sÍntesis de derivados de flavonoides y...
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SÍNTESIS DE DERIVADOS DE FLAVONOIDES Y CROMONAS Y
EXPLORACIÓN DE NUEVAS APLICACIONES DE LA QUÍMICA DE
RADICALES PARA LA SÍNTESIS DE COMPUESTOS
HETEROCÍCLICOS NITROGENADOS
DIANA CAMILA MARTINEZ RUIZ LINA VANESSA LÓPEZ LÓPEZ
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSE DE CALDAS FACULTAD DE CIENCIAS Y EDUCACIÓN
PROYECTO CURRICULAR DE LICENCIATURA EN QUÍMICA BOGOTÁ D.C
2016
SÍNTESIS DE DERIVADOS DE FLAVONOIDES Y CROMONAS Y
EXPLORACIÓN DE NUEVAS APLICACIONES DE LA QUÍMICA DE
RADICALES PARA LA SÍNTESIS DE COMPUESTOS
HETEROCÍCLICOS NITROGENADOS
DIANA CAMILA MARTINEZ RUIZ LINA VANESSA LÓPEZ LÓPEZ
TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TÍTULO DE LICENCIADO EN
QUÍMICA
DIRECTORES:
ALIX ELENA LOAIZA SALAZAR PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
JAVIER ANDRÉS MATULEVICH PELÁEZ UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSE DE CALDAS
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSE DE CALDAS
FACULTAD DE CIENCIAS Y EDUCACIÓN PROYECTO CURRICULAR DE LICENCIATURA EN QUÍMICA
BOGOTÁ D.C 2016
NOTA DE ACEPTACIÓN
______________________________________
______________________________________
______________________________________
______________________________________
JURADO:
DIEGO ARMANDO GÓMEZ HERNÁNDEZ
BOGOTÁ D.C
JULIO 11 DE 2016
TABLA DE CONTENIDO
1. RESUMEN ........................................................................................................ 1
2. INTRODUCCIÓN .............................................................................................. 3
3. JUSTIFICACIÓN Y ANTECEDENTES ............................................................. 5
4. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ............................................................. 9
5. OBJETIVOS .................................................................................................... 12
GENERAL .......................................................................................................... 12
ESPECIFICOS ................................................................................................... 12
6. MARCO REFERENCIAL ................................................................................ 13
CROMONAS ...................................................................................................... 14
FLAVONOIDES.................................................................................................. 14
ÉTERES DE OXIMA .......................................................................................... 16
HIDROXILAMINAS ............................................................................................ 18
REACCIONES EN CADENA VIA RADICALES LIBRES .................................... 19
7. DISEÑO METODOLÓGICO ........................................................................... 22
Síntesis de 2-(alquiloxi)- isoindolina-1,3-dionas ................................................. 22
Síntesis de 2-((2-bromobencíl)-oxi)-isoindolina-1,3-diona .............................. 22
Síntesis de 2-((2-bromoalíl)-oxi)-isoindolina-1,3-diona ................................... 23
Síntesis de hidroxilaminas ................................................................................. 23
Síntesis de clorhidrato de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] ........................... 23
Síntesis de clorhidrato de O-(2-bromobencil) hidroxilamina [3] ...................... 23
Síntesis de éteres de oxima ............................................................................... 24
Método A: Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] .................... 24
Método B ........................................................................................................ 24
Método C ........................................................................................................ 24
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] ..................................... 25
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a] .......................... 25
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a] ................... 26
Síntesis de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-
bromobencíl) oxima ........................................................................................ 26
Experimentos vía radicales libres....................................................................... 27
Experimentos con AIBN y TTMSS o TBTH ..................................................... 27
Experimentos con Et3B y TTMSS o TBTH ...................................................... 28
Experimento vía radicales con AIBN y TTMMS a partir de [5a]: ..................... 28
8. RESULTADOS Y ANÁLISIS .......................................................................... 29
Síntesis de 2-(alquiloxi)- isoindolina-1,3-dionas ................................................. 29
Síntesis de 2-((2-bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona............................... 30
Síntesis de 2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona ................................... 31
Síntesis de hidroxilaminas ................................................................................. 33
Síntesis de clorhidrato de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2]: .......................... 33
Síntesis de clorhidrato de O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3] ...................... 36
Síntesis de oximas ............................................................................................. 38
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] ..................................... 39
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] ..................................... 43
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a] .......................... 50
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a] ................... 53
Experimentos vía radicales libres....................................................................... 57
9. CONCLUSIONES ........................................................................................... 64
10. RECOMENDACIONES ............................................................................... 66
11. REFERECIAS BIBLIOGRÁFICAS .............................................................. 67
12. ANEXOS ..................................................................................................... 70
TABLA DE ESQUEMAS
Esquema 1 ............................................................................................................. 6
Esquema 2 ............................................................................................................. 6
Esquema 3 ............................................................................................................. 7
Esquema 4 ............................................................................................................. 7
Esquema 5 ............................................................................................................. 7
Esquema 6 ............................................................................................................. 8
Esquema 7 ............................................................................................................. 9
Esquema 8 ........................................................................................................... 10
Esquema 9 ........................................................................................................... 11
Esquema 10 ......................................................................................................... 17
Esquema 11 ......................................................................................................... 17
Esquema 12 ......................................................................................................... 18
Esquema 13 ......................................................................................................... 19
Esquema 14 ......................................................................................................... 20
Esquema 15 ......................................................................................................... 29
Esquema 16 ......................................................................................................... 39
Esquema 17 ......................................................................................................... 47
Esquema 18 ......................................................................................................... 59
TABLA DE FIGURAS
Figura 1. Esqueleto Cromona.................................................................................. 3
Figura 2. Estructura de flavonoides empleados como principios activos en
medicamentos ....................................................................................................... 13
Figura 3. Formación núcleo cromona .................................................................... 14
Figura 4. Cromonas con actividad biológica .......................................................... 14
Figura 5 Esqueleto flavonoide ............................................................................... 15
Figura 6. Flavonoides con actividad antioxidante .................................................. 15
Figura 7. Oxima de flavonoide con actividad farmacológica ................................. 16
Figura 8. Esqueleto general de un éter de oxima .................................................. 16
Figura 9. Constantes de velocidad de radicales alquilo sobre éteres de oxima .... 17
Figura 10. Esqueleto de hidroxilamina simple y sustituida .................................... 18
Figura 11. Estructura básica de una oxazepina y de una benzoxazepina ............. 21
Figura 12. Espectro RMN 1H de 2-((2-bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona.
(CDCl3) .................................................................................................................. 30
Figura 13. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-((2-
bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona ................................................................ 31
Figura 14. Espectro RMN 1H de 2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona. (CDCl3)
.............................................................................................................................. 32
Figura 15. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-((2-bromoalíl)
oxi)-isoindolina-1,3-diona ...................................................................................... 33
Figura 16. Espectro 1H RMN de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3) ........... 34
Figura 17. Espectro APT de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3) ................. 35
Figura 18. Espectro COSY 1H -1H de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3)... 35
Figura 19. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de O-(2-bromoalíl)
hidroxilamina [2] .................................................................................................... 36
Figura 20. Espectro 1H RMN de O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3] (CDCl3) ...... 37
Figura 21. Espectro APT de O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3] (CDCl3) ............ 37
Figura 22. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de O-(2-
bromobencíl) hidroxilamina [3] .............................................................................. 38
Figura 23. Espectro 1H RMN de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] (CDCl3)
.............................................................................................................................. 40
Figura 24. Espectro APT de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] (CDCl3) .... 41
Figura 25. Espectro COSY 1H -1H de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 42
Figura 26. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-
cromen-4-O-metil-oxima [10a] ............................................................................... 43
Figura 27. Espectro 1H RMN de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] (CDCl3)
.............................................................................................................................. 44
Figura 28. Espectro APT de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] (CDCl3) .... 45
Figura 29. Espectro COSY 1H -1H de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 45
Figura 30. Espectro de masas de y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-
cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] ............................................................................... 46
Figura 31. Producto de reacción entre 1b y 3........................................................ 47
Figura 32. Espectro 1H RMN de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-
hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3) ........................................ 49
Figura 33. Espectro APT de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-
hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3) ........................................ 50
Figura 34. Espectro 1H RMN de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 51
Figura 35. Espectro APT de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 52
Figura 36. Espectro COSY 1H -1H de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima
[4a] (CDCl3) ........................................................................................................... 52
Figura 37. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-
cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a] .................................................................... 53
Figura 38. Espectro 1H RMN de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima)
[5a] (CDCl3) ........................................................................................................... 55
Figura 39. Espectro APT de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 56
Figura 40. Espectro COSY 1H -1H de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl)
oxima) [5a] (CDCl3) ............................................................................................... 56
Figura 41. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-
cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a] ............................................................. 57
Figura 42. Cromatograma de la mezcla de reacción obtenida bajo las condiciones
del ensayo AIBN-TTMSS ...................................................................................... 59
Figura 43. Espectro 1H RMN de reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 60
Figura 44. Espectro APT de reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 61
Figura 45. Espectro COSY 1H -1H de reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima
[7a] (CDCl3) ........................................................................................................... 61
Figura 46. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-
cromen-4-o-alíl oxima [7a] ..................................................................................... 62
Figura 47. Espectro 1H RMN reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] . 63
ANEXOS
Anexo 1. Espectro COSY 1H -1H de 2-(2-bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona
(CDCl3) .................................................................................................................. 70
Anexo 2. Cromatograma de 2-(2-bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona ............ 71
Anexo 3 Espectro COSY 1H -1H de 2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona
(CDCl3) .................................................................................................................. 71
Anexo 4. Cromatograma de 2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona ................ 72
Anexo 5 Espectro HSQC de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3) ................ 72
Anexo 6 Espectro HMBC de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3) ................ 73
Anexo 7. Cromatograma de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] .............................. 73
Anexo 8. Cromatograma de O-(2-bromobencíl) oxima [3] ..................................... 74
Anexo 9. Espectro HSQC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil oxima [10a] (CDCl3) ... 75
Anexo 10. Espectro HMBC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] (CDCl3) 75
Anexo 11. Cromatograma de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] ............... 76
Anexo 12. Espectro HSQC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl oxima [9a] (CDCl3) . 76
Anexo 13. Espectro HMBC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] (CDCl3) 77
Anexo 14. Cromatograma 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencil-oxima [9a] .................... 77
Anexo 15. COSY 1H -1H de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal
O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3) ......................................................................... 78
Anexo 16. Espectro HSQC de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-
hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3) ........................................ 78
Anexo 17. Espectro HMBC de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-
hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3) ........................................ 79
Anexo 18. Espectro HSQC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl) oxima [4a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 79
Anexo 19. Espectro HMBC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 80
Anexo 20. Cromatograma de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a]..... 80
Anexo 21. Espectro HSQC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromobencil) oxima [5a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 81
Anexo 22. Espectro HMBC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromobencil) oxima [5a]
(CDCl3) .................................................................................................................. 81
Anexo 23. Cromatograma de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromobencÍl) oxima [5a] 82
Anexo 24. Espectro HSQC reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] (CDCl3)
.............................................................................................................................. 82
Anexo 25. Espectro HMBC reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] (CDCl3)
.............................................................................................................................. 83
Anexo 26. Espectro de masas de reducido (2-fenil-4H-cromen-4-O-bencil-oxima
[9a]) ....................................................................................................................... 83
LISTA DE ABREVIATURAS
AcOEt Acetato de etilo
Ar Arilo
AIBN Azobisisobutironitrilo
COSY 1H-1H Correlación simple protón-protón
TIC Corriente iónica total
CG-EM Cromatografía de gases-espectrometría de masas
CCD Cromatografía en placa delgada
DMSO Dimetil sulfóxido
d Doblete
dd Doblete de dobletes
dt Doblete de tripletes
J Constante de acoplamiento
HMBC Correlación heteronuclear a múltiples enlaces
HSQC Correlación heteronuclear simple cuántica
Ph Fenilo
Gamma
°C Grados Celsius
g Gramo
Hz Hertz
Hex Hexano
h Hora
m/z Masa/carga
MeOH Metanol
MW Microondas
mg Miligramo
mL Mililitro
mmol Milimol
min Minuto
m Multiplete
ppm partes por millón
Py Piridina
p.f Punto de fusión
RMN Resonancia magnética nuclear 1H-RMN Resonancia magnética nuclear de Hidrogeno
s Singlete
Tamb Temperatura ambiente
THF Tetrahidrofurano
Et3B Trietilborano
TBTH Tri-n-butilestaño
t Triplete
TTMSS Tris (trimetilsilil) silano
tR Tiempo de retención
1
1. RESUMEN
Los flavonoides y cromonas así como sus derivados son de interés para la
medicina debido a su actividad antitumoral, antiviral (1), antioxidante (1, 2),
antibacteriana (3), antiinflamatoria (4) y protectora de vasos sanguíneos (5). Este
tipo de compuestos han sido ampliamente estudiados en química orgánica debido
a que el núcleo benzo--pirona que presentan es susceptible a reacciones de
oxidación, reducción, como también a reacciones con nucleófilos que contienen
nitrógeno (6). Estas últimas reacciones han sido estudiadas desde comienzos del
siglo XX, en donde además de estudiar la formación de isoxazoles se prueba la
síntesis de oximas por la actividad biológica que presentan y porque permiten
evaluar la viabilidad de construir núcleos heterocíclicos mediante reacciones de
ciclación vía radicales libres (7), (8), (9), (10). Para la síntesis de éteres de oxima
se han planteado diversas metodologías que abarcan desde la formación de
intermediarios azufrados y clorados (11), (12), (13), hasta la síntesis bajo
irradiación con microondas (14), pero la mayoría de estas metodologías no
ofrecen resultados óptimos debido a que presentan rendimientos de reacción
bajos, tiempos de reacción largos y algunos utilizan reactivos tóxicos como el
cloruro de tionilo para la preparación de precursores de estos derivados.
