada hsco la misma cantidad de suelo que los experimentos anteriores y haciendo 4 repeticiones de 25 semillas, para cada especie.

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Las concentraciones de fungicida fueron las siguientes:

a) 0.05 gamod68.93g de suelo

b) 0.10 gramod68.93g

c) 0.20 gramod68.93

d) 0.30 gramod68.93

Una vez estando el suelo en los hscos se adicionó el fungicida y se revolvió con una espátula. Posteriormente se le agregaron 25 mililiiros de agua de la llave, y se sembraron las semillas con un pincel. Los hscos se cerraron y se colocaron en el invernadero. Se le di6 seguimiento al experimento durante 5 meses.

4. Genninación de semillas en agar con diferentes concentraciones de ácido

Las especies utilizadas fueron: Thelocacthus conothele, Echinocereus stramineus,

De cada especie se hicieron 4 repeticiones con 25 semillas para tres tratamientos

a) Agar sin ácido geberélico (GA).

b) Agar con 5OOmg.kg-’ de Bcido giberélico. c) Agar con 1000mg.kg-l de ácido geberélico.

Las semillas se sumergieron en agua con hipoclorito de sodio al 1% durante 3 minutos, posteriormente se colocaron en el colador y se enjuagaron con agua de la llave, por último se enjuagaron con agua destilada. Se dejaron escurrir las semillas y se sembraron en las cajas de petri. Las cajas de petri se colocaron en la cámara ambiental (Lab-Line) con temperatura alternante de 25-29 OC y con fotoperiodo de 12 horas.

Se le dio seguimiento al experimento, revisando cada tercer día las cajas de petri, durante 3 meses.

Después de este tiempo las phtulas se colocaron en botellas de plástico y charolas de plástico, con una mezcla de suelo TN+T+A (1:l:l).

Anúlikis estaoWico.

Se hizo un análisis de varianza, partiendo con una hipótesis nula la cual índica que no hay diferencias significativas en la genninación, de las especies ni entre tratamientos para los experimentos de tipo de suelo adecuado, esterilización del suelo y uso de 0.30 g fungicida, diferentes concentraciones de fungicida y germinación de semillas en agar. El d l i s i s de varianza se realizó en el paquete Statistica (versión 4.5) para demostrar si hay diferencias significativas.

Se sacó el porcentaje de germinación para los experimentos del tipo de suelo adecuado, esterilización del suelo y uso de fungicida, y para la germinación de tres especies del punto tres de la metodología. A los valores obtenidos como porcentajes se les hizo la

giberélico.

N. tetetzo, E. platyacanthus y Pilosocereus chrysacanthus.

diferentes de agar:

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transformación arcoseno para realizar el análisis de varianza, io anterior se him en el programa Quattro.

Las gráficas se obtuvieron con el programa Sigmaplot (versión 1.2).

Descripción dr las especies con lar cuales se pxperinrenío.

Pilosocereus chrysacanthus (Weber) Briton et Rose.

Plantas de 3 a 4 m de altura, con ramas desde la base. Ramas erectas o ascendentes, de color verde glauco. Costillas de 9 a 12, &las distantes entre sí 1 cm Espinas 12 a 15, las más largas de 3 a 4 cm. Aréolas floríferas con abundantes pelos largos, blancos y espinas amarillas que forman un pseudocefalio apical, el cual desciende algo discontinuo por un lado del tallo, abarcando aipunas costillas.

Flores de 7 a 8 cm de longitud con tinte rosa. Fruto globoso de 3 a 4 cm de diámetro, purpúreo con pulpa también purpúrea. Semillas negras. Distribución: Estados de Puebla y Oaxaca, en Zapotitlán de las Salinas y Tehudn (Bravo-Hollis, 1978).

Ferocactus robustus (Link ex Otto) Britton et Rose.

Plantas muy cespitosas que forman clones de cientos de ramas, en forma de montículos. Tallos ovoides o cortamente cilíndricos, de cerca de 10 cm de d h e t r o , de color verde oscuro. Ocho costillas muy prominentes. Aréolas muy separadas, distantes entre sí unos 3.5 cm. Espinas radiales de 10 a 14, las superiores setosas. Espinas centrales 4 a 6, radiadas. Flores de 3 a 4 cm de longitud y 2 cm de anchura, amarillo, con escamas deltoides. Semillas de 1.5 cm de longitud, con testa reiículada, negra. Distribución: Estado de Puebla (Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991).

