biologÍa celular y molecular capítulo 5....

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. BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR Capítulo 5. Respiración aeróbica y la mitocondria BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR Capítulo 1. Introducción al estudio de la biología celular y molecular

Respiración aeróbica y la mitocondria

Capítulo 5

5.1 Estructura y función de la mitocondria 5.2 Metabolismo oxidativo en la mitocondria 5.3 Función de la mitocondria en la formación de ATP 5.4 Translocación de protones y establecimiento de

la fuerza protón-motriz 5.5 Mecanismos para la formación de ATP 5.6 Peroxisomas PERSPECTIVA HUMANA: Función de los metabolismos anaeróbico y

aeróbico durante el ejercicio Enfermedades provocadas por el

funcionamiento anormal de mitocondrias o peroxisomas

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. BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR Capítulo 5. Respiración aeróbica y la mitocondria

Figura 5.1 Mitocondrias. (a) Fibroblasto vivo visto con un microscopio de contraste de fases. Las mitocondrias se ven como cuerpos oscuros alargados. (b) Micrografía electrónica de transmisión de un corte delgado de una mitocondria, que revela la estructura interna del organelo, en particular las crestas de la membrana interna. (c) Localización de mitocondrias en la pieza central de un espermatozoide que rodea la porción proximal del flagelo. (a: Cortesía de Norman K. Wessels, Stanford University; b: K. R. Porter/ Photo Researchers, Inc; c: Don W. Fawcett/Photo Researchers, Inc.)

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Figura 5.2 Fusión y fisión mitocondriales. La naturaleza dinámica de estos organelos queda capturada en los cuadros de esta película, que muestra una parte de un fibroblasto de ratón cuyas mitocondrias están marcadas con una proteína fluorescente. En los primeros tres cuadros, dos pares de mitocondrias (que se colorearon en forma artificial) se unen por los extremos y en seguida se fusionan. En los últimos tres cuadros, el producto de la fusión inferior experimenta fisión y las mitocondrias hijas se separan. (b) Modelo tridimensional, basado en imágenes de tomografía por microscopia electrónica (EM, electron microscopy), de los contactos que se forman entre el ER (verde) y las mitocondrias (violeta) en una célula de levadura (sección 18.2). Se observa que los túbulos del ER “rodean” partes de la red mitocondrial de la levadura, y con ello marcan los sitios de fisión futura. En células de mamíferos acaecen hechos similares. La barra equivale a 200 nm. (c) En el modelo que se muestra, el contacto con los túbulos del ER desencadena el proceso de constricción mitocondrial (fase 1). Más adelante la fisión la realizan proteínas (p. ej., Drp1 en mamíferos) que se ensamblan hasta formar hélices alrededor de la superficie exterior de la mitocondria (fase 2). Drp1 es un miembro de la familia de dinamina de proteínas que se unen a GTP, que participan en la división de estructuras membranosas (figura 8.41). La unión a GTP y la hidrólisis originan cambios de conformación en las hélices de Drp1 que logran la constricción total de la mitocondria y la separan en dos organelos de menor tamaño (fase 3). (a: con autorización de David C. Chan, Cell 125:1242, 2006; © 2006, y de Elsevier; b: con autorización de M. West y Jonathan R. Friedman, et al., Science 334:359, 2011, y de AAAS.)

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Figura 5.3 Estructura de una mitocondria. (a) Micrografía electrónica de una mitocondria macerada que muestra la matriz interna rodeada por pliegues de la membrana interna. (b) Reconstrucción tridimensional de una mitocondria con base en una serie de micrografías, tomadas con un microscopio electrónico de alto voltaje, de un solo corte grueso de tejido adiposo pardo que se rotó en varios ángulos. Los instrumentos de alto voltaje aceleran los electrones hasta velocidades que les permiten penetrar cortes de tejido más gruesos (de hasta 15 μm). Esta técnica sugiere que las crestas se encuentran como hojas aplanadas (láminas) que se comunican con el espacio intermembrana mediante aberturas tubulares estrechas, en lugar de conductos “amplios”, como suele mostrarse. En esta reconstrucción, la membrana mitocondrial interna se muestra en azul en las regiones periféricas y en amarillo cuando penetra en la matriz para formar las crestas. (a: tomada de K. Tanaka y T. Naguro, Int. Rev. Cytol. 68:111, 1980; B: Tomada de Guy A. Perkins, y Terrence G. Frey.)