En este trabajo se evaluaron diferentes metodologías para la preparación de
derivados oxímicos de flavonoides y cromonas mediante la reacción de estos
últimos con las hidroxilaminas: O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] y O-(2-
bromobencíl) hidroxilamina [3], las cuales se prepararon siguiendo el protocolo de
la síntesis de Gabriel (15, 16). Las diferentes metodologías ensayadas tenían
como fin sintetizar éteres de oxima a partir de la reacción entre el nitrógeno de la
hidroxilamina con el carbono en posición 4 del núcleo benzo--pirona de la flavona
y cromona.
Partiendo de las metodologías ya descritas se evaluaron diversas condiciones de
reacción, como la formación de un intermediario diclorado para su posterior
conversión a oxima, el uso de solventes secos con bases a reflujo o el uso de
bases en calentamiento en un baño de aceite, obteniendo mejores resultados al
emplear piridina seca en un baño de aceite a 140°C y con hidroxilaminas en forma
de clorhidratos, con una duración corta y con mejores rendimientos que los
reportados.
2
Empleando esta metodología se obtuvieron los éteres de oxima: 2-fenil-4H-
cromen-4-O-metil oxima [10a], 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl oxima [9a], 2-fenil-
4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl) oxima [4a] y 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromobencíl)
oxima [5a] con rendimientos del 54%, 70%, 72% y 74% respectivamente, los
cuales fueron monitoreados por cromatografía de gases acoplada a
espectrometría de masas (CG-EM) y caracterizados por resonancia magnética
nuclear (RMN) de hidrogeno (1H) y carbono (APT) como también por experimentos
bidimensionales como COSY 1H-1H (correlación protón-protón), HSQC
(correlación heteronuclear simple cuántica) y HMBC (correlación heteronuclear a
múltiples enlaces). Es importante destacar que los compuestos 2, 3, 4a y 5a no se
encuentran reportados en la literatura, siendo nuevos compuestos sintetizados con
altos rendimientos.
Estos resultados permiten concluir que la metodología planteada conlleva de
forma exitosa a la síntesis de éteres de oxima derivados de flavona [1a], mientras
que la reacción entre la O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3] y la cromona [1b] no
conlleva al producto esperado 5b, lo cual se corroboró por RMN y CG-EM al no
presentarse las señales ni las fragmentaciones propias de dicho éter de oxima.
También se evaluó el comportamiento de estos éteres de oxima bajo condiciones
de reacción donde se generan radicales libres, el compuesto 4a fue sometido a
diversas condiciones en las cuales se emplearon iniciadores como el trietilborano
(Et3B) y azobisisobutironitrilo (AIBN) y propagadores como tri-n-butilestaño (TBTH)
y tris (trimetilsilil) silano (TTMSS) con el fin de observar sí era posible promover
una ciclación 6-exo para la formación del compuesto heterocíclico nitrogenado 6a.
Bajo condiciones de reacción de calentamiento en reflujo utilizando como solvente
ciclohexano en atmósfera de argón, empleando como iniciador AIBN y como
propagador TTMSS, el éter de oxima 4a sufrió reducción del enlace carbono-
bromo, obteniéndose el compuesto 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] con un
32% de rendimiento, pero no hubo evidencia de la formación del compuesto
heterocíclico deseado 6a. Empleando estas mismas condiciones se obtuvo el
compuesto reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] a partir del éter de
oxima 5a con un 33% de rendimiento, sin evidencia de formación del producto
ciclado 8a.
La formación de los productos reducidos y no de los ciclados se confirmó por las
fragmentaciones en sus correspondientes espectros de masas, y por las señales
presentes en los espectros de RMN.
3
2. INTRODUCCIÓN
Las cromonas y los flavonoides como las flavonas son compuestos fenólicos que
pertenecen a la familia de las benzopironas con núcleo benzo--pirona (17); los
flavonoides se pueden clasificar de acuerdo a sus sustituciones principalmente en
chalconas, flavonas, flavanonas, flavonoles, isoflavonas y antocianidinas (18) y
son compuestos muy importantes debido a que exhiben un amplio rango de
actividades biológicas siendo de gran interés la modificación estructural de los
mismos ya que esto puede llevar a una mejora en su actividad.
En diversos estudios realizados se ha comprobado que algunos derivados de
cromonas exhiben diversas actividades biológicas; en particular, derivados que
contienen dentro de su estructura enlaces carbono-fósforo presentan actividad
citotóxica y antibacterial (19), también se conoce que la modificación del anillo
pirano o furano por un anillo de azol o de azina aumentó la actividad biológica para
algunos compuestos (20). Otro tipo de modificación sobre el anillo A de la
estructura principal de la cromona (Figura 1) y flavona, más específicamente sobre
los carbonos siete y ocho para formar compuestos heterocíclicos de cinco, seis y
siete miembros que dentro de su estructura contienen oxígeno y/o nitrógeno,
conllevó a derivados con un amplio espectro de actividad biológica entre las que
encontramos antiviral, antimicrobiana, insecticida, antifúngica y anticancerígena
(20).
Figura 1. Esqueleto Cromona
Partiendo de los estudios ya mencionados y teniendo en cuenta que las
modificaciones a estos compuestos principalmente se han realizado sobre el anillo
A de la cromona y flavona, se consideró pertinente explorar nuevas metodologías
que permitieran la modificación del núcleo benzo--pirona de dichos compuestos
que se centraran en la formación de éteres de oxima con los cuales además se
pudiera evaluar la viabilidad de construir núcleos heterocíclicos mediante
reacciones de ciclación vía radicales libres.
4
En este documento se muestran los resultados alcanzados para encontrar
condiciones experimentales que permitieran la funcionalización del núcleo benzo-
-pirona de flavonoides y cromonas con hidroxilaminas para la síntesis de éteres
de oxima halogenados y la evaluación del comportamiento de estos compuestos
bajo condiciones donde se generaron radicales libres.
5
3. JUSTIFICACIÓN Y ANTECEDENTES
Los productos naturales y en especial los provenientes de especies vegetales se
han utilizado por siglos debido a su eficiencia para combatir cierto tipo de
enfermedades, siendo objeto de estudio principalmente por la industria
farmacéutica gracias a sus propiedades; la importancia de estos productos radica
en la actividad biológica que presentan la cual se atribuye principalmente a los
metabolitos secundarios los cuales no tienen una función directa sobre los
procesos metabólicos de la planta, pero son vitales para su protección,
reproducción, etc. (21). Estos compuestos se clasifican de manera general en:
cumarinas, lignanos, quinonas, alcaloides, terpenos y flavonoides.
Los flavonoides comprenden un amplio grupo de compuestos orgánicos que
exhiben una importante actividad biológica y en especial aquellos que contienen
núcleo cromona han sido ampliamente utilizados como productos
farmacológicamente activos (1). En este contexto es de actual interés la
modificación estructural de este tipo de compuestos ya que se ha demostrado que
derivados de los mismos aumentan en la mayoría de los casos su actividad
biológica (20).
Debido a la actividad mostrada por los derivados de flavonoides y cromonas,
Khilya e Ishchenko (6) han estudiado la reacción de estos compuestos con
nucleófilos que contienen nitrógeno para la formación de derivados nitrogenados
como los isoxazoles, pero también Yenjai (22) ha estudiado la formación de éteres
de oxima empleando hidroxilaminas, la importancia de este tipo de compuestos
radica en su actividad biológica (23, 24) y más específicamente por su
funcionalidad como precursores en reacciones de ciclación vía radicales libres.
Las primeras investigaciones documentadas de reacciones de cromonas con
nucleófilos que contienen nitrógeno se reportan a finales del siglo XX, en donde se
quería estudiar el mecanismo de reacción de estos nucleófilos con cromonas y la
estructura final de los productos de reacción (25), en cuanto a la formación de
oximas a partir de cromonas se reportan trabajos ingleses en donde el producto
principal era un isoxazol y en donde se manifestaba que la formación de oximas
solo podría realizarse produciendo un derivado azufrado para su posterior
conversión a oxima (11).
Como ya se ha mencionado anteriormente, pocas investigaciones se han centrado
en la búsqueda de metodologías para preparación de éteres de oxima ya que se
ha concluido que estos no se forman debido a que las hidroxilaminas no atacan al
6
carbono cuatro sino al carbono dos de la cromona produciendo un isoxazol (26),
(6), (27). La formación del isoxazol se debe a que el nucleofilo ataca al carbono
dos produciendo la apertura del anillo y la generación un nuevo heterociclo
(Esquema 1).
Esquema 1
Los isoxazoles producto de la reacción de hidroxilaminas con cromonas pueden
ser de tipo A o B pero en reacciones como la oximación de kelina (6) (27) se ha
comprobado la formación no solo de isoxazoles sino también de dioximas
(Esquema 2).
Esquema 2
Para el caso de los flavonoides como las flavonas se puede descartar la formación
del isoxazol debido a “la existencia del flavonoide en tres formas de resonancia”
(Esquema 3) (6) y a la estabilidad conferida por el sistema conjugado, por tal
motivo se han propuesto diversas metodologías para la producción de oximas,
entre las que se incluye el uso de solventes secos con tiempos de reacción
superiores a 8 horas (28) (26).
7
Esquema 3
Metodologías que implican la preparación de un derivado diclorado (12), (13) el
cual es convertido posteriormente a oxima (12) (Esquema 4), pero donde la
preparación del derivado tarda varias horas, o simplemente no se reporta el
tiempo de reacción.
Esquema 4
Otro tipo de metodología es expuesta por Schann y colaboradores (14)
planteándose la síntesis de oximas asistida por microondas (Esquema 5), en
donde se emplean clorhidratos de hidroxilamina, solventes como metanol y bases
como piridina, en la cual los tiempos de reacción son cortos y los rendimientos son
superiores al 60%, como se observa el éter de oxima sintetizado es derivado de
cromona, pero teniendo en cuenta que el sustituyente en el carbono 2 es una
quinolina que le confiere mayor estabilidad y conjugación al sistema se favorece el
ataque nucleófilico sobre el carbono 4 y no se da la formación del isoxazol.
Esquema 5
Por último se encuentra la metodología reportada por Yenjai (Esquema 6) a partir
de la cual se obtienen como productos de reacción oximas libres las cuales
presentaron actividad citotóxica (22).
8
Esquema 6
En cuanto al desarrollo de este tipo de metodologías que involucra la modificación
estructural de flavonoides y cromonas para la obtención de éteres de oxima a nivel
mundial y nacional, se reportan en países como Alemania (12, 25), Rusia (29),
Francia (26, 27), Turquía (30) y Estados Unidos (14); en Colombia no se
encuentran trabajos en síntesis de oximas de flavonoides y cromonas.
Debido a que son escasas las metodologías reportadas para la síntesis de oximas
a partir de flavonoides y cromonas, y teniendo en cuenta que no se encuentran
estudios en Colombia sobre este tipo de modificaciones es relevante proponer
nuevas metodologías que conlleven a la formación exitosa de dichos compuestos
ya que en general son importantes por su actividad insecticida, fungicida, herbicida
(31), (32), (33) y en el caso de las oximas de flavonoides se ha encontrado que
exhiben una importante actividad citotóxica (22), además se destaca la
importancia de los éteres de oxima como aceptores de radicales libres siendo
empleados como precursores sintéticos convenientes para la evaluación de
reacciones de ciclación vía radicales libres para la formación de heterociclos (7),
(8), (9), (10).
9
4. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
Para la formación de éteres de oxima de flavonoides y cromonas se planteó la ruta
sintética mostrada en el esquema 7, en donde se emplean como precursores una
flavona [1a], una cromona [1b] y los clorhidratos de hidroxilaminas bromadas 2 y
3.
Esquema 7
a R=Ph b R=H
Inicialmente se planteó explorar las condiciones ya reportadas, como la síntesis
asistida por microondas y la formación de un intermediario diclorado para su
posterior conversión a oxima, pero estas fueron modificadas de acuerdo con los
resultados obtenidos.
A partir de estos éteres de oxima se evaluaría la posible formación de los
heterociclos nitrogenados 6a, 6b, 8a y 8b derivados de oxazinas y benzo-
oxazepinas (Esquema 8).