Echinocactus platyacanthus f: grandis (Rose) Bravo

Tallos simples, anchamente columnares, de 1 a 2 m de altura y de 6 a10 cm de diámetro con gruesos plegamientos transversales, de color verde oscuro. En las piantas jóvenes 8 costillas, pero en las plantas adultas muy numerosas. &olas distantes en las plantas jóvenes y confluentes en las adultas que ya florecen. Espinas radiales 5 ó 6, de 3 a 4 cm de longitud. Espina central solitaria de 4 a 5 cm de longitud. Fruto escondido en una masa suave de lana blanca, oblongo, de 3 a 4 cm de longitud. Semillas negras, brillantes. Distribución: Puebla y Oaxaca (Bravo-Hollis y Sbnchez-Mejorada, 1991).

Neobuxbaumia tetetzo var tetetzo (Coulter) Backeberg.

Plantas muy altas, de 10 a 15 m de altura o más, cuando jóvenes columnares, después salen del tallo principal, a diversas alturas, algunas ramificaciones, toda la planta de color verde grisáceo claro; tronco principal de 30 a 60 cm de diámetro. Ramas erectas o un poco divergentes, costillas 13 a 17. M l a s distantes entre sí 7 a 1 O mm y hasta 2 cm en las partes viejas del tallo. Espinas radiales 7 u 8, aciculares. Espinas centrales en las aréolas jóvenes 1 a 3. Flores en el ápice de las ramas, nocturnas, tubular-infundibuliformes, de 5.5 cm de longitud, color blanco-verdoso. Fruto ovoide como de 4 cm de largo por 3 cm de

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diámetro, color verde que con el tiempo adquiere un tono rojizo. Semillas pequeñas de 2 mm de largo, de color café brillantes. Distribución: Estado de Puebla se encuentran formando grandes tetecheras en Zapotitlán de las Salinas (Bravo-Hollis y Sánchez- Mejorada, 1991)

Poluskia chichipe Backeberg, Blatt Sukk.

Plantas arborescentes, con tronco bKn deíinido hasta de 4m de altura, profusamente ramificadas formando una copa muy compacta. Ramas algo encorvadas, como de 7 cm de d h e t r o , color verde claro. Costillas 9 a 12, agudas onduladas, como de 2 cm de alto. Areolas distantes entre sí 1 a 1.5 cm, en la depresión de las ondulaciones. Espinas radiales 6 ó 7, de 3 a 10 mm de largo, grises con la punta casi negra. Espina central 1, un poco más grande y gruesa que las radiales y del mismo color. Flores diurnas pequeñas, de 3 cm de largo. Fruto rojo, globoso pequeño, de 2 a 3 cm de diámetro, llevando aréolas caducas, con espinas de 3 a 4 mm de largo; pulpa jugosa y dulce. Semillas pequeñas de 1.3 mm de largo, negras con grandes puntuaciones hundidas. Distribución: Estados de Puebla y Oaxaca (Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991).

Mitrocereurfulviceps (Weber) Backeberg ex Bravo

Plantas columnares cuando jóvenes, después candelabriformes, muy ramosas, como de 12m de altura o más. Tronco bien definido como de 2m de alto y 1 m de diámetro, ramas numerosas que en los ejemplares viejos alcanzan como 8 m de largo. Costillas 11 a 14, gruesas con surcos angostos. Aréolas circulares hasta abvadas y más o menos elípticas, muy próximas o distantes entre sí 1.5 cm, con fierro grisáceo, algo hundidas; las del ápice de las ramas con abundante lana color amarillo leonado. Espinas radiales de 8 a 12, dispuestas una arriba, otra abajo y tres a cada lado de la aréola, como de 1 cm de largo, delgadas, con la base bulbosa, color moreno amarillento. Espinas centrales 3, dos arriba cortas, como de 2 cm de largo, dirigidas hacia arriba y una en el centro de la aréola de 6 a 13 cm. Flores nocturnas en el ápice de los hilos emergen en medio de la masa lanosa, infundibuliformes anchas de 6 a 7 cm de largo y 6 cm de ancho. Fruto globoso, aréolas persistentes con abundante lana y espinas setosas que ocultan por completo las paredes. Semillas pequeñas obovadas oblicuas, testa negra lisa brillante, reticulada. Distribución: Estado de Puebla (Bravo-Hollis y SBnchez-mejorada, 1991).