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Figura 5.3 Estructura de una mitocondria. (Continuación) (c) Diagramas esquemáticos que ilustran la estructura interna tridimensional (arriba) y un corte delgado (abajo) de una mitocondria de tejido cardiaco bovino.

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Figura 5.4 Porinas. Las bacterias gramnegativas poseen una membrana externa que contiene lípidos en su exterior como parte de su pared celular. Esta membrana exterior tiene proteínas, llamadas porinas, que consisten en barriles de láminas _ que forman una abertura a través de la cual pueden penetrar moléculas de tamaño moderado. Esta imagen muestra la proteína OmpW incrustada en la membrana externa de E. coli. La porina contiene un pequeño compuesto hidrófobo dentro de su conducto central. También se encuentran diversas porinas con conductos de diferentes tamaños y selectividades en la membrana mitocondrial externa en las células eucariotas. (Tomada de Heedeok Hong et al., J. Biol. Chem. 281, portada de #11, 2006; the American Society for Biochemistry and Molecular Biology; por cortesía de Bert Van Den Berg.)

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Figura 5.5 Vision general del metabolismo de los carbohidratos en las celulas eucariotas. Las reacciones de la glucólisis generan piruvato y NADH en el citosol. En ausencia de oxígeno, el piruvato se reduce por acción del NADH hasta lactato (u otro producto de la fermentación, como etanol en las levaduras; véase la figura 3.29 para obtener los detalles). El NAD + formado en esta reacción se reutiliza en la continuación de la glucólisis. En presencia de oxígeno, el piruvato se mueve hacia la matriz (algo que facilita un transportador de membrana), donde se descarboxila y se une a la coenzima A (CoA), una reacción que genera NADH. El NADH producido durante la glucólisis dona sus electrones de alta energía a un compuesto que cruza la membrana mitocondrial interna (como se muestra en la figura 5.9). La acetil-CoA pasa por el ciclo del TCA (como se muestra en la figura 5.7), con lo cual se generan NADH y FADH2. Los electrones de estas moléculas pasan por la cadena de transporte de electrones, que está formada por portadores incrustados en la membrana mitocondrial interna, hasta llegar al oxígeno molecular (O2). La energía liberada durante el transporte de electrones se usa en la formación de ATP mediante un proceso que se describe con detalle más adelante en este capítulo. Si toda la energía del transporte de electrones se usara en la formación de ATP, podrían generarse cerca de 36 moléculas de ATP a partir de una sola molécula de glucosa.

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Figura 5.6 Esquema de la glucolisis en el que se muestran algunos de los pasos clave. Estos incluyen dos reacciones en las que se transfieren grupos fosfato de ATP al azúcar de seis carbonos para producir fructosa 1,6-bisfosfato (pasos 1, 3); la oxidación y la fosforilación del gliceraldehído 3-fosfato generan 1,3-bisfosfoglicerato y NADH (paso 6); y la transferencia de grupos fosfato de los sustratos fosforilados de tres carbonos al ADP produce ATP mediante la fosforilación del sustrato (pasos 7 y 10). Hay que recordar que se forman dos moléculas de gliceraldehído 3-fosfato por cada glucosa, por lo que las reacciones seis a 10 que se muestran aquí ocurren dos veces por cada molécula de glucosa oxidada.

