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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y
ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS PARA TOXOPLASMA
GONDII EN TIGRILLOS (LEOPARDUS PARDALIS) MANTENIDOS EN
CAUTIVERIO EN LAS REGIONES COSTA, SIERRA Y ORIENTE DEL
ECUADOR.
Autor: León Jaramillo Erika Janneth
Tutora: Dra. María Susana Gallo Díaz
Quito, febrero 2018
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y
ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Determinación de anticuerpos para Toxoplasma gondii en
Tigrillos (Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio en las
regiones Costa, Sierra y Oriente del Ecuador.
Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la
obtención del Título de Médica Veterinaria Zootecnista
Autor: León Jaramillo Erika Janneth
Tutora: Dra. María Susana Gallo Díaz
Quito, febrero 2018
ii
DERECHOS DEL AUTOR
Yo Erika Janneth León Jaramillo en calidad de autor y titular de los
derechos morales y patrimoniales del trabajo de titulación
“DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS PARA TOXOPLASMA
GONDII EN TIGRILLOS (LEOPARDUS PARDALIS) MANTENIDOS
EN CAUTIVERIO EN LAS REGIONES COSTA, SIERRA Y ORIENTE
DEL ECUADOR”, modalidad Proyecto de Investigación , de conformidad
con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE
LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedo a favor
de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y
no exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente
académicos. Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra,
establecidos en la normativa citada.
Así mismo autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la
digitalización y publicación de este trabajo de investigación en el repositorio
virtual, de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de
Educación Superior.
El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en
su forma de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros,
asumiendo la responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera
presentarse por esta causa y liberando a la Universidad de toda
responsabilidad.
En la ciudad de Quito, a los 28 días del mes de febrero del 2018.
___________________________
Erika Janneth León Jaramillo
C.I.1717766487
Email: [email protected]
iii
INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE
TITULACIÓN
Yo, María Susana Gallo Díaz en mi calidad de tutora del trabajo de titulación,
modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por ERIKA JANNETH LEÓN
JARAMILLO; cuyo título es: DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS PARA
TOXOPLASMA GONDII EN TIGRILLOS (LEOPARDUS PARDALIS)
MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN LAS REGIONES COSTA, SIERRA Y
ORIENTE DEL ECUADOR, previo a la obtención del Grado de Médico
Veterinario Zootecnista; considero que el mismo reúne los requisitos y
méritos para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal examinador
que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo sea
habilitado para continuar con el proceso de titulación determinado por la
Universidad Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 28 días del mes de febrero del 2018.
_______________________
Dra. María Susana Gallo Díaz
Docente-Tutor
C.I. 171616583
iv
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL
El tribunal constituido por: Dr. Fernando Pazmiño, Dra. Gabriela Toro, Dra.
Juliette Cadier.
Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la
obtención del título (o grado académico) de Médico Veterinario Zootecnista
presentado por la señorita Erika Janneth León Jaramillo.
Con el título:
DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS PARA TOXOPLASMA GONDII EN
TIGRILLOS (LEOPARDUS PARDALIS) MANTENIDOS EN CAUTIVERIO
EN LAS REGIONES COSTA, SIERRA Y ORIENTE DEL ECUADOR.
Emite el siguiente veredicto: (aprobado/reprobado) ___________________
Fecha: _________________________________
Para constancia de lo actuado firman:
Nombre y Apellido Calificación Firma
Presidente Dr. Fernando Pazmiño _________ _______________
Vocal 1 Dra. Gabriela Toro _________ _______________
Vocal 2 Dra. Juliette Cadier _________ _______________
v
Agradecimientos
A mis padres, por su apoyo incondicional durante este proceso y en mi vida,
gracias por su amor y motivación.
A mi tutora, Dra. Susana Gallo, por su paciencia, por compartir sus
conocimientos, saber instruirme y ser una guía durante la elaboración de
este proyecto.
Al Proyecto Paisajes y Vida Silvestre del MAE – PNUD, coordinado por Víctor
Utreras, a sus Médicos Veterinarios Dra, Lucía Luje, Dr, Marco Chico y al Sr.
Pedro Gualoto, por su inmensa colaboración, por facilitar nuestra entrada a
los centros, por la aportación de materiales y su contribución en el inmenso
trabajo que implica la toma de muestras, gracias por todas sus enseñanzas,
han sido una parte esencial en el desarrollo de esta investigación.
Al Ministerio del Ambiente del Ecuador (MAE), y a los miembros de las
Direcciones Provinciales del MAE, especialmente a los encargados de fauna
silvestre, quienes han contribuido de manera importante en el ingreso,
autorización y asistencia para la toma de muestras.
A los Médicos Veterinarios, administradores y trabajadores de los centros de
tenencia y manejo de fauna silvestre: Zoológico Parque Histórico, Centro de
Rescate San Isidro, Centro de Rescate Narayana, Zoológico la Isla del
Tapir, Centro de Rescate Carlos Becdach, Parque Lineal Orillas del Zamora,
Bioparque Amaru, Eco Zoológico San Martin, Zoológico de Quito, Coca Zoo,
Parque Turístico Nueva Loja, Zoo refugio Tarqui, Centro de Rescate
Descanso Iwia, Centro de Rescate Yanacocha y Centro de Rescate
AmaZOÓnico. Por su apertura, disposición y asistencia en la toma de
muestras, gracias a la cual este proyecto pudo ser realizado.
A la Agencia Ecuatoriana de Aseguramiento del Agro (AGROCALIDAD), por
su apertura para la utilización de sus laboratorios.
vi
A la Lcda. Margoth Barrionuevo, por su capacitación y su gran aporte en el
procesamiento de las muestras.
A la Dra. Pamela Martínez, por su ayuda en el análisis estadístico del trabajo,
y sus conocimientos compartidos.
A IDvet, por su contribución en parte de la financiación del Kit utilizado en
este estudio.
A la Srta, Geovanna Lasso, por su cooperación en el desarrollo de este
proyecto.
Al Sr. Ronnie Mayorga, por su apoyo en este proceso.
A mi familia, mis hermanos, mi tía Gladys y mi abuelita Marina, por su
inmenso apoyo.
A mis amigos, quienes de alguna manera han sabido apoyarme en este
proyecto y a lo largo de toda la carrera.
~Erika.
vii
ÍNDICE GENERAL
pág.
LISTA DE TABLAS ................................................................................................ x
LISTA DE FIGURAS ............................................................................................. xii
CAPÍTULO I ............................................................................................................ 1
1. INTRODUCCIÓN ..................................................................................... 1
CAPÍTULO II ........................................................................................................... 4
2. OBJETIVOS............................................................................................. 4
2.1 Objetivo General ................................................................................ 4
2.2 Objetivos Específicos ......................................................................... 4
CAPÍTULO III .......................................................................................................... 5
3. MARCO TEÓRICO .................................................................................. 5
3.1 Leopardus pardalis ............................................................................. 5
3.1.1 Descripción .................................................................................. 5
3.1.2 Distribución .................................................................................. 6
3.1.3 Alimentación ................................................................................. 6
3.1.4 Reproducción ............................................................................... 6
3.1.5 Situación actual ............................................................................ 6
3.2 Toxoplasmosis ................................................................................... 7
3.2.1 Agente etiológico .......................................................................... 7
3.2.2 Taxonomía ................................................................................... 7
3.2.3 Morfología .................................................................................... 8
3.2.4 Ciclo Biológico .............................................................................. 8
3.2.4.1 Fase sexual o enteroepitelial ................................................ 8
3.2.4.2 Fase asexual o extraintestinal .............................................. 10
3.2.5 Hospedadores ............................................................................ 11
3.2.5.1 Hospedadores Definitivos .................................................... 11
3.2.5.2 Hospedadores Intermediarios ............................................. 12
3.2.6 Transmisión ................................................................................ 12
3.2.7 Manifestación Clínica ................................................................. 12
viii
3.2.8 Respuesta Inmune ..................................................................... 13
3.2.8.1 Inmunidad humoral .............................................................. 13
3.2.8.2 Inmunidad celular ................................................................. 14
3.2.9 Diagnóstico ................................................................................ 14
3.2.9.1. Características de la prueba serológica utilizada ................ 15
3.2.10 Importancia zoonótica con respecto a felinos silvestres mantenidos en cautiverios .................................................................. 16
3.2.11 Factores de riesgo ................................................................... 17
CAPÍTULO IV ....................................................................................................... 19
4. METODOLOGÍA .................................................................................... 19
4.1 Materiales y Equipos ........................................................................ 19
4.2 Métodos ............................................................................................ 19
4.2.1 Modalidad y tipo de investigación .............................................. 19
4.2.2. Factores en estudio ................................................................... 19
4.2.3 Tamaño de muestra ................................................................... 20
4.2.4. Localización del estudio ............................................................ 21
4.2.5 Características de las unidades experimentales ........................ 23
4.2.6. Recolección de datos: ............................................................... 24
4.2.7. Contención del animal............................................................ 24
4.2.8 Toma de muestra sanguínea ..................................................... 25
4.2.9 Transporte y almacenamiento de muestras ............................... 25
4.2.10 Análisis de muestras mediante ELISA indirecto ‘ID Screen® Toxoplasmosis Indirect Multi-species’ ................................................. 26
4.2.11 Análisis estadístico ................................................................... 28
CAPÍTULO V ........................................................................................................ 29
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .............................................................. 29
5.1 Análisis de resultados obtenidos por centros de tenencia y manejo de fauna silvestre y por animal .................................................................... 29
5.2 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según el tipo de centro de tenencia .................................................................................................. 31
5.3 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la Región ............... 32
5.4 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable sexo ...... 33
5.5 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable estado reproductivo ............................................................................................ 34
ix
5.6 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable edad ..... 35
5.7. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable de tiempo en cautiverio ........................................................................................... 36
5.8. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable de origen ............................................................................................................... 37
5.9. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable de convivencia en grupo.............................................................................. 38
5.10. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según el número de animales en el encierro .......................................................................... 39
5.11. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable presencia de roedores ............................................................................ 39
5.12. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable presencia de aves .................................................................................. 40
5.13. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable presencia de gatos ferales ..................................................................... 41
5.14. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable frecuencia de limpieza de heces ............................................................ 42
5.15. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable desparasitación ...................................................................................... 44
5.16. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable desinfección de piso ............................................................................... 45
5.17. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable alimentación ........................................................................................... 47
5.17.1. Procedencia de la carne.......................................................... 47
5.17.2. Tipo de Alimentación ............................................................... 48
5.17.3. Tipo de Carne ......................................................................... 49
CAPÍTULO VI ....................................................................................................... 51
6. CONCLUSIONES .................................................................................. 51
CAPÍTULO VII ...................................................................................................... 53
7. BIBLIOGRAFÍA ...................................................................................... 53
CAPÍTULO VIII ..................................................................................................... 61
8. ANEXOS ................................................................................................ 61
x
LISTA DE TABLAS
pág.
Tabla 1. Características de taquizoítos, quistes tisulares y ooquistes de T.
gondii. ............................................................................................................. 8
Tabla 2. Especies de felinos considerados hospedadores definitivos de T.
gondii. ........................................................................................................... 11
Tabla 3. Estudios serológicos realizados en Leopardus pardalis contra T.
gondii. ........................................................................................................... 17
Tabla 4. Materiales y equipos usados en el estudio ..................................... 19
Tabla 5. Centros de tenencia y manejo de fauna silvestre en estudio .......... 22
Tabla 6. Número de animales muestreados por cada centro de tenencia y
manejo de Fauna Silvestre ........................................................................... 29
Tabla 7. Casos positivos y negativos por centros de tenencia ..................... 30
Tabla 8. Casos positivos y negativos por animal .......................................... 30
Tabla 9. Seroprevalencia de T. gondii según el tipo de centro de tenencia.. 31
Tabla 10. Seroprevalencia de T. gondii según la Región ............................. 32
Tabla 11. Seroprevalencia de T. gondii según el sexo ................................. 33
Tabla 12. Seroprevalencia de T. gondii según el estado reproductivo de los
animales........................................................................................................ 34
Tabla 13. Seroprevalencia de T. gondii según la edad ................................. 35
Tabla 14. Seroprevalencia de T. gondii según el tiempo en cautiverio ......... 36
Tabla 15. Seroprevalencia de T. gondii según el origen ............................... 37
Tabla 16. Seroprevalencia de T. gondii según la convivencia en grupo ....... 38
Tabla 17. Seroprevalencia de T. gondii según el número de animales
en el encierro ................................................................................................ 39
Tabla 18. Seroprevalencia de T. gondii según la presencia de roedores ..... 39
Tabla 19. Seroprevalencia de T. gondii según la presencia de aves ............ 40
xi
Tabla 20. Seroprevalencia de T. gondii según la presencia de
gatos ferales ................................................................................................. 41
Tabla 21. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la frecuencia de
limpieza de heces ......................................................................................... 42
Tabla 22. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la desparasitación
interna ........................................................................................................... 44
Tabla 23. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la desinfección de
piso ............................................................................................................... 45
Tabla 24. Tipos de desinfectantes utilizados ................................................ 46
Tabla 25. Tipo de Alimentación .................................................................... 48
Tabla 26. Tipo de Carne ............................................................................... 50
xii
LISTA DE FIGURAS
pág.
Figura 1. Ciclo biológico de T. gondii ........................................................... 10
Figura 2. Localización de Centros de tenencia y manejo de fauna silvestre en
estudio. ......................................................................................................... 22
Figura 3. Frecuencia de desinfección del piso ............................................. 46
Figura 4. Procedencia de la carne ............................................................... 47
Figura 5. Tipo de Carne ............................................................................... 50
xiii
TEMA: Determinación de anticuerpos para Toxoplasma gondii en Tigrillos
(Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio en las regiones Costa, Sierra
y Oriente del Ecuador.