Pilosocereus Byles et Rowley

Plantas grandes, arborescentes, candelabriformes, tronco bien definido y ramas más o menos abundantes, de consistencia suave, color verde glauco y hacia el ápice azulado, con pocas costillas, cuando maduran; fonnan pseudoceMjos con lana abundante, pelos largos de aspecto sedoso, blancos o amarillos y espinas amarillentas o negras. Flores nocturnas, blancas que despiden fuerte olor. Fruto carnoso, globoso, a veces poco aplanado, con escasos podanos, desnudos carnosos, de intenso color verde azulado que al madurar cambia al rojo vino. Semillas pequeAas negras. Distribución: Estas especies están distribuidas en zonas subáridas, formando parte de las selvas bajas caducifolias (Bravo- Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991).

Ferocactus hamatacanthus (Muehlenpfordt) Britton et Rose

Plantas simples o con brotes en la base. Tallos ovoides hasta ovoideo-cilindricos, de alrededor de 30 a 60 cm de longitud y 20 a 30 cm de diámetro, de color verde oscuro, de consistencia suave. Costillas 13, a veces hasta 17, delgadas, tuberculadas, de cerca de 5 cm de altura. Aréolas distantes entre sí 3 a 7 cm, grandes, circulares hasta elípticas, de 6 a 7 mm de diámetro, con la región florífera bien defmida, cuando jóvenes con fieltro amarillento al principio, grisaceo después. Espinas radiales 8 a 20, erectas aciculares, de color paja o castaño. Espinas centrales 4 a 8, muy largas, de 6 a 15 cm de longitud, aciculares o subuladas, ligeramente aplanadas, anuladas, algo torcidas, las tres superiores rectas hasta flexuosas, la inferior con la punta ganchuda, todas de color pajizo hasta castaño rojizo, las jóvenes con la base purpúrea y el resto amarillo. Flores infundibuliformes, de 6.5 a 8 cm de longitud o más, amarillas h t o oblongo elipsoide, de 3 a 5 cm de longitud, carnoso, jugoso, al principio amarillo verdoso, después con tinte castaño, con escamas semicirculares, pequeñas y ciliadas; distanciadas entre sí. Semillas ovoides de I .4 a 1.6 mm de longitud, con testa faveolada, negra (Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991).

Thelocactus conothele (Regel et Klein) Knuth.

Planta simple. Tallo globoso, ovoide o hasta cilíndrico, de 10 a 15 cm de altura y 6 a 7 cm de diámetro, de color verde claro, verde oscuro y en ocasiones bromados. Costillas 12 o 13, algo espiraladas, y completamente divididas en tubérculos. Tubérculos dispuestos en 8 y 13 6 13 y 21 series espiraladas, prominentes, más o menos cónicos, más pronunciados hacia la base de tallo, de 5 a 20 mm de longitud y de 12 a 15 mm de espesor en la base, y aquillados ventralmente, con pequeños surcos. Aréolas oblongas, con fieltro blanco cuando jóvenes. Espinas radiales 8 a 23, blancas; extendidas, adpresas, rectas o encorvadas sobre los t u k u l o s , de 8 a 15 mm de longitud. Espinas centrales 1, 2 6 4 erectas, ligeramente extendidas y encorvadas, más gruesas que Lis radiales de 13 a 55 mm de longitud. Flores de 35 a 40 mm de longitud y diámetro, de color violeta, purpúreo, rosado, blanco o amarillo. Fruto carnoso. Semillas de 1.5 a 2 mm de longitud y cerca de 1 ai .5 mm de espesor, testa finamente tubercuiada, de color rojo purpiireo muy oscuro hasta negro (Bravo-Hollis y SáncheaMejorada, 1991).

Thelocactus bicolor (Galeotti) Britton et Rose.

