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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DIRIGIDOS CONTRA

TOXOPLASMA GONDII EN FELINOS DOMÉSTICOS QUE VIVEN EN

GATILES EN 6 ADMINISTRACIONES ZONALES DEL DISTRITO

METROPOLITANO DE QUITO

Autora: Quisilema Quisilema Teresa Marisol

Tutora: Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier

Quito, noviembre 2017




Determinación de anticuerpos dirigidos contra Toxoplasma gondii en felinos

domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones zonales del Distrito

Metropolitano de Quito

Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del

Título de Médico Veterinario Zootecnista

Autora: Quisilema Quisilema Teresa Marisol

Tutora: Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier

Quito, noviembre 2017

ii

© DERECHOS DE AUTOR

Yo, TERESA MARISOL QUISILEMA QUISILEMA en calidad de autora y

titular de los derechos morales y patrimoniales del trabajo de titulación

“DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DIRIGIDOS CONTRA

TOXOPLASMA GONDII EN FELINOS DOMÉSTICOS QUE VIVEN EN

GATILES EN 6 ADMINISTRACIONES ZONALES DEL DISTRITO

METROPOLITANO DE QUITO”, modalidad PROYECTO DE

INVESTIGACIÓN, de conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO

DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E

INNOVACIÓN, concedemos a favor de la Universidad Central del Ecuador una

licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para el uso no comercial de la

obra, con fines estrictamente académicos. Conservo a mi favor todos los

derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa citada.

Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la

digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual,

de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación

Superior.

La autora declara que la obra objeto de la presente autorización es original en

su forma de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo

la responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta

causa y liberando a la Universidad de toda responsabilidad.

En la ciudad de Quito, a los 29 días del mes de Noviembre del 2017.

Firma: _____________________________

Nombre: Teresa Marisol Quisilema Quisilema

C.C: 1720230273

Dirección electronica: [email protected]

iii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN

Yo, Juliette Dominique Gabriela Cadier en mi calidad de tutora del trabajo de

titulación, modalidad PROYECTO DE INVESTIGACIÓN, elaborado por

TERESA MARISOL QUISILEMA QUISILEMA; cuyo título es:

DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DIRIGIDOS CONTRA TOXOPLASMA

GONDII EN FELINOS DOMÉSTICOS QUE VIVEN EN GATILES EN 6

ADMINISTRACIONES ZONALES DEL DISTRITO METROPOLITANO DE

QUITO, previo a la obtención del Título de Médico Veterinario Zootecnista;

considero que el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios en el campo

metodológico y epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte

del tribunal examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que

el trabajo sea habilitado para continuar con el proceso de titulación

determinado por la Universidad Central del Ecuador.

En la ciudad de Quito, a los 29 días del mes de Noviembre del 2017

_________________________________

Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier

DOCENTE/TUTORA

C.C: 1755557764

iv

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL

El tribunal constituido por:

Presidente: Dr. Fernando Pazmiño

Vocal Principal: Dr. Gustavo Salgado

Vocal Principal: Dra. Susana Gallo

Vocal Suplente: Dra. Yolanda Cedeño

Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la

obtención del título de Título de Médico Veterinario Zootecnista presentado por

la señorita Teresa Marisol Quisilema Quisilema.

Con el título: Determinación de anticuerpos dirigidos contra Toxoplasma gondii

en felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones zonales del

Distrito Metropolitano De Quito

Emite el siguiente veredicto: (aprobado/reprobado)

Fecha: ________________________

Para constancia de lo actuado firman:

Calificación Firma

Presidente: Dr. Fernando Pazmiño ___________ _________

Vocal Principal: Dr. Gustavo Salgado ___________ _________

Vocal Principal: Dra. Susana Gallo ___________ _________

v

DEDICATORIA

A mis padres Jaime y María que me apoyaron y guiaron durante todo mi

trayecto universitario.

A mis hermanos Edgar y Widinson que han sido el sostén en los momentos

díficiles de mi carrera y siempre me han brindado su apoyo incondicional.

A mi querido Carlos que con amor y cariño me acompañado en estos 5 años

y ha sido fundamental para el alcance de todas mis metas.

A mis compañeros fieles Negrito, Princesa Bu y Osito que me motivaron a

seguir esta carrera.

Teresa Quisilema

vi

AGRADECIMIENTO

Agradesco a Dios quien me ha dado el don de la vida,me ha guiado y ha sido

mi refugio en los momentos díficiles.

A mis padres que hicieron posible mi ingreso a la universidad, gracias por su

enteresa y apoyo incodicional.

A mi hermanos quienes han compartido conmigo los triunfos y dificultades de

mi carrera.

A Carlos por acompañarme en este trayecto, por sostener mi mano y no dejar

que me rinda.

A mis abuelitos que en estos últimos años han sido fundamentales para el

alcance de todos mis logros.

A la señora Magdalena por su apoyo y colaboración en estos años de estudio.

A mi madrina Nely que ha estado junto a mí en toda mi vida y trayectoria

estudiantil.

A mi tutora, Doctora Juliette Cadier por su apoyo y guía sin ello no hubiera sido

posible la culminación de este trabajo de investigación.

A AGROCALIDAD, institución que me abrio las puertas y permitió el desarrollo

de este trabajo de investigación.

A todas las personas, instituciones públicas y privadas que colaboran con el

presente trabajo, sin ustedes nada de esto hubiera sido posible.

Teresa

vii

INDICE

© DERECHOS DE AUTOR ............................................................................. ii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN ..................... iii

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL .......................... iv

DEDICATORIA ............................................................................................... v

AGRADECIMIENTO ....................................................................................... vi

LISTA DE TABLAS ........................................................................................ xii

LISTA DE FIGURAS ..................................................................................... xiv

LISTA DE ANEXOS ....................................................................................... xv

RESUMEN ................................................................................................... xvii

ABSTRACT ................................................................................................. xviii

CAPÍTULO I .................................................................................................... 1

INTRODUCCIÓN ............................................................................................ 1

CAPÍTULO II ................................................................................................... 3

OBJETIVOS .................................................................................................... 3

General .................................................................................................... 3

Específicos .............................................................................................. 3

CAPÍTULO III .................................................................................................. 4

MARCO TEÓRICO ......................................................................................... 4

3.1. DESCRIPCIÓN DE LA ENFERMEDAD ............................................ 4

3.2. AGENTE CAUSAL ............................................................................ 4

3.2.1. Morfología .................................................................................. 4

3.2.2. Ciclo Biológico ............................................................................ 5

3.2.3. Mecanismo de resistencia y susceptibilidad ............................... 6

viii

3.2.4. Modos de transmisión de T. gondii ............................................. 7

3.3. SIGNOS Y SÍNTOMAS ..................................................................... 8

3.3.1. Infección aguda adquirida en felinos .......................................... 8

3.3.2. Toxoplasmosis congénita en felinos........................................... 9

3.4. DIAGNÓSTICO ................................................................................. 9

3.4.1 Diagnóstico Clínico...................................................................... 9

3.4.1.1 Exámenes de sangre ............................................................ 9

3.4.1.2 Exámenes de heces ............................................................. 9

3.4.1.3 Citología ............................................................................. 10

3.4.1.4 Imagenología ...................................................................... 10

3.4.2 Pruebas Serológicas ................................................................. 10

3.4.2.1. ELISA Indirecto .................................................................. 10

3.4.2.2 Otras pruebas serológicas .................................................. 10

3.5. TRATAMIENTO DE T. GONDII EN GATOS ................................... 11

3.6. GATILES ......................................................................................... 11

3.6.1. Definición ................................................................................. 11

3.6.2. Instalaciones ............................................................................ 11

3.6.3. Factores predisponentes al desarrollo de enfermedades en el

gatil..................................................................................................... 12

3.6.4. Condiciones higiénicas y sanitarias.......................................... 13

MATERIALES Y METODOLOGÍA ................................................................ 14

4.1. MATERIALES ................................................................................. 14

4.1.1. Materiales Físicos .................................................................... 14

4.1.2. Materiales Químicos ................................................................. 14

ix

4.1.3. Materiales Biológicos ............................................................... 15

4.1.4. Suministros de oficina .............................................................. 15

4.2. MÉTODOS ...................................................................................... 16

4.2.1. Ubicación ................................................................................. 16

4.2.2. Factores de estudio .................................................................. 16

4.2.3. Variable dependiente ............................................................... 17

4.2.4. Variables independientes ......................................................... 17

4.2.5. Características de las unidades observacionales .................... 19

4.2.6. Análisis estadístico ................................................................... 19

4.2.7. Toma de Muestras y Diagnóstico ............................................. 20

4.2.7.1. Protocolo para extracción y procesamiento de muestra de

sangre (ver Anexo 3). ..................................................................... 20

4.2.7.2. Protocolo para correr la prueba de ELISA Indirecto para

determinar la presencia de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET

Screen®) ........................................................................................ 21

CAPÍTULO V ................................................................................................ 23

RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................... 23

5.1. DATOS BÁSICOS DE LOS PACIENTES EN ESTUDIO ................ 23

5.1.1. Ubicación ................................................................................. 23

5.1.2. Sexo ......................................................................................... 25

5.1.3. Edad ......................................................................................... 25

5.1.4. Estado reproductivo ................................................................. 25

5.2. DATOS BÁSICOS SOBRE LAS CONDICIONES HIGIÉNICAS Y

SANITARIAS DE LOS GATILES MUESTREADOS EN EL D.M.Q. ....... 26

5.2.1. Prueba de Sida y Leucemia felina ............................................ 26

x

5.2.2. Vacunación .............................................................................. 26

5.2.4. Condiciones higiénicas y sanitarias.......................................... 27

5.3. ANÁLISIS DE SEROPREVALENCIA DE T. GONDII EN LO FELINOS

DOMÉSTICOS Y GATILES DEL D.M.Q. ............................................... 28

5.4. ANÁLISIS DE CADA UNA DE LAS VARIABLES TOMADAS EN

CUENTA EN ESTE ESTUDIO Y SU COMPORTAMIENTO FRENTE A LA

PRESENCIA DE T. GONDII EN LOS GATILES Y FELINOS

DOMÉSTICOS MUESTREADOS. ......................................................... 30

5.4.1. Análisis de seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos según

la administración zonal. ...................................................................... 30

5.4.2. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del

D.M.Q según el tipo y tamaño del gatil............................................... 31

5.4.2.1. Tipo de gatil ....................................................................... 31

5.4.2.2. Tamaño del gatil ................................................................ 32


D.M.Q tomando en cuenta la desparasitación interna ....................... 33


D.M.Q tomando en cuenta el contacto con animales ......................... 33


D.M.Q tomando en cuenta el contacto con el ambiente exterior ........ 34


D.M.Q tomando en cuenta los hábitos de caza. ................................. 35


D.M.Q. según el tipo de alimentación ................................................ 36


D.M.Q tomando en cuenta las condiciones higiénicas y manejo de

areneros. ............................................................................................ 37

xi

5.4.8.1. Lugar de defecación .......................................................... 37

5.4.8.2. Números de areneros por gato .......................................... 37

5.4.8.3. Frecuencia de limpieza y desinfección de areneros .......... 38

5.4.8.4. Tipo de desinfectante ........................................................ 38

5.4.8.5. Frecuencia de recolección de heces ................................. 39

5.4.9. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q

según la edad, sexo, origen y tiempo en el gatil de cada felino

doméstico. .......................................................................................... 40

5.4.9.1. Edad .................................................................................. 40

5.4.9.2. Sexo .................................................................................. 40

5.4.9.3. Origen ................................................................................ 41

5.4.9.4. Tiempo de estancia en el gatil ........................................... 41

CAPÍTULO VI ............................................................................................... 42

CONCLUSIONES ......................................................................................... 42

BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................. 43

ANEXOS ....................................................................................................... 50

xii

LISTA DE TABLAS

Pág.