RESUMEN
Durante el período de Junio a Diciembre de 2017, se tomaron muestras
serológicas de 48 tigrillos (Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio en
15 centros de tenencia de manejo de fauna silvestre, en los que se incluía 7
centros de rescate y 8 zoológicos, de 10 provincias de las Regiones Costa,
Sierra y Oriente del Ecuador. Se utilizó la prueba de ELISA Indirecto para
determinar la presencia de anticuerpos IgG para Toxoplasma gondii. Se
obtuvo como resultado una seroprevalencia en 35 (72,9%) tigrillos (L.
pardalis) y del 92,3% en centros de tenencia. Para determinar posibles
factores de riesgo, por medio de encuestas se recolectaron datos sobre las
variables: edad, sexo, origen, tiempo en cautiverio, alimentación, método de
conservación de carne, presencia de hospedadores intermediarios, limpieza
de heces, desparasitación y desinfección del piso de los encierros. Se utilizó
la prueba de Chi cuadrado y la prueba exacta de Fisher para determinar
asociaciones entre estas variables. Se determinó como estadísticamente
significativa a la variable edad p=0,019 (p<0,05), donde se observó una
mayor seroprevalencia en animales gerontes (mayores a 7 años). Además, si
bien no se pudo establecer asociaciones estadísticas para la variable
alimentación, se logró determinar que como factor común, ninguno de estos
centros de tenencia maneja adecuadamente la carne cruda para prevenir la
infección de T. gondii en tigrillos (L. pardalis).
Palabras clave: Tigrillo, Leopardus pardalis, Cautiverio, ELISA, Toxoplasma
gondii.
xiv
TITLE: Determination of Toxoplasma gondii antibodies in Ocelots (Leopardus
pardalis) kept in captivity in the Coast, Sierra and Amazon regions of
Ecuador.
ABSTRACT
During the period from June to December 2017, serological samples were
taken from 48 Ocelots (Leopardus pardalis) that were kept in captivity in 15
wildlife management centers, including 7 rescue centers and 8 zoos, from 10
provinces of the Coast, Sierra and Amazon regions of Ecuador. The Indirect
ELISA test was used to determine the presence of IgG antibodies for
Toxoplasma gondii. A seroprevalence of 72.9% was obtained in Ocelots (L.
pardalis) and 92.3% in centers. To determine the possible risk factors, data
items were collected through surveys (age, sex, origin, time in captivity,
feeding, meat preservation method, presence of intermediate hosts, feces
cleaning, deworming and disinfection of the floor of the confinement area).
The Chi square test and Fisher's exact test were used to identify the
associations between variables. The age variable had a statistically
significant p value = 0.019 (p <0.05), higher seroprevalence was recorded in
older animals (over 7 years old). Although it was not possible to establish
statistic associations for the feeding variable, it was observed that as a
common factor, none of these tenure centers preserves raw meat in order to
prevent the infection of T. gondii in Ocelots (L. pardalis).
Keywords: Ocelot, Leopardus pardalis, captivity, ELISA, Toxoplasma gondii.
I CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of
the original document in Spanish.
Dra. María Susana Gallo Díaz
ID: 171616583
1
CAPÍTULO I
1. INTRODUCCIÓN
Las enfermedades infecciosas y parasitarias de la fauna silvestre representan un
riesgo tanto para animales domésticos como para el ser humano. Se conoce que
el 75% de las enfermedades zoonóticas tiene origen en animales silvestres y el
60% de las enfermedades infecciosas que afectan al ser humano son zoonosis
(Gómez, 2014)
La toxoplasmosis es una de las zoonosis parasitarias más comunes en todo el
mundo. Es causada por el protozoo Toxoplasma gondii, el cual es un parásito
intracelular obligado (Hernández-Cortazar et al., 2015).
Los gatos domésticos y casi todas las especies de felinos salvajes en todo el
mundo son hospedadores definitivos para T. gondii, entre las que se incluye al
ocelote o tigrillo (Leopardus pardalis). Los hospedadores intermediarios son los
animales de sangre caliente, incluyendo el ser humano (Cañón-Franco, Araújo, &
Gennari, 2013).
T. gondii tiene un ciclo sexual en los felinos y un ciclo asexual de dos fases en los
animales de sangre caliente(OIE, 2017). Los felinos al permitir el desarrollo de la
fase sexual de T. gondii, eliminan ooquistes, siendo estos la forma infectante del
parásito, contribuyendo así a la diseminación del agente en el ambiente (Lindsay &
Dubey, 2014).
Los animales de sangre caliente cumplen la función de hospedadores
intermediarios, los cuales albergan quistes tisulares latentes de por vida,
completándose el ciclo del parásito cuando los felinos ingieren los tejidos
infectados de estos animales (Schlüter et al., 2014).
2
La toxoplasmosis, tanto en felinos como en humanos, puede transmitirse
principalmente por tres modos: infección congénita, ingestión de tejidos infectados
e ingestión de alimentos y agua contaminada con ooquistes (Gilot-Fromont et al.,
2012). Los felinos silvestres de zoológicos tienen una alta prevalencia de
infección, esto se presume debido al consumo de carne cruda dentro de su dieta
(Greene, 2012).
Durante la respuesta humoral, el parásito induce rápidamente niveles detectables
de anticuerpos. Niveles elevados de IgM se encuentran al inicio de la infección,
aparecen en la sangre más o menos a la 1 o 2 semanas alcanzando su pico más
elevado al mes de la exposición, despareciendo después de varios meses
(Bojorque, 2016).
Los títulos de IgG establecen la fase crónica de la enfermedad, estos aparecen a
los 12 o 14 días y alcanza su punto máximo a los 2 o 3 meses y permanecen a lo
largo de toda la vida del felino afectado (Cambrano, 2015).
Los felinos silvestres infectados son asintomáticos y rara vez desarrollan
toxoplasmosis clínica (Cañón-Franco et al., 2013; D. E. Hill & Dubey, 2014). Por
otro lado, la infección por Toxoplasma gondii es muy común en seres humanos,
pero la enfermedad clínica es relativamente inusual (Apt Baruch, 2013) .
Son mayormente susceptibles de desarrollar la enfermedad clínica las mujeres
embarazadas, individuos con inmunosupresión, como pacientes con trasplantes
de tejidos, pacientes con VIH, incluso niños y ancianos. Las personas sin
inmunodeficiencia aparente pueden desarrollar malestar general, fiebre y
linfoadenopatía (Esch & Petersen, 2013).
Uno de los métodos utilizados para el diagnóstico de T. gondii es el ensayo por
inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA). La técnica ELISA es simple, permite
ensayar un gran número de muestras y es fácil de realizar con el conjugado anti-
especie elegido, la detección de anticuerpos de IgG e IgM específicos para
3
Toxoplasma permite un cierto grado de discriminación entre la toxoplasmosis
aguda y la crónica (OIE, 2017).
En el sur de Brasil en 2010, se realizó un estudio para determinar la frecuencia de
anticuerpos IgG de T. gondii en felinos silvestres mantenidos en cautiverio, se
observó seropositividad con mayor frecuencia en tigrillos (Leopardus pardalis)
(71.43%) (Ullmann et al., 2010). En otro estudio realizado en 20 estados de Brasil
desde 1995 a 2001 se encontraron anticuerpos a T. gondii en 97 de 168 (58%)
tigrillos (Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio (Ramos Silva et al., 2007).
Entre los factores de riesgo más importantes, está la alimentación proporcionada
con carne cruda congelada por menos de 7 días (Ramos Silva et al., 2007). Si se
considera que en Ecuador la alimentación se maneja de manera similar se podría
pensar que la enfermedad puede estar presente también en los tigrillos del país.
En Ecuador se han realizado estudios para detección de anticuerpos contra T.
gondii en gatos domésticos de la ciudad de Cuenca en 1994 y 2016 (Bojorque,
2016). Sin embargo, no se han registrado estudios serológicos en felinos silvestres
en el país.
Es por esto que, al considerar que la toxoplasmosis es una zoonosis, que los
felinos silvestres juegan un papel importante en la transmisión de la enfermedad
como hospedadores definitivos, el tipo de alimentación con carne cruda que se
proporciona en los centros de tenencia y al haber poca investigación realizada en
felinos silvestres del país, es relevante determinar la presencia de anticuerpos
para T. gondii en tigrillos (Leopardus pardalis) en el Ecuador.
Para el presente estudio se utilizó el kit de ELISA indirecto ‘ID Screen®
Toxoplasmosis Indirect Multi-species’ para la detección de anticuerpos específicos
contra T. gondii. Se realizó el muestreo 48 en tigrillos (Leopardus pardalis)
mantenidos en cautiverio dentro de 15 centros de tenencia y manejo de fauna
silvestre en las regiones Costa, Sierra y Oriente del Ecuador.
4
CAPÍTULO II
2. OBJETIVOS
2.1 Objetivo General
• Determinar si los tigrillos (Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio en las
regiones Costa, Sierra y Oriente del Ecuador poseen titulación positiva para
Toxoplasma gondii.
2.2 Objetivos Específicos
• Diagnosticar infecciones crónicas de toxoplasmosis a través de la determinación
de anticuerpos IgG por medio de la utilización de la técnica ELISA en tigrillos
(Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio.
• Identificar posibles factores de riesgo relacionados con la presencia de
toxoplasmosis en tigrillos (Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio.
5
CAPÍTULO III
3. MARCO TEÓRICO
3.1 Leopardus pardalis
3.1.1 Descripción
El tigrillo (Leopardus pardalis), es un felino de tamaño mediano, sin embargo, se lo
considera como el más grande de los felinos manchados pequeños. Es conocido
también como ocelote, burricón, manigordo o gato onza (Ministerio del Ambiente
del Ecuador, 2017; Vallejo, 2017).
Su pelaje es corto, su color varía entre amarillo pardo y amarillo opaco. Se
encuentra cubierto de manchas negras bien definidas, las cuales se abren en
forma de rosetas o franjas irregulares en los flancos con un color marrón claro en
su interior (MAE, 2017; Vallejo, 2017).
Posee líneas negras a los lados del rostro y en su frente, que van desde la nariz
hacia los ojos y de estos hacia la nuca (MAE, 2017). Detrás de sus orejas posee
coloración negruzca con una mancha central blanca. El cuello presenta bandas
dorsales negras. El vientre es de color blanco con manchas negras (Vallejo, 2017)
(Anexo 1).
Posee cabeza pequeña, redondeada; orejas cortas, redondeas y ojos grandes. Su
cola manchada alcanza la mitad de la longitud de la cabeza y cuerpo juntos. Su
peso va de los 7 a 16 kg, siendo los machos algo más grandes que las hembras
(Salvador, 2014; Vallejo, 2017).
En cautiverio puede alcanzar los 20 años de edad y en su estado silvestre se
estima que podría vivir 10 años (Vallejo, 2017).
6
3.1.2 Distribución
Su distribución en América es amplia, siendo esta desde el sudoeste de Estados
Unidos, México, América Central y en todos los países de Sudamérica excepto
Chile (Paviolo et al., 2015).
En Ecuador, se distribuye en la Amazonía, Costa y estribaciones de los Andes,
donde habita en bosques tropicales y subtropicales, en áreas con buena cobertura
vegetal (S. Espinosa, Zapata, & Tirira, 2011; Tirira, 2007).
3.1.3 Alimentación
Se lo considera como carnívoro oportunista, principalmente de caza en suelo, pero
también puede cazar en los árboles. Su dieta incluye en su mayoría mamíferos
pequeños y en menor proporción se alimenta de roedores grandes, murciélagos,
aves, peces y reptiles (Paviolo et al., 2015; Vallejo, 2017).
3.1.4 Reproducción
Alcanzan la madurez sexual alrededor de los 2 años. El estro es de 7 a 31 días y
su gestación entre 79 a 82 días. Pare una a dos crías y el intervalo de nacimiento
es de dos años (Vallejo, 2017).
3.1.5 Situación actual
Se encuentra incluido en el Apéndice I de la Convención sobre el Comercio
Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres (CITES), en el
cual se incluye a todas las especies en peligro de extinción y de la cuales su
comercio se autoriza solo bajo circunstancias excepcionales (CITES, 2017).
7
Dentro de la lista roja de la Unión Internacional para la Conservación de la
Naturaleza (UICN), está considerado como ¨Preocupación menor¨; sin embargo,
su población se encuentra en descenso (Paviolo et al., 2015).
Dentro del libro rojo de mamíferos del Ecuador se encuentra clasificado como
especie ¨Casi amenazada¨, siendo así protegida por la legislación ecuatoriana en
todo el país por tiempo indefinido (S. Espinosa et al., 2011).
Las mayores poblaciones y las más sanas se encuentran en el trópico oriental del
país, mientras que en el trópico occidental han desaparecido de numerosas áreas
(S. Espinosa et al., 2011).
Esta especie se ve afectada principalmente debido a la pérdida y fragmentación
de su hábitat, actividades de tala, a la caza furtiva por el conflicto de depredación
de animales de corral y al comercio ilegal de su piel y como mascotas (Diaz-Pulido
& Payán Garrido, 2011; S. Espinosa et al., 2011; Vallejo, 2017).
3.2 Toxoplasmosis
3.2.1 Agente etiológico
La toxoplasmosis es una zoonosis de distribución mundial que afecta a la mayoría
de mamíferos, incluido el hombre y a las aves. Es producida por el protozoo
Toxoplasma gondii, que es un parásito intracelular obligado (OIE, 2017; Quiróz
Romero, 2013).
3.2.2 Taxonomía
T. gondii permanece al Phylum Apicomplexa, Clase Sporozoasida, Subclase
Coccidiasina, Orden Eimeriorina, Familia Toxoplasmatidae y Género Toxoplasma.
T. gondii es la única especie de Toxoplasma (Dubey, 2010).
8
3.2.3 Morfología
T. gondii posee 3 formas infectantes: taquizoíto, quistes tisulares que contienen
bradizoítos y ooquistes que contienen esporozoítos (Tabla 1) (Becerril, 2014;
Dubey, 2010) .
Tabla 1. Características de taquizoítos, quistes tisulares y ooquistes de T. gondii. Formas Medida Susceptibilidad Resistencia
Taquizoíto 2 x 6 um, forma
oval o de media
luna
Al hipoclorito de sodio el
1% y etanol al 70%. Se
inactivan a pH < 4.0.
Sobreviven en fluidos corporales
durante un día y hasta 50 días en
sangre entera a 4 ° C .
Quistes
tisulares
5 a 200 um de
diámetro,
contiene miles
de bradizoítos
en su interior.
Se inactivan a 56°C por 10
a 15 minutos, a -20°C
durante 1 a 2 días o a -12
°C durante 2-3 días.
Permanecen infecciosos durante
semanas en fluidos corporales a
temperatura ambiente y en la
carne mientras esté cruda y sea
comestible. Pueden sobrevivir
hasta 68 días a 4°C.
Ooquistes Ooquistes sin esporular,= 13 x 12 um, forma esférica Ooquites esporulados = 12.5 x 10 um.