Plantas en su mayoría simples. Tallos ovoides, largamente ovoides o hasta cilíndricos, de 7 a 20 ó hasta 35 cm de altura y de 5 a 8 y hasta 15 cm de diámetro, color verde glauco. Costillas 8 a 13, bajas, redondeadas, rectas o un poco espiraladas, divididas en tubérculos bajos, más o menos diferenciados. Aréolas circulares o algo alargadas, lanosas cuando jóvenes, después desnudas. Espinas muy variables en forma, tamaño y color. Espinas radiales numerosas, 7 18 y hasta 25, delgadas, las 3 superiores hasta 75 mm de longitud aplanadas rectas o encorvadas, las restantes aciculares, radiadas, entrelazadas con las aréolas vecinas, blancas, amarillentas o rojizas a veces con colores variegados en una solo espina.

12

Espinas centrales generalmente 1 a 4, las 3 superiores cuando existen, extendidas como las radiales, rectas, la inferior más larga prorrecta, aplanada de colores: Blanco, amarillo, rojizo o purpúreo que pueden combinarse de manera de bandas horizontales en una sola espina. Flores dispuestas en el ápice de la planta, de 5 a 6.5 cm de longitud y 5 a 6 cm de diámetro. Fruto pequeño, 12 mm de longitud y 4 a 12 mm de dihetro, provisto de escamas fimbriadas, de color castaño rojizo. Semillas de 2.5 cm de longitud, de 1.75 mm de anchura, testa reticulado-papilosa, negra (Bravo-Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991).

Echinocereus stramineus. Engelman.

Plantas que forman conglomerados m8s o menos hemisféricos hasta de 1 a 2 m de diámetro. Tallo ovado-cilíndrico, de 12 a 25 cm de longitud y 3 a 7 cm de diámetro, ocultos por las espinas. Costillas 11 a 13, con el borde angosto y aigo tuberculado, surcos intercostales profundos. Aréolas pequeñas circulares distantes entre sí 1 a 2 cm, con la lana blanca, cuando jóvenes. Espinas blancas hasta de color paja con tinte rosado o castaño, translúcidas, desde delgadas hasta de grosor medio. Espinas radiales 7 a14, de 1 cm de longitud. Espinas centrales 2 a 5, de 9 cm de longitud. Flores muy grandes, de 10 a 12 cm de diámetro, de color rojo púrpura. Fruto globoso de 3 a 4 cm de diámetro, rojo, al principio espinoso y después desnudo comestible. Semillas de 1.5 mm de diámetro, algo oblicuas(Bravo Hollis y Sánchez-Mejorada, 1991).

Coryphanfa cornifera (De Candolie) Lemaire.

Plantas generalmente simples. Tallos globosos hasta cortamente cilíndricos, de unos 12 cm de altura, de color verde pálido grisáceo, á p i i con corta lana blanca. Tubérculos apretados, cónicos, hasta brevemente cilíndricos, de cerca de 12 mm de longitud. Espinas radiales 16 a 17, de 10 a 12 mm de longitud, amarillentas hasta grisáceas. Espinas centrales generalmente 1 en algunos ejemplares 2 ó 3, la principal de 14 a 16 mm de longitud,

gruesa, rígida, encorvada hacia abajo, al principio rojizo, después de color castaño oscuro hacia la base y negro hacia la punta Flores de 5.5 a 7 cm de dihetro. Distribución: Estados de Hidalgo y Querétaro principalmente (Bravo-Hollis y Sbnchez-Mejorada, 1991).

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ACTIVIDADES REALIZADAS.

1. Búsqueda de información bibliográfica.

Se realizó en las bibliotecas del Instituto de Ecología, Jardín Botánico exterior, Instituto de Biología, Centro de Información Científica y Humanística (CICH) y Biblioteca Central, de la Universidad Nacional Autónoma de México.

2. Siembra de semillas de varias especies de cactáceas.

Las especies son:

Pilosocereus chrysacanthus.

Mitrocereus fulviceps.

Ferocactus hamatacanthus.

Ferocactus robustus.

Pilosocereus ssp

Thelocacthus conothele

Polaskia chichipe.

Thelocactus bicolor

Coriphanta cornifera.

Echinocactus plalyacanthus.

Echinocereus stramineus.

Neobwbaumia teteho.

3. Se colocaron a germinar semillas de las especies: Pilosocereus ssp, Thelocactus conothele, Polaskia chichipe y Thelocactus bicolor.