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Figura 5.7 El ciclo del acido tricarboxilico (TCA) también se llama ciclo de Krebs, en honor del científico que lo formuló, o bien ciclo del ácido cítrico por el primer compuesto que se forma en él. Comienza con la condensación de oxaloacetato (OAA) y acetil-CoA (reacción 12). Los carbonos de estos dos compuestos están marcados con números o letras. Los dos carbonos que se pierden durante el paso por el ciclo provienen del oxaloacetato. También se incluyen las energías libres estándar (en kcal/mol) y los nombres de las enzimas. Se retiran cinco pares de electrones de las moléculas de sustrato por acción de la piruvato deshidrogenasa y las enzimas del ciclo del TCA. Estos electrones de alta energía se transfieren al NAD + o al FAD y luego recorren la cadena de transporte de electrones para usarse en la producción de ATP. Las reacciones que se muestran aquí comienzan con el número 11 porque la vía continúa a partir de la última reacción de la glucólisis (número 10 de la figura 5.6).

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Figura 5.8 Las vías catabólicas generan compuestos que ingresan al ciclo del TCA. (a) Oxidación de ácidos grasos. El primer paso en la oxidación de un ácido graso es su activación mediante la unión al grupo tiol (—SH) de la coenzima A, lo cual ocurre después que el grupo acilo graso se transporta a través de la membrana mitocondrial interna unido a una proteína portadora (no se muestra). En la mitocondria, la molécula grasa de acil-CoA se somete a degradación por pasos en los que se retira acetil-CoA (mostrada en azul) de la cadena de ácido graso con cada vuelta del ciclo. Además de la molécula de acetil- CoA que alimenta el ciclo del TCA, cada ronda del ácido graso en el ciclo produce un NADH y un FADH2. Al examinar esta serie de reacciones, resulta aparente por qué las grasas son una reserva tan rica de energía química. (b) Ingreso de aminoácidos al ciclo del TCA.

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Figura 5.9 Lanzadera de fosfato de glicerol. En esta lanzadera, los electrones se transfieren del NADH al fosfato de dihidroxiacetona (DHAP) para formar glicerol 3-fosfato, que los lanza al interior de la mitocondria. Después, estos electrones reducen el FAD en la membrana mitocondrial interna, con lo que se forma FADH2, que puede transferir los electrones a un portador de la cadena de transporte de electrones.

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Figura 5.10 Resumen del proceso de la fosforilación oxidativa. En el primer paso, sustratos como el isocitrato y el succinato se oxidan (fig. 5.7) y los electrones se transfieren a las coenzimas NAD + o FAD para formar NADH o FADH2. Después, estos electrones de alta energía se transfieren mediante una serie de transportadores de electrones de la cadena respiratoria. La energía liberada se usa para trasladar protones de la matriz hacia el espacio intermembrana, con lo que se establece un gradiente electroquímico de protones a través de la membrana mitocondrial interna. En el paso 2 los protones se mueven a favor del gradiente electroquímico a través de un complejo sintetizador de ATP. La energía almacenada en el gradiente se usa para sintetizar ATP. Estos dos pasos esenciales de la fosforilación oxidativa forman la base del mecanismo quimiosmótico propuesto por Peter Mitchell en 1961.

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Perspectiva Humana Figura 1 El musculo esqueletico contiene una combinación de fibras de sacudida rápida (o de tipo II) (teñidas de color oscuro) y fibras de sacudida lenta (o de tipo I) (teñidas de color claro). (Cortesía de Duncan Macdougall.)

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Figura 5.11 Medición del potencial de oxidación-reducción (redox) estandar. La media celda de muestra contiene los miembros oxidado y reducido de la pareja, ambos en concentraciones de 1 M. La media celda de referencia contiene una solución 1 M de H+ que está en equilibrio con el gas hidrógeno a 1 atm de presión. Se forma un circuito eléctrico mediante la conexión de las medías celdas con un voltímetro y un puente de sal. Si los electrones fluyen con preferencia de la celda de muestra hacia la de referencia, el potencial redox estándar (E0) de la pareja de muestra es negativo; si el flujo de electrones toma el sentido contrario, el potencial redox estándar de la pareja de muestra será positivo. El puente de sal, consistente en solución saturada de KCl, suministra un trayecto para que los iones contrarios se muevan entre las medias celdas y se mantenga la neutralidad eléctrica en los dos compartimientos.