Inactivados por yodo,
formol y amoníaco. Son
destruidos en 10 minutos a
temperaturas mayores de
60 ºC y pueden ser
eliminados con agua
hirviendo. No sobreviven
bien en climas áridos y
fríos.
Resistentes a condiciones
ambientales, pueden permanecer
infecciosos durante más de un
año en suelos cálidos y húmedos,
sobreviven a la congelación a -10
°C durante casi 4 meses, o al
calentamiento a 35 ° C durante 32
días.
Fuente: (Becerril, 2014; CFSPH, 2017; Dubey, 2010; Halonen & Weiss, 2014; Taylor, Coop, & Wall, 2007)
3.2.4 Ciclo Biológico
El ciclo de vida de T. gondii comprende dos fases: una fase sexual que ocurre en
los felinos tanto silvestres como domésticos (Hospedadores principales) y una
fase asexual llevada a cabo en los hospedadores intermediarios en la mayoría de
animales de sangre caliente incluidos los felinos silvestres y domésticos (Gilot-
Fromont et al., 2012).
3.2.4.1 Fase sexual o enteroepitelial
Los felinos silvestres y domésticos se contaminan al ingerir ooquistes esporulados
o quistes tisulares mediante carnivorismo de los hospedadores intermediarios.
9
Después de su ingestión, la pared de estos es disuelta por las enzimas
proteolíticas del estómago y del intestino (Robert-Gangneux & Dardé, 2012).
Los bradizoítos o esporozoitos son liberados y penetran en las células del epitelio
intestinal, donde se desarrollan varias generaciones de cinco formas de
reproducción asexual (A, B, C, D, E), los esquizontes liberan los merozoitos,
permitiendo el desarrollo de la fase sexual o gametogonia a partir del tipo E o D
(Quiróz Romero, 2013) .
La gametogonia inicia dos días después de la ingestión de quistes, los merozoítos
se diferencian en microgametos masculinos y macrogametos femeninos de 3 a 15
días después de la infección. Los gametos al reproducirse producen ooquistes
(Bowman, 2014). Los ooquistes son liberados al lumen intestinal y salen al
ambiente a través de las heces de los felinos (Wendte, Gibson, & Grigga, 2011)
Los ooquistes no son infecciosos hasta después de 1-5 días en el ambiente
cuando esporulan en el suelo y se convierten en ooquistes esporulados, que
contienen 2 esporoquistes, cada uno con 4 esporozoitos, esta fase se conoce
como esporogónica. Los felinos infectados pueden eliminar un gran número de
ooquistes (107 ooquistes/ día) y esto puede durar de 3 a 20 días después de la
infección (ver Figura 1) (Robert-Gangneux & Dardé, 2012).
El periodo prepatente puede variar según el estado que causo la infección, así, de
3 a 10 días después de la ingestión de quistes tisulares, 19 días después de la
infección de taquizoítos y 20 días o más después de ingerir ooquistes esporulados
(Quiróz Romero, 2013).
Cuando los felinos adquieren inmunidad, dejan de eliminar ooquistes, sin embargo
se ha demostrado que los felinos pueden volver a eliminar ooquistes, en caso de
reinfección, inmunosupresión o presencia de enfermedades concomitantes (Jones
y Dubey, 2010).
10
Figura 1. Ciclo biológico de T. gondii Fuente: (Robert-Gangneux & Dardé, 2012).
3.2.4.2 Fase asexual o extraintestinal
Ocurre en todos los hospedadores intermediarios y definitivos, después de la
ingestión de quistes, taquizoítos u oocistos esporulados, se liberan esporozoítos y
bradizoítos que comienzan a multiplicarse en las células epiteliales del intestino y
se desarrollan en taquizoítos (Esch & Petersen, 2013).
Los taquizoítos constituyen la forma de replicación rápida, se diseminan por vía
sanguínea y linfática y se multiplican en cualquier célula nucleada (Fowler & Miller,
2008; Weiss & Kim, 2014).
Después de varias divisiones o endopoliogénesis, produce lisis celular y permite la
diseminación del parásito hacia otras células (Dubey, 2010; Halonen & Weiss,
2014.). Este estadío solo puede transmitirse por vía hematógena y está presente
en la fase aguda de la enfermedad (Becerril, 2014).
Después de una a dos semanas cuando la inmunidad del organismo se establece,
los taquizoítos se transforman en bradizoítos contenidos en quiste tisulares. Los
bradizoítos también llamados cistozoítos, constituye la forma de replicación lenta y
11
la fase crónica de la toxoplasmosis (Halonen & Weiss, 2014; Robert-Gangneux &
Dardé, 2012).
Los quistes tisulares se encuentran principalmente en musculo esquelético,
músculo cardíaco, ojos y cerebro, pero también se pueden desarrollar en órganos
viscerales como pulmones, hígado y riñones. Pueden permanecer durante largos
períodos o durante toda la vida del animal (ver Figura 1) (Bowman, 2014; D. E. Hill
& Dubey, 2014; Yan, Liang, Zheng, & Zhu, 2016)
3.2.5 Hospedadores
3.2.5.1 Hospedadores Definitivos
Tanto los felinos silvestres y domésticos actúan como hospedadores definitivos de
T. gondii . Jones & Dubey (2010), describen como hospedadores definitivos a
varias especies de felinos (Tabla 2).
Tabla 2. Especies de felinos considerados hospedadores definitivos de T. gondii.
Género Especie
Acinonyx Guepardo (A. jubatus)
Caracal Lince africano (C. caracal)
Felis Gato de la Jungla (F. chaus), Gato de las Arenas (F. margarita), Gato Silvestre (F. silvestris), Gato montés árabe(F.s. gordoni), Gato Dorado Asiático (F. temmincki), Gato domésico (F. catus)
Herpailurus Jaguarundi (Herpailurus yogouaroundi)
Leopardus Tigrillo u celote (L. pardalis) , Tigrillo chico (L. tigrinus), Margay (L.
wiedii), Colocolo (L. colocolo), Gato de Geoffroy (L. geoffroyi)
Leptailurus Serval ( L. serval)
Lynx Lince rojo (L. rufus), Lince canadiense (L. canadienses),
Lince boreal (L. Lynx), Lince ibérico (L. pardinus).
Neofelis Pantera nebulosa (N. nebulosa)
Otocolobus Gato de pallas ( O. manul)
Panthera
Tigre (P. tigris), León (P. leo), Leopardo (P. pardus), Jaguar
(P. onca), Tigre Amur (P.t. altaica), Leopardo de las nieves
(P. uncia), Leopardo Amur (P. p. orientalis)
Prionailurus Gato Pescador (P. viverrinus)
Puma Puma (P. concolor)
Fuente: Adaptado de (Jones & Dubey, 2010).
12
3.2.5.2 Hospedadores Intermediarios
Como hospedadores intermediarios encontramos a todos los vertebrados de
sangre caliente, entre los que se incluye mamíferos acuáticos y terrestres, aves,
primates, felinos, marsupiales, roedores y el humano. Algunos reptiles y peces
también pueden actuar como hospedadores intermediarios (CFSPH, 2017; Jones
& Dubey, 2010).
3.2.6 Transmisión
La transmisión de T. gondii en felinos silvestres se da principalmente por la
ingestión de quistes tisulares que se encuentran en músculos, cerebro u otros
órganos de los hospedadores intermediarios. También, puede ocurrir por la
ingesta accidental de ooquistes esporulados eliminados a través de materia fecal
de los felinos en el agua, suelo o en la vegetación y de manera menos frecuente
por transmisión transplacentaria (Fowler & Miller, 2008).
3.2.7 Manifestación Clínica
La toxoplasmosis clínica ha sido raramente diagnosticada en felinos silvestres,
aquellos felinos infectados con T. gondii son seropositivos asintomáticos o pueden
exhibir signos inespecíficos de la infección (D. E. Hill & Dubey, 2014).
La severidad de la infección está relacionada con la respuesta inmunitaria del
animal y la co infección con otros agentes que causen inmunosupresión. La
mayoría de los casos clínicos han ocurrido en zoológicos (Cañón-Franco et al.,
2013; D. E. Hill & Dubey, 2014). Animales jóvenes e inmunocomprometidos
pueden desarrollar toxoplasmosis aguda generalizada (Miller & Fowler, 2015).
En la forma generalizada se observa encefalitis, midriasis, atrofia muscular, ataxia
de las extremidades posteriores, neumonía y miocarditis. En formas severas se
13
encuentran lesiones atípicas como degeneración de retina y necrosis de
linfonodos del tracto digestivo (Cañón-Franco et al., 2013).
En felinos silvestres, durante la eliminación de ooquistes se observan episodios de
diarrea (Cañón-Franco et al., 2013). Se ha observado enteriris severa en un gato
de Pallas de 6 años mantenido en cautiverio en Wisconsin (D. E. Hill & Dubey,
2014). En un lince rojo (Lynx rufus) de 6 meses de edad se manifestó
meningoencefalitis por toxoplasmosis(D S Lindsay & Dubey, 2007; Smith, Fisher,
& Dubey, 1995).
A su vez el gato de Pallas (Otocolobus manul) y el gato de las arenas (Felis
margarita) son las especies más susceptibles, en las cuales ocurre transmisión
congénita y está asociada a mortalidad neonatal elevada (50-58%) (Cañón-Franco
et al., 2013).
3.2.8 Respuesta Inmune
La inmunidad hacia T. gondii es considerada como no estéril ya que existen
quistes que sobreviven en algunos tejidos durante toda la vida del hospedador
(Becerril, 2014). Tanto la inmunidad humoral como celular permiten la defensa del
hospedador contra T. gondii.
3.2.8.1 Inmunidad humoral
Durante la respuesta humoral, el parásito induce rápidamente niveles detectables
de anticuerpos de tipo IgM e IgG en el suero. Niveles elevados de anticuerpos IgM
antitoxoplasma se encuentran al inicio de la infección, aparecen en la sangre a las
1 o 2 semanas, alcanzando su pico más elevado al mes de la exposición y
desaparecen después de varios meses (Becerril, 2014) .
14
Los anticuerpos IgG antitoxoplasma aparecen dos a tres semanas después de la
infección primaria, alcanza concentración máxima a los dos o tres meses y
permanecen a lo largo de toda la vida del animal. Estos anticuerpos establecen la
fase crónica de la enfermedad (Becerril, 2014; Cambrano, 2015).
3.2.8.2 Inmunidad celular
En la inmunidad celular interfieren células asesinas naturales (NK), macrófagos,
interleucinas (IL-12), interferón gamma (ITF) y los linfocitos T CD4+ y CD8+
siendo los últimos, esenciales para la protección contra T. gondii. El ITF estimula
la activación de los macrófagos que eliminan taquizoítos intracelulares permitiendo
la unión lisosoma-fagosoma, a su vez los linfocitos T CD8+ eliminan los
taquizoítos, así como las células infectadas por el parásito. Los quistes tisulares
son poco inmunogénicos y no estimulan la inflamación, por lo que pueden no ser
reconocidos como extraños (Becerril, 2014; Tizard, 2009).
3.2.9 Diagnóstico
Los signos clínicos suelen ser inespecíficos y en su mayoría los felinos silvestres
son asintomáticos, por lo que la presencia de signos no es suficiente para un
diagnóstico definitivo y se requieren pruebas complementarias (D. E. Hill & Dubey,
2014).
Entre los métodos directos se encuentra la histopatología, exámenes
coproparasitarios, frotis de aspiraciones traqueales, secreciones torácicas o
peritoneales, cultivo y aislamiento celular y la reacción de cadena de la polimerasa
(PCR) (Raiden Grandía, Ángel Entrena, & Jeddú Cruz, 2013)
Entre los métodos indirectos tenemos las pruebas serológica como el Dye-test
(DT) o prueba de Sabin Feldman, prueba de aglutinación modificada (MAT),
15
Inmunofluorescencia Indirecta, Prueba de aglutinación directa (DAT), Prueba de
aglutinación en látex, Hemoaglutinación indirecta (HAI), Ensayo por
inmunabsorción ligado a enzimas (ELISA) (D. E. Hill & Dubey, 2014; OIE, 2017).
Debido a que los felinos eliminan ooquistes por cortos periodos de tiempo, los
estudios serológicos se consideran como indicadores más apropiados de la
infección por T. gondii, en comparación con la búsqueda de ooquistes en
exámenes coproparasitarios (Ullmann et al., 2010).
La técnica ELISA permite diferenciar las infecciones crónicas de las agudas y es
un método idóneo para determinar la prevalencia de la infección (OIE, 2017). En
un estudio realizado con muestras de felinos silvestres se determinó que la prueba
de ELISA-IgG tiene un mejor rendimiento que la aglutinación de látex (LAT) y la
hemaglutinación indirecta (HAI). Con una seroprevalencia de toxoplasmosis del
75.8% (ELISA- IgG), 60.6% (LAT), y 57.6% (HAI) (Cañón-Franco et al., 2013;
Lappin et al., 1991).
3.2.9.1. Características de la prueba serológica utilizada
En el estudio se utilizó el Kit ELISA indirecto ‘ID Screen® Toxoplasmosis Indirect
Multi-species’, el cual utiliza el antígeno p30 de Toxoplasma gondii y el conjugado
anti-multi-especie IgG-HRP. Este kit sirve para el análisis en suero, plasma o jugo
de carne en múltiples especies, como rumiantes, cerdos, perros y gatos (IDvet,
2017).
Según las recomendaciones del productor, el conjugado del kit reconoce
anticuerpos IgG de mamíferos, por lo cual puede ser usado en especies de
mamíferos como los felinos y en este caso, tigrillos (Leopardus pardalis).
16
En felinos silvestres, este kit ha sido utilizado en 7 leones (Panthera leo),
mantenidos en cautiverio en un zoológico de Senegal, de los cuales 3 resultaron
positivos, mostrando una seroprevalencia de 42.86% (Kamga-Waladjo et al.,
2009).
3.2.10 Importancia zoonótica con respecto a felinos silvestres mantenidos en
cautiverios
Las infecciones por T. gondii en felinos silvestres en cautiverio han demostrado
una alta prevalencia y son de gran importancia, debido a la difusión del parásito en
ese entorno (Jones & Dubey, 2010).