Las semillas de estas especies se sembraron en la mezcla de sustratos "N+A+T, (1 : 1 : 1). Se utilizaron los mismos fiascos y la cantidad de suelo agregado a cada fiasco fue la misma, así como la cantidad de agua adicionada a cada frasco.

Se hicieron 4 repeticiones de 25 semillas para cada especie. Las semillas no tuvieron ningiin tratamiento previo. Los k o s se colocaron en la casa de sombra. Posteriormente no se hicieron nuevos lotes. Se llevó el registro de la germinación y sobrevivencia durante 5 meses. Se procesaron los datos de la manera correspondiente haciéndose las gráficas de 5 de germinación y sobrevivencia pero no fueron relevantes.

14

4. Esterilización del suelo con agua hervida.

Se tornó una porción de suelo (en mezcla de TN+T y harina de hueso, 1 : 1 : 1/2) y se colocó en la coladera y se le agregó agua previamente hervida (lo anterior se hizo dentru de la tarja), se dejo pasar media hora basta que el suelo no tuvo mucha agua y se paso a los fiascos (la mitad del fiasco). Se hicieron 5 repeticiones de 25 semillas para dos especies

P crhysacanthus y F hamatacanthus cada uno. Los fiascos se llevaron a la casa de sornbra.Los &os fueron invadidos por hongos y no germinaron las semillas

5. En este experimento se pretendió evaluar el efecto de Radix 1500 (fitorregulador) en las plántulas.

Se utilizaron las especies de F. robustus y E. platyacanthus.

Se realizaron 30 repeticiones de 25 semillas para cada especie y con sustrato de TN+T en partes iguales y se les agregó un gramo de fungicida y se revolvió. A los fiascos se les agregó la misma cantidad de suelo y agua que los casos anteriores. Las semillas se colocaron en la solución de hipoclorito de sodio al 1% durante 3 minutos, pasando este tiempo se colocaron en la coladera enjuagándolas con agua de la llave y un último enjuague con agua destilada. Se sembraron en los ftascos con pincel, se etiquetaron y cerraron, llevándolos posteriormente a la casa de sombra.

Después de 3 % meses de edad las plántuias se colocaron en suelo que contenía partes iguales de TN+T+A, a cada fiasco se le agregó 68.93 gramos de suelo y se le adicionó 0.05 gramos de fungicida y 25 mililitros de agua de la llave. Para las dos especies se hicieron 3 lotes de 25 plpuitulas agregbdoseles radix a la raíz de las plántulas y otros 3 lotes de 25 plántulas sin agregar radix. Las plántulas se tomaron por el tallo y se introducían en el polvo de radix. Los datos obtenidos en este experimento fueron insuficientes.

6. Revisión y cuidado de las semillas puestas a germinar.

7. Colecta de material biol6gico. (Piantas y segmentos vegetativos).

Se realizaron tres salidas al campo: la primera fue a los estados de Hidalgo y Querétaro. La segunda salida se hizo a Morelos, la tercera se real& en él Valle de Tehuacán-Cuicatlán.

Especies de cactáceas que se colectaron:

Ariocarpus kotschoubeyanus.

Echinocereus pulehellus discolor var. schmollii,

Mammillaria crucigera.

M magnifica.

15

L..

F.

M. microhelia

M. napina.

M. pectin ifera.

M. supertexta.

M. huitzilopochtli.

Thelocactus hastifer.

Turbinicarpus pseudomacrochele.

Colecta de las cactáceas en los estados de Querétaro e Hidalgo, durante los días 30,31 de agosto y 1,2 de septiembre de 1997.

Se colectaron plantas de Turbinicarpus pseudomacrochele cerca de la Peña de Bemal. AI norte de TolimBn, este sitio esta cerca de una calera, la cual se expande hacia la zona en donde se encuentran las plantas.

Se colectaron plantas de Aridcarps bfschoubeyanus. Estas plantas más bien fueron rescatadas, porque íbn a ser retiradas del sitio donde crecían por el dueño del terreno, ya que, iba a cultivar.

En Santa María el mexicano, en el cerro del mexicano, se colectaron plantas de Mammillaria microhelia. Las plantas de Strombocactus disciformis se colectaron al norte de Vizarrón.

En Carricillo se colectarun plantas de Thelocactus hastifer, se. está destruyendo su habitat por la expansión de la población.