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Figura 5.12 Estructuras de las formas oxidada y reducida de tres tipos de portadores de electrones. (a) FMN y deshidrogenasa de NADH; (b) grupo hemo del citocromo c, y (c) ubiquinona (coenzima Q). Los grupos hemo de los diversos citocromos de la cadena transportadora de electrones difieren por sustituciones en los anillos de porfirina (indicadas por la sombra azul) y por el tipo de enlace con la proteína. Los citocromos pueden aceptar sólo un electrón, mientras que el FMN y las quinonas pueden aceptar dos electrones y dos protones en reacciones sucesivas, como se muestra. El FAD difiere del FMN porque tiene un grupo adenosina unido al fosfato.

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Figura 5.13 Centros de hierro-azufre. Estructuras de dos centros de hierro-azufre: (a) [2Fe-2S] y (b) [4Fe-4S]. Ambos se unen a proteínas mediante enlaces con un átomo de azufre (mostrado en naranja) de un residuo de cisteína. Los iones sulfuro inorgánicos (S 2-) aparecen en amarillo. Ambos centros aceptan un solo electrón, cuya carga se distribuye entre los diversos átomos de hierro (cys ═ cisteína).

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Figura 5.14 Disposición de varios portadores en la cadena transportadora de electrones. El diagrama ilustra el potencial redox aproximado de los portadores y el declive de la energía libre cuando los pares de electrones se mueven a lo largo de la cadena respiratoria hasta el oxígeno molecular. Los numerosos centros de hierro-azufre no están indicados en esta figura para conservar su disposición esquemática. Como se explica en la sección siguiente, cada una de las tres transferencias de electrones marcadas por flechas rojas aporta la energía suficiente para mover protones a través de la membrana mitocondrial interna, lo que a su vez proporciona la energía necesaria para generar ATP a partir de ADP. (Tomada de A. L. Lehninger, Biochemistry, 2nd ed. 1975.)

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Figura 5.15 Uso experimental de inhibidores para determinar la secuencia de los portadores de la cadena transportadora de electrones. En esta analogía hidráulica, el tratamiento de las mitocondrias con el inhibidor rotenona deja a los portadores corriente arriba (NADH) del punto de inhibición en estado reducido total y a los portadores corriente abajo (O2) en estado oxidado completo. La comparación de los efectos de varios inhibidores reveló el orden de los portadores en la cadena. (Tomada de A. L. Lehninger, Biochemistry, 2nd ed. 1975.)

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Figura 5.16 Trayecto de tuneles de electrones para el complejo citocromo c-peroxidasa de citocromo c de la levadura. El grupo hemo del citocromo c aparece en color azul y el de la percitocromo oxidasa c (que no es un portador en la cadena mitocondrial de transporte de electrones, sino que proporciona un receptor análogo de electrones del cual se conoce la estructura cristalina de alta resolución) en color rojo. Existen varios trayectos definidos (en color amarillo) para el movimiento de electrones de un grupo hemo a otro. Cada uno de ellos transporta electrones a través de varios residuos de aminoácidos situados entre los grupos hemo. (Cabe señalar que se han propuesto otros mecanismos de transferencia de electrones.) (De Jeffrey J. Regan y J. N. Onuqhic, tomada de David N. Beratan et al; reimpresa con Autorización de Science 258:1741, 1992. © 1992, American Association for the Advancement of Science.)

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Figura 5.17 Cadena transportadora de electrones de la membrana mitocondrial interna. (a) La cadena respiratoria consiste en cuatro complejos de portadores de electrones y dos acarreadores más (ubiquinona y citocromo c) que se disponen de manera independiente. Los electrones entran a la cadena a partir de NADH (mediante el complejo I) o FADH2 (una parte del complejo II). Los electrones pasan del complejo I o del II a la ubiquinona (UQ), la cual existe como una reserva dentro de la bicapa de lípidos. Luego, los electrones pasan de la ubiquinona reducida (ubiquinol) al complejo III y después al citocromo c periférico, que al parecer es móvil. Los electrones se transfieren de éste al complejo IV (citocromo oxidasa) y después al O2 para formar H2O. Se indican los sitios de translocación de protones de la matriz al lado citosólico. El número preciso de protones translocados a cada sitio aún es motivo de controversia; el número indicado es un consenso general. Hay que tener presente que las cantidades de protones que se muestran son las generadas por cada par de electrones transportados, suficientes para reducir sólo la mitad de una molécula de O2. (La translocación de protones por el complejo III ocurre mediante un ciclo Q, cuyos detalles se exponen en la figura 4 de la sección “Vía experimental” que aparece en internet. El ciclo Q puede dividirse en dos pasos, cada uno de los cuales conduce a la liberación de dos protones hacia el lado citosólico.)