Los felinos silvestres pueden eliminar ooquistes a través de sus heces, que
pueden sobrevivir en el suelo por meses e incluso años y estos a su vez pueden
ser transportados mecánicamente por moscas, cucarachas, y escarabajos
estercoleros, o de manera involuntaria a través del material de limpieza o la
vestimenta de los trabajadores del zoológico, permitiendo la diseminación de
ooquistes en el ambiente (D. E. Hill & Dubey, 2014; Navarro, Chávez, Pinedo, &
Muñoz, 2015).
La diseminación de ooquistes en el ambiente puede presentar un riesgo para los
animales de los zoológicos, principalmente a especies como canarios, marsupiales
y primates del nuevo mundo que pueden desarrollar toxoplasmosis clínica. Y un
riesgo hacia los visitantes y el personal de los centros, principalmente veterinarios
y trabajadores (de Camps, Dubey, & Saville, 2008; Jones & Dubey, 2010; Navarro
et al., 2015).
Para ejemplificar lo mencionado anteriormente, Se cree que ooquistes excretados
por pumas (Felis concolor) fueron la fuente de infección en un brote de
toxoplasmosis humana a través del agua registrado en Canadá, ya que los
ooquistes fueron aislados de las heces de los pumas recolectadas alrededor de la
fuente de agua (D S Lindsay & Dubey, 2007).
17
3.2.11 Factores de riesgo
Varios estudios serológicos se han realizado en Tigrillos (Leopardus pardalis)
donde se muestra una seroprevalencia desde 50% hasta 100% (Tabla 3).
Tabla 3. Estudios serológicos realizados en Leopardus pardalis contra T. gondii.
País Año Situación
N°
Anima-
les
N°
Positi-
vos
Prevalenci
a % Prueba Autor
Brasil 2017 Cautiverio 4 2 50 MAT (Marujo et al., 2017).
México 2015 Cautiverio 1 1 100 Quimiolumin
iscencia (Cambrano, 2015)
México 2013 Cautiverio 3 2 66,7 MAT
(Alvarado-Esquivel,
Gayosso-Dominguez,
Villena, & Dubey,
2013)
México
2012 Vida libre 26 18 69 LAT
(Rendón-Franco et
al., 2012).
Brasil 2010 Cautiverio 42 28 66,7 IFAT (André et al., 2010).
Brasil 2010 Cautiverio 3 3 100 MAT - IgG (Minervino et al.,
2010)
Brasil 2010 Cautiverio 14 10 71,43 MAT- IgG (Ullmann et al.,
2010).
Brasil 2008 Cautiverio 5 4 80 IFAT (Rivetti Jr., Caxito,
Resende, & Lobato,
2008).
Eslovaq
uia 2006 Cautiverio 1 1 100 IFAT
(Sedlák & Bártová,
2006).
Estados
Unidos 2003 Cautiverio 1 1 100 IFAT
(Spencer,
Higginbothamd, &
Blagburnph, 2003).
Bolivia 2001-
2003 Vida libre 10 10 100
ELISA
(Fiorello, Robbins,
Maffeim, & Wade,
2006).
Brasil 1995-
2001 Cautiverio 168 97 58 MAT
(Ramos Silva et al.,
2007).
Brasil 1977 Cautiverio 6 5 83,33
Prueba de
Sabin
Feldman
(Sogorb, Jamra, &
Guimarães, 1977).
ELISA: Ensayo por Inmunoabsorción ligado a enzimas, IFAT: Inmunofluorescencia Indirecta, LAT:
Aglutinación en látex, MAT: Prueba de aglutinación modificada
En varios estudios para determinar prevalencia de T. gondii en felinos silvestres
mantenidos en cautiverio, se establecieron posibles factores de riesgo en los que
se incluía la presencia de gatos domésticos en zoológicos, la introducción de
18
felinos silvestres en el grupo, la depredación de aves y pequeños roedores, la
ingestión de carne cruda de caballos, porcinos, ciervos, conejos, carne de res y
fetos bovinos. Sin embargo, no se realizó ningún estudio formal para identificar la
asociación con tales factores (Ramos Silva et al., 2007).
En estudios realizados en zoológicos de Brasil, se observaron como factores de
riesgo para la infección de T. gondii, la alimentación de animales adultos mayores
a 3 años con carne cruda congelada por menos de siete días y se determinó que
los animales capturados son tres veces más susceptibles a la infección que los
nacidos en cautiverio (Cañón-Franco et al., 2013; Ramos Silva et al., 2007;
Ullmann et al., 2010).
La presencia de gatos ferales puede producir la contaminación del sitio con
ooquistes (D S Lindsay & Dubey, 2007). A pesar de que los gatos no ingresen a
los encierros pueden eliminar ooquistes en las cercas de las jaulas y representar
un factor de riesgo dentro de los zoológicos (Alvarado-Esquivel et al., 2013).
La depredación de hospedadores intermediarios es fundamental en la transmisión
de T. gondii, por lo que la presencia de aves y roedores que suelen ser parte de la
dieta de felinos silvestres de tamaño pequeño y mediano, influye como factor de
riesgo en estos animales (Rendón-Franco et al., 2014).
Especialmente los roedores, en donde se ha demostrado que la infección con T.
gondii altera la percepción del roedor hacia la orina de los felinos, mostrando una
atracción hacia esta y facilitando la depredación por parte del felino (Kaushik,
Knowles, & Webster, 2014).
19
CAPÍTULO IV
4. METODOLOGÍA
4.1 Materiales y Equipos
Tabla 4. Materiales y equipos usados en el estudio
Fase del estudio Materiales Equipos
Contención del animal
o Jeringas con agujas calibre 21G x 1 ½ de 3ml
o Anestésicos:
Xilacina
Ketamina
o Redes de manejo o Guantes de manejo
Toma, conservación y transporte de muestras
o Jeringas con agujas calibre 21G x 1 ½ de 3ml – 5ml
o Tubos para recolección de muestra sanguínea sin anticoagulante (tapa roja) de 4 ml
o Guantes de látex o Alcohol o Algodón o Pipetas plásticas Pasteur o Tubos Eppendorf de 2ml
o Centrífuga o Cooler o Refrigerantes
Análisis de muestras o Guantes o Puntas plásticas para
micropipetas
o Kit ELISA indirecto ‘ID Screen® Toxoplasmosis Indirect Multi-species’
o Micropipetas o pipetas multicanales
o Lector de placas
4.2 Métodos
4.2.1 Modalidad y tipo de investigación
Este es un estudio observacional, descriptivo y transversal. Cuyo muestreo fue
realizado en el período de Junio a Diciembre de 2017.
4.2.2. Factores en estudio
o Variables independientes: Anticuerpos IgG para Toxoplasma gondii.
20
o Variables dependientes: Edad, Sexo, Origen, Tiempo en cautiverio,
Alimentación, Método de Conservación de Carne, Presencia de hospedadores
intermediarios, Limpieza de heces, Desparasitación y Desinfección del piso de
los encierros.
4.2.3 Tamaño de muestra
Mediante información proporcionada por el Ministerio del Ambiente del Ecuador,
se determinó que existe una población de 75 tigrillos (Leopardus pardalis)
mantenidos en cautiverio en 18 centros de tenencia en todo el país. Para
determinar el tamaño de muestra necesario para detectar una enfermedad en una
población se utilizó la siguiente fórmula (Noordhuizen, Frankena, Thursfield, &
Graat, 2001):
En donde:
n = tamaño de la muestra
N = tamaño de la población = 75
P = Probabilidad de encontrar al menos un positivo (IC=95%).
d = Número de casos detectables en una población. = 50%
𝑛 = [1 − (0.05)1
37.5 ] 𝑥 [75 −37.5−1
2]
n = 0.08 x 56.75
n = 4.54
n = 5
21
Por lo tanto, en los centros de tenencia donde existían más de 5 individuos se
realizó un muestreo de como mínimo 5 individuos al azar, en aquellos centros
donde existían menos de 5 individuos se tomaron muestras sanguíneas a todos
los individuos del centro de tenencia.
Sin embargo, en algunos casos no fue posible obtener el tamaño de muestra
deseado de cada centro debido a varios factores limitantes como dificultad para
capturar al animal, decisión del médico veterinario encargado del centro de no
muestrear al animal por motivos de salud, o dificultad para manejar el animal en
donde se ponía en riesgo la vida del individuo y a las personas involucradas en su
manejo.
4.2.4. Localización del estudio
El estudio se realizó en 10 provincias del Ecuador. De las cuales 2 pertenecían a
la Región Costa, 4 a la Región Sierra y 4 a la Región Oriente del Ecuador (Figura
2).
El muestreo fue realizado en 15 centros de tenencia y manejo de fauna silvestre,
entre los que se incluían 8 zoológicos y 7 centros de rescate.
En la Costa los centros muestreados correspondían el 60 % a centros de rescate y
40% a zoológicos. En la Sierra todos los centros muestreados fueron zoológicos
(100%) y en el Oriente 66,7 % a centros de rescate y 33,3% a zoológicos. Los
centros de tenencia en estudio se detallan en la Tabla 5.
22
Figura 2. Localización de Centros de tenencia y manejo de fauna silvestre en estudio.
= Zoológicos; =Centros de Rescate
Tabla 5. Centros de tenencia y manejo de fauna silvestre en estudio
REGIÓN PROVINCIA CENTRO DE TENENCIA y MANEJO DE
FAUNA SILVESTRE
Región Costa
Guayas
Zoológico Parque Histórico
Centro de Rescate San Isidro
Centro de Rescate Narayana
Santo Domingo de los Tsáchilas
Zoológico la Isla del Tapir
Centro de Rescate Carlos Becdach
Región Sierra
Loja Parque Lineal Orillas del Zamoraa
Azuay Bioparque Amarua
Tungurahua Eco Zoológico San Martin
Pichincha Zoológico de Quito
Región Oriente
Francisco de Orellana
Coca Zoo
Sucumbíos Parque Turístico Nueva Lojab
Napo Centro de Rescate Amazónico
Pastaza
Zoo refugio Tarqui
Centro de Rescate Descanso Iwia
Centro de Rescate Yanacocha
a= Zoológico; b= Centro de Rescate
23
4.2.5 Características de las unidades experimentales
Se tomó muestras sanguíneas de 48 tigrillos (Leopardus pardalis) mantenidos en
cautiverio en 7 centros de rescate y 8 zoológicos de las Regiones Costa, Sierra y
Oriente del Ecuador, durante el período Junio a Diciembre de 2017.
Para poder realizar este estudio, en primer lugar, se solicitó autorización al
Ministerio del Ambiente del Ecuador (MAE). Una vez concedida la autorización
(Permiso N° 009-17IC-FAU-DNB/MA) se procedió a contactar al encargado de
Fauna Silvestre de la Dirección Provincial del MAE de cada provincia donde se
encontraban los centros de tenencia, quien a su vez se comunicaba con el
propietario, veterinario o encargado del centro de tenencia correspondiente,
permitiendo así el ingreso.
La toma de muestras se realizó bajo la supervisión del Médico Veterinario
encargado del centro de tenencia y del encargado de Fauna Silvestre de cada
Dirección Provincial del MAE. Cuando no existía un Médico Veterinario de planta
encargado del centro de tenencia, se solicitó asistencia a Médicos Veterinarios
con experiencia en manejo de fauna silvestre del MAE o de la Facultad de
Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Central del Ecuador.
o Criterio de inclusión: En el estudio se incluyó a todos los tigrillos
(Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio en centros de rescate o
zoológicos de las Regiones Costa, Sierra y Oriente del Ecuador, sin
distinción del sexo, edad u origen y de los cuales el Médico Veterinario o
encargado del centro de tenencia estuvo de acuerdo en realizar el
muestreo.
o Criterios de exclusión: Se excluyó del estudio a los tigrillos (Leopardus
pardalis) mantenidos en cautiverio en centros de tenencia que se
24
encontraban intervenidos por el MAE, en donde su ingreso no estaba
permitido, y en centros de tenencia en donde por varios factores como,
ausencia de Médico Veterinario o del encargado del centro de tenencia, no
fue posible la coordinación para su ingreso durante el período Junio a
Diciembre de 2017.
Además, se excluyeron del estudio aquellos animales en los que el Médico
Veterinario determinaba que no era conveniente realizar el muestreo debido a
motivos de salud como sobrepeso, antecedentes de enfermedad o de mala
respuesta a la anestesia que podían poner en peligro al animal. También, aquellos
tigrillos de los cuales su captura no fue posible y donde la dificultad para
manejarlos ponía en riesgo al animal y a las personas involucradas en su manejo.
4.2.6. Recolección de datos:
Para determinar posibles factores de riesgo relacionados con la presentación de la
enfermedad se realizó una encuesta por cada centro de tenencia.
De igual manera se realizó otra encuesta por cada animal para determinar factores
de riesgo individual y evaluar datos como constantes fisiológicas y dosis utilizadas
en la sedación (Anexo 6).
4.2.7. Contención del animal
El animal debía presentar un período de ayuno entre 12 a 24 horas previas al
muestreo (Miller & Fowler, 2014).
Se realizó una contención física a través del uso de guantes y redes de manejo
(Anexo 2), en aquellos animales donde su manejo se dificultaba por motivos de
25
agresividad, se realizó una contención química posterior a la contención física. En
la contención química se administró los anestésicos: Ketamina (3 – 10 mg/kg) y
Xilacina (0.3 – 1 mg/ kg), por vía intramuscular en los miembros posteriores, la
dosis fue calculada dependiendo del peso de cada animal (Miller & Fowler, 2014).
En algunos centros, por decisión del Médico Veterinario responsable del centro de
tenencia, se administraron otros anestésicos como Ketamina y Medetodimidina o
Ketaxyl®, bajo la responsabilidad del mismo.
4.2.8 Toma de muestra sanguínea
Una vez sedado el animal o debidamente sujetado, se procedió a la toma de
muestra sanguínea (como mínimo 1 ml) por medio de punción de la vena cefálica,
yugular, safena o femoral, previa asepsia de la zona con alcohol. La punción se
realizó con jeringas con aguja calibre 21G x 1 ½ y la muestra sanguínea obtenida
se almacenó en tubos sin anticoagulante (tapa roja) (Miller & Fowler, 2014) (Anexo
3).
La toma de muestra sanguínea se realizó en el mismo lugar de encierro de los
animales o se transportó a los mismos a la clínica veterinaria del centro de rescate
o zoológico, dependiendo del manejo de cada centro, para la toma de muestra
(Anexo 3).
Además, se realizó la toma de constantes fisiológicas, peso y examen físico en
aquellos animales donde fue posible (Anexo 4).