Tabla 1. Resistencia y susceptibilidad de ooquistes, quistes y taquizoitos de T.

gondii. ............................................................................................................. 7

Tabla 2. Signos y síntomas por sistemas en infección por toxoplasmosis en

felinos. ............................................................................................................ 8

Tabla 3. Protocolo farmacológico utilizado en el tratamiento por infección de T.

gondii en gatos. ............................................................................................. 11

Tabla 4. Agentes causales de enfermedades más comunes en gatiles ....... 12

Tabla 5. Parroquias y Administraciones Zonales muestreadas del D.M.Q ... 16

Tabla 6. Fórmulas para calcular seroprevalencia y prevalencia por individuo de

una población................................................................................................ 19

Tabla 7. Distribución de gatiles y felinos domésticos muestreados en las

distintas parroquias del D.M.Q. ..................................................................... 23

Tabla 8. Distribución de gatiles y felinos domésticos tomando en cuenta el tipo

de parroquia de la cual provienen. ................................................................ 24

Tabla 9. Felinos domésticos muestreados según el sexo. ............................ 25

Tabla 10. Felinos domésticos muestreados según la edad. ......................... 25

Tabla 11. Felinos domésticos muestreados tomando en cuenta el estado

reproductivo. ................................................................................................. 25

Tabla 12. Prueba de Sida y Leucemia felina en gatiles del D.M.Q. .............. 26

Tabla 13. Vacunación en gatiles del D.M.Q .................................................. 26

Tabla 14. Tipo de vacunas aplicadas en gatiles del D.M.Q. ......................... 27

Tabla 15. Desparasitación interna en gatiles del D.M.Q. .............................. 27

xiii

Tabla 16. Desparasitación externa en gatiles del D.M.Q. ............................. 27

Tabla 17. Lugares donde defecan los gatos de los gatiles del D.M.Q. ......... 28

Tabla 18. Frecuencia de limpieza y desinfección de areneros en gatiles del

D.M.Q. .......................................................................................................... 28

Tabla 19. Frecuencia de recolección de heces en gatiles del D.M.Q. .......... 28

Tabla 20. Análisis de seroprevalencia de T. gondii en gatiles y los felinos

domésticos que viven en estos gatiles. ......................................................... 29

Tabla 21. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q tomando en

cuenta la Administración Zonal de cada gatil. ............................................... 31

Tabla 22. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q según el

tipo de gatil.................................................................................................... 32


tamaño del gatil. ............................................................................................ 32

Tabla 24. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando

en cuenta la desparasitación. ....................................................................... 33


en cuenta el contacto con animales. ............................................................. 34


en cuenta el contacto con el ambiente exterior. ............................................ 35

Tabla 27. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q tomando en

cuenta los hábitos de caza. .......................................................................... 36

Tabla 28. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q. según el

tipo de alimentación. ..................................................................................... 37


en cuenta las condiciones higiénicas y manejo de areneros. ....................... 39

Tabla 30. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q según la edad,

sexo, origen y tiempo en el gatil de cada felino doméstico. .......................... 41

xiv

LISTA DE FIGURAS

Pág.

Figura 1. Ciclo biológico del T. gondii. ............................................................ 6

xv

LISTA DE ANEXOS

ANEXO 1. Encuesta y Ficha clínica .............................................................. 50

ANEXO 3 Características de las unidades observacionales. ........................ 55

ANEXO 4 Protocolo para extracción y procesamiento de muestra de sangre.

...................................................................................................................... 56

ANEXO 5 Protocolo para correr la prueba de ELISA Indirecto para determinar

la presencia de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET Screen®) ............. 57

ANEXO 6 Resultados de presencia de IgG anti T. gondii obtenidos luego de

lectura de la densidad óptica a 450nm. ....................................................... 57

xvi

LISTA DE ABREVIATURAS

AGROCALIDAD: Agencia de Aseguramiento de la Calidad del Agro.

CDC: Centro de Control de Enfermedades

CFSPH: Centro de Seguridad Alimentaria y Salud Pública

D.M.Q.: Distrito Metropolitano de Quito

ELISA: Ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas

FC: Frecuencia cardíaca

FCV: Calicivirus felino

FECV: Coronavirus entérico felino

FeLV: Virus de la leucemia felina

FHV: Herpesvirus felino

FIPV: Virus de la peritonitis infecciosa felina

FIV: Virus de la inmunodeficiencia felina

FPV: Panleucopenia felino

FR: Frecuencia respiratoria

IFA: Inmunofluorescencia indirecta

IM: Vía intramuscular

LPM: Latidos por minuto

PO: Vía oral

RPM: Respiraciones por minuto

RSPCA: Real Sociedad para la Prevención de la Crueldad hacia los Animales

T. gondii: Toxoplasma gondii

TLLC: Tiempo de llenado capilar

xvii




“DETERMINACIÓN DE ANTICUERPOS DIRIGIDOS CONTRA TOXOPLASMA GONDII EN FELINOS DOMÉSTICOS QUE VIVEN EN

GATILES EN 6 ADMINISTRACIONES ZONALES DEL DISTRITO METROPOLITANO DE QUITO”.

Autor: Teresa Marisol Quisilema Quisilema

Tutor: Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier

Fecha: 29 de noviembre del 2017

RESUMEN

La Toxoplasmosis es una enfermedad infecciosa que afecta a animales y seres humanos. Los felinos domésticos y silvestres son los huéspedes definitivos de Toxoplasma gondii (T. gondii); quienes eliminan en el ambiente los ooquistes no esporulados en las heces. En el presente trabajo de investigación se realizó la prueba de ELISA Indirecto para detectar anticuerpos (IgG) contra T. gondii, en sueros sanguíneos de 150 felinos domésticos de 30 gatiles. Para determinar las variables en estudio se utilizó como herramienta una encuesta, se obtuvieron los siguientes resultados. La seroprevalencia por gatil es del 33,33% y por gato del 14%. La seroprevalencia real por gato fue del 7,58%; con un intervalo de confianza del 3,5-14,4, tomando en cuenta la sensibilidad y especificidad de la prueba ELISA Indirecto, el número total de gatiles y el número de felinos domésticos muestreados por gatil. Para determinar si hubo asociación entre las variables: tipo de alimentación, contacto con el ambiente exterior, tamaño de gatil, lugar de defecación de los gatos, frecuencia de limpieza y desinfección de areneros, frecuencia de recolección de heces de los areneros, número de areneros por gato, hábitos de caza, edad, sexo, origen, tiempo de estancia en el gatil; se utilizó la Prueba exacta de Fisher y la prueba de Chi cuadrado obteniendo que el valor de p<0,10 para gatiles y gatos. La variable tipo de desinfectante fue estadísticamente significativa p=0,069(p<0,10), ya que se encontró una menor seroprevalencia en gatiles que utilizaron amonio cuaternario como desinfectante. La variable tiempo de estancia en el gatil es significativa, aunque p=0,11. Se puede decir que por cada mes que un gato pase en el gatil el riesgo sube el 1,7% para ser positivo. Palabras clave: Toxoplasma gondii, seroprevalencia, gatil, felino doméstico, arenero, ELISA, desinfectante, manejo.

xviii

CENTRAL UNIVERSITY OF ECUADOR

VETERINARY AND ZOOTECHNICS MEDICINE FACULTY

VETERINARY AND ZOOTECHNICS MEDICINE CARRER

"DETERMINATION OF ANTIBODIES DIRECTED AGAINST TOXOPLASMA GONDII IN DOMESTIC FELINES THAT LIVE IN CATTERIES IN 6 ZONAL

ADMINISTRATIONS OF THE METROPOLITAN DISTRICT OF QUITO".

Author: Teresa Marisol Quisilema Quisilema

Tutor: Dra. Juliette Dominique Gabriela Cadier

Date: November 29, 2017

ABSTRACT

Toxoplasmosis is an infectious disease that affects animals and humans. The domestic and wild cats are the definitive hosts of Toxoplasma gondii (T. gondii); who eliminate non-sporulated oocysts in the environment in the feces. This research used an Indirect ELISA test to detect antibodies (IgG) against T. gondii, in blood serum of 150 domestic felines of 30 catteries. In this research in order to determine, the variables, we used a survey as a tool, and we got the following results. We obtain a seroprevalence of 33% per cattery and 14% per cat. The actual seroprevalence per cat was 7.58%; with a confidence interval of 3.5-14.4, taking into account the sensitivity and specificity of the Indirect ELISA test, the total number of catteries and the number of domestic felines sampled by cattery. To determine if there was an association between the variables: type of feeding, contact with the external environment, size of cattery, defecation place of the cats, frequency of cleaning and disinfection of sandboxes, frequency of collection of feces from sandboxes, number of sandboxes by cat, hunting habits, age, sex, origin, stay time in the cattery; we used Fisher's exact test and the Chi square test taking the p value of <0.10 for gatiles and cats. The variable type of disinfectant was statistically significant p= 0,069(p<0, 10), as we found a minor seroprevalence in catteries that used quaternary ammonium. The variable stay time in the cattery was significant too, even though p=0.11. It can be said that for each month that a cat the risk goes up 1.7% to be positive.

Key words: Toxoplasma gondii, seroprevalence, cattery, domestic feline, sandbox, ELISA, disinfectant, management

I CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of the original document in Spanish.

Firma: ___________________ Nombre: Juliette Cadier ID: 1755557764

1

CAPÍTULO I

INTRODUCCIÓN

La Toxoplasmosis es una enfermedad infecciosa que afecta a animales y a

seres humanos (Carrada, 2005). Los felinos domésticos y silvestres son los

huéspedes definitivos de Toxoplasma gondii (T. gondii), eliminando en el

ambiente los ooquistes no esporulados en las heces (Lappin, 2006). Pueden

ser ingeridos por animales o personas que tengan contacto con las heces de

los felinos convirtiéndose así en huéspedes intermediarios (Foley, 2012).

La Toxoplasmosis es una enfermedad parasitaria considerada desatendida,

cuyas vías de transmisión son por consumo de alimentos contaminados o mal

cocidos; por contacto directo con heces de gatos domésticos contaminadas

con ooquistes de T. gondii o sus residuos en jardines, vegetales o agua potable

y de manera congénita de madre a hijo (Jones et al., 2001). Es una

enfermedad de interés en la salud pública ya que al ser zoonósica, afecta a

personas inmunocomprometidas y a mujeres embarazadas provocando

principalmente problemas neurológicos, abortos o nacimientos de niños

infectados por este protozoario (Summers, 2007). Hay casos aislados de

transmisión por trasplante de órganos, transfusiones sanguíneas e infección

por inoculación accidental en laboratorios (Centro de Control de Enfermedades

(CDC), 2015).

El presente trabajo de investigación se direcciona a realizar la prueba de

ELISA Indirecto para detectar anticuerpos (IgG) en suero, contra T. gondii, es

decir específicamente la fase crónica de la enfermedad en felinos que viven

en gatiles. Se define un gatil como un lugar en el cual viven cinco o más gatos

en las mismas condiciones ambientales (Foley, 2012). Dentro de estos grupos

de animales se incluyen aquellos que viven en refugios, criaderos, tiendas de

mascotas u hogares de sectores urbanos o rurales que no han tenido un

2

control de natalidad (Foley, 2012). Estas comunidades de gatos reúnen

condiciones que los predisponen al aparecimiento de la enfermedad (Rochlitz,

Podberscek, & Broom, 2012).Por ejemplo, los animales de criaderos o tiendas

de mascotas se encuentran en confinamiento (Fitzmaurice, 2011). En centros

de rescate y fundaciones poseen un gran número de animales, los felinos

tienen que enfrentarse a situaciones de estrés como es la competencia por

areneros o alimento. (Dubey, Lindsay, & Lappin, 2009).

En este estudio se evaluarán las situaciones en las que viven estos animales,

el número de felinos que se manejan, las condiciones higiénicas y sanitarias.

También se evaluarán los hábitos de alimentación, los calendarios de

vacunación y desparasitación, si se realiza la prueba de sida y leucemia felina

antes de que un nuevo miembro entre a los diferentes grupos de gatos. Se

estudiará si todos estos factores son predisponentes para que los animales

adquieran y desarrollen esta enfermedad, y debido a que en estos lugares se

manejan comunidades de gatos, la Toxoplasmosis puede propagarse con

facilidad (Dubey & Jones, 2008).

3

CAPÍTULO II

OBJETIVOS

General

Determinar la presencia de anticuerpos dirigidos contra T. gondii en

felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones zonales

del Distrito Metropolitano de Quito (D.M.Q).