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Figura 5.17 Cadena transportadora de electrones de la membrana mitocondrial interna. (Continuación) (b) Estructura de los componentes proteínicos de la cadena transportadora de electrones (de las versiones mitocondrial o bacteriana). La estructura de una versión bacteriana del complejo I se incluye en la figura 5.19a. La porción embebida en la membrana del complejo I de E. coli incluye 55 hélices. (b: tomada de Brian E. Schultz y Sunney I. Chan, reimpresa con autorización de An Rev Biop Biomol Struc, vol. 30. © 2001, Annual Reviews, Inc.)

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Figura 5.18 Demostración experimental de que la oxidasa de citocromo es una bomba de protones. Cuando la citocromo oxidasa purificada se incorpora en la bicapa artificial de un liposoma, el medio se acidifica después de la adición de citocromo c reducido. Esto indica que cuando los electrones se transfieren del citocromo c a la citocromo oxidasa y el O2 se reduce hasta agua, los protones se trasladan del interior de la vesícula al medio externo. Mårten Wikström y sus colegas realizaron este experimento por primera vez en el decenio de 1960. (Imagen reimpresa con autorización de M. I. Verkhovsky, et al. Nature 400:481, 1999. © 1999, Macmillan Magazines Limited.)

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Figura 5.19 Estructura y mecanismo de acción propuesto del complejo I de la cadena respiratoria. (a) Estructura cristalina de una forma bacteriana del complejo I. Se identifican el dominio periférico hidrófilo y el dominio hidrófobo intramembranoso. Se indican los portadores de electrones dentro del componente periférico, en particular el FMN (esfera magenta); los siete centros de Fe-S (esferas rojas) y el sitio de unión a quinona (Q). Se advierte en sentido paralelo al plano de la membrana, la hélice HL del dominio membranoso que, según se ha planteado, actúa como una varilla o un pistón de conexión.

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Figura 5.19 Estructura y mecanismo de acción propuesto del complejo I de la cadena respiratoria. (Continuación) (b) Mecanismo propuesto por el cual la transferencia electrónica en el componente hidrófilo periférico se acompaña de cambios de conformación hasta la translocación de protones a través del dominio de la membrana. La reducción de la ubiquinona en el sitio Q origina un desplazamiento de la hélice HL hacia la derecha (indicado por la flecha superior negra en la versión reducida) que origina cambios de conformación en las hélices transmembrana y ello ocasiona el desplazamiento de protones a través de la membrana. Se señalan con círculos los residuos cargados que son cruciales en la subunidades del dominio de la membrana. Los círculos rojos representan residuos no protonados de ácido glutámico y los círculos azules residuos protonados de glicina. Las formas protonadas y no protonadas de los residuos se indican como círculos vacíos, respectivamente. El desplazamiento de protones entre los residuos en cuestión, impulsado por cambios de conformación en las hélices transmembrana, sienta las bases de la translocación de protones (Con autorización de Rouslan G. Efremov and Leonid A. Sanazov, Nature 476;414, 2011; reimpresa con autorización de Macmillan Publishers Limited.)