4.2.9 Transporte y almacenamiento de muestras
Una vez obtenida la muestra sanguínea se deja al ambiente 30 minutos o
10 minutos en lugares de clima cálido.
26
Se centrifuga la muestra a 3500 rpm durante 5 minutos.
Se procede a extraer el suero, mediante pipetas plásticas Pasteur y se
almacenan en tubos Eppendorf de 2ml, en refrigeración a una temperatura
entre 2° a 8° C.
Las muestras serológicas son transportadas en cooler, manteniendo una
temperatura de 2° a 8° C, al laboratorio UNIETAR, de la Facultad de
Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Central del Ecuador, en
donde se mantuvieron en congelación a -20 °C.
Al finalizar el muestreo, todas las muestras serológicas fueron
transportadas en cooler al Laboratorio de Sanidad Animal de
AGROCALIDAD ubicado en Tumbaco, Pichincha.
4.2.10 Análisis de muestras mediante ELISA indirecto ‘ID Screen®
Toxoplasmosis Indirect Multi-species’
El análisis de las muestras fue realizado en el Laboratorio de Sanidad Animal de
AGROCALIDAD ubicado en Tumbaco, Pichincha (Anexo 5).
En el estudio se utilizó el Kit ELISA indirecto ‘ID Screen® Toxoplasmosis Indirect
Multi-species’, el cual utiliza el antígeno p30 de Toxoplasma gondii y el conjugado
anti-multi-especie IgG-HRP (IDvet, 2017).
Según el productor, la sensibilidad y especificidad del kit ha sido demostrada
mediante sueros de cerdos, siendo en ambas 100%. En un estudio realizado en
felinos con el mismo kit se determinó una sensibilidad de 95% y una especificidad
de 97% (Györke, Opsteegh, Mircean, Iovu, & Cozma, 2011).
27
Para el análisis de las muestras se realizó el siguiente protocolo, el cual es
determinado por el productor (IDvet, 2017):
1. Distribuir:
1. 90 ul de diluyente 2 a cada microplaca.
2. 10 ul de Control Negativo en los pocillos A1 y B1.
3. 10 ul de Control Positivo en los pocillos C1 y D1.
4. 10 ul de cada muestra a analizar en los pocillos restantes.
2. Incubar 45 minutos ± 4 minutos a 21°C.
3. Lavar todos los pocillos 3 veces con 300 ul de Solución de lavado.
4. Preparar el Conjugado 1x diluyendo el Conjugado 10X al 1:10 con el
Diluyente 3.
5. Distribuir 100 ul de Conjugado 1x a todos los pocillos.
6. Incubar 30 minutos ± 3 minutos a 21°C.
7. Lavar todos los pocillos 3 veces con 300 ul de Solución de lavado.
8. Distribuir 100 ul de Solución de revelación a todos los pocillos.
9. Incubar 15 minutos ± 2 minutos a 21°C en la oscuridad.
10. Distribuir 100 ul de Solución de parada a todos los pocillos.
11. Leer la densidad óptica a 450 nm.
La interpretación de los resultados se obtiene al calcular el porcentaje S/P de cada
muestra, utilizando la siguiente fórmula:
28
𝑆/𝑃 % =DO muestra − DOcn
DOcp − DOcn
Las muestras que presentan un S/P %: inferior o igual a 40% son consideradas
negativas; superior a 40% e inferior a 50% son consideradas dudosas y superior o
igual a 50% son consideradas positivas.
Todas las muestras fueron analizadas a doble pocillo, es decir, 2 veces cada una.
En aquellas muestras con resultado dudoso, se realizó un segundo análisis, sin
embargo, se obtuvieron los mismos resultados.
4.2.11 Análisis estadístico
Se utilizó tablas de frecuencia para evidenciar los individuos positivos y negativos
a Toxoplasma gondii. Aquellos centros de tenencia que presentaban al menos un
animal positivo eran clasificados como positivos.
Para determinar factores asociados a la presentación de la enfermedad,
analizando la dependencia entre cada variable, se utilizó la prueba exacta de
Fisher o Chi-cuadrado de Pearson. La elección entre los dos test dependió de las
frecuencias encontradas en la tabla, si una de ellas era menor a 5, se aplicó la
prueba exacta Fisher. Los resultados fueron considerados estadísticamente
significativos cuando (p<0,05).
Se utilizaron los programas Excel y el Software estadístico IBM SPSS 24.
29
CAPÍTULO V
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1 Análisis de resultados obtenidos por centros de tenencia y manejo de
fauna silvestre y por animal
Tabla 6. Número de animales muestreados por cada centro de tenencia y manejo de
Fauna Silvestre
Centro de Tenencia y Manejo de Fauna Silvestre
N° animales en el centro
N° animales muestreados
Zoológico Parque Histórico 4 4
Centro de Rescate San Isidro 20 9
Centro de Rescate Narayana 4 4
Zoológico la Isla del Tapir 6 5
Centro de Rescate Carlos Becdach 2 2
Parque Lineal Orillas del Zamora 3 3
Bioparque Amaru 4 3
Eco Zoológico San Martin 2 2
Zoológico de Quito 2 2
Coca Zoo 6 5
Parque Turístico Nueva Loja 2 2
Centro de Rescate Amazónico 3 1
Zoo refugio Tarqui 3 3
Centro de Rescate Descanso Iwia 1 1
Centro de Rescate Yanacocha 4 2
Total 66 48
En la Tabla 6, se indica el número de animales muestreado por cada centro de
tenencia. Mediante la evaluación de constantes fisiológicas, y examen físico en los
animales que fue posible realizarlo, todos los individuos se encontraban
aparentemente sanos, a excepción de 2 animales. Un animal presentaba piómetra
y el otro permanecía en cuarentena por dilatación gástrica y discoespondilosis.
30
Tabla 7. Casos positivos y negativos por centros de tenencia
Resultados Frecuencia Porcentaje (%)
Positivos 14 93,3
Negativos 1 6,7
Total 15 100,00
Tabla 8. Casos positivos y negativos por animal
Resultados Frecuencia Porcentaje (%)
Positivos 35 72,9
Negativos 13 27,1
Total 48 100,00
Para el análisis del estudio se clasificó al centro de tenencia como positivo si
poseía un animal o más de uno positivos a anticuerpos IgG contra T. gondii. De
los 15 centros en estudio, 14 centros resultaron positivos. Por lo que, como
resultado, se obtuvo una seroprevalencia del 93,3 % en centros de tenencia y
manejo de fauna silvestre (Tabla 7).
El único centro considerado como negativo fue el Centro de Rescate Descanso
Iwia, el cual poseía solo un tigrillo (L. pardalis) en toda la institución, mientras que
el resto de centros tenían 2 o más animales.
Se muestrearon 48 animales en total, de los cuales se obtuvo como resultado: 35
animales positivos, 10 negativos y 3 dudosos. Para el análisis estadístico los
animales con resultado dudoso fueron considerados como negativos. Hay que
tomar en cuenta que en los animales dudosos de este estudio se debe realizar un
análisis con una prueba serológica diferente para esclarecer el resultado.
En este estudio se obtuvo una seroprevalencia de 72,9% en tigrillos (Leopardus
pardalis) mantenidos en cautiverio (Tabla 8). Esta seroprevalencia es similar al
31
71,43 % obtenido por Ullmann et al., (2010), en Brasil en tigrillos (L. pardalis) en
cautiverio.
Sin embargo, esta información difiere de la indicada en otros estudios realizados
en tigrilllos (L. pardalis), teniendo así, una mayor seroprevalencia comparado con
resultados obtenidos en México: 69% (Rendón-Franco et al., 2012), 66,7%
(Alvarado-Esquivel et al., 2013); y en Brasil: 50% (Marujo et al., 2017), 66,7 %
(André et al., 2010), 58% (Ramos Silva et al., 2007). Estos resultados pueden
deberse a la diferencia de pruebas utilizadas, como son la Inmunofluorescenica
Indirecta, Aglutinación en látex y la prueba de aglutinación modificada.
Entre tanto, posee menor seroprevalencia a las obtenidas en México: 100%
(Cambrano, 2015); en Brasil: 100% (Minervino et al., 2010), 83,3% (Sogorb et al.,
1977), 80% (Rivetti Jr. et al., 2008); Estados unidos:100% (Spencer et al., 2003);
Bolivia: 100% (Fiorello et al., 2006) y Eslovaquia:100% (Sedlák & Bártová, 2006).
La diferencia con estos resultados de debe al tamaño de muestra, que en estos
estudios va de 1 a 10 animales, mientras que en el estudio actual es de 48
animales.
5.2 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según el tipo de centro de
tenencia
Tabla 9. Seroprevalencia de T. gondii según el tipo de centro de tenencia
Centro de tenencia Centros positivos Animales positivos
N° % Valor p N° % Valor p
Zoológico 8/8 100,00 0,467 20/27 74,07 0,838
Centro de Rescate 6/7 85,71 15/21 71,43
De acuerdo a la Tabla 9, en el estudio de la variable “tipo de centro de tenencia”,
se obtuvo un resultado de mayor seroprevalencia en zoológicos. No se determinó
diferencia estadísticamente significativa en esta variable.
32
La seroprevalencia obtenida por individuos, es bastante similar entre centros de
tenencia (71,43% - 74,07%). Esto puede deberse a que los zoológicos y centros
de rescate en estudio manejan condiciones similares en cuanto a alimentación y
presencia de hospedadores intermediarios, que pueden influir en la presencia de
T. gondii.
Otro factor a tomar en cuenta en el manejo de estos centros, es el periodo de
cuarentena, son pocos los centros que realizan un periodo de cuarentena menor a
1 mes, la mayoría aplica un periodo de cuarentena de 30 días o más, lo cual es
bastante acertado, ya que guías internacionales recomiendan un período de
cuarentena de mínimo 30 días para pequeños felinos (Mellen, 1997; Miller &
Fowler, 2015).
Sin embargo, en este periodo de cuarentena ningún centro realiza exámenes
serológicos para toxoplasmosis en estos animales, lo cual representa un riesgo
para la presentación de infección por T. gondii. Según la Asociación Americana
de Zoológicos y Acuarios (AZA), los felinos pequeños que recién llegan a un
centro, antes de ser ubicados junto a otros felinos de la colección, deben ser
analizados para determinar toxoplasmosis mediante pruebas serológicas (Mellen,
1997).
5.3 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la Región
Tabla 10. Seroprevalencia de T. gondii según la Región
Región Centros positivos Animales positivos
N° % Valor p N° % Valor p
Costa 5/5 100,00 0,448 16/24 66,67 0,432
Sierra 4/4 100,00 7/10 70,00
Oriente 5/6 83,33 12/14 85,71
33
Al realizar un análisis por región, en los centros de tenencia, se obtuvo un
resultado de igual seroprevalencia en las regiones Costa y Sierra (100,00%) y
menor seroprevalencia en el Oriente (83,33%). Sin embargo, al analizar los
resultados obtenidos por cada animal, se observa una mayor seroprevalencia en
animales mantenidos en cautiverio en el Oriente (85,71%) (Tabla 10). A pesar de
esto, no se determinó diferencia estadísticamente significativa para estas
variables.
La ausencia de exámenes serológicos de toxoplasmosis cuando el animal ingresa
a un centro y el hecho de que varios de estos han sido trasladados a regiones
diferentes del primer sitio de rescate, dificulta determinar la procedencia exacta
por región de estos animales y el lugar donde pudieron adquirir toxoplasmosis.
Por lo tanto, determinar si el animal presenta mayor riesgo al vivir en un centro de
cierta región, no ha sido factible en este caso. Por otro lado, se debe tomar en
cuenta que para todo felino, previo a un traslado o a procesos de liberación, se
deben realizar exámenes serológicos para evitar el riesgo de propagación del
parásito.
5.4 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable sexo
Tabla 11. Seroprevalencia de T. gondii según el sexo
Sexo
Total Resultados
Valor p Frecuencia Porcentaje Positivos Negativos
N° % N° % N° %
Hembra 19 100,00 15 78,95 4 21.05 0,447
Macho 29 100,00 20 68,97 9 31.03
Total 48 35 13
34
En la Tabla 11, se observa una seroprevalencia mayor en hembras del 78,95%.
Sin embargo, no hay diferencia estadísticamente significativa. Esto concuerda con
otros estudios donde tampoco se encontró diferencia estadísticamente significativa
en cuanto a sexo en tigrillos (L. pardalis) (Navarro et al., 2015; Ramos Silva et al.,
2007; Ullmann et al., 2010).
En vida libre se considera que lo machos tienen más probabilidades de contraer el
parásito, ya que recorren largas distancias y abarcan mayor territorio que las
hembras. Además, las hembras en su mayoría, comen pequeños roedores,
mientras que los machos cazan presas de mayor tamaño (Cañón-Franco et al.,
2013; Navarro et al., 2015).
En este estudio, se puede encontrar diferencia, ya que al ser animales de
cautiverio, los animales de ambos sexos se encuentran alojados en un mismo
encierro y la carne proporcionada es de igual cantidad, por lo que la variable de
sexo puede no influir en la presentación de T.gondii.
5.5 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable estado
reproductivo
Tabla 12. Seroprevalencia de T. gondii según el estado reproductivo de los animales
a= 1 dato perdido
Esterilizados Total
Resultados
Valor p Positivos Negativos
N° % N° % N° %
Si 8 100,00 8 100,00 0 0,00 0,085
No 39 100,00 26 66,67 13 33,33
Total 47a 34 13
35
Se obtuvo como resultado una seroprevalencia de 100% en animales
esterilizados, reportado en la Tabla 12. Sin embargo, no hay diferencia
estadísticamente significativa.
El hábito de caza en gatos disminuye con la esterilización por lo que el riesgo de
toxoplasmosis debería disminuir (Bolais et al., 2017); sin embargo, hay que tomar
en cuenta que los tigrillos del presente estudio se mantienen en cautiverio en un
mismo encierro y no pueden salir a cazar como lo hacen en vida libre.
Tampoco se puede excluir la caza de aves o roedores que puedan ingresar en el
encierro, ya que son animales silvestres con un instinto de caza altamente
desarrollado. Empero, son alimentados con carne cruda, por lo que el estado
reproductivo de los individuos no necesariamente influye en la presentación de T.
gondii en tigrillos mantenidos en cautiverio.