10
Esquema 8
a R=Ph b R=H
Mediante reacciones en cadena vía radicales libres, se esperaba la ruptura
homolítica del enlace carbono-bromo para la generación de un radical centrado en
carbono de tipo vinílico o arílico; que se adicionara intramolecularmente al doble
enlace carbono-carbono del anillo C de la flavona o cromona formando un
heterociclo y un nuevo radical que finalmente fuera reducido por la adición de un
hidrógeno del transferidor, o la regeneración del doble enlace carbono-carbono por
pérdida de un hidrógeno (Esquema 9). También se consideró la reducción
prematura del radical centrado en carbono tras la ruptura del enlace C-Br por parte
del transferidor antes de que se adicionara sobre el doble enlace C=C, dando
origen a los compuestos 7a, 7b, 9a y 9b.
11
Esquema 9
Teniendo en cuenta que las hidroxilaminas 2 y 3 no son comerciales se planteó su
síntesis empleando protocolos conocidos en síntesis orgánica como la síntesis de
Gabriel.
12
5. OBJETIVOS
GENERAL
Explorar metodologías iónicas y vía radicales para la obtención de derivados
nitrogenados de flavonoides y cromonas.
ESPECIFICOS
Evaluar diversas metodologías para la obtención de éteres de oxima
derivados de flavonas y cromonas.
Evaluar la síntesis de compuestos heterocíclicos nitrogenados mediante
reacciones vía radicales libres empleando éteres de oxima derivados de
flavonoides y cromonas como precursores.
Identificar y caracterizar los productos obtenidos mediante las técnicas de
CG-EM y RMN.
13
6. MARCO REFERENCIAL
Los flavonoides y las cromonas son una clase de metabolitos secundarios
presentes en gran variedad de especies vegetales y son ampliamente usados
como principios activos en la elaboración de algunos medicamentos como el
Daflon, la Diosmina y la Dipemina comprimidos de fracciones purificadas de
flavonoides que consisten en un 90% de diosmina y en un 10% de hesperidina
(Figura 2) empleados por su actividad como estimulantes del tono venoso en el
tratamiento de ulceras venosas y hemorroides (34).
Figura 2. Estructura de flavonoides empleados como principios activos en medicamentos
Por otra parte, realizar modificaciones de tipo estructural a estos compuestos,
permite conocer mejor su reactividad, y evaluar los efectos que dichas
modificaciones tienen sobre su actividad biológica.
Partiendo de la importancia que han tenido los flavonoides y cromonas en síntesis
orgánica por la viabilidad del núcleo benzo--pirona de ser modificado tras
reacciones de oxidación, reducción, como también de reacciones con nucleófilos
que contienen nitrógeno como las hidroxilaminas (6), es relevante introducir en
este tipo de compuestos para identificar su potencial como posibles precursores
en reacciones de formación de éteres de oxima.
14
CROMONAS
Las cromonas se obtienen del anillo 4H-cromeno (Figura 3) que proviene de la
condensación del núcleo -pirano con un anillo bencénico (35), se encuentran
presentes en las plantas pero su ruta de biosíntesis no se ha definido por completo
Figura 3. Formación núcleo cromona
Algunas cromonas de origen natural como las presentadas en la figura 4
presentan actividad antioxidante (a), antitumoral (b) y antimicrobiana (c) (1).
Figura 4. Cromonas con actividad biológica
FLAVONOIDES
Los flavonoides son metabolitos producto del metabolismo secundario de las
plantas que exhiben una significante actividad antioxidante (18), y tienen amplia
distribución en la naturaleza. La estructura general de los flavonoides comprende
un anillo A derivado de la ruta biosintética de los policétidos, un anillo B derivado
del ácido shikimico y tres átomos de carbono que une a los anillos A y B
correspondientes a la parte del fenil propano y por tanto son conocidos como
unidades C6-C3-C6 (17) (Figura 5), en algunos casos como en las flavonas se
presenta un anillo central heterocíclico denominado -pirona o anillo C.
15
Figura 5 Esqueleto flavonoide
Los flavonoides como la diosmetina y la quercetina (Figura 6) poseen actividad
antioxidante, la cual se debe en parte al grupo carbonilo en el carbono 4 y al doble
enlace entre los carbonos 2 y 3 (sistema α-β insaturado) (36).
Figura 6. Flavonoides con actividad antioxidante
Es muy importante el estudio de estos compuestos ya que se ha encontrado que
algunos derivados de cetonas heterocíclicas presentan actividad farmacológica, un
derivado de este tipo se muestra en la figura 7 y su actividad sobre el sistema
nervioso central fue demostrada en ratones al disminuir estados de catalepsia
(37).
16
Figura 7. Oxima de flavonoide con actividad farmacológica
ÉTERES DE OXIMA
Los éteres de oxima son producto de la adición de un nucleófilo nitrogenado como
una hidroxilamina sobre un carbono electrófilo con la consecuente eliminación de
una molécula de agua; estos compuestos contienen dobles enlaces carbono-
nitrógeno (C=N-O-R) (Figura 8) y poseen una gran estabilidad (38).
Figura 8. Esqueleto general de un éter de oxima
Los éteres de oxima son un grupo funcional muy empleado en síntesis orgánica
por su capacidad aceptora de radicales libres (39), ya que el carbono oxímico
acepta radicales alquílicos fácilmente para formar enlaces C-C (Figura 9) (40).
17
Figura 9. Constantes de velocidad de radicales alquilo sobre éteres de oxima
Por esta propiedad se han probado reacciones de ciclación intramolecular para la
formación de carbociclos (41) como se muestra en el esquema 10 (39).
Esquema 10
También se han probado reacciones de ciclación intramolecular como las
reportadas por Jaramillo, Loaiza y colaboradores (42), en donde se da la captura
de radicales por parte de un doble enlace carbono-carbono formando heterociclos
nitrogenados (Esquema 11).
Esquema 11
En estos artículos se sugiere mejorar este tipo de reacciones y ampliar su uso a
precursores de origen natural con potencial actividad biológica.
El mecanismo mediante el cual se da la formación de éteres de oxima tras la
reacción entre una hidroxilamina y una cetona se muestra en el esquema 12.
18
Esquema 12
HIDROXILAMINAS
Una hidroxilamina es un derivado del amoniaco en donde se sustituye un átomo
de hidrogeno por un grupo hidroxilo, en la naturaleza se encuentra en forma de
sales (43) y pueden estar sustituidas por uno o dos grupos alquilo (figura 10).
Figura 10. Esqueleto de hidroxilamina simple y sustituida
Las hidroxilaminas que no presentan sustitución en nitrógeno permiten la
obtención de oximas tras su reacción con grupos carbonilos de aldehídos
(aldoximas) y de cetonas (cetoximas) (44).
Este tipo de compuestos se obtiene empleando el protocolo de la síntesis de
Gabriel, la cual es una metodología en tres etapas que facilita la síntesis de
aminas primarias evitando la formación de subproductos como los obtenidos
durante la sustitución nucleofílica de haluros de alquilo con amoniaco (45).
Sustituyendo el amoniaco por una imida como lo es la N-hidroxiftalimida que se
desprotona con facilidad en presencia de bases como el carbonato de potasio se
genera un buen nucleofilo que reemplaza en una posición electrófila al grupo
saliente que en este caso será el ion bromuro y posteriormente se produzca una
hidrazinólisis, generando las correspondientes hidroxilaminas (Esquema 13).
19
Esquema 13
REACCIONES EN CADENA VIA RADICALES LIBRES
Las reacciones en cadena son una secuencia de reacciones que involucra
radicales libres los cuales presentan reactividad según la naturaleza del átomo
que contenga el electrón desapareado (46). Este tipo de reacciones han sido de
gran importancia en síntesis orgánica para la formación de enlaces carbono-
carbono o carbono-nitrógeno y pueden controlarse manteniendo en el medio de
reacción una concentración baja de radicales, su relevancia está dada por la
generación de los mismos en sitios selectivos (47).
Se pueden clasificar de dos tipos, como sustituciones SH2 o abstracción de
átomos o de grupos de átomos y como adiciones a múltiples enlaces (47), en
20
ambos casos participa un compuesto iniciador que reacciona con oxígeno como el
Et3B o con calor como el AIBN que necesita temperaturas entre 70 y 80°C para
generar radicales (46) y que tiene un tiempo de vida media de una hora (48).
Estas reacciones también necesitan de propagadores que son bien conocidos en
síntesis orgánica (39) como el tri-n-butilestaño (TBTH) y el tris (trimetilsilil) silano
(TTMSS).
En un medio de reacción donde se proporcionen las condiciones necesarias para
la iniciación de una reacción vía radicales libres, puede tener lugar la reacción en
cadena que se muestra en el esquema 14. En este esquema se observa la
generación de un radical libre a partir del iniciador, el cual al entrar en contacto
con el propagador abstrae un hidrogeno del mismo formando un radical, este
ocasiona la ruptura homolítica del enlace carbono-bromo del compuesto,
generando un radical que se adiciona a un doble enlace dando lugar a la
formación de un ciclo y de un nuevo radical que sufre una reducción al aceptar un
hidrogeno del transferidor.
Esquema 14
En este tipo de reacciones es muy común la formación de carbociclos y en
algunos casos se ha reportado la síntesis de heterociclos que contienen tanto
nitrógeno como oxígeno dentro de su estructura como lo es el caso de las
oxazinas (46) y las benzoxazepinas (49).
Las oxazinas son compuestos heterocíclicos que contienen en su estructura un
átomo de nitrógeno, un átomo de oxígeno y se pueden clasificar como 1,2
oxazina, 1,3 oxazina y 1,4 oxazina; se ha reportado que algunos derivados de 1,3
oxazinas tiene una importancia farmacéutica y biológica (50).
Por su lado las benzoxazepinas son heterociclos bicíclicos, en donde el anillo
bencénico se encuentra unido a una oxazepina que es un anillo de siete miembros
21
con nitrógeno y oxigeno intracíclicos, se ha reportado que sus derivados exhiben
una actividad biológica potencial (51).
Este tipo de compuestos pueden ser obtenidos mediante reacciones de ciclación
de éteres de oxima, y para este caso en particular se pretende evaluar la
formación de heterociclos con núcleo de 1,2-oxazina o 1,2 benzoxazepina los
cuales presentan la estructura que se muestra en la figura 11.
Figura 11. Estructura básica de una oxazepina y de una benzoxazepina
22
7. DISEÑO METODOLÓGICO
En este apartado se realizará una descripción detallada de todos los ensayos
realizados tanto para la síntesis de hidroxilaminas, éteres de oxima y
experimentos de ciclación vía radicales. Todas las reacciones fueron
monitoreadas por cromatografía en placa delgada (CCD) y por cromatografía de
gases acoplada a espectrometría de masas (CG-EM), los productos finales se
caracterizaron por resonancia magnética nuclear de hidrogeno (RMN 1H), de
carbono (APT), como también por medio de experimentos bidimensionales como
COSY 1H-1H, HMBC (correlación heteronuclear a múltiples enlaces) y HSQC
(espectroscopia de correlación heteronuclear simple).
Los espectros de masas fueron tomados en un cromatógrafo Agilent 6850 serie II,
acoplado a masas Agilent 5975B VL MSD equipado con un puerto de inyección
split/splitess (260°C, relación de split 15:1), y un inyector automático Agilent 6850
series y con una columna Agilent 19091S-433E HP-5MSn (30 m x 0,25 mm x 0,25
µm), el método empleado utiliza una rampa de temperatura inicial de 80°C y se
mantiene así por 5 min, una segunda rampa aumenta la temperatura por minuto
8°C hasta llegar a 280°C y se mantiene así por 5 min hasta alcanzar una
temperatura máxima de 300°C para un tiempo total de corrida de 40 min. Los
espectros de resonancia fueron tomados en un espectrómetro Bruker avance III de
300 MHz y 75 MHz respectivamente empleando como solvente CDCl3, los
desplazamientos químicos (δ) de protón están expresados en relación con señales
de protones residuales de CDCl3.
Las CCD fueron reveladas con lámpara de UV a onda larga y corta, con yodo,
vainillina y/o ácido fosfomolíbdico. Las cromatografías en columna se realizaron
empleando como fase estacionaria sílica gel 70-230 mesh. Los puntos de fusión
se determinaron con un fusiómetro digital IA-9100 Thermo Scientific. Las
temperaturas medidas fueron expresadas en grados celsius (°C).
Síntesis de 2-(alquiloxi)- isoindolina-1,3-dionas
Síntesis de 2-((2-bromobencíl)-oxi)-isoindolina-1,3-diona: Se mezclaron
1100,0 mg (6,7 mmol) de N-hidroxiftalimida, 1700,0 mg (12,3 mmol) de K2CO3 y
9,5 mL de DMSO, esta mezcla se colocó en agitación y se agregaron 1500,0 mg
(6,0 mmol) de bromuro de 2-bromobencilo, la mezcla de reacción se dejó en
agitación a temperatura ambiente por 3 h. La mezcla de reacción fue tratada con
100 mL de agua y se observó la formación de un sólido blanco que se filtró al
vacío, obteniéndose 1828,0 mg (Rendimiento 92%), p.f 159,2- 159,8 °C. Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz): 5,38 (2H, s, OCH2); 7,28 (1H, td, J = 7,8, J = 1,5, H-4´ Ar);
7,37 (1H, dt, J = 7,5, J = 1,2, H-5´ Ar); 7,61 (1H, dd, J = 8,1, J = 0,9, H-3´ Ar); 7,68
23
(1H, dd, J = 7,8, J = 1,5, H-6´ Ar), 7,76 (2H, m, H-4,7 Ar), 7,84 (2H, m, H-5,6 Ar).