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Figura 5.20 Resumen de la actividad de la oxidasa de citocromo. Modelo que muestra el flujo de electrones por los cuatro centros redox de la oxidasa de citocromo. Los átomos de hierro y los de cobre se muestran como esferas rojas y amarillas, en dicho orden. Se cree que los electrones pasan uno a la vez del citocromo c al centro dimérico de cobre (CuA), luego al grupo hemo del citocromo a, después al centro redox binuclear formado por un segundo átomo de hierro (del grupo hemo del citocromo a3) y un ion cobre (CuB). Se indican las estructuras y las orientaciones sugeridas de los centros redox. (Tomada de M. Wikstrom, et al., Biochim Biophys Acta 1459:515, 2000, con permiso de Elsevier.)

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Figura 5.21 Visualización de la fuerza protón-motriz. Micrografía fluorescente de una célula cultivada teñida con el compuesto fluorescente catiónico rodamina. Cuando la célula está activa, el voltaje generado a través de la membrana interna (interior negativo) da lugar a la acumulación del marcador catiónico dentro de las mitocondrias, lo que hace que estos organelos emitan fluorescencia. (Tomada de L. V. Johnson, et al., J. Cell Biol. 88:528, 1981, fig. 7; © 1981, Rockefeller University Press; contribución fotográfica de Lan Bo Chen.)

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Figura 5.22 Maquinaria para la síntesis de ATP. Micrografía electrónica de una pequeña porción de una mitocondria de corazón bovino secada al aire y con tinción negativa. En las magnificaciones cercanas a medio millón se ven partículas esféricas (flecha) unidas mediante un tallo delgado a la superficie interna de las membranas de las crestas. (Tomada de Humberto Fernandez-Moran, et al. J Cell Biol 22:73, 1964; Rockefeller University Press.)

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Figura 5.23 Experimento para impulsar la formación de ATP en las vesículas de membrana reconstituidas con la ATPasa de Na+ K+. Al hacer que estas vesículas tengan concentraciones internas muy altas de K+ y externas muy elevadas de Na+, se favorece que la reacción funcione en sentido contrario al que ocurre en condiciones normales en la membrana plasmática. En el proceso se forma ATP a partir de ADP y Pi. El tamaño de las letras indica la dirección de los gradientes de concentración.

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Figura 5.24 Estructura de la ATP sintasa bacteriana. (a) Representación esquemática de la ATP sintasa bacteriana. La enzima consiste en dos porciones principales llamadas F1 y F0. La cabeza F1 posee cinco subunidades diferentes en proporciones de 3α:3β:1δ:1γ:1ε. Las subunidades α y β se organizan en un círculo para formar la cabeza esférica de la partícula; la subunidad γ discurre por el centro de la sintasa de ATP, desde la punta de F1 hasta F0 para formar el tallo central; la subunidad ε ayuda a unir la subunidad γ con la base F0. La base F0, que está incrustada en la membrana, tiene tres subunidades diferentes con una proporción aparente 1a:2b:10c. Como se explica más adelante: se piensa que las subunidades c forman un anillo giratorio dentro de la membrana; las subunidades b pares de la base F0 y la subunidad δ de la cabeza F1 forman un tallo periférico que sujeta las subunidades α/β en una posición fija y la subunidad a contiene el conducto de protones que permite que éstos crucen la membrana. La enzima de los mamíferos incluye de siete a nueve pequeñas subunidades más cuyas funciones aún se desconocen.

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Figura 5.24 Estructura de la ATP sintasa bacteriana. (Continúa) (b) Estructura tridimensional de la ATP sintasa bacteriana. Esta imagen está compuesta por varias estructuras parciales de la enzima de diversos organismos. (B: tomada de Wolfgang Junge y Nathan Nelson, reimpresa con autorización de Science 308:643, 2005. Copyright 2005, American Association for the Advancement of Science.)

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Figura 5.25 Visualización del anillo c oligomerico de la ATP sintasa de un cloroplasto. Microscopia de fuerza atómica de un “campo” de anillos c aislados de sintasas de ATP de cloroplastos, reconstituidos como estructuras bidimensionales dentro de sendas bicapas lipídicas artificiales. Existen anillos de dos diámetros diferentes en el campo, tal vez porque los oligómeros se encuentran en las dos orientaciones posibles dentro de la “membrana artificial” (recuadro). La vista de mayor resolución de uno de los anillos muestra que está formado por 14 subunidades. (Imagen reimpresa con autorización de Holger Seelert, et al., Cortesía de Daniel J. Muller y Andreas Engel, Nature 405:419, 2000. © 2000, Macmillan Magazines Limited.)