Específicos

Identificar la presencia o ausencia de anticuerpos dirigidos contra T.

gondii en felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones

zonales del D.M.Q.

Evaluar, mediante encuesta, las variables independientes que

determinan la presencia de T. gondii.

4

CAPÍTULO III

MARCO TEÓRICO

3.1. DESCRIPCIÓN DE LA ENFERMEDAD

La Toxoplasmosis es una enfermedad que afecta a casi todos los animales

de sangre caliente entre estos aves, mamíferos terrestres y acuáticos,

convirtiéndoles en huéspedes intermediarios y siendo los felinos los

huéspedes definitivos (Feldman et al, 2014). Según Pittman & Knoll (2015)

y Dzib, Rosado, Acosta, & Ortega (2016), la toxoplasmosis tiene una

prevalencia del 10 al 90 % en la población humana y una incidencia mayor

en lugares tropicales (Uribarren, 2017). Esta parasitosis se contagia por

ingestión de ooquistes que pueden quedar en varios lugares como tierra,

pisos o areneros. Existen casos en que el contagio puede ocurrir en

ausencia de un gato por el consumo de agua, alimentos mal cocidos o

carne cruda y contaminada (Illana & Paniagua, 2006).

3.2. AGENTE CAUSAL

El T. gondii fue observado por primera vez en el año de 1908 por Nicolle y

Manceaux en un hámster mientras se buscaba Leishmania, se le dio su

nombre debido a sus características morfológicas (Dubey, 2014)

3.2.1. Morfología

T. gondii invade diferentes células nucleadas y tiene múltiples formas. Los

ooquistes no esporulados son eliminados al ambiente en las heces fecales

y al cabo de 1-5 días en el suelo se vuelven infectantes. Los ooquistes

esporulados son ovoides, y pueden medir entre 10-12 µm y contienen 2

esporoquistes, cada uno con cuatro esporozoitos (Uribarren, 2017).

Los taquizoitos tienen a su cargo la diseminación y destrucción tisular.

Estos se replican intracelularmente y están presentes en la fase aguda de

la enfermedad. Miden 3 µm por 6 µm, tienen una forma oval, con un

5

extremo aguzado y el otro redondeado. La replicación conduce a la lisis

celular y a la diseminación de taquizoitos a diferentes tejidos (Uribarren,

2017).

Los bradizoitos del T. gondii miden 1.5 µm por 7.0 µm son similares a los

taquizoitos. El bradizoito es la forma latente del parásito dentro de los

quistes tisulares. Los quistes tisulares pueden tener en su interior alrededor

de 1000 bradizoitos, que pueden permanecer en el hospedador por el resto

de su vida. Estos quistes permanecen principalmente en el cerebro,

músculo esquelético y cardíaco. En el caso de un individuo

inmunocomprometido, se reactivan y se diseminan como bradizoitos

(Uribarren, 2017).

3.2.2. Ciclo Biológico

El T. gondii tiene una fase sexual y asexual. Los felinos domésticos son

hospedadores definitivos que contraen la enfermedad al consumir carne de

aves o roedores contaminados con quistes tisulares, rara vez por ooquistes.

Una vez contagiados, los gatos eliminan 1 millón de ooquistes por día no

esporulados al ambiente 7 a 15 días pos infección. Estos esporulan en calor

y humedad y pueden pasar meses en jardines o areneros (Uribarren, 2017).

Los huéspedes intermediarios ingieren quistes con bradizoitos u ooquistes

con esporozoitos, estos invaden el tracto digestivo para transformarse en

taquizoitos, se multiplican y se diseminan por vía linfática o sanguínea a los

órganos del cuerpo (Uribarren, 2017). Forman vacuolas parasitóforas a

través de la membrana citoplasmática de las células del huésped. Se

multiplican varias veces por endogenia y provocan lisis en los órganos

infectados. Se transforman los bradizoitos en taquizoitos en las vacuolas

parasitarias y estas se convierten en quistes intracelulares que permanecen

latentes mientras haya una buena respuesta inmunológica (ver Figura 1)

(Mercier & Cesbron, 2015).

6

Figura 1. Ciclo biológico del T. gondii.

Fuente: Adaptado de Foley, (2012)

3.2.3. Mecanismo de resistencia y susceptibilidad

Las paredes de los quistes pueden ser destruidas por la pepsina o tripsina,

pero los bradizoitos o esporozoitos que están en su interior son resistentes

al ácido clorhídrico y a la pepsina de los jugos gástricos. Los bradizoitos

7

atraviesan el sistema digestivo sin ser destruidos e invaden el intestino

delgado; no se ven afectados por la respuesta inmune o los fármacos. Esto

es de suma importancia para el ciclo biológico del T. gondii y la infección

de los diferentes huéspedes carnívoros al consumir carne contaminada

(Dubey, 2014). Se distribuyen en pocas horas a través del plasma o la

sangre, invadiendo las células del huésped. Las células invadidas se

rompen y salen los taquizoitos que van a invadir a nuevas células. Tres

semanas después de la infección se forman los bradizoitos y se enquistan

en los tejidos (Centro de Seguridad Alimentaria y Salud Pública [CFSPH],

2013; Gómez, 2009; Uribarren, 2017). En la Tabla 1 se detalla la resistencia

y susceptibilidad de ooquistes, quistes y taquizoitos.

Tabla 1. Resistencia y susceptibilidad de ooquistes, quistes y taquizoitos de T.

gondii. Temperatura Desinfectante Condiciones externas

Ooquistes

Se destruyen

a 70 °C o

60°C por 10

minutos.

Son sensibles a

formol, yodo y

amoníaco

En un medio húmedo y cálido viven

hasta 18 meses en el agua o tierra. No

soportan climas áridos y fríos.

Resistentes a la congelación y

desecación.

Quistes

Se destruyen

a -15ºC por

más de tres

días o a -

20ºC por más

de dos días.

Susceptibles a la

mayoría de

desinfectantes.

Viables en el ambiente, en la carne

mientras este cruda y apta para el

consumo.

Taquizoitos

En la sangre

sobreviven a

4°C.

Son susceptibles a

hipoclorito de sodio

al 1% y el etanol al

70%.

En los fluidos corporales pueden

sobrevivir de 1 hasta 50 días.

Son inactivados en un pH inferior a 4.

Fuente: Adaptado de CFSPH, (2013).

3.2.4. Modos de transmisión de T. gondii

El método de transmisión más común de T. gondii a los animales y al

hombre; se produce por la ingestión de carne mal cocida o contaminada

con quistes tisulares o por el consumo de agua o alimentos contaminados

por las heces fecales de felinos que contienen ooquistes esporulados.

Otras formas de adquirir el parásito es por la transmisión de madre a hijo,

transfusiones sanguíneas, inoculación accidental en laboratorio y

trasplantes de órganos (Carlier et al., 2012; Kamerkar & Davis, 2012;

Sullivan & Jeffers, 2012).

8

Los gatos domésticos al adquirir la parasitosis por T. gondii eliminan los

ooquistes en las heces fecales hasta por un mes, en la primera infección,

en una reinfección o si su sistema inmunológico se deprime. Los cachorros

de gato pueden contagiarse dos veces (por la leche materna o por

reinfección) con el parásito y eliminar ooquistes en las heces; luego se

vuelven resistentes a la enfermedad (CFSPH, 2013).

3.3. SIGNOS Y SÍNTOMAS

Esta enfermedad muchas veces pasa desapercibida debido a las

características inmunológicas del huésped, en humanos la población en

riesgo está formada por mujeres en gestación, individuos con un sistema

inmune comprometido, recién nacidos o pacientes con toxoplasmosis

congénita asintomática (Uribarren, 2017). En felinos, después de la

infección por lo general solo hay episodios de diarrea o uveítis. En animales

inmunocomprometidos o en condiciones de estrés puede haber una gran

variedad de síntomas (Illana & Paniagua, 2006).

3.3.1. Infección aguda adquirida en felinos

El tiempo de incubación del parásito antes de la manifestación de los

síntomas es de 10 a 14 días. Los sitios principales de diseminación son el

sistema nervioso central, los ojos, el corazón, el hígado y los pulmones (ver

Tabla 2)(CFSPH, 2013).

Tabla 2. Signos y síntomas por sistemas en infección por toxoplasmosis en felinos.

Sistema Signos y Síntomas

Nervioso Ataxia, cambios de comportamiento, convulsiones, contracción, temblores, hiperestesia.

Digestivo Pérdida de apetito y peso, vómito, diarrea, dolor abdominal, ictericia, esplenomegalia,

hepatomegalia.

Ocular

Retinocoroiditis, hemorragias retinianas, neuritis óptica, atrofia del nervio óptico,

anisocoria, ceguera, uveítis anterior, flemas acuosas, hifema, iris aterciopelado, glaucoma,

luxación del cristalino, desprendimiento de retina.

Cardíaco Arritmias cardiacas, muerte súbita

Articular Artritis, dolor en las articulaciones, cojera cambiante, dolor muscular

Respiratorio Conjuntivitis, rinitis, tos, disnea, taquipnea, sonidos bronquiales.

Vascular Linfadenitis cervical y occipital, linfadenopatía supraclavicular e inguinal

Fuente: Adaptado de Dubey et al., (2009); Nelson & Couto, (2009).

9

3.3.2. Toxoplasmosis congénita en felinos

Se puede presentar la enfermedad durante la gestación, ya sea por

activación de bradizoitos en fase latente o por infección primaria aguda.

Los gatitos que se contagian con toxoplasmosis antes del nacimiento

pueden nacer muertos, o morir después de varios días antes del destete.

Se los puede observar lactando, pero presentan una serie de alteraciones

clínicas como fotofobia, lagrimeo, maullidos constantes, abdomen

distendido, dolor abdominal, duermen todo el día, decaimiento, disnea.

Cuando se generaliza la infección, el gato presenta hepatomegalia,

esplenomegalia, neumonía intersticial, miocarditis y compromiso de

diversos órganos (Dubey et al., 2009; Nelson & Couto, 2009).

Las lesiones en el sistema nervioso central incluyen microencefalia,

hidrocefalia, convulsiones, retraso psicomotor y retinocoroiditis,

estrabismo, ceguera, epilepsia y calcificaciones cerebrales bilaterales

(Nelson & Couto, 2009).

3.4. DIAGNÓSTICO

3.4.1 Diagnóstico Clínico

3.4.1.1 Exámenes de sangre

En animales con toxoplasmosis, los exámenes hematológicos pueden

mostrar anemia no regenerativa, leucocitosis, neutrofilia, linfocitosis,

monocitosis y eosinofilia. En la bioquímica sanguínea podemos encontrar

hipoproteinemia, hipoalbuminemia, incremento de alanina

aminotransferasa, aspartato, creatina quinasa sérica y bilirrubina (Dubey &

Lappin, 2012).

3.4.1.2 Exámenes de heces

Se pueden analizar de manera directa las heces aunque la prevalencia de

oocistos en estás es baja (Dubey & Lappin, 2012).

10

3.4.1.3 Citología

Se puede analizar los tejidos, lavado broncoalveolar y las biopsias de las

glándulas linfáticas en busca del parásito T. gondii. También se pueden

realizar aislamientos del parásito de músculo, cerebro, sangre o fluidos,

mediante cultivos celulares o inoculación en ratones (Dubey & Lappin,

2012).

3.4.1.4 Imagenología

Se puede utilizar tomografías para ver daño a nivel cerebral, radiografías

torácicas que permiten observar un patrón difuso intersticial a alveolar

(CFSPH, 2013; J. P. Dubey & Lappin, 2012).

3.4.2 Pruebas Serológicas

El método más común para detectar toxoplasmosis son las pruebas

serológicas debido a que un animal infectado alberga quistes tisulares

toxoplásmicos de por vida, que van a permitir la eliminación de anticuerpos

por un período largo de tiempo (CFSPH, 2013; Dubey & Lappin, 2012).

3.4.2.1. ELISA Indirecto

Entre las pruebas utilizadas tenemos ensayos inmunoabsorbentes ligados

a enzima (ELISA) detecta IgM e IgG una a dos semanas pos infección.