Espectro 13C RMN, , ppm: 78,67 (OCH2); 81,07 (C-2´ Ar); 123,55 (C-5,6 Ar);
127,63 (C-5´ Ar); 130,69 (C-4´ Ar); 131,73 (C-6´ Ar); 132,89 (C-3´ Ar), 134,47 (C-
4,7 Ar). Espectro de masas, m/z (Irel, %): 331 [M(79Br)]+, 169 (100), 76 (22).
Síntesis de 2-((2-bromoalíl)-oxi)-isoindolina-1,3-diona: Se mezclaron 727,1 mg
(4,5 mmol) de N-hidroxiftalimida con 912,7 mg (6,7 mmol) de K2CO3 y 8 mL de
DMSO, la mezcla se colocó en agitación y se adicionaron 1000,0 mg (5,0 mmol)
de 2,3-dibromopropeno, la mezcla de reacción se agitó a temperatura ambiente
por 3 h. La mezcla de reacción fue tratada con 100 mL de agua destilada
formándose un sólido de color beige el cual fue filtrado al vacío, obteniéndose
912,6 mg (Rendimiento 97%), p.f 110-110,7 °C. Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz):
4,86 (2H, s, OCH2); 5,80 (1H, d, J = 0,9, BrC=CH); 6,18 (1H, dd, J = 3, J = 0,9,
BrC=CH); 7,77-7,80 (2H, m, H-4,7 Ar); 7,85-7,89 (2H, m, H-5,6 Ar). Espectro 13C
RMN, , ppm: 81,08 (OCH2); 122,70 (BrC=CH); 123,70 (C-5,6 Ar); 124,72
(BrC=CH); 134,66 (C-4,7 Ar). Espectro de masas, m/z (Irel, %): 281 [M(79Br)]+, 202
(100), 162 (18).
Síntesis de hidroxilaminas
Síntesis de clorhidrato de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2]: En un balón de 50
mL se adicionaron 2200,0 mg (17,0 mmol) de sulfato de hidracina, 3135,7 mg
(22,6 mmol) de K2CO3 y 23 mL de éter etílico, se agitó la mezcla de reacción y se
adicionaron 3200,0 mg (11,3 mmol) de 2-((2-bromoalil)-oxi)-isoindolina-1,3-diona,
la mezcla se calentó a reflujo y se adicionaron 15 mL de agua y se dejó en reflujo
por 5 h. La mezcla de reacción fue tratada con 50 mL de agua destilada y se
extrajo con 60 mL de éter etílico, se secó la fase orgánica con Na2SO4 anhidro y
se rotaevaporó el solvente a presión atmosférica, la mezcla se purificó por
columna cromatografíca (Silica gel, CH2Cl2) obteniendo 1500,0 mg de un líquido
amarillo (Rendimiento 87%); posteriormente se convirtió la hidroxilamina en
clorhidrato por burbujeo de ácido clorhídrico. Solido beige, p.f 153, 7- 154,1 °C.
Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz): 4,30 (2H, s, OCH2); 5,70 (1H, d, J = 1,5,
BrC=CH); 5,93 (1H, d, J = 1,2, BrC=CH). Espectro 13C RMN, , ppm: 79,60
(OCH2); 119,05 (BrC=CH); 129,71 (BrC=CH). Espectro de masas, m/z (Irel, %): 151
[M(79Br)]+, 119 (61), 39 (100).
Síntesis de clorhidrato de O-(2-bromobencil) hidroxilamina [3]: En un balón de
50 mL se adicionaron 1200,0 mg (9,2 mmol) de sulfato de hidracina, 1700,0 mg
(12,3 mmol) de K2CO3 y 19,2 mL de THF, se agitó la mezcla de reacción y se
adicionaron 3200,0 mg (9,6 mmol) de 2-((2-bromobencil)-oxi)-isoindolina-1,3-
diona, se calentó a reflujo y se adicionaron 15 mL de agua, la mezcla de reacción
se dejó en reflujo por 5 h. La mezcla de reacción fue tratada con 50 mL de agua
24
destilada y se extrajo con 60 mL de éter etílico, se secó la fase orgánica con
Na2SO4 anhidro, se filtró y el filtrado se rotaevaporó. La mezcla se purificó por
columna cromatografíca (Silica gel, Hex: AcOEt 7:3), obteniéndose 1527,1 mg de
un sólido blanco (Rendimiento 78%); posteriormente se realizó su conversión a
clorhidrato por burbujeo con ácido clorhídrico. Solido blanco, p.f 98,5- 99,2 °C.
Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz): 5,18 (2H, s, OCH2); 7,14 (1H, td, J = 7,8, J = 1,8,
H-5 Ar); 7,31 (1H, td, J =7,2, J = 0,6, H-4 Ar); 7,41 (1H, dd, J = 6,9, J = 0,6, H-6
Ar); 7,53 (1H, dd, J = 8,1, J = 0,6, H-3 Ar). Espectro 13C RMN, , ppm: 74,53
(OCH2); 122,66 (CBr Ar); 127,24 (C-5 Ar); 128,85 (C-4 Ar); 129,19 (C-6 Ar); 132,51
(C-3 Ar); 137,79 (CCH2O Ar). Espectro de masas, m/z (Irel, %): 201 [M(79Br)]+, 169
(100), 90 (25).
Síntesis de éteres de oxima Para la formación de éteres de oxima derivados de flavona se probaron diversas
metodologías según lo reportado en la literatura, por lo que a continuación se
realiza la descripción de cada una de ellas, incluyendo el método C el cual fue
propuesto en este trabajo teniendo en cuenta los aportes de los demás métodos.
Método A: Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a]: A un balón de
10 mL se adicionaron 80,0 mg (0,36 mmol) de flavona, 60,1 mg (0,72 mmol) de
clorhidrato de O-metilhidroxilamina, 2,4 mL de MeOH y 0,06 mL (0,72 mmol) de
piridina, el balón de reacción se adaptó a un condensador de reflujo y se colocó en
un equipo de microondas, el sistema se ajustó a 125°C a una irradiación de 150W,
a 1 atmósfera de presión, agitación media el tiempo de reflujo fue de 40 min. Se
adicionaron a la mezcla de reacción 10 mL de agua destilada y se extrajo con 30
mL de CH2Cl2, se secó la fase orgánica con Na2SO4 anhidro, se filtró y el filtrado
se rotaevaporó. La mezcla de reacción se purificó por columna cromatografíca
(Silica gel, Hex: AcOEt 7:3), obteniéndose 4,5 mg de un sólido amarillo
(Rendimiento 5%), p.f: 57,2- 57,9 °C.
Método B: En un balón de 50 mL de dos bocas se adicionaron 80,0 mg (0,36
mmol) de flavona en 1,4 mL de cloruro de tionilo, la mezcla de reacción se colocó
en reflujo por 5h, se destiló el cloruro de tionilo en exceso y al residuo de la
destilación se adicionaron 37,5 mg (0,44 mmol) de clorhidrato de O-
metilhidroxilamina en 1,5 mL de CHCl3 seco, se adicionaron 0,05 mL (0,35 mmol)
de Et3N seca y la reacción se dejó en reflujo por 1,5 h.
Método C: A un balón de 10 mL se adicionaron 100,0 mg (0,45 mmol) de flavona,
94,0 mg (1,1 mmol) de clorhidrato de O-metilhidroxilamina y 0,12 mL (1,5 mmol)
de piridina seca, la mezcla de reacción se dejó en calentamiento en un baño de
aceite a 140°C por 2 h. Se adicionaron a la mezcla de reacción 10 mL de agua
destilada y se extrajo con 30 mL de CH2Cl2, se secó la fase orgánica con Na2SO4
25
anhidro, se filtró y el filtrado se rotaevaporó. La mezcla de reacción se purificó por
columna cromatográfica (Silica gel, Hex: AcOEt 7:3), para obtener 61,0 mg de un
sólido amarillo (Rendimiento 54%), p.f: 57,2- 57,9 °C. Espectro 1H RMN, , ppm (J,
Hz): 4,05 (3H, s, OCH3); 7,08 (1H, s, C=CH); 7,30-7,32 (2H, m, H-6,7 Ar); 7,42
(1H, d, J = 1,5, H-8 Ar); 7,45-7,49 (3H, m, H-3´,4´,5´ Ar); 7,89-7,92 (2H, m, H-2´,6´
Ar); 8,03-8,06 (1H, dd, J = 8,1, J = 1,5, H-5 Ar). Espectro 13C RMN, , ppm: 62,06
(OCH3); 93,81 (C=CH); 117,53 (C-6 Ar); 118,37 (C-4a Ar); 123,01 (C-5 Ar); 124,65
(C-7 Ar); 125,71 (C-2´, 6´ Ar); 128,65 (C-8 Ar); 130,25 (C-4´ Ar); 130,43 (C-3´, 5´
Ar); 132,89 (C-1´ Ar); 143,84 (C-8a Ar);151,91 (C=NO); 155,23 (C=CH). Espectro
de masas, m/z (Irel, %): 251[M]+ (72), 236 (15), 206 (100). Encontrado, m/z:
252,1107 [M+H]+. C16H14NO2. Calculado, m/z: 252,1025.
Teniendo en cuenta los resultados obtenidos con el compuesto 10a, los cuales se
discutirán en la sección siguiente, se decidió preparar los siguientes éteres de
oxima empleando el método C descrito anteriormente.
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a]: A un balón de 10 mL se
adicionaron 150,0 mg (0,67 mmol) de flavona, 270,0 mg (1,6 mmol) de clorhidrato
de O-bencíl hidroxilamina y 0,20 mL (2,3 mmol) de piridina seca, la mezcla de
reacción se calentó en un baño de aceite a 140°C por 2,5 h. Se adicionaron a la
mezcla de reacción 10 mL de agua destilada y se extrajo con 30 mL de CH2Cl2, se
secó la fase orgánica con Na2SO4 anhidro, se filtró y el filtrado se rotaevaporó. La
mezcla de reacción se purificó por columna cromatográfica (Silica gel, Hex: AcOEt
7:3), obteniéndose 154,6 mg de un sólido verde (Rendimiento 70%), p.f 68,7- 69,6
°C. Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz): 5,30 (2H, s, OCH2); 7,14 (1H, s, C=CH);
7,21-7,37 (8H, m, H-6, 7, 8, 2´´, 3´´, 4´´´, 5´´´, 6´´ Ar); 7,39-7,52, (3H, m, H-3´, 4´,
5´ Ar); 7,87-7,91 (2H, m, H-2´, 6´ Ar); 8,04-8,07 (1H, dd, J = 8,1, J = 1,5 H-5 Ar).
Espectro 13C RMN, , ppm: 76,22 (OCH2); 94,07 (C=CH); 117,52 (C-6 Ar), 118,42
(C-4a Ar); 123,14 (C-7 Ar); 124,64 (C-5 Ar); 125,77 (C-2´, 6´ Ar); 127,75 (C-2´´, 6´´
Ar); 128,30 (C-3´´, 5´´ Ar); 128,38 (C-4´´ Ar); 128,66 (C-8 Ar); 130,27 (C-4´, Ar);
130,46 (C-3´, 5´ Ar); 132,88 (C-1´ Ar); 138,30 (C-1´´ Ar); 144,14 (C-8a Ar); 151,92
(C=N); 155,14 (C=CH). Espectro de masas, m/z (Irel, %): 327 [M]+ (36), 236 (46),
206 (100).
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a]: A un balón de 10
mL se adicionaron 160,0 mg (0,72 mmol) de flavona, 339,2 mg (1,8 mmol) de
clorhidrato de 2 y 0,2 mL (2,5 mmol) de piridina seca, la mezcla de reacción se
calentó a 140°C por 2,6 h. La mezcla de reacción fue tratada con 10 mL de agua
destilada y se extrajo con 30 mL de CH2Cl2, se secó la fase orgánica con Na2SO4
anhidro, se filtró y el filtrado se rotaevaporó. La mezcla se purificó por columna
cromatográfica (Silica gel, Hex: CH2Cl2 8:2), obteniendo 184,6 mg de un sólido
26
amarillo (Rendimiento 72%), p.f 79,3- 80,3 °C. Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz):
4,83 (2H, s, OCH2); 5,67 (1H, d, J = 0,9; BrC=CH); 5,97 (1H, d, J = 1,8, BrC=CH);
7,16 (1H, s, C=CH); 7,22-7,32 (2H, m, H-6, 7 Ar); 7,45 (1H, d, J = 1,8; H-8 Ar);
7,47-7,49 (3H, m, H-3´, 4´, 5´ Ar); 7,91-7,92 (2H, m, H-2´, 6´ Ar); 8,03-8,05 (1H, dd,
J = 7,8, J = 1,2, H-5 Ar). Espectro 13C RMN, , ppm: 77,45 (OCH2), 93,79 (C=CH);
117,49 (BrC=CH); 117,55 (C-6 Ar); 118,05 (C-4a Ar); 123,24 (C-5 Ar); 124,72 (C-7
Ar); 125,81 (C-2´, 6´ Ar); 128,71 (C-3´, 5´ Ar); 129,66 (BrC=CH2); 130,42 (C-4´ Ar);
130,68 (C-8 Ar); 132,79 (C-1´ Ar); 144,92 (C-8a Ar); 151,96 (C-4 Ar); 155,31
(C=CH). Espectro de masas, m/z (Irel, %): 355 [M(79Br)]+ (13), 236 (36), 206 (100).