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Figura 5.26 Base estructural de la conformación de los sitios catalíticos. (a) Un corte a través de la cabeza F1 muestra la organización espacial de sus tres subunidades. La subunidad γ se construye con dos hélices α extendidas y entrelazadas. Este tallo helicoidal se proyecta hacia la cavidad central de F1 y entre las subunidades α y β de cada lado. La conformación del sitio catalítico de la subunidad β (mostrada a la izquierda) depende de su contacto con la subunidad γ. (b) Una vista superior de la cabeza F1 muestra la disposición de las seis subunidades α y β (ilustradas en rojo y amarillo) alrededor de la subunidad γ asimétrica (mostrada en azul). Ésta se encuentra en posición para rotar en relación con las subunidades que la rodean. También es evidente que la subunidad γ hace contacto de diferente forma con cada una de las tres subunidades β, lo que induce a cada una de ellas a adoptar una conformación diferente. βE corresponde a la conformación O, βTP a la forma L y βDP a la disposición T. (Imagen reimpresa con autorización de J. P. Abrahams, et al., Cortesía de John E. Walker, Nature 370:624, 627, 1994. Macmillan Publishers Limited.)

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Figura 5.27 Mecanismo de cambio de union para la sintesis de ATP. (a) Representación esquemática que muestra los cambios en un solo sitio catalítico durante un ciclo de catálisis. Al principio, el sitio está en su conformación abierta (O) y los sustratos ADP y Pi entran a él. En el paso 1, el movimiento de protones por la membrana induce un cambio a la conformación laxa (L) en la que los sustratos se unen con soltura. En el paso 2, el movimiento de protones adicionales induce un cambio a la conformación ajustada (T), en la que es mayor la afinidad por los sustratos, lo que hace que éstos se unan con fuerza al sitio catalítico. En el paso 3, el ADP y el Pi unidos con firmeza se condensan en forma espontánea para formar una molécula de ATP unida con intensidad; no se requiere ningún cambio de la conformación para este evento. En el paso 4, el movimiento de protones adicionales induce un cambio hacia la conformación abierta (O), en la que la afinidad por ATP disminuye de forma notable y permite la liberación del producto. Una vez que el ATP se separa, el sitio catalítico queda disponible para unirse a los sustratos y se repite el ciclo. (b) Esquema que muestra los cambios que ocurren en los tres sitios catalíticos de la enzima al mismo tiempo. El movimiento de protones por la porción F0 de la enzima causa la rotación de la subunidad γ asimétrica, la cual presenta tres caras diferentes a las subunidades catalíticas. A medida que la subunidad β gira, provoca cambios en la conformación del sitio catalítico de las subunidades β, lo que hace que el sitio catalítico pase de manera sucesiva por las conformaciones T, O y L.

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Figura 5.28 Observacion directa de la catálisis rotatoria. (a) Para realizar el experimento se preparó una versión modificada de una porción de la ATP sintasa consistente en α3β3γ. Cada subunidad β se modificó para contener 10 residuos de histidina en su extremo N, un sitio localizado en la cara externa (matriz) de la cabeza F1. Las cadenas laterales de la histidina tienen gran afinidad por una sustancia (Ni-NTA) que se utilizó para cubrir el cubreobjetos. A la subunidad γ se le sustituyó uno de los residuos de serina cercanos al extremo del tallo por un residuo de cisteína, lo cual suministró un medio para unir el filamento de actina con marca fluorescente. En presencia de ATP se observó que el filamento de actina se movía en sentido levógiro (cuando se ve desde el lado de la membrana). Cuando las concentraciones de ATP eran bajas, se pudo advertir que los filamentos de actina giraban en pasos de 120°. (b) Secuencia de cuatro cuadros de un video de un filamento rotatorio de actina. (Imagen reimpresa con autorización de H. Noji, et al., cortesía de Masasuke Yoshida, Nature 386:299, 1997. © 1997, Macmillan Publishers Limited.)