Consiste en la fijación de antígenos en una placa, los cuales son

específicos para los anticuerpos en estudio, luego se añade la muestra de

suero que se va analizar. Los anticuerpos presentes en el suero se unirán

a los antígenos fijados anteriormente. Luego se añade anti-anticuerpos

conjugados con una enzima. Estos reaccionan con los anticuerpos de los

sueros que están fijados a los antígenos de la placa. A continuación se

añade un cromógeno, que al tener contacto con la enzima, modifica el

sustrato y le da color (Forbes, Sahm, & Weissfeld, 2009).

3.4.2.2 Otras pruebas serológicas

Prueba de inmunofluorescencia indirecta (IFA), hemoaglutinación directa e

indirecta, aglutinación del látex y pruebas de aglutinación modificadas:

detectan IgG dos semanas pos infección; la prueba de tinción de Sabin-

11

Feldman detecta IgM e IgG dos semanas pos infección (CFSPH, 2013;

Dubey & Lappin, 2012).

3.5. TRATAMIENTO DE T. GONDII EN GATOS

A continuación se detallan la dosis, frecuencia, vía de administración de

fármacos utilizados en la infección por Toxoplasmosis en gatos (ver Tabla

3).

Tabla 3. Protocolo farmacológico utilizado en el tratamiento por infección de T.

gondii en gatos.

Fármaco Dosis

(mg/kg)

Vía de administración

Oral(PO)

Intramuscular(IM)

Intervalo

(horas)

Duración

(semanas)

Ciclo extra intestinal ( Infección sistémica)

Clindamicina 8-17 PO,IM 8 4

10-12,5 PO,IM 12 4

Sulfonamida-

Trimetoprim 15 PO 12 4

Ciclo entero epitelial ( Inhibición de la propagación de oocistos)

Clindamicina 50 PO,IM 24 1-24

25 PO, IM 12 1-24

Sulfonamida -

Trimetoprim 100 PO 24 1-2

Toltrazuril 5-10 PO 24 2

Infecciones del sistema nervioso (Meningoencefalitis)

Clindamicina 25 PO,IM 24 2

Sulfadiazina-

Trimetoprim 15 PO 12 4

Fuente: Adaptado de Dubey, Lindsay, & Lappin, (2009); Nelson & Couto,( 2009)

3.6. GATILES

3.6.1. Definición

Se define un gatil como un lugar donde se encuentran mínimo cinco gatos

o más, que comparten las mismas condiciones medio ambientales. Entre

ellos están comunidades felinas urbanas y rurales, casa de mascotas,

refugios, hogares temporales, hogares para gatos, centros de investigación

y desarrollo nutricional (Foley, 2012).

3.6.2. Instalaciones

Las instalaciones son fundamentales para el bienestar y la salud animal, ya

que pueden aumentar o disminuir el estrés para los felinos. Por ejemplo, el

tener lugares altos para posarse o cajas obscuras disminuyen situaciones

12

de estrés, mientras que jaulas de piso las aumentan (Newbury et al., 2010).

Las jaulas de cuarentena individual deben tener por lo mínimo, un área de

2.2 metros cuadrados con un frente de malla, una cama, un arenero,

ventilación y un espacio para comida y agua. Se debe evitar el

hacinamiento, se recomienda formar grupos pequeños de animales. Es

indispensable la separación por macho y hembras o una esterilización

estricta; si hay gatitos también deben estar separados de acuerdo a su

edad. Se debe poseer mínimo un arenero por gato y debe tener un espacio

para comida, agua, cama. (Real Sociedad para la Prevención de la

Crueldad hacia los Animales [RSPCA], 2009).

3.6.3. Factores predisponentes al desarrollo de enfermedades en el

gatil

Los factores que favorecen el desarrollo de enfermedades en los gatiles

son : el hacinamiento, la densidad elevada de animales, las situaciones de

estrés como ruido, ingreso de nuevos gatos, ausencia de lugares que

permitan que los gatos observen el ambiente exterior, lugares para

esconderse, jugar, descansar y sociabilizar (Foley, 2012).

Los agentes causales de enfermedades más frecuentes que se presentan

en los gatiles se detallan a continuación en la Tabla 4 según orden de

importancia.

Tabla 4. Agentes causales de enfermedades más comunes en gatiles

TIPO DE ENFERMEDAD AGENTE CAUSAL

Respiratorias

Bordetella bronchiseptica

Chlamydophila felis

Mycoplasma spp.

Calicivirus felino (FCV)

Herpesvirus felino (FHV)

Gastrointestinales

Parvovirus felino

Salmonella entérica

Campylobacter spp

Giardia lamblia

Tritrichomonas foetus

Cryptosporidium spp.

Dermatológicas Microsporum canis

Trichophyton mentagrophytes

Virales

Retrovirales

Virus de la leucemia felina (FeLV)

Virus de la inmunodeficiencia felina (FIV)

13

Coronavirus

Virus de la peritonitis infecciosa felina (FIPV)

Coronavirus entérico felino (FECV).

Fuente: Adaptado de Foley, (2012).

Todas estas enfermedades provocan inmunosupresión en gatos (Foley,

2012).

Para disminuir la probabilidad de aparición de estas enfermedades es

importante considerar un período de cuarentena para los nuevos gatos que

ingresen al gatil. Este debe ser de un período de diez días como mínimo,

aunque lo ideal sería tres semanas, debido al periodo de incubación de

algunas enfermedades infecciosas (Foley, 2012; RSPCA, 2009).

La vacunación sistemática de todos los animales permite evitar infecciones

graves en los gatiles. Se deben vacunar los animales contra el virus de la

panleucopenia felino (FPV), el herpesvirus felino (FHV), el calicivirus felino

(FCV) y la rabia al momento de su llegada al gatil. También es necesario

desparasitarlos contra endoparásitos y ectoparásitos. Se debe realizar

revacunación anual y desparasitaciones cada cuatro o seis meses

(RSPCA, 2009).

3.6.4. Condiciones higiénicas y sanitarias

El buen manejo de las condiciones higiénicas y sanitarias de los gatiles

disminuye la probabilidad de desarrollo de enfermedades infecciosas en

estos. Se debe realizar limpiezas diarias de las jaulas y areneros de los

gatos (RSPCA, 2009). Cuando va ingresar un nuevo gato, el arenero que

va utilizar debe ser nuevo o al menos debe ser desinfectado con lejía diluida

en una relación 1:10 por 10 minutos. Para eliminar ooquistes de T. gondii

se debe usar agua hirviendo y amoníaco. Se debe realizar por lo menos

una limpieza semanal de todas las instalaciones (Foley, 2012)

14

CAPÍTULO IV

MATERIALES Y METODOLOGÍA

4.1. MATERIALES

4.1.1. Materiales Físicos

Tubos MiniCollect tapa roja (1ml)

Viales para suero

Pipetas de plástico Pasteur (1ml)

Catéteres amarillos (24G)

Jeringuillas de 3ml aguja azul (23G)

Guantes de examinación

Algodón

Hielo Refrigerante

Cooler

Toallas

Rasuradora

Micro pipetas o pipetas Eppendorf® multicanales dispensadoras de

volúmenes de 10µl, 100µl y 200 µl.

Puntas de pipetas

Lector de placas de 96 pocillos

Lavador de placas

4.1.2. Materiales Químicos

Alcohol

Agua oxigenada

15

Componentes del Kit ID Screen® ELISA Indirecto para la detección

de anticuerpos específicos contra T. gondii en suero, plasma o jugo

de carne de múltiples especies, incluidos rumiantes, porcinos y

gatos.

Reactivos

Conjugado concentrado (10X)

Diluyente 2

Diluyente 3

Solución de lavado concentrada (20X)

Solución de revelación (TMB)

Solución de parada (0.5M)

4.1.3. Materiales Biológicos

Felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones

zonales del D.M.Q.

Muestras de sangre

Muestras de suero

Componentes del Cada Kit ID Screen® ELISA Indirecto para la

detección de anticuerpos específicos contra T. gondii en suero,

plasma o jugo de carne de múltiples especies, incluidos rumiantes,

porcinos y gatos.

Microplacas sensibilizadas con el antígeno p30

Control Positivo

Control Negativo

4.1.4. Suministros de oficina

Registros (hojas de papel bond)

Esferográficos

16

Marcadores

Cámara fotográfica

Libro de campo

Computadora

4.2. MÉTODOS

4.2.1. Ubicación

Esta investigación se llevó a cabo en 21 parroquias de 5 Administraciones

Zonales del Distrito Metropolitano de Quito en la provincia de Pichincha,

Ecuador (ver Tabla 5).

Tabla 5. Parroquias y Administraciones Zonales muestreadas del D.M.Q

Administración Zonal Parroquias

Quitumbe Quitumbe, Camal Metropolitano, Chillogallo, Guamaní,

Turubamba

Eugenio Espejo La Concepción, El Inca, Kennedy, Rumipamba, Iñaquito

Manuela Sáenz Centro Histórico, Puengasí, Itchimbía

Calderón Calderón

Tumbaco Pifo, Puembo, Checa

Los Chillos Guangopolo, Amaguaña, Oriente Quiteño, Conocoto

Fuente: Investigación Directa. Elaborado por: La Autora

4.2.2. Factores de estudio

En el presente estudio se tomaron muestras de sangre de felinos

domésticos pertenecientes a gatiles en el D.M.Q. Estas fueron analizadas

en el laboratorio de AGROCALIDAD con certificación ISO–9001:2008 para

determinar la presencia de anticuerpos contra T. gondii. Solo participaron

aquellos que permitieron realizar el muestreo, es decir la elección de gatiles

fue a conveniencia. La toma de muestras de sangre se realizó según la

disponibilidad de tiempo de los propietarios de los gatiles en cuatro meses.

Los gatiles albergan un número alto de felinos, los mismos que están en

riesgo cada vez que ingresa un nuevo animal. Hay que tener en cuenta que

estos animales rescatados estuvieron expuestos a situaciones de estrés

volviéndolos predispuestos a adquirir enfermedades. Por eso es importante

que se cuenten con registros y protocolos como: el número de animales

17

existentes en el gatil, fecha de ingresos y salida, ficha clínica de cada

animal, protocolos de ingreso, protocolos de limpieza y desinfección,

calendarios de vacunación y desparasitación, etc. Para obtener esta

información de los animales presentes en el gatil y establecer resultados

para las variables independientes se utilizó como herramienta una encuesta

y ficha clínica por animal (ver Anexo 1).

4.2.3. Variable dependiente

Presencia o ausencia de Toxoplasmosis en felinos domésticos que viven

en gatiles.

4.2.4. Variables independientes

Tipo de alimentación

Balanceado

Mixta

Contacto con el ambiente exterior

Si

No

Tamaño de gatil

Entre 5 y 10 gatos

Más de 10 gatos

Areneros

Presentes

Ausentes

Frecuencia con la que se realiza la limpieza de areneros

Tres veces a la semana

Una vez a la semana

Desinfectante utilizado para la desinfección de areneros

18

Amonio Cuaternario

Cloro

Frecuencia con la que se recogen las heces de los areneros

Dos veces al día

Diario

Número de areneros por gato

Más de uno por gato

Uno por gato

Menos de uno por gato

Hábitos de caza

Si

No

Animales cazados

Pájaros

Ratas

Edad

Joven: <1 año

Adulto: >1año hasta 7 años

Geronte: >7años

Sexo

Macho

Hembra

Origen

Rescatado

19

Nacido en gatil

Tiempo de estancia en el gatil

4.2.5. Características de las unidades observacionales

Felinos domésticos que viven en gatiles (grupo de mínimo 5 gatos),

independientemente de su sexo, tipo de alimentación, hábitos de aseo,

manejo higiénico y sanitario, etc. Se tomara muestras sanguíneas a un total

de 150 gatos de 30 gatiles (ver Anexo 2).

4.2.6. Análisis estadístico

Este estudio fue de tipo observacional cualitativo y transversal. Se realizó

un muestreo aleatorio simple, de 5 gatos por gatil pero en ocasiones se

muestreo por conveniencia.

Luego de utilizar el prueba de ELISA Indirecto para determinar la presencia

de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET Screen®) que tenía una

sensibilidad de 95% y una especificidad de 97% (Györke, Opsteegh,

Mircea, Iovu, & Cozma, 2011) y se clasificó los gatiles como positivos o

negativos.