5.6 Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable edad
Tabla 13. Seroprevalencia de T. gondii según la edad
Edad Total
Resultados
Valor p Positivos Negativos
N° % N° % N° %
Joven (≤1 año) 4 100,0 3 75,00 1 25,00 0,019
Adulto (>1 año a 7 años) 24 100,00 14 58,33 10 41,67
Geronte (>7 años) 14 100,00 14 100,00 0 0,00
Total 42a 31 11
a= 6 datos perdidos
En la Tabla 13, se reporta que la variable ¨edad¨ es estadísticamente significativa
ya que p=0,019 (p<0,05), se observó una mayor prevalencia (100%) en animales
gerontes (mayores a 7 años). Esto puede deberse a que a mayor edad, mayor
36
probabilidad de exposición a T. gondii (Raiden Grandía et al., 2013; Ramos Silva
et al., 2007).
Esto coincide con resultados obtenidos por Ramos Silva et al. (2007), donde
determina que la variable edad es estadísticamente significativa, pero difiere de la
investigación realizada por Ullmann et al. (2010) donde no hay diferencia
estadísticamente significativa.
Sin embargo, en ambos estudios se considera esta variable en felinos silvestres
mayores a 3 años de edad. En México, en varios estudios realizados en
mamíferos de zoológicos, Marujo et al. (2017) determina que los animales adultos
tenían 3,5 veces más probabilidad de ser infectados que los jóvenes. Alvarado-
Esquivel et al. (2013), por su parte determina que la infección aumenta
significativamente con la edad, observando una seroprevalencia de 21.4% en
animales jóvenes, 51,7% en adultos y 67,7% en animales seniles.
5.7. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable de tiempo en
cautiverio
Tabla 14. Seroprevalencia de T. gondii según el tiempo en cautiverio
Tiempo en cautiverio Total
Resultados
Valor p Positivos Negativos
N° % N° % N° %
< 1.8 años 10 100,00 7 70,00 3 30,00 0.142
1.8 a 5 años 15 100,00 9 60,00 6 40,00
> 5 a 8 años 7 100,00 6 85,71 1 14,29
> a 8 años 9 100,00 9 100,00 0 0,00
Total 41a 31 10
a=7 datos perdidos
37
En la Tabla 14, se observa una mayor seroprevalencia en aquellos animales que
se encuentran en cautiverio por un período mayor a 8 años, pero no hay diferencia
estadísticamente significativa en esta variable. Lo cual coincide con el estudio de
Ullmann et al. (2010), donde no se establece diferencia estadísticamente
significativa, pero en este caso se considera a los animales en cautiverio por un
período mayor a 3 años.
Esto puede tener semejanza con la variable edad, debido a que a mayor tiempo
en cautiverio el animal posee mayor edad y por lo tanto, mayor probabilidad de
exposición a T. gondii (Raiden Grandía et al., 2013; Ramos Silva et al., 2007).
5.8. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable de origen
Tabla 15. Seroprevalencia de T. gondii según el origen
Origen Total
Resultados
Valor p Positivos Negativos
N° % N° % N° %
Rescatado 42 100,00 31 73,81 11 26,9 1,000
Nacido en cautiverio 1 100,00 1 100,00 0 0,00
Total 43a 32 11
a=5 datos perdidos
Se obtuvo como resultado una mayor seroprevalencia (100%) en animales que
han nacido en cautiverio, pero sin diferencia estadísticamente significativa (Tabla
15).
En el estudio de Ullmann et al. (2010), se determinó que los felinos que provenían
de vida silvestre tenían 3 veces más probabilidades de ser positivos que aquellos
nacidos en zoológicos; sin embargo, en otros estudio no se determina relación
38
estadísticamente significativa en cuanto al origen (Navarro et al., 2015; Ramos
Silva et al., 2007).
A pesar de esto, hay que considerar que en el presente estudio solo hay un animal
nacido en cautiverio comparado con 42 animales rescatados y que hay 5 animales
de los cuales no se logró determinar su origen por falta de datos proporcionados.
Esto puede justificar el hecho de que la prevalencia es mayor en animales nacidos
en cautiverio en esta investigación, pero no necesariamente represente un factor
de riesgo.
5.9. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable de
convivencia en grupo
Tabla 16. Seroprevalencia de T. gondii según la convivencia en grupo
Convive en grupo
Total Resultados
Valor p Frecuencia Porcentaje Positivos Negativos
N° % N° % N° %
Si 36 100,00 27 75,00 9 25,00 0,710
No 12 100,00 8 66,67 4 33,33
Total 48 35 13
De acuerdo a la Tabla 16, se obtuvo como resultados una mayor seroprevalencia
en animales que convivían en grupo (75,0%). Este resultado se puede relacionar
con un estudio realizado en gatos domésticos, en donde se explica que al convivir
en grupo es probable que si uno de los gatos del grupo está infectado, los
ooquistes serán ingeridos por sus compañeros (Gauss et al., 2003).
39
5.10. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según el número de animales
en el encierro
Tabla 17. Seroprevalencia de T. gondii según el número de animales en el encierro
Animales en el encierro
Total Resultados
Valor p Frecuencia Porcentaje Positivos Negativos
N° % N° % N° %
1 12 100,00 8 66,67 4 33,33 0,732 2 24 100,00 19 79,17 5 20,83 3 10 100,00 7 70,00 3 30,00 4 2 100,00 1 50,00 1 50,00
Total 48 35 13
Se obtuvo como resultado una mayor seroprevalencia en aquellos encierros que
albergaban 2 animales (79,17%), reportado en la Tabla 17. Sin embargo, no existe
diferencia estadísticamente significativa. Este resultado hace referencia a lo
observado en la variable “convivencia en grupo”.
5.11. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable presencia de
roedores
Tabla 18. Seroprevalencia de T. gondii según la presencia de roedores
Presencia de roedores Centros positivos Animales positivos
N° % Valor p N° % Valor p
Si 11/12 91,67 1,000 29/39 74,36 0,687
No 3/3 100,00 6/9 66,67
De acuerdo a la Tabla 18, al analizar los resultados por centros existe una mayor
seroprevalencia (100%) en centros donde no hay presencia de roedores; sin
embargo, al analizar los resultados por animal, la seroprevalencia es mayor
(74,36%) en aquellos animales donde si hay presencia de roedores. Lo cual tiene
40
bastante sentido, ya que los roedores son hospedadores intermediarios y la
depredación de estos por los felinos es fundamental para la transmisión de T.
gondii (Rendón-Franco et al., 2014).
Sin embargo, en esta investigación, la presencia de roedores fue determinada
mediante información proporcionada por el personal encargado del centro, mismos
que a su vez reportan este dato en base a la observación de roedores cerca de
las jaulas o en cualquier parte del centro y más no dentro de ellas.
A pesar de haber una gran posibilidad de ingreso de roedores a las jaulas, no se
pudo determinar si verdaderamente los tigrillos cazaban o no a los roedores. No
se determinó diferencia estadísticamente significativa.
5.12. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable presencia de
aves
Tabla 19. Seroprevalencia de T. gondii según la presencia de aves
Presencia de aves Centros positivos Animales positivos
N° % Valor p N° % Valor p
Si 13/14 92,86 1,000 33/46 71,74 1,000
No 1/1 100,00 2/2 100,00
Existe una mayor seroprevalencia en los resultados obtenidos tanto por centros
(100%) y por individuos (100%) donde no hay presencia de aves, observado en la
Tabla 19. A pesar de esto no hay diferencia estadísticamente significativa.
El resultado difiere de la literatura, ya que las aves son hospedadores
intermediarios, que al ser parte de la dieta de felinos silvestres, intervienen como
factor de riesgo para la infección de T. gondii (Rendón-Franco et al., 2014).
41
Sin embargo, esto puede deberse al tamaño de muestra ya que en el estudio solo
un centro que poseía 2 animales no tenía presencia de aves comparado con los
14 centros donde habitaban 46 animales en donde si habían observado aves.
Además, el hecho de que los tigrillos se encuentran en cautiverio y que las aves
deberían ingresar a cada jaula para que el tigrillo pueda cazarlas, podría disminuir
considerablemente la oportunidad de cazar a estas aves, aunque tampoco puede
descartarse la posibilidad de caza de éstas.
Por último, la presencia de aves en el estudio fue determinada a través de la
información proporcionada por el personal encargado del centro, en base a la
observación de aves cerca de las jaulas o en cualquier parte del centro y no se
logró determinar si verdaderamente los tigrillos cazaban a las aves.
5.13. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable presencia de
gatos ferales
Tabla 20. Seroprevalencia de T. gondii según la presencia de gatos ferales
Gatos ferales Centros positivos Animales positivos
N° % Valor p N° % Valor p
Si 6/6 100,00 1,000 17/25 68,00 0,424
No 8/9 88,89 18/23 78,26
Dentro de los resultados obtenidos, se observa una mayor seroprevalencia en
centros en donde si existe la presencia de gatos ferales (100%), pero al analizar
los resultados por animal, existe una mayor seroprevalencia (78,26%) en
individuos de centros donde no hay presencia de gatos ferales (Tabla 20).
42
El resultado obtenido al analizar los centros coincide con la literatura en donde se
determina que la presencia de gatos ferales es un factor de riesgo para la
diseminación de T. gondii en zoológicos ya que aunque estos gatos no ingresen a
los encierros pueden eliminar ooquistes cerca de las jaulas donde se encuentran
los felinos silvestres (Alvarado-Esquivel et al., 2013; D S Lindsay & Dubey, 2007).
El resultado obtenido por animal puede deberse a que en el estudio, la presencia
de gatos ferales se determinó mediante información proporcionada por el personal
encargado del centro, en base a su observación en cualquier lugar del centro de
tenencia y de manera más común eran observados en los sitios de ingreso de
aquellos centros.
Es probable que no todos los gatos ferales verdaderamente hayan estado cerca
de los encierros en donde se encuentran los tigrillos (L. pardalis), además, no se
conoce si aquellos gatos ferales son positivos a toxoplasmosis. No se encontró
diferencia estadísticamente significativa para esta variable.
5.14. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable frecuencia de
limpieza de heces
Tabla 21. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la frecuencia de limpieza de heces
Limpieza de heces Centros positivos Animales positivos
N° % Valor p N° % Valor p
Diario 4/5 80,00 0,343 10/13 76,92 0,53
Tres a cuatro veces por semana 6/6 100,00 16/18 88,89
Una vez por semana 4/4 100,00
9/17 52,94
43
Para esta variable no se encontró diferencia estadísticamente significativa. Dentro
de los resultados obtenidos en la Tabla 21, se observa una menor seroprevalencia
en centros que realizan la limpieza de heces de manera diaria (80,00%), lo cual
coincide con la literatura donde se menciona que el ooquiste eliminado en las
heces necesita de 1 a 5 días para esporular y volverse infectivo, por lo que la
limpieza diaria de heces reduce el riesgo de infección de T. gondii (D. E. Hill &
Dubey, 2014).
Por otro lado, al analizar los resultados por animal existe una menor
seroprevalencia (52,94%) en animales de centros que realizan la limpieza de
heces una vez por semana y una mayor seroprevalencia en aquellos animales
donde la limpieza de heces se realiza de tres a cuatro veces por semana
(88,89%).
Este resultado, aunque no coincide con la literatura en el aspecto de limpieza
diaria, podría tener sentido, ya que en la literatura se menciona que un felino
después de adquirir inmunidad y establecerse la fase crónica de la enfermedad
deja de eliminar ooquistes (Becerril, 2014; Jones & Dubey, 2010). Por lo que
probablemente los animales seropositivos al tener una infección crónica, ya no
han eliminado ooquistes y por lo tanto sus heces no fueron un factor de riesgo de
infección para los animales seronegativos.
Sin embargo, el factor de limpieza de heces es de gran importancia y debe
realizarse adecuadamente, de manera diaria, ya que a pesar de considerarse que
los felinos dejan de eliminar ooquistes una vez adquirida inmunidad, también se ha
demostrado la re eliminación de ooquistes cuando se presentaban casos de
reinfección y de inmunosupresión en el animal (Jones & Dubey, 2010).
44
5.15. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable
desparasitación
Tabla 22. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la desparasitación interna
Desparasitación interna Centros positivos Animales positivos
Valor p N° % N° %
Menos de 3 meses 5/5 100,00 14/16 87,5 0,179
Entre 3 y 6 meses 4/4 100,00 7/8 87,5
Más de 6 meses 2/2 100,00 10/16 62,5
Datos perdidos= 4 centros, 8 animales
Para la interpretación de esta variable solo se determinó el valor p analizando a
los animales, no se analizaron los resultados por centros, ya que varios datos no
fueron proporcionados, que incluyen 8 animales y 4 centros, de los cuales uno
corresponde al único centro seronegativo del estudio.
En esta variable no hay diferencia estadísticamente significativa, en la Tabla 22,
se observa menos seroprevalencia en animales que han sido desparasitados por
última vez hace más de 6 meses (62,5%), comparado con aquellos animales que
han sido desparasitados hace menos de 3 meses o entre 3 a 6 meses (87,5%).
No hay estudios que relacionen el tiempo de desparasitación con infecciones de
toxoplasmosis en tigrillos (L. pardalis). En un estudio realizado en gatos, se
observó una seroprevalencia mayor en gatos que no habían sido desparasitados
(Espinosa et al., 2011), lo cual difiere con el resultado obtenido en esta
investigación.
Este resultado puede deberse a que los antiparasitarios no son considerados
efectivos para evitar una infección por T. gondii, y son las medidas de prevención
como alimentación, limpieza, desinfección y control de hospedadores
intermediarios los que evitan la infección. Por lo que la desparasitación podría no
influir como factor de riesgo en este caso.
45
Por otro lado, hay que considerar también que las infecciones parasitaras pueden
causar inmunosupresión al animal (Tizard, 2009), así, el no desparasitarlo
regularmente lo podría hacer más susceptible a adquirir una infección por T.
gondii.
5.16. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable desinfección
de piso
Tabla 23. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la desinfección de piso
Desinfección de piso Centros positivos Animales positivos
Valor p N° % N° %
Si 7/7 100,00 15/18 83,33 0,476
No 4/4 100,00 16/22 72,73
Datos perdidos = 4 centros, 8 animales
Para la interpretación de esta variable solo se determinó el valor p analizando a
los animales, no se analizaron los resultados por centro, ya que varios datos no
fueron proporcionados que incluyen 8 animales y 4 centros de los cuales uno
corresponde al único centro seronegativo del estudio. No se encontró diferencia
estadísticamente significativa para esta variable.