En el estado de Hidalgo, en el Cardonal se colectaron plantas de Echinocereus pulchellus.

La segunda salida se hizo al estado de Morelos, en el Peñon de Amayuca, se colectaron plantas de Mammillaria magn@ca que esiaban en el suelo tiradas, las cuales habían caído de los peflones.

Colecta de cactáceas en el estado de Puebla (Valle de Tehuacán-Cuicatlán). Se hizo en los días 5,6 y 7 de diciembre de 1997.

Se colectaron plantas de Mammillaria discolor var schmollii, al sureste de Cuicatián cerca de la población de Tulepetongo. Se colectó Mammillaria huitzilopochtli y Mammillaria supertexta en el camino a Quiotepec, al noroeste de Cuicatlán. Cerca de San José Tilapa se. colectó Mammillaria crucigera.

Cerca de Tehuach se colectó Mammillaria pectinifera y Mammillaria napina se colectb cerca de Ommbilla.

c 16

m-72--. - ?",

. I

F-,

8. Limpieza del material colectado, así como la extracción de semillas. i_<

9. Siembra de plantas y segmentos vegetativos.

10. Revisión y cuidado de las plantas y segmentos vegetativos.

_._ 1 1 . Extracción de semillas, polinización, cuidado y colecta de los ñutos.

12. Captura de datos y análisis de estos mismos. r_

-. r-

L

c 17

OBJETIVOS Y METAS ALCANZADOS

Uno de los objetivos alcanzados fue el de fijar la mezcla de suelo adecuada para la germinación.

El defuiir el método de esterilización adecuado para la germinación

Evaluar el efecto de dos concentraciones de ácido giberélico.

Obtención de las semillas de las especies colectadas en el campo.

RESULTADOS

El hecho de haber colectado las cactáceas fue provechoso , ya que se obtuvieron fhtos que contenían bastantes semillas.

Resultados obtenidos en los experimentos de laboratorio.

Para el caso de la detemiinación del tipo de suelo adecuado para la germinación se obtuvieron los siguientes resultados. Prhnunente de las cuatro especies que se utilizaron, Pilosocereus chrysacanthus, quedo descartada ya que hubo infestación por hongos y no se obtuvieron datos para la germinación.

El análisis de varianza r e d i o indicó que no hay diferencias significativas entre los tratamientos con una F(2,34)=0.945 y un valor de ~ 0 . 4 0 . Con las especies si hay diferencias significativas comparando la germinación entre ellas, obteniéndose un valor de F(2,34)=15.792 y con una p<0.05, habiendo mayor diferencia entre Mfulviceps comparado con F humatacanthus y F robustus .Esto se puede visualizar en las figuras 1,2 y 3. M. fulviceps presentó valores alios de germinación (Fig. 3).

La sobrevivencia se siguió para P chrysucunthus, F humatucunthus y M fulviceps. Las curvas de sobrevivencia obtenidas (Fig. 4), son del tipo Iii según Pearl, 1928 (en Krebs, 1985). Aquí se observa muertes numerosas en un principio, seguidas de muertes menos abundantes y relativamente constantes. Este efecto es mis evidente en la gráfica de F. Humurucunfhus y P chrysucunthus y menos evidente para M fulviceps, donde es más lenta.

Para la esterilización del suelo en él horno de microondas y utilización de 0.30 g de fungicida, el resultado del análisis de varianzas mostró que hay diferencias significativas entre tratamientos y entre especies. El factor especie obtuvo un valor de F(1,16)=173.83 con p<0.05 y para el factor tratamiento F(1,16)=9.062 con p<0.05. Tanto para P. chrysucunthus (Fig.5) como para F humtucunthus se obtuvo un valor mayor para la germinación en el tratamiento de esterilización del suelo en el homo de microondas, que la g d a c i ó n en el suelo con fungicida, siendo esta diferncia más evidente en F humutucunthus (Fig.6).

El análisis de varianza aplicado al experimento de diferentes concentraciones de fungicida, índica que hay difererencias significativas en la germinación entre C. Comifera y

. ., I -

. ..