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a]: A un balón de
10 mL se adicionaron 250,0 mg (1,1 mmol) de flavona, 670,7 mg (2,8 mmol) de
clorhidrato de 3 y 0,8 mL (9,8 mmol) de piridina seca, la mezcla de reacción se
calentó en un baño de aceite a 140°C por 2,5 h. Se adicionaron a la mezcla de
reacción 10 mL de agua y se extrajo con 30 mL de CH2Cl2, se secó la fase
orgánica con Na2SO4 anhidro, se filtró y el filtrado se rotaevaporó. La mezcla de
reacción se purificó por columna cromatográfica (Silica gel, Hex: CH2Cl2 8:2),
obteniéndose 338,2 mg de un sólido verde (Rendimiento 74%); p.f 81,7- 82,9°C.
Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz): 5,37 (2H, s, OCH2); 7,16-7,36 (6H, m, C=CH, H-
6, 7 Ar, H-4´´, 5´´, 6´´ Ar); 7,45-7,54 (4H, m, H-8, 3´, 4´, 5´ Ar); 7,59 (1H, d, J = 8,7,
H-3´´ Ar); 7,91-7,92 (2H, m, H-2´, 6´ Ar); 8,02-8,05 (1H, dd, J = 7,5, J = 0,3 H-5 Ar).
Espectro 13C RMN, , ppm: 75,39 (OCH2); 94,00 (C=CH); 117,50 (C-6 Ar); 118,30
(C-4a Ar); 122,84 (C-1´´ Ar); 123,24 (C-5 Ar); 124,66 (C-7 Ar); 125,79 (C-2´, 6´ Ar);
127,30 (C-4´´ Ar); 128,68 (C-5´´ Ar); 128,94 (C-3´, 5´ Ar); 129,65 (C-6´´ Ar); 130,32
(C-4´ Ar); 130,53 (C-8 Ar); 132,55 (C-3´´ Ar); 132,89 (C-1´); 137,94 (C-2´´ Ar);
144,57 (C-8a Ar); 151,91 (C=N); 155,38 (C=CH). Espectro de masas, m/z (Irel, %):
405 [M(79Br)]+ (12), 236 (52), 206 (100). Encontrado, m/z: 406,0452 [M(79Br)+H]+.
C22H17NO2. Calculado, m/z: 406,0443.
Se realizó ensayos de formación de éteres de oxima con la cromona [1b] y la
hidroxilamina O-(2-bromobencil) hidroxilamina [3] para obtener el compuestos 5b,
pero no se obtuvo dicho compuesto lo que se confirmó por resonancia magnética
nuclear (RMN) al no presentarse los desplazamientos característicos para esta
oxima, sin embargo se concluyó que el compuesto sintetizado corresponde a la
dioxima 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl)
oxima, pero al ser producto de la apertura del anillo -pirona no se realizaron más
experimentos de formación de éteres de oxima a partir del compuesto 1b.
Síntesis de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-
bromobencíl) oxima: A un balón de 10 mL se adicionaron 25,0 mg (0,17 mmol)
de flavona, 101,9 mg (0,42 mmol) de clorhidrato de 3 y 0,04 mL (0,59 mmol) de
27
piridina seca, la mezcla de reacción se calentó en un baño de aceite a 140°C por
2,5 h. Se adicionaron a la mezcla de reacción 10 mL de agua y se extrajo con 30
mL de CH2Cl2, se secó la fase orgánica con Na2SO4 anhidro, se filtró y el filtrado
se rotaevaporó. La mezcla de reacción se purificó por columna cromatográfica
(Silica gel, Hex: CH2Cl2 7:3) y posteriormente se separó en placa preparativa
(Silica gel, Hex: CH2Cl2 8:2), obteniéndose 30,0 mg de un sólido blanco
(Rendimiento 53%), p.f 90,1-91,8°C. Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz): 3,84-4,06
(2H, dd, J = 6, J = 3,9, =CCH2CH=); 5,17 (2H, s, OCH2); 5,34 (2H, s, OCH2 bis);
6,18-7,64 (13H, m, N=CH, H-3´, 4´, 5´, 6´ Ar; H-3´´, 4´´, 5´´, 6´´ Ar; H-3´´, 4´´, 5´´,
6´´ bis Ar); 10,87 (1H, s, PhOH). Espectro 13C RMN, , ppm: 27,14 (=CCH2C=);
75,57 (OCH2); 76,30 (OCH2 bis); 117,10 (C-1´ Ar); 117,50 (C-4´ Ar); 119,32 (C-5´
Ar); 122,91 (C-2´´ bis Ar); 123,77 (C-2´´ Ar); 127,27 (C-Ar); 127,61 (C-Ar); 127,98
(C-Ar); 129,14 (C-Ar); 129,73 (C-6´´ Ar); 130,00 (C-6´´ bis Ar); 130,53 (C-Ar);
131,19 (C-3´´ Ar); 132,60 (C-3´´ bis Ar); 133,06 (C-Ar); 135,83 (C-1´´ Ar); 136,99
(C-1´´ bis Ar); 145,32 (C-Ar); 145,65 (CH=N); 156,93 (C=N); 157,85 (C-2´ Ar).
Experimentos vía radicales libres
Teniendo el éter de oxima 4a se evaluó el comportamiento del mismo bajo
condiciones de generación de radicales libres para la posible formación de
heterociclos, para esto se realizaron distintos experimentos los cuales serán
descritos a continuación.
Experimentos con AIBN y TTMSS o TBTH: En un balón de dos bocas de 25 mL
se adicionaron 40,0 mg (0,11 mmol) de 4a, 5,5 mg (0,03 mmol) de AIBN y 0,03 mL
(0,12 mmol) de TBTH o 0,04 mL (0,12 mmol) de TTMSS en 4,5 mL de
ciclohexano. Se desgacificó con argón durante 30 minutos. La reacción se siguió
por CCD (Hex: CH2Cl2 1:1), pero tras 10.5 horas a reflujo, no se consumió por
completo el material de partida. Se rotaevaporó la mezcla de reacción para
eliminar el solvente; en el caso de la reacción con TBTH se adicionaron 10 mL de
AcOEt y 5 mL de KF al 20% y se agitó por 30 min, se filtró la mezcla de reacción y
se extrajo con 15 mL de CH2Cl2, la fase orgánica se secó con Na2SO4 anhidro, se
filtró y el filtrado se rotaevaporó. El análisis por CG-EM y RMN mostró que no se
había producido el producto ciclado, sino el de reducción del enlace C-Br
compuesto 7a. La mezcla se purificó por columna cromatografíca (Silica gel, Hex:
CH2Cl2 8:2), obteniéndose 9,9 mg de un líquido amarillo (Rendimiento 32%).
Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz): 4,74-4,83 (2H, dt, J = 5,7, J = 1,5, OCH2); 5,26-
5,43 (2H, m, CH=CH2); 6,08-6,23 (1H, m, CH=CH2); 7,12 (1H, s, C=CH); 7,21-7,32
(2H, m, H-6, 7 Ar); 7,43 (1H, d, J = 1,5, H-8 Ar); 7,45-7,49 (3H, m, H-3´, 4´, 5´ Ar);
7,89-7,92 (2H, m, H-2´, 6´ Ar); 8,03-8,06 (1H, dd, J = 8,1, J = 1,5, H-5 Ar).
Espectro 13C RMN, , ppm: 75,13 (OCH2); 93,99 (C=CH); 117,35 (CH=CH2);
117,49 (C-6 Ar); 118,45 (C-4a Ar); 123,10 (C-5 Ar); 124,62 (C-7 Ar); 125,74 (C-2´,
28
6´ Ar); 128,64 (C-3´, 5´ Ar); 130,24 (C-4´ Ar); 130,41 (C-8 Ar); 132,95 (C-1´ Ar);
134,77 (CH=CH2); 143,95 (C-8a Ar); 151,68 (C-4 Ar); 155,11 (C=CH). Espectro de
masas, m/z (Irel, %): 277 [M]+ (29), 236 (29), 206 (100).
Experimentos con Et3B y TTMSS o TBTH: En un balón de dos bocas de 25 mL
se adicionaron 40,0 mg (0,11 mmol) de 4a, en 4,5 mL de CH2Cl2 o ciclohexano
cuando se usó TBTH como propagador, se añadieron 0,04 mL (0,12 mmol) de
TTMSS o 0,02 mL (0,05 mmol) de TBTH y 0,16 mL (0,16 mmol) de Et3B (1 M en
hexano) gota a gota, la mezcla de reacción se dejó en agitación a temperatura
ambiente durante 3 h, debido a que no se consumió totalmente el material de
partida se rotaevaporó el solvente. La reacción se siguió por CCD (Hex: CH2Cl2
1:1). La reacción se analizó por CG-EM y se observó que la proporción de material
de partida [4a] en ambas reacciones fue mucho más alta en relación con el
material reducido formado [7a] que era mínimo y que el material ciclado no se
observó en ninguna de las dos reacciones. Teniendo en cuenta que la reacción
más favorable y en la cual el material de partida es menor cuando se usó como
iniciador AIBN y como propagador TTMSS se utilizó esta misma metodología para
determinar si el compuesto [5a] sufría o no ciclación.
Experimento vía radicales con AIBN y TTMMS a partir de [5a]: En un balón de
dos bocas de 25 mL se adicionaron 55,0 mg (0,13 mmol) de 5a, 6,6 mg (0,04
mmol) de AIBN y 0,04 mL (0,14 mmol) de TTMSS en 5,4 mL de ciclohexano. Se
desgacificó con argón durante 30 minutos. La reacción se siguió por CCD (Hex:
CH2Cl2 1:1), tras 23 horas a reflujo, al seguir la reacción por masas se observa el
producto reducido [9a] en un 93% del total de la mezcla por lo tanto se frenó la
reacción y se rotaevaporó. La mezcla se purificó por columna cromatográfica
(Silica gel, Hex: CH2Cl2 8:2), obteniéndose 14,6 mg de un sólido verde
(Rendimiento 33%), p.f 68,7- 69,6 °C. Espectro 1H RMN, , ppm (J, Hz): 5,29 (2H,
s, OCH2); 7,13 (1H, s, C=CH); 7,21-7,51 (11H, m, H- 6, 7, 8, 3´, 4´, 5´ Ar, H- 2´´,
3´´, 4´´, 5´´, 6´´ Ar); 7,88-7,91 (2H, m, H-2´, 6´ Ar); 8,04-8,07 (1H, dd, J = 8,1 J =
1,5, H-5 Ar). Espectro 13C RMN, , ppm: 76,22 (OCH2); 93,95 (C=CH); 117,52 (C-6
Ar); 118,48 (C-4a Ar); 123,14 (C-7 Ar); 124,70 (C-5 Ar); 125,77 (C-2´, 6´ Ar);
127,75 (C-2´´, 6´´ Ar); 128,30 (C-3´´, 5´´ Ar); 128,38 (C-4´´ Ar); 128,66 (C-8 Ar);
130,27 (C-4´, Ar); 130,46 (C-3´, 5´ Ar); 132,88 (C-1´ Ar); 138,30 (C-1´´ Ar); 144,14
(C-8a Ar); 151,92 (C=N); 155,11 (C=CH). Espectro de masas, m/z (Irel, %): 327
[M]+ (26), 236 (43), 206 (100).
29
8. RESULTADOS Y ANÁLISIS
Los éteres de oxima fueron sintetizados empleando como precursores
hidroxilaminas bromadas y una flavona; en el caso de la cromona, debido a que la
oxima obtenida fue producto de la apertura del anillo -pirona lo cual se confirmó
por RMN no se realizaron más experimentos con ella como se discutirá más
adelante.
Teniendo en cuenta que las hidroxilaminas no son comerciales se sintetizaron
siguiendo el protocolo de la síntesis de Gabriel. La primera etapa implicó la
síntesis de 2-(alquiloxi)- isoindolina-1,3-dionas mediante la reacción entre la N-
hidroxiftalimida y los bromuros de alílo o bencílo, y la segunda en donde se realizó
su hidrazinólisis para la obtención de las correspondientes hidroxilaminas libres y
posteriormente la formación de sus clorhidratos.
Síntesis de 2-(alquiloxi)- isoindolina-1,3-dionas Las condiciones adecuadas para la síntesis de 2-(alquiloxi)- isoindolina-1,3-dionas
fueron probadas en la síntesis del compuesto 2-((2-bromobencil) oxi)-isoindolina-
1,3-diona, empleando N-hidroxiftalimida y bromuro de 2-bromobencÍlo como se
muestra en el esquema 15.