Para el cálculo de las seroprevalencia en gatos y gatiles se utilizó las

siguientes fórmulas (ver Tabla 6) se utilizó la fórmula:

Tabla 6. Fórmulas para calcular seroprevalencia y prevalencia por individuo de

una población.

Sensibilidad y especificidad conocidas

Seroprevalencia en gatos

Varianza

Intervalo de Confianza

Nota: Estimador de probabilidad máxima (MLE), gatiles positivos(x), número de gatiles (m), gatos

muestreados por gatil (k), especificidad (), sensibilidad (𝜂), 1,96(zα/2) prevalencia gatiles (P).

Fuente: Adaptado de Cowling et al., (1999)

Para el análisis de los resultados con las variables independientes se utilizó

la prueba estadística de Chi Cuadrado y Test exacto de Fisher (Thrusfield,

20

2007). Para esto se utilizó el software estadístico SPSS Statistics, Microsoft

Excel y Software R.

4.2.7. Toma de Muestras y Diagnóstico

4.2.7.1. Protocolo para extracción y procesamiento de muestra de

sangre (ver Anexo 3).

1. Se pidió a los propietarios de los gatiles que mantengan a los

animales en sus jaulas, o un lugar cerrado de preferencia.

2. Se solicitó que los animales estén en ayunas por si se debía

tranquilizarlos para tomar la muestra de sangre. En algunos casos

los animales estuvieron agresivos. Para su manejo, se utilizó

Acepromacina a una dosis de 0.07 mg/kg más Ketamina a una dosis

de 5 mg/kg por vía intramuscular (IM) (Mayoral, Ynaraja, & Martínez,

1994).

3. Se sujetó al animal envolviéndolo con una manta o con una bolsa

especial restringiendo al máximo su movimiento y de esta manera

facilitamos la toma de la muestra de sangre.

4. Se limpió y desinfectó la parte craneal de la extremidad anterior y se

realizó un torniquete. La zona de punción fue en la vena cefálica.

5. Se tomó una muestra de sangre de 1ml de la vena cefálica,

utilizando una jeringuilla de 3ml con aguja 23G o un catéter 24G.

6. Se colocó algodón seco en el lugar de la punción para detener el

sangrado que ocurre después de retirar la aguja.

7. La sangre obtenida se colocó en el tubo Mini Collect de tapa roja de

1ml, por las paredes lentamente evitando de esta manera la

hemolisis de la muestra. Se etiquetó las muestras.

8. Se dejó a temperatura ambiente el tubo Mini Collect con la muestra

de sangre, por 30 minutos o un máximo dos horas, para la formación

del coágulo y evitar la hemolisis.

9. Luego las muestras de sangre se pusieron en refrigeración a 4 ºC,

por un máximo de 24 horas.

21

10. Las muestras fueron centrifugadas a 5000 rpm por 5 minutos.

11. Se colocó el suero obtenido de cada muestra en tubos viales

Eppendorf.

12. Finalmente los sueros fueron refrigerados por máximo ocho días o

congelados a -5 ºC por tiempo indefinido, hasta correr la prueba de

ELISA Indirecto para determinar la presencia de IgG dirigidos contra

T. gondii (Rodak, 2012).

4.2.7.2. Protocolo para correr la prueba de ELISA Indirecto para

determinar la presencia de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET

Screen®)

1. Las microplacas estaban sensibilizadas con el antígeno p30.

2. Se distribuyó 90 µl de Diluyente 2 en cada pocillo, 10 µl de Control

Negativo en los pocillos A1 y B1, 10 µl de Control Positivo en los

pocillos C1 y D1 y 10 µl de cada muestra de suero a analizar en los

pocillos restantes.

3. Todas las muestras fueron incubadas 45 minutos a 21 ºC.

4. Se lavó todos los pocillos 3 veces con 300 µl de la Solución de

lavado, evitando el desecado de los pocillos entre cada lavado.

5. Se preparó el Conjugado 1X diluyendo el Conjugado concentrado

10X a una relación 1:10 con el Diluyente 3.

6. Se distribuyó 100 µl del Conjugado 1X para todos los pocillos.

7. Se incubó por 30 minutos a 21 ºC.

8. Todos los pocillos fueron lavados 3 veces con 300 µl de la Solución

de lavado, evitando el desecado de los pocillos entre cada lavado.

9. Se distribuyó 100 µl de Solución de revelación a todos los pocillos.

10. Se incubó todo por 15 minutos a 21 ºC en la oscuridad.

11. Se distribuyó 100 µl de Solución de parada a todos los pocillos para

detener la reacción.

22

12. Finalmente se leyó la densidad óptica 450 nm.

(Innovative Diagnostics [IDVET], 2016)

Cada Kit ID Screen® ELISA Indirecto para la detección de anticuerpos

específicos contra T. gondii en suero, plasma o jugo de carne de múltiples

especies, incluidos rumiantes, porcinos y gatos, fueron validados por

Agrocalidad antes de ser utilizados.

23

CAPÍTULO V

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

5.1. DATOS BÁSICOS DE LOS PACIENTES EN ESTUDIO

Se muestrearon 5 gatos, en 30 gatiles, es decir 150 animales. Todos los

animales eran mestizos, de diferente peso, condición corporal y pelaje.

Todos se encontraron clínicamente sanos.

5.1.1. Ubicación

Los felinos domésticos muestreados de cada gatil en el D.M.Q provienen

de un total de 22 parroquias entre urbanas y rurales, las cuáles se

presentan en la Tabla 7. Se puede observar que 17% de los gatos fueron

muestreados en la parroquia Calderón, 10% en las parroquias Itchimbía y

Pifo cada una, 7% en la parroquia Amaguaña y las parroquias Camal

Metropolitano, Centro Histórico, Checa, Chillogallo, Conocoto, El Inca,

Guamaní, Guangopolo, Iñaquito, Kennedy, La Concepción, Oriente

Quiteño, Puembo, Puengasí, Quitumbe, Rumipamba, Turubamba con el

3%.

Tabla 7. Distribución de gatiles y felinos domésticos muestreados en las distintas

parroquias del D.M.Q.

PARROQUIAS NÚMERO DE

GATILES

NÚMERO DE

ANIMALES PORCENTAJES

Amaguaña 2 10 7%

Calderón 5 25 17%

Camal Metropolitano 1 5 3%

Centro Histórico 1 5 3%

Checa 1 5 3%

Chillogallo 1 5 3%

Tabla 6 (cont.)

24

Conocoto 1 5 3%

El Inca 1 5 3%

Guamaní 1 5 3%

Guangopolo 1 5 3%

Iñaquito 1 5 3%

Itchimbía 3 15 10%

Kennedy 1 5 3%

La Concepción 1 5 3%

Oriente Quiteño 1 5 3%

Pifo 3 15 10%

Puembo 1 5 3%

Puengasí 1 5 3%

Quitumbe 1 5 3%

Rumipamba 1 5 3%

Turubamba 1 5 3%

TOTAL 30 150 100%

Fuente: Investigación directa

Elaborado por: La Autora

En la Tabla 8 se puede apreciar que de los felinos domésticos muestreados

en gatiles, el 53% provienen de parroquias rurales y el 47% de parroquias

urbanas del D.M.Q.

Tabla 8. Distribución de gatiles y felinos domésticos tomando en cuenta el tipo de

parroquia de la cual provienen.

TIPO DE

PARROQUIA

NÚMERO DE

GATILES

NÚMERO DE

GATOS PORCENTAJES

Rural 16 80 53%

Urbana 14 70 47%

TOTAL 30 150 100%



25

5.1.2. Sexo

De los 150 gatos muestreados, 89 fueron hembras equivalente al 59%, y

61 machos que equivale al 41% del total de la población en estudio (ver

Tabla 9).

Tabla 9. Felinos domésticos muestreados según el sexo.

SEXO TOTAL DE ANIMALES PORCENTAJES

Hembras 89 59%

Machos 61 41%

TOTAL 150 100%



5.1.3. Edad

En la Tabla 10, se puede apreciar que de los 150 gatos muestreados, 62%

son adultos, 31% jóvenes y el 7% restante son animales gerontes.

Tabla 10. Felinos domésticos muestreados según la edad.

EDAD TOTAL ANIMALES PORCENTAJES

Joven ( <1 año) 46 31%

Adulto (> 1 año hasta 7 años) 93 62%

Geronte (>7años) 11 7%

TOTAL 150 100%



5.1.4. Estado reproductivo

De los 150 gatos que fueron muestreados, el 75% eran esterilizados y el

25% no (ver Tabla 11).

Tabla 11. Felinos domésticos muestreados tomando en cuenta el estado

reproductivo.

ANIMALES ESTERILIZADOS TOTAL DE ANIMALES PORCENTAJES

No 37 25%

Si 113 75%

TOTAL 150 100%



26

5.2. DATOS BÁSICOS SOBRE LAS CONDICIONES HIGIÉNICAS Y

SANITARIAS DE LOS GATILES MUESTREADOS EN EL D.M.Q.

5.2.1. Prueba de Sida y Leucemia felina

En los datos obtenidos en el presente estudio se puede apreciar que el 67%

de gatiles muestreados no realizan la prueba de sida y leucemia felina, solo

el 33% si la realizan (ver Tabla 12). Realizar la prueba de sida y leucemia

felina al ingreso de un nuevo gato al gatil debe ser una regla obligatoria ya

que son enfermedades de fácil transmisión. La inmunosupresión asociada

a un retrovirus es un factor de riesgo que puede activar la toxoplasmosis

según un estudio en Irán (Ongrádi, Balázs, & Valéria, 2013).

Tabla 12. Prueba de Sida y Leucemia felina en gatiles del D.M.Q.

TEST SIDA Y LEUCEMIA NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES

No 20 67%

Si 10 33%

TOTAL 30 100%



5.2.2. Vacunación

De los gatiles muestreados el 60% si vacuna a sus animales y el 40% no lo

hace (ver Tabla 13). De los 18 gatiles que vacunan a sus gatos, el 6% solo

aplica la vacuna de la rabia, y el 94% aplica la triple felina más la rabia

anualmente (ver Tabla 14). En los gatiles se debe tener un calendario de

vacunación estricto, para precautelar el bienestar del animal y de la

población. Las vacunas que deben aplicarse al ingreso de un nuevo gato al

gatil y luego anualmente son la rabia y la triple felina compuesta por el

herpesvirus felino tipo 1, calicivirus felino y parvovirus felino (Foley, 2012).

Tabla 13. Vacunación en gatiles del D.M.Q

VACUNAS NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES

No 12 40%

Si 18 60%

TOTAL 30 100%



27

Tabla 14. Tipo de vacunas aplicadas en gatiles del D.M.Q.

TIPO DE VACUNAS NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES

Rabia 1 6%

Triple felina + Rabia 17 94%

TOTAL 18 100%



5.2.3. Desparasitación Interna

En la Tabla 15 se puede apreciar que el 70% de los gatiles desparasitan

internamente sus gatos y el 30% no lo hacen. El 67% de los gatiles utilizan

desparasitantes externos y el 33% no lo hacen (ver Tabla 16). Se

recomienda realizar una desparasitación interna y externa, a la llegada de

un nuevo felino al gatil (RSPCA,2009), para prevenir la transmisión de

parásitos zoonósicos como el T. gondii que suelen estar presentes en

colonias felinas (Newbury et al., 2010).

Tabla 15. Desparasitación interna en gatiles del D.M.Q.

DESPARASITACIÓN INTERNA NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES

No 9 30%

Si 21 70%

TOTAL 30 100%



Tabla 16. Desparasitación externa en gatiles del D.M.Q.