En la Tabla 23, se observa que la mayor seroprevalencia está en animales de
centros en donde si se realiza desinfección de piso (83,33 %), esto puede deberse
a la frecuencia de desinfección y principalmente al tipo de desinfectante utilizado.
En la Figura 3, se observa que, de los centros que si realizan desinfección, el
42,86% lo hacen una vez por semana, mientras que los demás centros lo realizan
dos veces por semana (14,29%), tres veces por semana (14,29%), cada 2 a 3
semanas (14,29%) y cada 6 meses (14,29%).
46
Figura 3. Frecuencia de desinfección del piso
En la Tabla 24, se observa que cada centro utiliza desinfectantes diferentes y de
estos solo el 28,6% utiliza yodo, el 28,6% usa compuestos con formaldehído y el
14,3% amonio cuaternario. Cabe mencionar que los ooquistes son sensibles a
amonio, formol y yodo (CFSPH, 2017) .
Tabla 24. Tipos de desinfectantes utilizados
Tipo de desinfectante Frecuencia Porcentaje (%)
Creso 1 14.3
Cloro y detergente 1 14.3
Cloro y amonio cuaternario 1 14.3
CID 20* 1 14.3
CID 20* y Cal 1 14.3
Yodo 1 14.3
Yodo y creolina 1 14.3
Total 7 100.0 *CID 20 contiene Alquildimetilbenzilamoniocloruro, Glyoxal, Formaldehido,
Glutaraldehido e Isopropanol.
42,86%
14,29% 14,29% 14,29% 14,29%
0,00%
5,00%
10,00%
15,00%
20,00%
25,00%
30,00%
35,00%
40,00%
45,00%
50,00%
Una vez porsemana
Dos veces porsemana
Tres veces porsemana
Cada 2 a 3semanas
Cada 6 meses
47
5.17. Análisis de seroprevalencia de T. gondii según la variable alimentación
Para el estudio de estas variables no fue posible determinar relaciones
estadísticamente significativas debido a la similitud de los datos obtenidos, por lo
que solo se realizó un análisis de frecuencia.
5.17.1. Procedencia de la carne
En la Figura 4, se observa que el 53,3% de los centros proporciona carne de
procedencia externa, entre las que se incluyen proveedores y mercados, seguida
del 33,3% de centros que obtienen la carne de procedencia externa y propia y el
13,3 % alimenta a los animales con carne propia del centro.
Figura 4. Procedencia de la carne
13,3%
53,3%
33,3%
0,0%
10,0%
20,0%
30,0%
40,0%
50,0%
60,0%
Propia Externa Externa y propia
48
5.17.2. Tipo de Alimentación
Tabla 25. Tipo de Alimentación
N° Centro Tipo de Alimentación Refrigeración/Congelación
Tiempo (días) Temperatura (°C)
1 PV - -
2 PV - -
3 CF - -
4 CF - -
5 PV+CF - -
6 CRC 5 3.8 – 8
7 CRC 3 2
8 PV+CRC 7 -20
9 PV+CRC 5 -30
10 PV+CRC 7 2
11 CF+CRC 5 -0
12 CF+CRC 3 -20
13 PV+CF+CRC 1 4
14 PV+CF+CRC 3 -0
15 PV+CF+CRC 3 -20
PV=Presa Viva; CF= Carne Fresca; CRC= Carne Refrigerada o Congelada
En la Tabla 25, podemos observar el tipo de alimentación proporcionada por cada
centro y la temperatura y el tiempo en días a la que la carne es conservada en
aquellos centros en donde se conserva la carne, ya sea mediante congelación o
refrigeración.
Se observa con mayor frecuencia, que el 20,0% de los centros proporciona presa
viva y carne refrigerada o congelada y otro 20,0% proporciona presa viva, carne
fresca y carne refrigerada o congelada.
Además, se observó que de todos los centros, el 66,7% refrigera o congela la
carne. Lo cual parece conveniente; sin embargo, los centros que dan solo carne
49
refrigerada o congelada (13,3%, Centros N° 6 y 7) no alcanzan la temperatura
óptima para la eliminación de quistes tisulares.
Según la literatura, los quistes tisulares son eliminados a -20°C durante 1 a 2 días
o a -12 °C durante 2-3 días (Becerril, 2014; CFSPH, 2017). Los centros N° 8,9,12
y 15, que representan el 26,67% de los centros, tienen un buen manejo de
temperatura y de tiempo que puede asegurar la eliminación de ooquistes de
acuerdo a la literatura, pero a pesar de esto, estos centros, además de carne
congelada, proporcionan también presa viva (centros n°8 y 9) o presa viva y carne
fresca (centros N° 12 y 15).
Esto anula los beneficios de congelar la carne ya que el quiste tisular puede
permanecer viable en la carne fresca y en las presas vivas. Por lo cual, aunque los
animales hayan sido alimentados con carne que ha sido congelada que podría
estar libre del parásito, también fueron alimentados con carne fresca o presas
vivas que podían contener quistes tisulares.
Se determinó así, un factor de riesgo común en todos los centros el cual es que
todos proporcionan carne cruda que posiblemente está contaminada con quistes
tisulares viables. A pesar de esto, no se pudo definir asociaciones estadísticas.
5.17.3. Tipo de Carne
De acuerdo a lo resultados obtenidos, el principal tipo de carne proporcionada por
los centros es el pollo (93,3%), seguido por la res (60%), cuy (33,0%), otros
(26,7%) entre los que se incluyen peces, ratones, codornices, caballo, borrego y el
cerdo (13,3%) y finalmente conejo (13,3,%) (Figura 5).
50
Figura 5. Tipo de Carne
En la Tabla 26, se especifica la frecuencia de cada tipo de carne proporcionada de
acuerdo al tipo de alimentación. Se observa que, como presas vivas, el principal
animal proporcionado es el pollo (53,3%), seguido del conejo y otros que
corresponde al 26,7 % cada uno y por último el cuy (20,0%).
En cuanto a carne fresca, el principal tipo de carne es el pollo y otros (26,7% cada
uno), seguido de cerdo y res (13,3 % cada uno) y por último cuy (6,7%). Con
respecto a la carne refrigerada o congelada, el principal tipo de carne es la carne
de res (60,0%), seguido del pollo (40,0%) y cerdo, conejo, cuy y otros que
corresponden al 6,7% cada uno.
Tabla 26. Tipo de Carne
Tipo de Carne
PV CF CRC
N° % N° % N° %
Pollo 8/15 53,3 4/15 26,7 6/15 40,0 Res 0/15 - 2/15 13,3 9/15 60,0
Cerdo 0/15 - 2/15 13,3 1/15 6,7 Conejo 4/15 26,7 0/15 - 1/15 6,7
Cuy 3/15 20,0 1/15 6,7 1/15 6,7 Otros 4/15 26,7 4/15 26,7 1/15 6,7
PV=Presa Viva; CF= Carne Fresca; CRC= Carne Refrigerada o Congelada
93,3%
60,0%
13,3% 13,3%
33,3%26,7%
0,0%
10,0%
20,0%
30,0%
40,0%
50,0%
60,0%
70,0%
80,0%
90,0%
100,0%
Pollo Res Cerdo Conejo Cuy Otros
51
CAPÍTULO VI
6. CONCLUSIONES
Por medio de este estudio se logró determinar la presencia de T. gondii en
tigrillos (L. pardalis) mantenidos en cautiverio en las regiones Costa, Sierra
y Oriente del Ecuador. Teniendo como resultado una seroprevalencia del
72,9% en tigrillos (L. pardalis) y del 92,3% en centros de tenencia,
determinando una exposición alta al parásito en estos animales.
Por medio de la técnica ELISA utilizada en la investigación para determinar
anticuerpos IgG se observó que el 72,9% de tigrillos poseen así,
infecciones crónicas de toxoplasmosis.
En el análisis de factores de riesgo, se determinó como estadísticamente
significativa a la variable “edad” p=0,019 (p<0,05), donde se observó una
mayor seroprevalencia en animales gerontes (mayores a 7 años).
No se pudo determinar asociaciones estadísticas para la variable de tipo de
alimentación, sin embargo, se logró identificar que como factor común,
ningún centro de tenencia del estudio maneja adecuadamente la carne
cruda para prevenir la infección de T. gondii en tigrillos (L. pardalis). Por lo
que en todos los centros hay la posibilidad de haber proporcionado carne
cruda con quistes tisulares viables.
Este es el primer estudio realizado de toxoplasmosis en felinos silvestres en
el país, en este caso en tigrillos (L. pardalis), si bien se determinó que si
52
hay prevalencia de T. gondii en cautiverio, no se puede determinar en qué
momento se infectaron, tomando en cuenta que la mayoría de ellos han
sido rescatados. Para lo cual es necesario futuros estudios en felinos
silvestres de vida libre, de análisis de la carne proporcionada en su
alimentación y de hospedadores intermediarios que permitan identificar el
origen de infección en estos animales.
53
CAPÍTULO VII
7. BIBLIOGRAFÍA
Alvarado-Esquivel, C., Gayosso-Dominguez, E. A., Villena, I., & Dubey, J. P.
(2013). Seroprevalence of Toxoplasma gondii infection in captive mammals in
three zoos in Mexico City, Mexico. Journal of Zoo and Wildlife Medicine, 44(3),
803–6. https://doi.org/10.1638/2013-0032.1
André, M. R., Adania, C. H., Teixeira, R. H. F., Silva, K. F., Jusi, M. M. G.,
Machado, S. T. Z., … Machado, R. Z. (2010). Antibodies to Toxoplasma gondii
and Neospora caninum in captive neotropical and exotic wild canids and
felids. The Journal of Parasitology, 96(5), 1007–9. https://doi.org/10.1645/GE-
2502.1
Apt Baruch, W. L. (2013). Parasitología Humana. (M. G. Hill, Ed.). México.
Becerril, M. A. (2014). Parasitología Médica (4th ed.). México: Mc Graw Hill.
Bojorque, M. P. (2016). Actualización de la seroepidemiología de Toxoplasma
gondii en gatos de la ciudad de Cuenca. Repositorio Digital Universidad de
Cuenca.
Bolais, P. F., Vignoles, P., Pereira, P. F., Keim, R., Aroussi, A., Ismail, K., …
Mercier, A. (2017). Toxoplasma gondii survey in cats from two environments
of the city of Rio de Janeiro, Brazil by Modified Agglutination Test on sera and
filter-paper. Parasites and Vectors, 10(1), 1–8. https://doi.org/10.1186/s13071-
017-2017-8
Bowman, D. (2014). Georgis’ Parasitology for Veterinarians (10th ed.). Elsevier.
Cambrano, N. (2015). Presencia de Toxoplasma gondii. en los felinos nacionales
mantenidos en cautiverio en el parque zoológico y botánico ” Miguel Ángel de
Quevedo de la Ciudad de Veracruz. Universidad Vercruzana.
Cañón-Franco, W. A., Araújo, F. A., & Gennari, M. S. (2013). Toxoplasma gondii in
small neotropical wild felids. Braz. J. Vet. Res. Anim. Sci., São Paulo, 50(21),
54
50–67.
CFSPH, C. de S. A. y S. P. (2017). Toxoplasmosis. College of Veterinary
Medicine, (January), 2-5–8.
CITES. (2017). Apéndices|CITES. Retrieved December 8, 2017, from
https://cites.org/esp/app/appendices.php
de Camps, S., Dubey, J. P., & Saville, W. J. A. (2008). Seroepidemiology of
Toxoplasma gondii in Zoo Animals in Selected Zoos in the Midwestern United
States. Journal of Parasitology, 94(3), 648–653. https://doi.org/10.1645/GE-
1453.1
Diaz-Pulido, A., & Payán Garrido, E. (2011). Densidad de ocelotes (Leopardus
pardalis) en los llanos colombianos. Mastozoología Neotropical, 18(1), 63–71.
https://doi.org/10.2307/3504082
Dubey, J. P. (2010). Toxoplasmosis of Animals and Humans (2nd ed.). Boca
Raton, Florida, USA: CRC Press.
Esch, K. J., & Petersen, C. A. (2013). Transmission and epidemiology of zoonotic
protozoal diseases of companion animals. Clinical Microbiology Reviews,
26(1), 58–85. https://doi.org/10.1128/CMR.00067-12
Espinosa, A. C., Torres, L. C., Alzate, C., Lemus, E. J., Puyo, D. S., & Ramírez, J.
C. (2011). Prevalencia de Toxoplasma gondii en gatos domésticos del casco
urbano del Municipio de Florencia-Caquetá. Revista Facultad de Ciencias
Agropecuarias.
Espinosa, S., Zapata, G., & Tirira, D. G. (2011). Ocelote ( Leopardus pardalis). P.
267, en: Libro Rojo de los mamíferos del Ecuador (D.G. Tirira, ed.), 2a.
edición. Fundación Mamíferos y Conservación, Pontificia Universidad Católica
del Ecuador y Ministerio del Ambiente del Ecuador. Publicación especial.
Quito.
55
Fiorello, C., Robbins, R., Maffeim, L., & Wade, S. (2006). Parasites of free-ranging
small canids and felids in the Bolivian Chaco. Journal of Zoo and Wildlife
Medicine, 37(2), 130–134. https://doi.org/https://doi.org/10.1638/05-075.1
Fowler, M. E., & Miller, E. (2008). Zoo and Wild Animal Medicine Current Therapy
(6th ed.). St. Louis, Missour: Elsevier.
Gilot-Fromont, E., Lélu, M., Dardé, M.-L., Richomme, C., Aubert, D., Afonso, E., …
Villena, I. (2012). The Life Cycle of Toxoplasma gondii in the Natural
Environment. https://doi.org/http://dx.doi.org/10.5772/48233
Gómez, R. (2014). Medicina de la Conservación, Ecología de las enfermedades y
la Medicina Veterinaria. Conexagreo Jdc, 4(1), 51–56.
Greene, C. (2012). Infectious Diseases of the Dog and Cat. (Elsevier, Ed.) (4th
ed.). St. Louis, Missouri, USA.