Esquema 15
En los distintos ensayos realizados se emplearon bases como trietilamina (Et3N) y
carbonato de potasio (K2CO3) y solventes como dimetilsulfóxido (DMSO) y
dioxano. El compuesto 2-((2-bromobencil)oxi)-isoindolina-1,3-diona se obtuvo con
un rendimiento de reacción del 92% empleando como base K2CO3 y como
solvente DMSO en agitación a temperatura ambiente, por lo que se determinó que
estas son las condiciones óptimas para la formación del intermediario de reacción
para la síntesis de hidroxilaminas. Se descartó el uso de trietilamina como base ya
que el rendimiento de reacción fue muy bajo comparado con el uso de carbonato
de potasio.
30
Síntesis de 2-((2-bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona: Bajo las condiciones
anteriormente descritas se obtuvo el compuesto [2-((2-bromobencil) oxi)-
isoindolina-1,3-diona] con un 92 % de rendimiento, fue un sólido de color blanco
con punto de fusión entre 159,2- 159,8 °C.
El compuesto [2-((2-bromobencil) oxi)-isoindolina-1,3-diona] se caracterizó por
RMN, en su espectro de protón (Figura 12) se evidencia una señal en 5,38 ppm
(H-7´) con multiplicidad singlete que integra para dos, la cual pertenecen a los
hidrógenos bencílicos.
Figura 12. Espectro RMN 1H de 2-((2-bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona. (CDCl3)
Dos doble-doble-doblete en 7,28 (H-4´) y 7,37 (H-5´) ppm y dos dobletes en 7,61
(H-3´) y 7,68 (H-6´) que integran para un hidrogeno cada uno pertenecen a los
hidrógenos del anillo aromático del grupo bencíloxi; en el (Anexo 1) se puede
observar en el espectro de correlación hidrogeno-hidrogeno que las señales de
7,28 y 7,37 ppm correlacionan entre sí, y el doble doblete de 7,61 ppm
correlaciona con la señal en 7,28 ppm, así como el doble doblete en 7,68 ppm
correlaciona con la señal en 7,37 ppm.
31
Por último los multipletes que se presentan en 7,76 (H-4,7) y 7,84 (H-5,6) ppm,
que integran para dos cada uno en el espectro de COSY 1H -1H (Anexo 1) se
observa que correlacionan entre sí, por tanto pertenecen a los hidrógenos
aromáticos de la ftalimida.
Este compuesto también se caracterizó por CG-EM y en su cromatograma
(corriente iónica total (TIC)) (anexo 2) se observa con un tiempo de retención de
19,01 min, en su espectro de masas (Figura 13) se observa su ion molecular (M+)
con 331 m/z; su pico base en 169 m/z se obtiene tras la pérdida del fragmento [
M+ - C8H4NO3 ] y un pico en 76 m/z con 22% de abundancia se obtiene tras la
pérdida consecutiva del grupo metileno y del átomo de bromo.
Figura 13. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-((2-bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona
Síntesis de 2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona: El compuesto [2-((2-
bromoalil) oxi)-isoindolina-1,3-diona] se obtuvo con un 97% de rendimiento como
un sólido beige con un rango de punto de fusión de 110,0- 110,7°C.
El compuesto [2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona] se caracterizó por RMN,
en su espectro de protón (Figura 14) se observa un singlete en 4,86 ppm (H-1´)
con integración de dos que pertenecen a los hidrógenos alílicos.
32
Figura 14. Espectro RMN 1H de 2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona. (CDCl3)
Los hidrógenos vinílicos se observan en 5,80 (H-2´) y 6,18 (H-3´) ppm y tienen
cada uno multiplicidad de doblete y doble doblete respectivamente integrando
cada uno de ellos para un hidrogeno, se observa que el desplazamiento de uno de
los protones vinílicos es bastante grande lo cual se debe a su posición respecto al
bromo que permite que este acople en posición cisoide con los protones alílicos
que a su vez presentan una señal de singlete en 4,86 (H-1´) ppm.
Las señales entre 7,77-7,80 (H-4,7) y 7,85-7,89 (H-5,6) ambas con multiplicidad
multiplete corresponden a los hidrógenos aromáticos lo cual se confirma en el
espectro de COSY 1H -1H (Anexo 3), además su desplazamiento a campo bajo
indica la presencia de hidrógenos aromáticos.
Este compuesto se caracterizó por CG-EM y en su cromatograma (TIC) (Anexo 4)
se observa con un tiempo de retención de 11,35 min, este presenta en su espectro
de masas (Figura 15) un ion molecular de 281 m/z, a partir del M+ se obtiene el
pico base en 202 m/z tras la pérdida de bromo, partiendo nuevamente del ion
molecular se obtiene tras la pérdida del fragmento [ M+-C3H4Br ] el pico de 162
m/z.
33
Figura 15. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona
Síntesis de hidroxilaminas
La hidrazinolisis de los compuestos anteriores se realizó teniendo en cuenta la
volatilidad de las hidroxilaminas. La síntesis de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] se
realizó empleando sulfato de hidracina (H6N2O4S), carbonato de potasio (K2CO3),
éter etílico y agua, para la O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3] se emplearon las
mismas condiciones pero se cambió el solvente por tetrahidrofurano (THF) debido
a que la primer hidroxilamina es volátil y en el proceso de rotaevaporación se ve
afectado el rendimiento si se usan solventes con alto punto de ebullición. Las dos
hidroxilaminas obtenidas fueron convertidas a clorhidratos por burbujeo de ácido
clorhídrico.
Síntesis de clorhidrato de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2]: Bajo las
condiciones ya mencionadas se obtuvo el compuesto O-(2-bromoalíl)
hidroxilamina como un líquido color amarillo con un 87% de rendimiento, su
correspondiente sal [2] se obtuvo como un sólido color beige con punto de fusión
entre (153,7- 154,1 °C). Sus correspondientes espectros de RMN fueron tomados
a la hidroxilamina libre.
El compuesto 2 se caracterizó por RMN, en su espectro de hidrógeno (Figura 16)
se observa una señal en 4,30 ppm (H-3) con multiplicidad singlete que integra
34
para dos que corresponde a los hidrógenos alílicos, dos señales en 5,70 ppm (H-
1) y 5,93 (H-1´) ppm corresponden a dobletes que integran cada uno para un
hidrogeno, estas señales corresponden a los hidrógenos vinílicos por sus
desplazamientos, esto se confirma en el espectro de COSY 1H -1H (Figura 18)
donde se observa la correlación entre el protón de 5,70 ppm y el protón de 5,93
ppm, además se logra ver la correlación que existe entre los protones de la señal
en 4,30 ppm con la señal de uno de los protones vinílicos más concretamente con
la señal de 5,93 ppm.
Los desplazamientos para cada carbono se observan en la (Figura 17), siendo la
señal del carbono metileno de 79,60 ppm (C-3), la del carbono vinílico terminal de
119,05 ppm (C-1) y la del carbono con enlace a bromo de 129,71 ppm (C-2).
Por último el espectro de HSQC (Anexo 5) muestra la correlación de cada carbono
con su respectivo hidrogeno y en el espectro HMBC (Anexo 6) se observa la
correlación del protón con señal 4,30 ppm con los carbonos vinílicos.
Figura 16. Espectro 1H RMN de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3)
35
Figura 17. Espectro APT de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3)
Figura 18. Espectro COSY 1H -1H de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3)
36
Este compuesto también fue caracterizado por CG-EM, presentando un tiempo de
retención de 2,45 min en su cromatograma (TIC) (Anexo 7), en su espectro de
masas (Figura 19) se evidencian los dos picos isotópicos del bromo y su ion
molecular (M+) de 151 m/z, a partir del ion molecular se obtiene el pico de 119 m/z
con abundancia de 61% por la pérdida del fragmento [ M+- H2NO ], partiendo de
este pico se obtiene el pico base de 39 m/z gracias a la perdida de ácido
bromhídrico.
Figura 19. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2]
Síntesis de clorhidrato de O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3]: El compuesto
O-(2-bromobencíl) hidroxilamina se obtuvo como un sólido blanco con un 78% de
rendimiento, su correspondiente sal [3] se obtuvo como un sólido color blanco de
punto de fusión entre 98,5- 99,2 °C. Sus correspondientes espectros de RMN
fueron tomados a la hidroxilamina libre.
El compuesto 3 se caracterizó por RMN, en su espectro de protón (Figura 20) se
observa un singlete en 5,18 ppm (H-7) que integra para dos que pertenece a los
hidrógenos bencílicos, una señal en 7,53 ppm que tiene una multiplicidad de doble
doblete e integra para un protón pertenece al H-3 que se encuentra en el carbono
en posición orto al carbono enlazado a bromo.
La señal de doble doble doblete en 7,14 ppm (H-5) que integra para uno,
pertenece al hidrogeno aromático que se encuentra en el carbono en posición
para al carbono aromático enlazado a bromo.
37
Las señales más relevantes en el espectro de carbono (Figura 21) pertenecen al
carbono aromático que contiene el grupo metoxi de la hidroxilamina que presenta
una señal en 137,79 ppm (C-1), y el carbono metilenico que es el menos
desplazado en 74,53 ppm (C-7).
Figura 20. Espectro 1H RMN de O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3] (CDCl3)
Figura 21. Espectro APT de O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3] (CDCl3)
Este compuesto también se caracterizó por CG-EM; en su cromatograma (TIC)
presenta un tiempo de retención de 5,66 min (Anexo 8), este presenta un ion
molecular (M+) de 201 m/z y en su espectro de masas (Figura 22) se evidencian
38
los dos picos isotópicos que indican la presencia de bromo, a partir del ion
molecular obtenemos el pico base en 169 m/z tras la pérdida del fragmento [ M+-
H2NO ], y a partir del pico base podemos obtener el pico de 90 m/z con
abundancia del 25% tras la pérdida de bromo.
Figura 22. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3]
Síntesis de oximas
Para comprobar la formación de oximas y elegir el método más adecuado para la
síntesis de las mismas a partir de la condensación de una hidroxilamina sobre una
flavona o cromona, se probaron distintas metodologías (Tabla 1) para la síntesis
del compuesto 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a].
39
Método Condiciones de reacción
Porcentaje de rendimiento (%)
A (14) Py/MeOH (MW) 5
B (12, 13)
* SOCl2 0 ** Et3N seca/CHCl3 seco
(calentamiento en reflujo)
C Py seca (calentamiento baño de aceite) 54
* Formación intermediario diclorado; ** Formación Oxima Tabla 1. Metodologías empleadas en la síntesis del compuesto [10a]
Teniendo en cuenta que las metodologías propuestas en la literatura (método A y
B) no permitieron la síntesis de éteres de oxima derivados de la flavona [1a], se
emplearon las condiciones del método C para la formación de las oximas
mostradas en el esquema 16, esta metodología fue propuestas y desarrollada en
este trabajo teniendo en cuenta algunos parámetros de los métodos ya descritos.
Esquema 16
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a]: Bajo las condiciones del
método C se obtuvo el compuesto 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] como
un sólido de color amarillo con un 54% de rendimiento, el cual presento un punto
de fusión entre 57,2- 57,9 °C.
El compuesto 10a se caracterizó por RMN, en su espectro de hidrógeno (Figura
23) se observa una señal en 4,05 ppm (H-9) de multiplicidad singlete con
integración de tres que pertenece al metilo unido al oxigeno de la oxima. Una
señal en 7,08 ppm (H-3) con multiplicidad singlete que integra para uno pertenece
al metino del anillo pirona, señal que se confirma en HSQC (Anexo 9) debido a su
correlación con el carbono de desplazamiento 93,81 ppm y en HMBC (Anexo 10)
por su correlación con los carbonos cuaternarios de señales 118,37 ppm (C-4a),
132,89 ppm (C-1´) y 155,21 ppm (C-2) (Figura 24); esta última señal se confirma
por la correlación con las señales de los hidrógenos (H-2´,6´) que se encuentran
en el rango de 7,89 a 7,92 ppm en este mismo espectro.
40
Una señal de doble doblete entre 8,03-8,06 ppm (H-5) que integra para uno
pertenece al hidrogeno aromático que se encuentra en el anillo A a tres enlaces
del carbono oximico, el cual correlaciona en el espectro de HSQC con el carbono
de señal 123,01 ppm (C-5). La señal en 7,42 ppm (H-8) con multiplicidad de
doblete con integración para uno pertenece al hidrogeno aromático del anillo A, a
dos enlaces del carbono enlazado con el oxígeno del anillo C. Las señales de
7,30-7,32 ppm (H-6, H-7) pertenecen a los dos hidrógenos restantes del anillo A,
lo anterior se confirma en el espectro de COSY 1H-1H (Figura 25) donde se
observa la correlación entre los hidrógenos de las señales entre 8,03-8,06 ppm (H-
5) y 7,42 ppm (H-8) con los hidrógenos (H-7, 6) respectivamente.
En el espectro de COSY 1H-1H se observa la correlación entre las señales de
7,89-7,92 ppm (H-2´, 6´) con los hidrógenos en 7,45-7,49 (H-3´,4´,5´).
Por último el carbonos de señal 151,91 ppm (C-4) se confirman por HMBC debido
a su correlación con el hidrogeno de señal entre 8,03-8,06 ppm (H-5).