DESPARASITACIÓN EXTERNA NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES

No 10 33%

Si 20 67%

TOTAL 30 100%



5.2.4. Condiciones higiénicas y sanitarias

En la Tabla 17 se puede apreciar que el 53% de los gatiles tienen areneros

y el 47% restante no los tienen. De los 16 gatiles que tienen arenero, el

69% realiza la desinfección de los areneros una vez a la semana y el 31%

tres veces a la semana (ver Tabla 18). Se recogen las heces dos veces al

día en 31% de los gatiles y 69% hacen esta labor una vez al día (ver Tabla

28

19). Se recomienda la utilización de areneros en gatiles para una fácil y

total desinfección, evitando así la transmisión de enfermedades infecciosas

y parasitarias (Attard et al., 2013; Newbury et al., 2010). Heiblum (2004)

indica que la limpieza y desinfección de areneros debe realizarse dos veces

a la semana y la recolección de heces dos veces al día, para evitar que los

gatos defequen al aire libre.

Tabla 17. Lugares donde defecan los gatos de los gatiles del D.M.Q.

LUGAR DEFECACIÓN NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES

Arenero 16 53%

Fuera del gatil 14 47%

TOTAL 30 100%



Tabla 18. Frecuencia de limpieza y desinfección de areneros en gatiles del D.M.Q.

DESINFECCIÓN ARENEROS NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES

Tres veces a la semana 5 31%

Una vez a la semana 11 69%

TOTAL 16 100%



Tabla 19. Frecuencia de recolección de heces en gatiles del D.M.Q.

RECOLECCIÓN DE HECES NÚMERO DE GATILES PORCENTAJES

Dos veces al día 5 31%

Diario 11 69%

TOTAL 16 100%



5.3. ANÁLISIS DE SEROPREVALENCIA DE T. GONDII EN LO

FELINOS DOMÉSTICOS Y GATILES DEL D.M.Q.

Luego de analizar las muestras mediante la prueba de ELISA Indirecto se

obtuvieron los siguientes resultados: de los 30 gatiles, 10 gatiles fueron

reactivos para anticuerpos de IgG anti-T. gondii y 20 gatiles resultaron

negativos. Es decir que la seroprevalencia de T. gondii en gatiles es del

33%. También se analizaron las muestras de manera individual llegando a

29

una seroprevalencia del 14%, es decir hubo un total de 21 felinos positivos

de los 150 que fueron muestreados (ver Tabla 20).

Tabla 20. Análisis de seroprevalencia de T. gondii en gatiles y los felinos

domésticos que viven en estos gatiles.

Negativos Positivos Seroprevalencia

(%)

Gatiles 20/30 10/30 33

Gatos 129/150 21/150 14

Fuente: Investigación directa.

Elaborado por: La Autora.

La seroprevalencia real por gato fue del 7,58%; con un intervalo de

confianza del 3,5-14,4, tomando en cuenta la sensibilidad y especificidad

de la prueba ELISA Indirecto, el número total de gatiles y el número de

felinos domésticos muestreado por gatil (ver Tabla 5).

En un estudio realizado en el 2003 se obtuvieron como resultados 50,7%

de prevalencia de toxoplasmosis en gatos que vivían en gatiles (Gauss,

Almería, Ortuño, Garcia, & Dubey, 2003). Los estudios epidemiológicos

realizados en gatos que viven en gatiles Portugal mostraron 24,2% de

seroprevalencia de T. gondii , 30,5% en Italia, 29,8% en Canadá, 32,1% en

Irán (Ongrádi et al., 2013). En un estudio realizado en gatiles en el 2003

en Barcelona (España) 99 de 220 gatos, es decir 45%, fueron positivos a

T. gondii (Gauss et al., 2003). La seroprevalencia obtenida en este estudio

es menor a la obtenida en trabajos anteriores, esto puede deberse al

tamaño de la muestra y debe tenerse en consideración las características

medioambientales de los animales muestreados.

30

5.4. ANÁLISIS DE CADA UNA DE LAS VARIABLES TOMADAS EN

CUENTA EN ESTE ESTUDIO Y SU COMPORTAMIENTO FRENTE A LA

PRESENCIA DE T. GONDII EN LOS GATILES Y FELINOS

DOMÉSTICOS MUESTREADOS.

En este estudio se hizo un cálculo de la seroprevalencia por gatiles y

también como dato adicional se calculó seroprevalencia por cada felino

doméstico perteneciente a los mismos. Se hizo el cálculo del test de Fisher

y el valor con el que se trabajó para establecer si hubo o no significancia es

de p<0,10, debido al tamaño de muestra (n=30).

5.4.1. Análisis de seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos

según la administración zonal.

En la Tabla 21, se puede observar que hay mayor seroprevalencia por gatil

en la administración zonal Eugenio Espejo con el 80%, seguido por las

administraciones de Los Chillos y Quitumbe con el 40% cada una; Tumbaco

y Calderón con el 20% cada una. Analizando la seroprevalencia en gatos,

esta es mayor en las administraciones zonales de Quitumbe y Los Chillos

con un 28%, seguido por Eugenio Espejo 20%, Tumbaco y Calderón con el

4%. No se encontró animales positivos en la administración zonal Manuela

Sáenz. No hubo diferencia estadísticamente significativa entre las

administraciones zonales ya que p=0,194 (p>0,10).

Un estudio realizado en el 2012 en la Parroquia Solanda de la

administración zonal Eugenio Espejo, la seroprevalencia de T. gondii era

de 36% (18/50) en felinos domésticos del sector (Espinosa & Espín, 2012).

En el presente estudio la seroprevalencia en dicha administración zonal fue

menor (20%) en los felinos domésticos muestreados. Hay que tener en

cuenta que los felinos muestreados para el estudio de Espinosa en el 2012,

vivían dentro de hogares urbanos.

31

Tabla 21. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q tomando en cuenta la

Administración Zonal de cada gatil.

ADMINISTRACIÓN

ZONAL

GATILES

POSITIVOS

GATOS

POSITIVOS

SEROPREVALENCIA

VALOR

(p)

GATILES

(%)

GATOS

(%)

Calderón 1/5 1/25 20 4

0,194

Eugenio Espejo 4/5 5/25 80 20

Los Chillos 2/5 7/25 40 28

Manuela Sáenz 0/5 0/25 0 0

Quitumbe 2/5 7/25 40 28

Tumbaco 1/5 1/25 20 4



5.4.2. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos

del D.M.Q según el tipo y tamaño del gatil

5.4.2.1. Tipo de gatil

Los resultados, como se muestran en la Tabla 22, indican que hubo mayor

seroprevalencia de T. gondii en gatiles que pertenecían a hogares rurales

con el 50%, seguido por los gatiles pertenecientes a refugios con el 33,33%

y finalmente los gatiles de hogares urbanos con el 28,57%. Al analizar la

seroprevalencia en gatos, los que pertenecían a hogares rurales tienen una

seroprevalencia del 28%, los de hogares urbanos de 8,57% y los de

refugios de 5,71%. No se encontró animales positivos en el centro de

investigación. Entre el tipo de gatil y la presencia de T, gondii no hubo

diferencia significativa ya que p=0,420 (p>0,10).

En estudios previos se encontró que la prevalencia de T. gondii en 145

gatos de 6 refugios de animales fue 17,2% (25/145), (Wang et al., 2012);

otro estudio encontró una prevalencia en un gatil del 31% y 28% en gatos

de refugio (Ladiges, DiGiacomo, & Yamaguchi, 1982). Estás prevalencias

son mayores a las encontradas en este trabajo de investigación. Los gatos

que se encontraban en un sector de origen urbano tuvieron una prevalencia

del 18,6% (Afonso, Thulliezd, & Emmanuelle, 2006). Se encontró una

32

prevalencia de 10,4% en zonas urbanas y 27,2% en zonas rurales (Ongrádi

et al., 2013). En estos trabajos de investigación, la prevalencia en sectores

rurales es mayor comparada con los urbanos, concordando con los

resultados obtenidos.

Tabla 22. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q según el tipo

de gatil.

TIPO DE GATIL GATILES

POSITIVOS

GATOS

POSITIVOS

SEROPREVALENCIA VALOR

(p) GATILES

(%)

GATOS

(%)

Centro investigación 0/4 0/20 0 0

0,420 Hogar rural 5/10 14/50 50 28

Hogar urbano 2/7 3/35 28,57 8,57

Refugio 3/9 4/45 33,33 5,71



5.4.2.2. Tamaño del gatil

En la Tabla 23 se puede apreciar que hay una seroprevalencia de T. gondii

del 66,67% en gatiles que tienen más de 10 felinos domésticos. En gatiles

que albergan entre 5 a 10 gatos, la seroprevalencia es 29,63%. La

seroprevalencia en gatos que viven en gatiles que tienen más de 10 felinos

es del 20% y en aquellos que albergan entre 5 y 10 felinos es del 13,33%.

No hay relación estadísticamente significativa entre la presencia de T.

gondii y el tamaño del gatil. El valor de p=0,251 (p>0,10).

Existe un estudio realizado en el 2003 donde la prevalencia fue de 50,7%

en gatos que viven comunidades de más de 5 gatos (Gauss et al., 2003).

No se encontró un estudio comparativo entre la presencia de T. gondii y el

número de animales en el gatil.


tamaño del gatil.

TAMAÑO DE

GATIL

GATILES

POSITIVOS

GATOS

POSITIVOS


(p) GATILES

(%)

GATOS

(%)

entre 5 y 10 gatos 8/27 18/135 29,63 13,33 0,251

más de 10 gatos 2/3 3/15 66,67 20



33


del D.M.Q tomando en cuenta la desparasitación interna

Se puede observar en la Tabla 24 que los gatiles que no utilizan

desparasitantes internos tienen una seroprevalencia de T. gondii del

44,44%; mientras que los que si lo hacen tienen una seroprevalencia de

28,57%. Los felinos domésticos desparasitados tienen una seroprevalencia

del 52,38% y los que no son desparasitados 47,62%. No se encontraron

diferencias estadísticamente significativas en dichos grupos ya que

p=0,331 (p > 0,10).

Los datos obtenidos no concuerdan con el estudio realizado por Espinosa

et al. (2011) donde existe una prevalencia mayor (81,9%) de T. gondii en

gatos domésticos no desparasitados; ya que los resultados obtenidos en el

presente estudio indican que la seroprevalencia es mayor en gatos que

fueron desparasitados. Esto puede deberse al tipo de desparasitante

utilizado y el calendario de desparasitación manejado por cada gatil.

Tabla 24. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q tomando en

cuenta la desparasitación.

DESPARASITACIÓN

INTERNA

GATILES

POSITIVOS

GATOS

POSITIVOS


(p) GATILES

(%)

GATOS

(%)

Si 6/21 10/105 28,57 52,38 0,331

No 4/9 11/45 44,44 47,62




del D.M.Q tomando en cuenta el contacto con animales

Hubo una seroprevalencia del 40% en gatiles que tienen contacto con otros

animales y una seroprevalencia del 20% en gatiles que no tienen contacto.

En gatos que viven en gatiles que tienen contacto con animales hubo una

seroprevalencia del 19% y en aquellos que no tienen contacto fue del 4%

(ver Tabla 25). No se encontró diferencia estadísticamente significativa en

dichos grupos ya que p=0,25 (p>0,10). En la Tabla 25 se puede observar

que hubo una seroprevalencia del 46,66% en gatiles que tienen contacto

con perros; los que tienen contacto con conejos tienen una seroprevalencia

34

del 25%. Hubo una seroprevalencia de 24% en gatos que tienen contacto

con perros y de 5% en aquellos que tienen contacto con conejos. No se

halló gatos positivos que hayan tenido contacto con aves. No se

encontraron diferencias estadísticamente significativas en dichos grupos ya

que p=0,143 (p > 0,10).

Los animales que tienen contacto con otros animales, se consideran más

predispuestos para adquirir enfermedades parasitarias (Ongrádi et al.,

2013). Está afirmación concuerda con los datos obtenidos en el presente

estudio.


cuenta el contacto con animales.

VARIABLES GATILES

POSITIVOS

GATOS

POSITIVOS


(p) GATILES

(%)

GATOS

(%)

Contacto con otros animales

Si 8/20 19/100 40 19 0,25

No 2/10 2/50 20 4

Tipo de animales

Perros 7/15 18/75 46,66 24

0,143 Conejos 1/4 1/20 25 5

Aves 0/1 0/5 0 0




del D.M.Q tomando en cuenta el contacto con el ambiente exterior

En la Tabla 26 se muestra que hubo una seroprevalencia mayor de la

enfermedad en gatiles (37,50%) que tienen contacto con el ambiente

exterior. Se encontró una seroprevalencia del 16,67% en gatiles que no

tienen acceso al ambiente exterior. Se encontró una seroprevalencia en

gatos que tienen contacto con el ambiente exterior del 15,83% y en aquellos

que no lo tienen una seroprevalencia del 6,66%. No se encontró diferencia

estadísticamente significativa en dichos grupos ya que p=0,33 (p > 0,10).