Györke, A., Opsteegh, M., Mircean, V., Iovu, A., & Cozma, V. (2011). Toxoplasma
gondii in Romanian household cats: evaluation of serological tests,
epidemiology and risk factors. Preventive Veterinary Medicine, 102(4), 321–8.
https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2011.07.015
Halonen, S. K., & Weiss, L. M. (2014). Toxoplasmosis. Handbook of clinical
neurology (Vol. 114). https://doi.org/10.1016/B978-0-444-53490-3.00008-
X.TOXOPLASMOSIS
Hernández-Cortazar, I., Acosta- Viana, K. Y., Ortega-Pachecho, A., Guzman-
Marin, E. del S., Aguilar-Caballero, A. J., & Jiménez-Coello, M. (2015).
Toxoplasmosis in Mexico: Epidemiological Situation in Humans and Animals.
Revista Do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, 57(2), 93–103.
https://doi.org/10.1590/S0036-46652015000200001
Hill, D. E., & Dubey, J. P. (2014). Toxoplasmosis: Reston, Va., U.S. Geological
56
Survey Circular 1389. https://doi.org/http://dx.doi.org/10.3133/cir1389.
IDvet. (2017). ID Screen® Toxoplasmosis Indirect Multi-species (ELISA test).
Retrieved October 20, 2017, from https://www.id-vet.com/produit/id-screen-
toxoplasmosis-indirect-multi-species/
Jones, J. L., & Dubey, J. P. (2010). Waterborne toxoplasmosis - Recent
developments. Experimental Parasitology, 124(1), 10–25.
https://doi.org/10.1016/j.exppara.2009.03.013
Kamga-Waladjo, A. R., Gbati, O. B., Kone, P., Lapo, R. A., Dombou, E.,
Chatagnon, G., … Akakpo, J. A. (2009). Neospora caninum and Toxoplasma
gondii in Lion (Panthera leo) from Senegal, West Africa. Asian Journal of Anial
and Veterinary Advances, 4(6), 346–349.
Kaushik, M., Knowles, S. C. L., & Webster, J. P. (2014). What makes a feline fatal
in toxoplasma gondii’s fatal feline attraction? Infected rats choose wild cats.
Integrative and Comparative Biology, 54(2), 118–128.
https://doi.org/10.1093/icb/icu060
Lappin, M. R., Jacobson, E. R., Kollias, G. V, Powell, C. C., Stover, J., & Url, S.
(1991). Comparison of Serologic Assays for the Diagnosis of Toxoplasmosis in
Nondomestic Felids. Journal of Zoo and Wildlife Medicine, 22(2), 169–174.
https://doi.org/10.2307/20095138
Lindsay, D. S., & Dubey, J. P. (2007). Toxoplasmosis in Wild and Domestic
Animals. p 133–152. In Weiss LM, Kim K (ed), Toxoplasma gondii: the model
apicomplexan. Perspectives and methods. London, United Kingdom: Elsevier.
https://doi.org/10.1016/B978-0-12-369542-0.50008-8
Lindsay, D. S., & Dubey, J. P. (2014). Toxoplasma Gondii. Toxoplasma Gondii.
https://doi.org/10.1016/B978-0-12-396481-6.00006-4
57
Marujo, R. B., Langoni, H., Ullmann, L. S., Pellizzaro, M., Dias Neto, R. D. N.,
Camossi, L. G., … Menozzi, B. D. (2017). Toxoplasma gondii antibodies and
related risk factors in mammals at Sorocaba zoo, São Paulo, Brazil.
Semina:Ciencias Agrarias, 38(4), 2845–2850. https://doi.org/10.5433/1679-
0359.2017v38n4Supl1p2845
Mellen, J. D. (1997). Minimum Husbandry Guidelines for Mammals: Small Felids.
American Association of Zoos and Aquariums, (1–4).
Miller, E., & Fowler, M. (2015). Fowler’s Zoo and Wild Animal Medicine (8th ed.).
St. Louis, Missouri: Elsevier.
Minervino, A. H. H., Soares, H. S., Barrêto-Júnior, R. A., Neves, K. A. L., de Jesus
Pena, H. F., Ortolani, E. L., … Gennari, S. M. (2010). Seroprevalence of
Toxoplasma gondii Antibodies in Captive Wild Mammals and Birds in Brazil.
Journal of Zoo and Wildlife Medicine, 41(3), 572–574.
https://doi.org/10.1638/2010-0046.1
Ministerio del Ambiente del Ecuador, M. (2017). Guía para la identificación de
especies de fauna silvestre sujetas al tráfico y comercio ilegal de carne de
monte - Recomendaciones para su manejo emergente. MAE, WCS, GEF,
PNUD. Quito.
Navarro, D., Chávez, A., Pinedo, R., & Muñoz, K. (2015). Factores de Riesgo
Asociados a la Seroprevalencia de Toxoplasma gondii en Mamíferos del
Orden Carnivora y Primates Mantenidos en Cautiverio. Revista de
Investigaciones Veterinarias Del Peru, 26(3), 497–508.
https://doi.org/10.15381/rivep.v26i3.11175
OIE. (2017). Toxoplasmosis. Manual de Las Pruebas de Diagnóstico Y de Las
Vacunas Para Los Animales Terrestres 2017.
Paviolo, A., Crawshaw, P., Caso, A., de Oliveira, T., López-González, C., Kelly, M.,
58
… Payan, E. (2015). Leopardus pardalis . (versión errata publicada en 2016)
La Lista Roja de Especies Amenazadas 2015 de la UICN:
e.T11509A97212355. Retrieved from http://dx.doi.org/10.2305/IUCN.UK.2015-
4.RLTS.T11509A50653476.en
Quiróz Romero, H. (2013). Parasitología y enfermedades parasitarias de animales
domésticos. México: Limuza.
Raiden Grandía, G., Ángel Entrena, G., & Jeddú Cruz, H. (2013). Toxoplasmosis
en Felis catus: Etiología, epidemiología y enfermedad. Revista de
Investigaciones Veterinarias Del Peru, 24(2), 131–149.
Ramos Silva, J. C., Vianna, M., Dias, R. A., Ferreira, F., Amaku, M., Adania, C. H.,
& Ferreira Neto, J. S. (2007). Risk factors associated with sero-positivity to
Toxoplasma gondii in captive neotropical felids from Brazil. Preventive
Veterinary Medicine, 78(3–4), 286–295.
https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2006.10.013
Rendón-Franco, E., Caso-Aguilar, A., Jiménez-Sánchez, N. G., Hernandez-
Jauregui, D. M. B., Sandoval-Sánchez, A. L., & Zepeda-López, H. M. (2012).
Prevalence of anti-Toxoplasma gondii antibody in free-ranging ocelots
(Leopardus pardalis) from Tamaulipas, Mexico. Journal of Wildlife Diseases,
48(3), 829–31. https://doi.org/10.7589/0090-3558-48.3.829
Rendón-Franco, E., Xicoténcatl-García, L., Rico-Torres, C. P., Muñoz-García, C. I.,
Caso-Aguilar, A., Suzán, G., … Caballero-Ortega, H. (2014). Toxoplasmosis
seroprevalence in wild small rodents, potentially preys of ocelots in north-
eastern Mexico. Parasite (Paris, France), 21, 57.
https://doi.org/10.1051/parasite/2014058
Rivetti Jr., A. V, Caxito, F. A., Resende, M., & Lobato, Z. I. P. (2008). Serological
evaluation for Toxoplasma gondii by indirect immunofluorescence and
59
detection of feline immunodeficiency virus by nested PCR in wild felines.
Arquivo Brasileiro De Medicina Veterinaria E Zootecnia, 60(5), 1281–1283.
https://doi.org/10.1590/s0102-09352008000500038
Robert-Gangneux, F., & Dardé, M. L. (2012). Epidemiology of and diagnostic
strategies for toxoplasmosis. Clinical Microbiology Reviews, 25(2), 264–296.
https://doi.org/10.1128/CMR.05013-11
Salvador, J. C. (2014). Analisis de la Abundancia, Patrones de Actividad y Area de
Vida del Ocelote (Leopardus pardals) en el Parque Nacional Yasuni, Ecuador.
Pontificia Universidad Católica del Ecuador. https://doi.org/10.1007/s13398-
014-0173-7.2
Schlüter, D., Däubener, W., Schares, G., Groß, U., Pleyer, U., & Lüder, C. (2014).
Animals are key to human toxoplasmosis. International Journal of Medical
Microbiology, 304(7), 917–929. https://doi.org/10.1016/j.ijmm.2014.09.002
Sedlák, K., & Bártová, E. (2006). Seroprevalences of antibodies to Neospora
caninum and Toxoplasma gondii in zoo animals. Veterinary Parasitology,
136(3–4), 223–231. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2005.11.021
Smith, K. E., Fisher, J. R., & Dubey, J. P. (1995). Toxoplasmosis in a bobcat (Felis
rufus). Journal of Wildlife Diseases, 31(4), 555–557.
https://doi.org/10.7589/0090-3558-31.4.555
Sogorb, F., Jamra, L. F., & Guimarães, F. . (1977). Toxoplasmose em Animais de
São Paulo, Brasil. Revista Do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo,
19(3), 191–194.
Spencer, J., Higginbothamd, M., & Blagburnph, B. (2003). Seroprevalence of
Neospora caninum and Toxoplama gondii in captive and free-ranging
nondomestic felids in the United States, 34(3), 246–249.
https://doi.org/https://doi.org/10.1638/02-046
60
Taylor, M., Coop, R., & Wall, R. (2007). Veterinary Parasitology (Tercera).
Blackwell.
Tirira, D. G. (2007). Mamíferos del Ecuador. Guía de campo. Quito: Ediciones
Murciélago Blanco. Publicación Especial de los Mamíferos del Ecuador 6.
Tizard, I. R. (2009). Introduccion a la inmunologia veterinaria. Elsevier Health
Sciences Spain.
Ullmann, L. S., da Silva, R. C., de Moraes, W., Cubas, Z. S., dos Santos, L. C.,
Hoffmann, J. L., … Biondo, A. W. (2010). Serological survey of Toxoplasma
gondii in captive Neotropical felids from Southern Brazil. Veterinary
Parasitology, 172(1–2), 144–146. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2010.04.013
Vallejo, A. F. (2017). Leopardus pardalis. En: (ed). Mamíferos de Ecuador. Quito,
Ecuador. [en línea]. Versión 2015.0. Museo de Zoología, Pontificia
Universidad Católica del Ecuador. Quito, Ecuador. Retrieved November 29,
2017, from
http://zoologia.puce.edu.ec/Vertebrados/mamiferos/FichaEspecie.aspx?Id=18
35
Weiss, L. M., & Kim, K. (2014). Toxoplasma gondii : the model apicomplexan :
perspectives and methods (2nd ed.). Elsevier/Academic Press.
Wendte, J. M., Gibson, A. K., & Grigga, M. E. (2011). Population genetics of
Toxoplasma gondii: new perspectives from parasite genotypes in wildlife. Vet
Parasitol., 182(1). https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2011.07.018.
Whiteman, C. W. (2007). Conservação de carnívoros e a interface homem-fauna
doméstica-fauna silvestre numa área fragmentada da Amazônia oriental
brasileira. Ecologia de Agroecossistemas, Universidade de São Paulo,
Piracicaba. https://doi.org/doi:10.11606/T.91.2007.tde-04122007-104411.
Yan, C., Liang, L.-J., Zheng, K.-Y., & Zhu, X.-Q. (2016). Impact of environmental
factors on the emergence, transmission and distribution of Toxoplasma gondii.
Parasites & Vectors, 9(1), 137. https://doi.org/10.1186/s13071-016-1432-6
61
CAPÍTULO VIII
8. ANEXOS
Anexo 1. Tigrillos (Leopardus pardalis) en estudio
Anexo 2. Contención del animal por medio de redes de manejo
62
Anexo 3. Toma de muestras sanguíneas
Descripción: a) Toma de muestra sanguínea de vena cefálica. b) Toma de muestra
sanguínea de vena yugular. c) Transporte de Tigrillo (L. pardalis) para toma de muestra.
d) Toma de muestra en clínica veterinaria. e) Toma de muestra en encierro. f)
Almacenamiento de muestra sanguínea en tubo sin anticoagulante (tapa roja).
d c
b a
f e
63
Anexo 4. Toma de constantes fisiológicas
Descripción: a) Toma de frecuencia cardíaca y respiratoria. b) Toma de temperatura. c)
Observación de coloración de mucosas. d) Toma de peso con balanza digital. e) Toma de
constantes fisiológicas por monitor.
a
d c
b
e
64
Anexo 5. Análisis de muestras
Descripción: a) Muestras serológicas. b) Kit ELISA indirecto ‘ID Screen® Toxoplasmosis
Indirect Multi-species’. c) Incubación. d) Distribución de Solución de parada.
d c
a b
65
Anexo 6. Encuestas
Encuesta por cada centro de tenencia y manejo de fauna silvestre
Ubicación
Provincia Ciudad
Fecha:
Nombre de la Institución:
Centro de rescate Zoológico
Dieta
Presa Viva Pollo ( ) Conejo ( ) Cuy ( ) Otros ( )
Carne Fresca Res ( ) Cerdo ( ) Pollo ( ) Conejo ( ) Cuy ( ) Otros ( )
Carne
Refrigerada/Congelada Res ( ) Cerdo ( ) Pollo ( ) Conejo ( ) Cuy ( ) Otros ( )
Procedencia de la carne: Propia Externa
Refrigeración/Congelación Si No
Tiempo
Temperatura
Ambiente
Presencia de gatos ferales Si No
Presencia de roedores Si No
Presencia de aves S No
Frecuencia de limpieza de heces
Diario 3 a 4 veces por semana
Una vez por semana
Desinfección de piso Si No
Frecuencia
Tipo de desinfectante
Fuente: El autor.
66
Encuesta por cada animal
Ubicación
Provincia Ciudad
Fecha:
Nombre de la Institución:
Centro de rescate Zoológico
Datos del animal
Ejemplar N°
Nombre
Número de identificación
Sexo Macho Hembra
Entero Esterilizado
Edad Joven (≤1 año) Adulto (>1 año- 7 años) Geriátrico (> 7 años)
Origen Nacido en cautiverio Rescatado
Tiempo mantenido en el centro
Convive en grupo Si No
# animales en el grupo
Examen Clínico
Temperatura FC FR
Pulso
Mucosas
Ganglios linfáticos
Palpación Abdominal
Método de contención Física Química
Xilacina Dosis mg/kg Dosis ml
Ketamina Dosis mg/kg Dosis ml
Fuente: El autor.