Figura 23. Espectro 1H RMN de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] (CDCl3)
41
Figura 24. Espectro APT de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] (CDCl3)
42
Figura 25. Espectro COSY 1H -1H de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] (CDCl3)
Este compuesto también se caracterizó por CG-EM, observándose en su
cromatograma (TIC) (Anexo 11) con un tiempo de retención de 15,56 min, este
presenta un ion molecular (M+) con abundancia del 72% de 251 m/z y en su
espectro de masas (Figura 26) observamos un pico con abundancia del 15% en
236 m/z que se obtiene tras la pérdida del grupo metilo tras una ruptura
homolítica, a partir de este último podemos obtener el pico base en 206 m/z tras la
pérdida del fragmento N=O..
43
Figura 26. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a]
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a]: Siguiendo los parámetros
del método C se obtuvo el compuesto 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a]
con un 70% de rendimiento como un sólido verde de punto de fusión entre 68,7-
69,6 °C.
El compuesto 9a se caracterizó por RMN observándose en su espectro de
hidrogeno (Figura 27) una señal entre 8,04-8,07 ppm con multiplicidad doble
doblete que integra para un hidrogeno que corresponde al H-5 a tres enlaces del
carbono enlazado con nitrógeno, señal que se confirma en el espectro de HMBC
(Anexo 13) donde se evidencia la correlación de esta señal con el C-4 el cual
presenta una señal en 151,92 ppm (Figura 28).
Una señal entre 7,87-7,91 ppm con multiplicidad multiplete que integra para dos
corresponde a los H-2´ y H-6´ del anillo B de la flavona señales que se corroboran
por HMBC debido a que correlacionan con el carbono C-4´ en 130,27 ppm y con
los carbonos C-3´y C-5´ en 130,46 ppm del mismo anillo y en HSQC con su
respectivo carbono en 125,77 ppm (C-2´, 6´).
44
En el espectro de COSY 1H-1H (Figura 29) se evidencia la correlación entre los
hidrógenos del mismo anillo tanto los de A como los de B, aunque algunas señales
están solapadas con las del grupo bencílico unido al grupo oximino.
La señal en 5,30 ppm (H-7´´) de multiplicidad singlete que integra para dos
corresponde a los hidrógenos bencílicos y se observa su correlación en HSQC
(Anexo 12) con una señal de 76,22 ppm correspondiente al C-7´´, esta señal de
hidrogeno es importante para determinar en HMBC el carbono cuaternario vecino
con un desplazamiento de 138,30 ppm (C-1´´), y los carbonos C-2´´ y C-6´´que
presentan un desplazamiento de 127,75 ppm por su correlación con los mismos.
Por ultimo una señal en 7,14 ppm (H-3) de multiplicidad singlete con integración
de uno corresponde al hidrogeno del anillo C, el cual presenta correlación en el
espectro de HSQC (Anexo 12) con su carbono respectivo en 94,07 ppm (C-3) y es
muy importante para determinar por medio de su correlación evidente en el
espectro de HMBC los carbonos en 118,42 ppm (C-4a), 132,88 ppm (C-1´) y
155,14 ppm (C-2).
Figura 27. Espectro 1H RMN de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] (CDCl3)
45
Figura 28. Espectro APT de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] (CDCl3)
Figura 29. Espectro COSY 1H -1H de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a]
(CDCl3)
46
Este compuesto también fue caracterizado por CG-EM y en su cromatograma
(TIC) (Anexo 14) presenta un tiempo de retención de 25,57 min, en su espectro de
masas (Figura 30) se observa su ion molecular (M+) de 327 m/z con abundancia
del 36%, partiendo del ion molecular se obtiene el pico de 236 m/z con abundancia
del 46% tras la pérdida del ion tropilio [ M+- C7H7 ] y a partir de este se obtiene el
pico base en 206 m/z tras la pérdida de monóxido de nitrógeno.
Figura 30. Espectro de masas de y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-
cromen-4-O-bencíl-oxima [9a]
Los éteres de oxima 10a y 9a fueron sintetizados en 1976 por L. M.
Meshcheryakova, L. M y colaboradores (37), estos fueron sintetizados en este
trabajo con el objetivo de optimizar y validar el método propuesto, el cual difiere a
la metodología del articulo ya mencionado, a partir de los resultados obtenidos se
realizó la síntesis de los éteres de oximas 4a y 5a con los clorhidratos de
hidroxilamina 2 y 3 (tanto las hidroxilaminas 2 y 3 como las oximas 4a y 5a no se
encuentran reportadas, corresponden a nuevos compuestos).
Inicialmente se probó la reacción con las hidroxilaminas libres y no se obtuvo
ningún producto de reacción debido a la volatilidad y a la descomposición que
sufren las mismas a altas temperaturas.
47
Partiendo de este hecho y teniendo en cuenta que en el método propuesto se
trabaja con clorhidratos de hidroxilamina, se realizó la conversión de las
hidroxilaminas O-(2-bromoalíl) hidroxilamina y O-(2-bromobencíl) hidroxilamina a
sales por medio de la reacción con ácido clorhídrico gaseoso.
Una vez formados los clorhidratos de hidroxilamina 2 y 3 se realizaron las
reacciones de formación de éteres de oxima con los compuestos 1a y 1b, como se
puedo observar en el esquema 8 el objetivo era sintetizar cuatro éteres de oxima
4a, 4b, 5a y 5b, pero al realizar la reacción de la cromona [1b] con el clorhidrato
de O-(2-bromobencíl) hidroxilamina [3] no se forma el éter de oxima 5b (Esquema
17).
Esquema 17
Esto se confirmó por RMN al no encontrarse los desplazamientos propios de este
éter de oxima, pero teniendo en cuenta lo reportado en la literatura, los
desplazamientos de los hidrógenos y carbonos en sus respectivos espectros y la
correlación de los mismos en HSQC y HMBC se concluye que el producto de
reacción corresponde a la dioxima 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-
hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (Figura 31) producto de la apertura
del anillo -pirona tras el ataque del nucleofilo sobre el carbono 2 y una segunda
adición del mismo sobre el carbono 4.
Figura 31. Producto de reacción entre 1b y 3
48
El compuesto 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-
bromobencíl) oxima fue sintetizado bajo las condiciones del método C, se obtuvo
con un 33% de rendimiento como un sólido color blanco con punto de fusión entre
(90,1-91,8°C).
Este compuesto fue caracterizado por RMN y en su espectro de hidrogeno (Figura
32) se puede observar una señal de doble doblete en la región de 3,84-4,06 ppm
que integra para dos correspondiente a los hidrógenos del carbono metileno que
se encuentra entre la dioxima (=CCH2CH=), esto se puede confirmar en el
espectro de COSY 1H-1H (Anexo 15) en donde se ve la correlación de estos con el
hidrogeno oxímico el cual se encuentra en la zona de 6,78-7,64 ppm; en el
espectro de HSQC (Anexo 16) se observa que los hidrógenos del metileno
correlacionan directamente con su carbono en 27,14 ppm, también en este
espectro se observan los metilenos bencílicos en 75,57 y 76,30 ppm los cuales
correlacionan con dos señales de singletes en 5,17 y 5,34 ppm respetivamente.
El espectro de HMBC (Anexo 17) es muy importante para determinar la estructura
de dioxima por la correlación de los hidrógenos metilenicos que se encuentran
entre 4,84-4,06 ppm con el C-1´ en 117,10 ppm, con el C-1 que se encuentra en
145,65 ppm que es el CH oxímico y con el C-3 en 156,93 ppm que pertenece al
carbono cuaternario con enlace a nitrógeno (Figura 33).
La señal de hidrogeno que se encuentra más desplazada hacia campo bajo
corresponde al hidrogeno unido a un oxígeno fenólico, la cual se puede corroborar
en el espectro de HSQC al no correlacionar con un carbono directamente, y en
HMBC por que correlaciona con la señal del C-1´ y con una señal en 157,85 ppm
que corresponde al carbono enlazado al grupo hidroxilo.
49
Figura 32. Espectro 1H RMN de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3)
50
Figura 33. Espectro APT de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3)
A partir de los resultados obtenidos con flavona [1a] y cromona [1b] se concluye
que a partir del compuesto 1a se obtienen éteres de oxima con buenos
rendimientos de reacción, por tanto se realizaron todos los ensayos con este
compuesto.
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a]: El compuesto [2-
fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima] fue sintetizado bajo las condiciones del
método C, se obtuvo con un 72% de rendimiento como un sólido cristalino color
verde con punto de fusión entre 79,3- 80,3 °C.
El compuesto 4a se caracterizó por RMN y en su espectro de protón (Figura 34)
se observa una señal entre 8,03-8,05 ppm (H-5) de multiplicidad doble doblete que
integra para un hidrógeno que corresponde al hidrogeno a tres enlaces del
carbono oximico, esto se confirma por HMBC (Anexo 19) donde se evidencia la
correlación entre este hidrogeno y el carbón de 151,96 ppm (C-4) (Figura 34).
En el espectro de COSY 1H -1H (Figura 36) se observa la correlación de las señal
entre 8,03-8,05 ppm (H-5) con un multiplete entre 7,22-7,32 ppm que integra para
dos hidrógenos (H-6, 7) pertenecientes a los hidrógenos aromáticos del mismo
anillo y que también correlacionan con una señal de doblete en 7,45 ppm (H-8)
51
correspondiente al hidrógeno de este anillo que se encuentra a tres enlaces del
oxígeno intracíclico de la pirona.
La señal entre 7,91-7,92 ppm con multiplicidad doble doblete que integra para dos
hidrógenos corresponde a los protones (H-2´, H-6´) que se encuentran en el anillo
B, esto se confirma por COSY donde se observa la correlación de esta señal con
el multiplete entre 7,47-4,49 ppm (H-3´, H-4´, H-5´) de este mismo anillo.
Señales que definen la estructura de la oxima 4a son la señal en 4,83 ppm (H-3´´)
que tiene multiplicidad de singlete e integra para dos que pertenece a los
hidrógenos alílicos, esto se confirma en el espectro de HSQC (Anexo 18) donde
se observa la correlación de este hidrogeno con el carbono en 77,45 ppm (C-3´´),
además en el espectro de HMBC se puede observar la correlación de estos
hidrógenos con el carbono vinílico enlazado a bromo el cual presenta una señal en
129,66 ppm (C-2´´) y la correlación con una señal en 117,49 ppm que pertenece al
carbono vinílico terminal (C-1´´).
Otra señal importante en el espectro de hidrógeno es la señal en 7,16 (H-3)
perteneciente al hidrogeno del anillo C el cual correlaciona en el espectro de
HSQC con el carbono de señal 93,79 ppm (C-3) y en HMBC con los carbonos
cuaternarios C-4a en 118,05 ppm, C-1´ en 132,79ppm y C-2 en 155,31 ppm.
Figura 34. Espectro 1H RMN de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a] (CDCl3)
52
Figura 35. Espectro APT de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a] (CDCl3)
Figura 36. Espectro COSY 1H -1H de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a] (CDCl3)
53
Este compuesto se caracterizado por CG-EM y en su cromatograma (TIC) (anexo
20) presenta un tiempo de retención de 22,11 min, este presenta en su espectro
de masas (figura 37) un ion molecular (M+) con abundancia del 13% de 355 m/z y
un M+1 de 357 m/z lo cual es indicativo de la presencia de bromo, partiendo del
ion molecular se obtiene el pico en 236 m/z con abundancia del 36% tras la
pérdida del fragmento [ M+- C3H4Br ] y a partir de este pico se obtiene el pico base
en 206 m/z % tras la pérdida de óxido de nitrógeno.
Figura 37. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a]
Síntesis de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a]: El compuesto
5a fue sintetizado empleando el método C, se obtuvo con un 74% de rendimiento
como un sólido cristalino de color amarillo-verdoso con punto de fusión entre 81,7-
82,9°C.
El compuesto 5a se caracterizó por RMN, en su espectro de hidrógeno (Figura 38)
se observa una señal en 5,37 ppm (H-7´´) con multiplicidad singlete que integra
para dos que corresponde a los hidrógeno bencílicos, esto se confirma en HSQC
54
(Anexo 18) por la correlación de este hidrogeno con el carbono en 75,39 ppm (C-
7´´).
La señal de hidrogeno del anillo pirona (H-3) se encuentra solapada entre las
señales de los hidrógenos aromáticos que se encuentran entre 7,16-7,36 ppm
pero se puede evidenciar la presencia de este hidrogeno por la correlación que
tiene (Anexo 21) en HSQC con la señal de 94,00 ppm (C-3) y en HMBC con el C-
4a en 118,30 ppm que corresponde al carbono cuaternario vecino al carbono con
enlace a nitrógeno y con las señales de los carbonos C-1´ y C-2 en 132,89 ppm y
155,38 ppm respectivamente.
Las señales de los hidrógenos aromáticos del anillo A de la oxima se puede
observar en desplazamientos similares a los de la oxima (2-fenil-4H-cromen-4-O-
metil-oxima) [10a] y se evidencia la correlación entre ellos en el espectro de COSY 1H -1H (Figura 40), aunque se presenta cierto solapamiento de algunas señales
por la presencia de otro anillo aromático se logra observar el H-5 entre 8,02-8,05
ppm que se confirma por su correlación en el espectro de HSQC con el C-5 con
desplazamiento de 123,24 ppm y en el espectro de HMBC con el C-4 en 151,91
ppm.