35

Estos datos concuerdan con los siguientes estudios: se encontró una

prevalencia mayor (76,7%) de T. gondii en felinos domésticos que están en

contacto con el ambiente exterior (Espinosa et al., 2011). En otro estudio

se considera que los animales que tienen acceso al medio exterior son más

propensos a adquirir enfermedades parasitarias: hubo una prevalencia de

T. gondii en gatos que salen al medio exterior del 17,1% (Ongrádi et al.,

2013). En un estudio, los gatos que tenían total o parcial acceso al medio

exterior presentaron una prevalencia mayor (52%) a los que estaban

confinados (45,7%) (Troncoso, Uribe, Arrue, Valenzuela, & Fischer, 2015).


cuenta el contacto con el ambiente exterior.

CONTACTO CON

ÉL AMBIENTE

EXTERIOR

GATILES

POSITIVOS

GATOS

POSITIVOS


(p) GATILES

(%)

GATOS

(%)

Si 9/24 19/120 37,50 15,83 0,33

No 1/6 2/30 16,67 6,66




del D.M.Q tomando en cuenta los hábitos de caza.

Con respecto a los hábitos de caza de los felinos muestreados, se encontró

una seroprevalencia mayor de la enfermedad (42,86%) en gatiles donde

sus gatos cazan. Los que no cazan tienen una seroprevalencia de 25%. Al

analizar los resultados en gatos, encontramos que la seroprevalencia en

gatos que cazan es mayor (21,43%) a los que no lo hacen (7,5%) (ver Tabla

27). Sin embargo, no se encontró diferencia estadísticamente significativa

en dichos grupos ya que p=0,26 (p>0,10).

También se puede apreciar en la Tabla 27 que hay una seroprevalencia

mayor (50%) en gatiles en los cuales las presas de caza son roedores y

seroprevalencia del 0% cuando cazan pájaros. Al analizar la

seroprevalencia en gatos se encontró que en aquellos que cazan roedores

era del 25% y 0% en los que cazaban pájaros. No hay diferencia

estadísticamente significativa ya que p=0,31 (p>0,10).

36

Estos datos concuerdan con el estudio realizado por Espinosa et al. (2011)

donde existe una prevalencia mayor (76,7%) de T. gondii en los gatos que

cazan. En otro estudio, la seroprevalencia es mayor en felinos que cazan

roedores (19,6%) (Ongrádi et al., 2013).

Tabla 27. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q tomando en cuenta

los hábitos de caza.

VARIABLES GATILES

POSITIVOS

GATOS

POSITIVOS


(p) GATILES

(%)

GATOS

(%)

Cazan

0,26 SI 6/14 15/70 42,86 21,43

NO 4/16 6/80 25 7,5

Tipos de animales

0,31 Pájaros 0/2 0/10 0 0

Ratas 6/12 15/60 50 25




del D.M.Q. según el tipo de alimentación.

Se puede apreciar en la Tabla 28 que hubo una seroprevalencia mayor en

gatiles (38,88%) cuya alimentación era mixta (balanceado/carne

cruda/comida casera/enlatado) y una seroprevalencia del 25% en aquellos

que solo se alimentan con balanceado. Hubo una seroprevalencia del

17,7% en gatos con una alimentación mixta y una seroprevalencia del

8,33% en los que se alimentaban con balanceado. No se encontró

diferencia estadísticamente significativa en dichos grupos ya que p=0,350

(p>0,10).

Estos datos concuerdan con los estudios realizados por Ongrádi et al.

( 2013), en el cual hubo una prevalencia mayor (27,2%) de la enfermedad

en gatos cuya alimentación era mixta. En un estudio realizado por Troncoso

et al.(2015) se encontró una prevalencia del 45,7% en gatos que

consumían alimento comercial y 60% en aquellos cuyo alimento era mixto.

Por último en un estudio realizado por García, Gutiérrez, Correa, Luna,

Palma.(2007) en México determinó que en gatos alimentados con

37

balanceado la seroprevalencia era menor (20,8%) que en los que tenían

una alimentación mixta (40,6%).

Tabla 28. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles y gatos del D.M.Q. según el tipo

de alimentación.

TIPO

DE

ALIMENTACIÓN

GATILES

POSITIVOS

GATOS

POSITIVOS


(p) GATILES

(%)

GATOS

(%)

Balanceado 3/12 5/60 25,00 8,33 0,350

Mixta 7/18 16/90 38,88 17,78




del D.M.Q tomando en cuenta las condiciones higiénicas y manejo de

areneros.

5.4.8.1. Lugar de defecación

En la Tabla 29, se puede observar que hay una mayor seroprevalencia en

gatiles que permiten que sus gatos defequen fuera del gatil, es decir en el

patio o jardín (42,86%) que en los que utilizan un arenero (25%). En los

gatos que defecan fuera del gatil, la seroprevalencia fue del 21,42% y en

aquellos que utilizan arenero fue del 7,50%. Sin embargo, no se encontró

diferencia estadísticamente significativa en dichos grupos ya que p=0,26

(p>0,10).

En un estudio se encontró una mayor prevalencia (76,7%) de T. gondii en

felinos domésticos que defecan y orinan fuera de casa (Espinosa et al.,

2011). En otro estudio, hay una prevalencia del 29% en gatos que no

utilizan arenero y 25% en aquellos que si lo hacen (García et al., 2007). Los

resultados obtenidos concuerdan con estos estudios.

5.4.8.2. Números de areneros por gato

En la Tabla 29, se puede observar que hay una seroprevalencia del 50%

en gatiles que tenían más de un arenero por gato; 37,50% en que tienen

menos de un arenero por gato. La seroprevalencia en gatos que tienen más

de un arenero por gato es del 20% y en aquellos que tienen menos de un

arenero por gato es del 10%. No se encontraron animales positivos en

38

gatiles que tenían un arenero por gato. No hay diferencia estadísticamente

significativa en estos grupos. Ya que p=0,284 (p>0,10).

Se recomienda el uso de más de un arenero por gato, ya que esto ayuda a

que realicen las deposiciones en la caja de arena; evitando que haya una

contaminación del medio ambiente en el que viven y sea más fácil la

desinfección de los areneros. En el caso de que no se pudiera tener más

de un arenero por gato debe haber mínimo un arenero por gato (Ellis et al.,

2013; Heiblum, 2004). Los resultados obtenidos no son los esperados ya

que los gatiles donde se maneja más de un arenero por gato tienen una

seroprevalencia mayor, sin embargo debemos tener en cuenta también la

frecuencia de recolección de heces y de desinfección de los mismos y el

desinfectante utilizado.

5.4.8.3. Frecuencia de limpieza y desinfección de areneros

En la Tabla 29 se puede observar que hay una seroprevalencia del 27,27%

en gatiles que realizan la desinfección de areneros una vez a la semana y

en aquellos que realizan la desinfección tres veces a la semana una

seroprevalencia de 20%. Se encontró una seroprevalencia del 7,23% en

gatos donde la limpieza de areneros se realiza una vez a la semana y una

seroprevalencia del 8% en los que lo hacen 3 veces a la semana. No hay

diferencia estadísticamente significativa en estos grupos, ya que p=0,67

(p>0,10).

Los resultados obtenidos pueden deberse a que la limpieza y desinfección

de areneros junto con el cambio de arena debe realizarse dos veces a la

semana para así evitar que los gatos defequen al aire libre (Heiblum, 2004).

5.4.8.4. Tipo de desinfectante

En la Tabla 29 se puede observar que hay una seroprevalencia del 0% en

gatiles y gatos que utilizaron amonio cuaternario como desinfectante;

44,44% en gatiles y 13,33% en gatos en los que utilizaron cloro como

desinfectante. Si existe una diferencia estadísticamente significativa en

estos grupos, ya que p=0,069 (p<0,10).

39

Los oocistos de T. gondii son resistentes a la mayoría de desinfectantes,

el amonio cuaternario es capaz de eliminarlos al estar por un mínimo de 10

minutos en contacto con las superficies contaminadas (Dubey et al., 2009).

5.4.8.5. Frecuencia de recolección de heces

En la Tabla 29 se puede observar que hay una seroprevalencia del 27,27%

en gatiles que realizan la recolección de heces una vez al día, y del 20%

en gatiles en los que se realiza la recolección de heces dos veces al día.

La seroprevalencia en gatos pertenecientes a gatiles que recolectan las

heces una vez al día es del 7,23% y en los que se recogen las heces dos

veces al día es del 8%. No hay diferencia estadísticamente significativa

entre estos grupos. Ya que p=0,635 (p>0,10).

Hubo una seroprevalencia menor en gatiles que recogen las heces de sus

gatos dos veces al día. Se recomienda recoger dos veces al día las heces

de los gatos evitando así la contaminación del ambiente (Heiblum, 2004).


cuenta las condiciones higiénicas y manejo de areneros.

VARIABLES GATILES

POSITIVOS

GATOS

POSITIVOS


(p) GATILES

(%)

GATOS

(%)

Lugar donde defecan y orinan 0,26

Arenero 4/16 6/80 7,5 25,00

Fuera de casa 6/14 15/70 21,42 42,86

Número de areneros 0,18

Más de uno por gato 1/2 2/10 20 50,00

Uno por gato 0/6 0/30 0 0,00

Menos de uno por gato 3/8 4/40 10 37,50

Limpieza y desinfección de areneros 0,67

Tres veces a la semana 1/5 2/25 8 20,00

Una vez a la semana 3/11 4/55 7,23 27,27

Tipo de desinfectante 0,069

Amonio cuaternario 0/7 0/35 0,00 0,00

Cloro 4/9 6/45 13,33 44,44

Recolección de heces 0,635

Dos veces al día 1/5 2/25 8 20,00

Diario 3/11 4/55 7,23 27,27



40

5.4.9. Análisis de la seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q

según la edad, sexo, origen y tiempo en el gatil de cada felino

doméstico.

5.4.9.1. Edad

Se puede observar en la Tabla 30 que hay una seroprevalencia de T. gondii

en gatos gerontes de 27,27%, en gatos adultos de 13,98% y de 10,87% en

gatos jóvenes. Se obtuvo una prevalencia mayor en gatos gerontes,

aunque no existe una diferencia estadísticamente significativa ya que

p=0,335 (p>0,10). Estos resultados concuerdan con un estudio realizado

por Nogami et al.(1998) en donde la prevalencia máxima por grupo de edad

fue de 14,5% en gatos de 17-23 años. En otro estudio, los gatos adultos

tuvieron una prevalencia mayor (13,5%) que los juveniles (3,9%) (Wang et

al., 2012). Gauss et al.(2003) encontró una prevalencia mayor en gatos

adultos (49,7%) que en juveniles (34,3%).

5.4.9.2. Sexo

Se puede observar en la Tabla 30 que hay una seroprevalencia mayor en

hembras (15,73%) que en machos (11,48%), aunque no hubo diferencia

estadísticamente significativa ya que p=0,313 (p>0,10).

Los resultados obtenidos en este estudio concuerdan con un estudio

realizado por Ovalle, García, Thibauth, & Lorca (2000) en el cual la

prevalencia de T. gondii en machos fue mayor (30,4%) que en hembras

(35,3%). Se encontró un resultado similar (32,7% hembras, 25,8% machos)

en un estudio realizado por Kulasena, Rajapakse, Dubey, Dayawansa, &

Premawansa, (2011). En otros estudios, la prevalencia de T. gondii en

machos es igual (Wang et al., 2012) o mayor (Alvarado et al., 2007; Deksne,

Petrusēviča, & Kirjušina, 2013; Navarro, 2015; Troncoso et al., 2015) a la

presente en hembras. Una prevalencia mayor en machos puede deberse a

que los gatos son más territoriales y pueden recorrer grandes distancias,

haciendo que sean más propensos a adquirir la enfermedad (Navarro,

2015). Pero al igual que en el presente estudio, no hubo diferencias

estadísticamente significativas en esta variable; esto quiere decir que tanto

machos o hembras están por igual expuestos a contraer está enfermedad.