. .,

E. Piatyacantus, con una F(1,24)=38.179 y p<0.05. Para el tactor tratamiento el valor de F(1,24)02.146 y pO.12, lo que indica que no hay diferencias significativas entre los tratamientos, lo cual lleva a decir que cualquier concentración que se añada al suelo no afkcta a la germinación. Pero observaciones hechas en las plántulas, permiten decir que si afecta las altas concentraciones de fungicida en la sobrevivencia de las plántulas.

Para el experimento de germinación en diferentes concentraciones de ácido giber6lic0, el resultado del análisis de varianza demostró que si hay diferencias significativas entre la germinación de las especies con F(84,45)=223.83 y p<0.05, para el factor tratamiento en no hay diferencias significativas F(2,45)=0.755 y ~ 0 . 4 7 5 8 , con el factor especie y factor tratamiento combinados si hay diferencias significativas con F(8,459=2.2746 y p<0.05. El porcentaje de germinación calculado para las especies de este experimento se esquematiza en la figura 7, donde claramente se ve que no hay diferencias entre los tratamientos.

19

50

45 -

40 -

O 5 10 15 20 25 30 35 Tiempo (días)

Figura.1 Germinación de Ferocuctus robustus en diferentes suelos. @error estándar).

-+- arena, tierra negra, tepojal y vermiculita. (A+TN+T+V). 4- arena, tierra negra y tepojal (A+TN+T).

-*. tierra negra y tepojai (TN+T).

35

30

25

El .O .I 3 20

i! .a

15 $

10

5

O O 5 10 15 20 25 30 35

Tiempo (días)

Figura 2. Germinación de Ferocactus hamaniacanthus en diferentes sustratos. @error estándar)

+ arenqtierra negra,tepojal y vermiculita (A+TN+T+V). -. - arena,tierra negra y tepojal (A+TN+T). -+- tierra negra y tepojal (TN+T).

80

70

60

n 50

'a 40

&I

s 30

20

Lo ." !4 b

10

O

I

O 5 10 15 20 25 30 35

Tiempo (días)

Figura 3. Germinación de Mürocmus fdviceps en diferentes sustratos.

(%terror estándar).

-0- arena, tierra negra,tepojal y vemiculita (A+TN+T+V). 4- arena,tierra negra y tepojal (A+TN+T). -L- - tierra negra y tepojal (TN+T).

30 3 a 20 -8

O 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 Tiempo (días)

P. chrysacanthus m 26 3 24 a 22

18 16 14 12

% 20 =

[ O 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200

Tiempo (días) F. hamantacanthus

I I I I I I I I I I

O 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 Tiempo (días)

Figura 4 . Sobrevivencia de varias especies (Xtorror estindar).

.. 120 r-

.- P- I O0 ...

- 8 40

20

O a I I I I I I I 1 I

O 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 Tiempo (días)

Figura 5. Germinrción de P. chryscrccintkus Suelo esterilizado y con 0.30 g

de fungicidr. (*error estándar). - A-

eateriliueión en micmndas durante 3 minutos.

suelo con 0.30 gramos de fungicidr.

40

35

30

u 25

‘a 20 & s 15

10

.o

.I

ii i

5

O I I I I I I I I I

O 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 Tiempo (días)

Figura 6 . Germinación & Forocacturi brrmntacuithua.

Suelo esterilizado y suelo con 0.30 gramos de fungicidr ( S r r o r estándar). - 4-

suelo esterilkado en micmndrs durante 3 minutos.

suelo con 0.30 gramos de fungicidr.

25

0 T. conotheie EBZí N. tetetzo

E.platyacanthus i S S l P. chrysacanthus E E. stramineus

T

1 Tratamiento

3

Figura 7. Germinación de cinco especies, con tres tratamientos.

1 Agar sin ácido giberélico.

2 Agar con 500mg/kg de ácido giberélico.

3 Agar con 1000mg/kg de ácido giberélico.

CONCLUSIONES.

No hay un determinado tipo de suelo que favorezca la germinación de cactáceas.

El método de esterilización de suelo que dio mejores resultados fue el de esterilización en el homo de microondas.

La concentración de fungicida no afecta la germinación de cactáceas.

La colecta de plantas en peligro de extinción o vulnerables en el campo para ubicarlas en sitios como jardines botánicos, centros de estudios cientificos (como el caso aquí presentado), colecciones particulares etc, sería una forma adecuada de preservar este recurso.

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