Las señales entre 7,91-7,92 ppm (H-2´, H-6´) se observan como un doble doblete
que integra para dos de los hidrógenos que se encuentran en el anillo B y que
correlacionan en el espectro de COSY 1H -1H con las señales que se encuentran
entre 7,45 y 7,54 ppm (H-3´, H-4´, H-5´).
Por último se confirman los carbonos para cada una de las señales de hidrogeno
por HSQC y los carbonos cuaternarios por HMBC (Anexo 22) en donde se
encontró como señal más relevante la del carbono con enlace a bromo en 137,94
ppm (C-2´´) por su respectiva correlación con el H-7´´ con desplazamiento de 5,37
ppm.
55
Figura 38. Espectro 1H RMN de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a] (CDCl3)
56
Figura 39. Espectro APT de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a] (CDCl3)
Figura 40. Espectro COSY 1H -1H de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a] (CDCl3)
57
Este compuesto también fue caracterizado por CG-EM y en su cromatograma
(TIC) (Anexo 23) presenta un tiempo de retención de 29,54min, en su espectro de
masas (Figura 41) presenta un ion molecular (M+) de 405 m/z con abundancia del
12% y se evidencian los dos picos isotópicos del bromo, partiendo del ion
molecular se obtiene el pico de 236 m/z con abundancia del 52% tras la pérdida
del fragmento [M+-C7H6Br] y a partir de este se obtiene el pico base en 206 m/z
tras la pérdida de óxido de nitrógeno.
Figura 41. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima) [5a]
Experimentos vía radicales libres
En estos experimentos en cadena vía radicales libres, se esperaría la ruptura
homolítica del enlace C-Br de los éteres de oxima 4a y 5a para la generación de
un radical centrado en carbono de tipo vinílico o arílico respectivamente; el cual se
adicionaría intramolecularmente al doble enlace carbono-carbono del núcleo
pirona para la posible formación de los heterociclos 6a y 8a y de un nuevo radical
que finalmente sería reducido por la adición de un protón del transferidor o por la
regeneración del doble enlace carbono-carbono.
Para los ensayos de ciclación se empleó la oxima 4a debido a que esta genera un
radical centrado en un carbono vinílico y este tipo de radicales es mucho más
58
reactivo y podría facilitar la formación de un nuevo ciclo, otro factor por el que se
trabajó con esta oxima es porque teóricamente generaría un ciclo de 6 miembros a
comparación de la oxima 5a la cual generaría un anillo de 7 miembros siendo más
lenta su formación debido a que las velocidad de reacción de formación de
heterociclos disminuye al aumentar el número de miembros dentro del mismo (40),
(52).
Partiendo de lo anterior, se probaron distintas condiciones (Tabla 2) para la
iniciación de una reacción vía radicales libres:
Ensayo
Solvente
Iniciador
Propagador
Porcentaje Rendimiento
6a (%)
Porcentaje Rendimiento
7a (%)*
1
C6H12
AIBN
TTMSS
0 64
TBTH 0 19
2
CH2Cl2
Et3B TTMSS 0 34
C6H12
TBTH 0 11
*Porcentajes de rendimiento calculados por CG-EM Tabla 2. Experimentos de evaluación de ciclación del compuesto [4a]
El éter de oxima 4a fue sometido a las condiciones expuestas en la tabla 2. Cada
reacción fue monitorea por CG-EM y se observó la formación mayoritaria del
producto reducido 7a al emplear AIBN y TTMSS, y no se evidenció la formación
del producto cíclico 6a (Esquema 18), resultado atribuido a la rigidez del doble
enlace carbono-nitrógeno que posiblemente impide la ciclación y por ende
favorece la reducción.
59
Esquema 18
El producto reducido 7a se observa en el cromatograma que se muestra en la
figura 42 con un tiempo de retención de 17,8 min.
Figura 42. Cromatograma de la mezcla de reacción obtenida bajo las condiciones del ensayo AIBN-TTMSS
Tras los resultados obtenidos en los distintos ensayos, se puede concluir que al
emplear como iniciador AIBN y como propagador TTMSS, se garantiza la
formación del reducido en proporción 2:1 con respecto al material de partida 4a
que se observa con un tiempo de retención de 22,0 min. El material de partida no
se consume por completo en ninguno de los ensayos realizados.
60
El compuesto 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] se obtuvo como un líquido
amarillo con un 32% de rendimiento de producto aislado, se caracterizó por RMN y
las señales más relevantes en su espectro de hidrógeno (Figura 43) son aquellas
que se encuentran hacia campo alto, en dicho espectro se observa una señal
entre 4,74-4,83 ppm con multiplicidad doble triplete que integra para dos la cual
corresponde a los hidrógenos alílicos, dos multipletes entre 5,26-5,43 ppm con
integración para dos y 6,08-6,23 ppm que integra para un hidrogeno corresponden
respectivamente a los hidrógenos vinílicos terminales y al hidrogeno vinílico
producto de la reducción del enlace C-Br, estas señales correlacionan en el
espectro de HSQC (Anexo 24) con los carbonos de desplazamiento 75,13 ppm (C-
3´´), 117,35 ppm (C-1´´) Y 134,77 (C-2´´) respectivamente y en el espectro de
COSY 1H-1H (Figura 45) se evidencia la correlación entre estos hidrógenos.
En cuanto a los desplazamiento de los hidrógenos y carbonos (Figura 44) los
podemos encontrar en rangos cercanos a los de la oxima 4a, pero podemos
destacar el H-3 que se encuentra en 7,12 ppm el cual nos permite por su
correlación en el espectro de HMBC (Anexo 25) identificar los carbonos
cuaternarios en 118,45 ppm (C-4a), 132,95 ppm (C-1´) y 155,11 ppm (C-2).
Figura 43. Espectro 1H RMN de reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] (CDCl3)
61
Figura 44. Espectro APT de reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] (CDCl3)
Figura 45. Espectro COSY 1H -1H de reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] (CDCl3)
62
El compuesto 7a también se caracterizó por CG-EM, este presenta en su espectro
de masas (Figura 46) un ion molecular (M+) de 277 m/z con 29% de abundancia,
partiendo del ion molecular se obtiene el pico de 236 m/z con abundancia del 29%
tras la pérdida del fragmento [M+-C3H4Br] y a partir de este se obtiene el pico base
en 206 m/z tras la pérdida de óxido de nitrógeno.
Figura 46. Espectro de masas y fragmentaciones propuestas de 2-fenil-4H-cromen-4-o-alíl oxima [7a]
Al emplear como iniciador AIBN y como propagador TTMSS se obtuvo el reducido
2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] a partir del éter de oxima 2-fenil-4H-
cromen-4-(O-(2-bromobencíl) oxima [5a] con un 33% de rendimiento como un
sólido color verde con punto de fusión entre (68,7- 69,6 °C), este se caracterizó
por RMN y en su espectro de protón (Figura 47) se puede observar que
nuevamente las señales entre 7,21-7,51 ppm se solapan, en la zona de 7,59-7,61
ppm se desaparece la señal de doblete que era una señal característica del
precursor que correspondía al hidrogeno a dos enlaces del carbono unido a bromo
lo cual es un indicativo de la reducción de dicho enlace. Los demás
desplazamientos tanto de hidrogeno como de carbono se encuentran en los
63
mismos rangos del compuesto 9a sintetizado a partir de la flavona y el clorhidrato
de O-bencíl hidroxilamina, de igual forma en su espectro de masas (Anexo 26)
podemos observar su ion molecular en 327 m/z y el mismo patrón de
fragmentaciones característico de estas oximas.
Figura 47. Espectro 1H RMN reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a]
64
9. CONCLUSIONES
Se evaluaron distintas metodologías para la síntesis de éteres de oxima de
flavonoides y cromonas, para lo cual se obtuvieron los clorhidratos de
hidroxilamina O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] y O-(2-bromobencíl) hidroxilamina
[3] con un 87 % y 78 % de rendimiento respectivamente siguiendo el protocolo de
la síntesis de Gabriel.
Para la síntesis de éteres de oxima se evaluaron diversas metodologías, siendo la
más conveniente la realizada en calentamiento en un baño de aceite a 140°C
empleando como base piridina seca que permitió sintetizar las oximas 2-fenil-4H-
cromen-4-O-metil-oxima [10a], 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencil-oxima [9a], 2-fenil-
4H-cromen-4-(O-(2-bromoalil)-oxima) [4a] y 2-fenil-4H-cromen-4-(O-(2-
bromobencil) oxima) [5a] con rendimientos del 54 %, 70%, 72% y 74%
respectivamente.
La metodología desarrollada en este trabajo permite la síntesis de éteres de oxima
derivados de flavonoides con rendimientos de reacción superiores a los reportados
y con tiempos cortos de reacción.
Las hidroxilaminas 2 y 3 y los éteres de oxima 4a y 5a no se encuentran
reportadas en la literatura, siendo estos nuevos compuestos sintetizados con altos
rendimientos de reacción y fueron completamente caracterizados.
Se determinó a partir de los ensayos realizados que la reacción de la hidroxilamina
3 con la cromona [1b] no genera el éter de oxima esperado 5b, pero genera la
dioxima 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl)
oxima la cual se obtuvo con un 33% de rendimiento, pero teniendo en cuenta que
este compuesto es producto de la apertura del anillo -pirona se descartó a la
cromona como precursor para la síntesis de oximas en este trabajo.
Se evaluó la formación de anillos heterocíclicos nitrogenados mediante reacciones
de ciclación 6-exo y 7-exo vía radicales libres en cadena a partir de los éteres de
oxima 4a y 5a, concluyendo que no se da la formación de los productos ciclados
bajo ninguna de las condiciones ensayadas, pero si se obtuvieron los producto
reducidos 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] con un 32% de rendimiento y 2-
fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima (reducido [9a]) con un 33% de rendimiento, al
emplear como iniciador AIBN y como propagador TTMSS.
65
Todos los compuestos sintetizados fueron identificados y caracterizados por
técnicas como RMN 1H y carbono APT y de experimentos bidimensionales como
COSY 1H-1H, HSQC y HMBC, también por espectrometría de masas (EM).
66
10. RECOMENDACIONES
Se recomienda realizar una reducción del doble enlace carbono-nitrógeno de las
oximas sintetizadas para la posterior evaluación de la ciclación vía radicales libres,
esto con el fin de establecer si este doble enlace impide la ciclación.
También se propone evaluar la actividad biológica de los éteres de oxima
sintetizados ya que como se mencionó anteriormente este tipo de compuestos son
biológicamente activos.
67
11. REFERECIAS BIBLIOGRÁFICAS
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70
12. ANEXOS
Anexo 1. Espectro COSY 1H -1H de 2-(2-bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona (CDCl3)
71
Anexo 2. Cromatograma de 2-(2-bromobencíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona
Anexo 3 Espectro COSY 1H -1H de 2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona (CDCl3)
72
Anexo 4. Cromatograma de 2-((2-bromoalíl) oxi)-isoindolina-1,3-diona
Anexo 5 Espectro HSQC de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3)
73
Anexo 6 Espectro HMBC de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2] (CDCl3)
Anexo 7. Cromatograma de O-(2-bromoalíl) hidroxilamina [2]
74
Anexo 8. Cromatograma de O-(2-bromobencíl) oxima [3]
75
Anexo 9. Espectro HSQC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil oxima [10a] (CDCl3)
Anexo 10. Espectro HMBC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a] (CDCl3)
76
Anexo 11. Cromatograma de 2-fenil-4H-cromen-4-O-metil-oxima [10a]
Anexo 12. Espectro HSQC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl oxima [9a] (CDCl3)
77
Anexo 13. Espectro HMBC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencíl-oxima [9a] (CDCl3)
Anexo 14. Cromatograma 2-fenil-4H-cromen-4-O-bencil-oxima [9a]
78
Anexo 15. COSY 1H -1H de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3)
Anexo 16. Espectro HSQC de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3)
79
Anexo 17. Espectro HMBC de 3-(((2-bromobencíl)oxi)imino)-3-(2-hidroxifenil)propanal O-(2-bromobencíl) oxima (CDCl3)
Anexo 18. Espectro HSQC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl) oxima [4a] (CDCl3)
80
Anexo 19. Espectro HMBC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a]
(CDCl3)
Anexo 20. Cromatograma de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromoalíl)-oxima [4a]
81
Anexo 21. Espectro HSQC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromobencil) oxima [5a] (CDCl3)
Anexo 22. Espectro HMBC de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromobencil) oxima [5a] (CDCl3)
82
Anexo 23. Cromatograma de 2-fenil-4H-cromen-4-O-(2-bromobencÍl) oxima [5a]
Anexo 24. Espectro HSQC reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] (CDCl3)
83
Anexo 25. Espectro HMBC reducido 2-fenil-4H-cromen-4-O-alíl oxima [7a] (CDCl3)
Anexo 26. Espectro de masas de reducido (2-fenil-4H-cromen-4-O-bencil-oxima [9a])