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Figura 5.29 Modelo en el cual se acopla la difusión de protones con la rotación del anillo c del complejo F0. Como se señaló en el texto, es variable el número de subunidades en el anillo c. En aras de la sencillez, se muestra dicho anillo con 12 subunidades. En este modelo se propuso que cada protón del espacio intermembrana entra a un medio conducto dentro de la subunidad a y luego se une a un residuo de ácido aspártico (Asp61 en E. coli) accesible en una de las subunidades c. La unión con protones induce un cambio en la conformación que hace que el anillo se mueva unos 30°. El protón unido se transporta una revolución completa por la rotación del anillo c y luego se libera en un segundo medio conducto que se abre hacia la matriz. Una sucesión de protones que impulsan esta actividad hace que el anillo c gire en sentido levógiro, como se muestra.

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Figura 5.30 Resumen de las principales actividades que ocurren durante la respiración aeróbica en una mitocondria.

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Figura 5.31 Estructura y función de los peroxisomas. (a) Micrografía electrónica de un corte de célula hepática de rata en la cual se tiñó la catalasa, una enzima localizada en los peroxisomas. Nótese la relación estrecha que hay entre los peroxisomas teñidos de color oscuro y las mitocondrias. En la figura 6.23 se muestra la micrografía electrónica de un peroxisoma dentro de una célula vegetal. La barra equivale a 250 nm. (b) Los peroxisomas contienen enzimas que realizan la reducción en dos pasos del oxígeno molecular hasta agua. En el primer paso, una oxidasa retira electrones de diversos sustratos (RH2), como el ácido úrico o los aminoácidos. En el segundo paso, la enzima catalasa convierte en agua al peróxido de hidrógeno formado en el primer paso. (a: tomada de Michael Schrader y Yisang Yoon, Bioess. 29:1106, 2007. copyright 2007, John Wiley & Sons, Inc. Imagen reimpresa con autorización de John Wiley & Sons.)

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Figura 5.32 Localización de glioxisomas dentro de las plantas de semillero. Micrografía óptica de un corte de los cotiledones de semillas de algodón empapadas. Los glioxisomas, que se ven como pequeñas estructuras oscuras (flecha), se hicieron visibles mediante tinción citoquímica para la enzima catalasa. (Tomada de Richard N. Trelease y Kent D. Chapman. J Cell Biol 115:998, 1991. Fig. 1 © 1991. Con autorización de Rockefeller University Press.)

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Perspectiva Humana Figura 1 Anormalidades mitocondriales en músculos esqueléticos. (a) Fibras rojas irregulares. Estas células musculares degeneradas pertenecen a la biopsia de un paciente y muestran acumulaciones de “manchas” rojas justo debajo de la membrana plasmática, que se deben a la proliferación anormal de mitocondrias. (b) Micrografía electrónica que muestra inclusiones cristalinas dentro de la matriz mitocondrial de las células de un sujeto con mitocondrias anormales. (a: cortesía de Donald R. Johns; b: tomada de John A. Morgan-Hughes y D. N. Landon, en Myology, 2nd ed. A. G. Engel y C. Franzini-Armstrong (eds.), McGraw-Hill, © 1994.)

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Perspectiva Humana Figura 2 Fenotipo de envejecimiento prematuro causado por aumento de la frecuencia de mutaciones en el mtDNA. La fotografía muestra un ratón normal de 13 meses de edad y su hermano “senil” de la misma camada, cuyo DNA mitocondrial alberga un número anormalmente alto de mutaciones. Este fenotipo de envejecimiento prematuro fue causado por una mutación en el gen nuclear que codifica la polimerasa de DNA causante de la duplicación del mtDNA. (Cortesía de Jeff Miller, University of Wisconsin-Madison, proporcionada por G. C. Kujoth.)

biologÍa celular y molecular capítulo 5....

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