41

5.4.9.3. Origen

En la Tabla 30 se puede apreciar que los animales nacidos en el gatil tienen

una seroprevalencia mayor (21,87%), con respecto a los que fueron

rescatados (11,86%). Aunque no existe una diferencia estadísticamente

significativa ya que p=0,125. Es decir (p>0,10).

No se encontraron estudios comparativos entres gatos nacidos en el gatil y

los que fueron rescatados. Existe un estudio en el cual la seroprevalencia

es menor en gatos que estuvieron en las calles (25%) en comparación con

aquellos animales que han estado siempre dentro de casa (31,4%)

(Kulasena et al., 2011).

5.4.9.4. Tiempo de estancia en el gatil

Al analizar la variable estancia en el gatil se obtuvo el valor de p=0,11.

Aunque el valor de p>0,10, se puede decir que por cada mes que un gato

permanezca en el gatil el riesgo sube un 1,7% para ser positivos a la

enfermedad. No se encontró estudios en los que se analice la variable

estancia en el gatil.

Tabla 30. Seroprevalencia de T. gondii en gatiles del D.M.Q según la edad, sexo, origen y tiempo

en el gatil de cada felino doméstico.

VARIABLE GATOS

POSITIVOS

SEROPREVALENCIA

(%)

VALOR

(p)

Edad

0,335 Joven ( <1 año) 5/46 10,87

Adulto (> 1 año hasta 7 años) 13/93 13,98

Geronte (>7años) 3/11 27,27

Sexo

0,313 Macho 7/61 11,48

Hembra 14/89 15,73

Origen

0,125 Rescatado 14/118 11,86

Nacido en gatil 7/32 21,87

Tiempo en gatil

.

Por cada mes en el gatil el riesgo sube el 1,7% para ser positivo 0,11

Fuente: Investigación directa.


42

CAPÍTULO VI

CONCLUSIONES

Se encontró anticuerpos dirigidos contra T. gondii en 21 de los 150

felinos domésticos muestreados, obteniéndose una seroprevalencia

en gatos del 14% y de los 30 gatiles muestreados hubieron 10 gatiles

positivos, es decir una seroprevalencia del 33,33%.

La seroprevalencia real por gato fue del 7,58%; con un intervalo de

confianza del 3,5-14,4, tomando en cuenta la sensibilidad y

especificidad de la prueba ELISA Indirecto, el número total de gatiles

y el número de felinos domésticos muestreado por gatil.

Los gatiles que utilizaron como desinfectante amonio cuaternario

tuvieron la menor seroprevalencia, en comparación con aquellos que

desinfectaron los areneros con cloro. La variable tipo de

desinfectante fue estadísticamente significativa p=0,069 (p>0,10)

La variable tiempo de estancia en el gatil es significativa, aunque

p=0,11. Se puede decir que por cada mes que un gato pase en el

gatil el riesgo sube el 1,7% para ser positivo.

Las variables que no son significativas no se pueden descartar en

su totalidad debido al tamaño de la muestra. Es importante

considerar que existen pocos estudios realizados en gatiles, por lo

que algunos de los datos del presente trabajo de investigación no

han podido ser sometidos a comparación.

Para realizar la discusión de cada una de las variables del presente

estudio se utilizaron datos de estudios realizados en gatos, no se

encontraron estudios entre gatiles, que analizaran la presencia de

toxoplasmosis tomando en cuenta las variables en estudio.

43

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50

ANEXOS

ANEXO 1. Encuesta y Ficha clínica

1. ¿Se realiza Test de Sida y Leucemia antes del ingreso de un nuevo gato?

SI___NO___

2. ¿Ha vacunado sus gatos? SI___ NO____. Si su respuesta fue afirmativa, complete

las siguientes opciones:

2.1 ¿Cuáles vacunas tienen sus gatos? Marque con una X, una de las siguientes

opciones:

( ) 1. Triple felina

( ) 2. Rabia

( ) 3. Las dos anteriores

2.2 ¿Hace qué tiempo realizó la última vacunación? Marque con una X, una de las

siguientes opciones:

( ) 1. Menos de un año

( ) 2. Un año

( ) 3. Más de un año

3. ¿Ha desparasitado sus gatos? Contra:

Endoparásitos SI___ NO____. Ectoparásitos SI___ NO____.

Si su respuesta fue afirmativa, complete las siguientes opciones:

3.1 ¿Cuánto tiempo paso desde la última desparasitación? Marque con una X, una

de las siguientes opciones:

ENCUESTA PARA TESIS

“Determinación de anticuerpos dirigidos contra Toxoplasma gondii en

felinos domésticos que viven en gatiles en 6 administraciones zonales del

Distrito Metropolitano de Quito”

Fecha:

Nombre de Propietario u Organización:

Ubicación: Punto GPS:

Teléfono contacto:

e-mail:

A. DATOS DEL GATIL

Tipo de Gatil: Número total de gatos:

51

Endoparásitos.

( ) 1. Menos de tres meses

( ) 2. Entre tres y seis meses

( ) 3. Más de seis meses

Ectoparásitos

( ) 1. Menos de un mes

( ) 2. Tres meses

( ) 3. Más de tres meses

4. ¿Sus gatos están en contacto con?

( ) 1. Perros

( ) 2. Conejos

( ) 3. Aves

5. ¿Sus gatos tienen contacto con él ambiente exterior? SI___ NO____

6. ¿Sus gatos cazan? SI___ NO____

Si su respuesta fue afirmativa, complete las siguientes opciones

6.1 ¿Qué tipo de animales le ha visto cazar?

( ) 1. Pájaros

( ) 2. Ratas

7. ¿Qué alimento consumen sus gatos? Marque con una X, una o más de las

siguientes opciones:

( ) 1. Balanceado ( ) 2. Mixto

8. ¿En qué lugar defecan y orinan sus gatos? Marque con una X, una de las siguientes

opciones:

( ) 1. Arenero

( ) 2. Fuera del gatil

Si su respuesta fue Arenero, complete las siguientes opciones:

8.1 ¿Cuántos areneros tiene el gatil?____________

8.2 ¿Con qué frecuencia realiza la limpieza de los mismos? Marque con una X, una

de las siguientes opciones:

( ) 1. Tres veces a la semana

( ) 2. Una vez a la semana

8.3 ¿Qué desinfectante usa para la limpieza de los areneros?_______________

8.4 ¿Con que frecuencia recoge las heces de su gato?

( ) 1. Dos veces al día

54

( ) 2. Diario

FICHA CLÍNICA POR ANIMAL

Datos Generales

Nombre Sexo

Macho(M)

Hembra(H)

Edad

Joven(<1 año)

Adulto(> 1 año hasta 7 años)

Geronte (>7años)

Origen

Rescatado (R)

Nacido en gatil (N)

Tiempo en gatil

Año (A)

Meses (M)

Semanas (S)

Esterilizado

Si

No

M H Joven Adulto Geronte R N A M S Si No

1

2

3

4

5

Examen Clínico

Temperatura

° C

TLLC

Segundos

FR

lpm

FC

rpm

Ganglios

PCC Campos pulmonares

1

2

3

4

5

Anamnesis

Diarreas Vómitos Apetito Consumo de agua Decaimiento Anomalías en Sistemas

SI NO SI NO

Norm

al

Au

me

nta

do

Dis

min

uid

o

Norm

al

Au

me

nta

do

Dis

min

uid

o Si No

1

2

3

4

5

TLLC tiempo de llenado

capilar

FR frecuencia

respiratoria

FC frecuencia cardíaca

lpm latidos por minuto

rpm respiraciones por

minuto

55

ANEXO 2 Características de las unidades observacionales.

Descripción: a. Felino hogar rural b. Felino hogar urbano c. Felino refugio d. Felino Centro de

Investigación. Fuente: Investigación directa. Elaboración: La Autora

a b

c d

56

ANEXO 3 Protocolo para extracción y procesamiento de muestra de sangre.

Descripción: 1. Felinos en jaulas. 2. Manejo y sujeción del animal. 3. Limpieza y desinfección de

la extremidad anterior y aplicación de torniquete. 4. Toma de muestra sanguínea. 5. Colocación de

sangre en tubo Mini Collect, etiquetado y reposo de la muestra. 6. Muestras centrifugadas a 5000

rpm por 5 minutos. 7. Colocación de los sueros en tubo viales Eppendorf. 8. Etiquetado y

almacenamiento de los sueros. Fuente: Investigación directa. Elaboración: La Autora.

1 2

3 4

5 6

7 8

57

Nota: 1. Distribución de Diluyente 2, Control Positivo, Control Negativo y sueros a analizar en las

microplacas sensibilizadas con el antígeno p30. 2. Incubación de las muestras por 45 minutos a

21°C. 3. Lavado de todos los pocillos 3 veces con 300 µl de la Solución de lavado.4. Distribución

de 100 ul de Conjugado 1X para todos los pocillos. 5. Incubación por 30 minutos a 21 ºC. 6. Lavado

de todos los pocillos 3 veces con 300 µl de la Solución de lavado.7. Distribución de 100 ul de

solución de revelación a todos los pocillos he incubación por 15 minutos a 21°C en la oscuridad. 8.

Se distribuyó 100 µl de Solución de parada a todos los pocillos para detener la reacción. Finalmente

se leyó la densidad óptica 450 nm. Fuente: Investigación directa. Elaboración: La Autora.

1

8

22

2

5

4

7

ANEXO 4 Protocolo para correr la prueba de ELISA Indirecto para determinar

la presencia de IgG dirigidos contra T. gondii (Kit IDVET Screen®)

3

6

58

Descripción: A1 y B1 (color celeste) controles negativos. C1 y D1 (color amarillo) controles positivos.

G8 (suero control verdaderamente positivo). Fuente: Investigación directa. Elaboración: La Autora.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

AODnc

0.082

0.089

05

Negative

1.008

13

Positive

0.117

21

Negative

0.111

29

Negative

0.120

37

Negative

0.242

45

Negative

0.196

53

Negative

0.087

61

Negative

1.399

69

Positive

1.473

77

Positive

0.127

85

Negative

BODnc

0.075

0.083

06

Negative

0.099

14

Negative

0.087

22

Negative

0.088

30

Negative

0.155

38

Negative

0.121

46

Negative

0.114

54

Negative

0.087

62

Negative

2.861

70

Positive

1.269

78

Positive

0.090

86

Negative

CODpc

1.773

0.084

07

Negative

0.081

15

Negative

0.165

23

Negative

0.114

31

Negative

0.146

39

Negative

0.126

47

Negative

0.480

55

Negative

0.084

63

Negative

2.280

71

Positive

1.116

79

Positive

0.075

87

Negative

DODpc

2.094

0.089

08

Negative

0.076

16

Negative

0.163

24

Negative

0,162

32

Negative

0.143

40

Negative

0.095

48

Negative

2.066

56

Positive

0.115

64

Negative

0.164

72

Negative

0.073

80

Negative

1.254

88

Positive

E0.081

01

Negative

0.077

09

Negative

0.074

17

Negative

0.154

25

Negative

0.090

33

Negative

0.205

41

Negative

0.108

49

Negative

0.105

57

Negative

2.352

65

Positive

0.091

73

Negative

0.068

81

Negative

0.749

89

Negative

F0.080

02

Negative

0.129

10

Negative

0.084

18

Negative

0.097

26

Negative

0.069

34

Negative

0.412

42

Negative

0.125

50

Negative

0.073

58

Negative

0.075

66

Negative

0.071

74

Negative

2.747

82

Positive

0.068

90

Negative

G0.087

03

Negative

0.081

11

Negative

0.083

19

Negative

0.106

27

Negative

0.351

35

Negative

0.290

43

Negative

0.130

51

Negative

0.301

59

Negative

0.086

67

Negative

1.080

75

Positive

0.071

83

Negative

0.143

91

Negative

H0.083

04

Negative

0.076

12

Negative

0.122

20

Negative

0.072

28

Negative

0.085

36

Negative

0.123

44

Negative

0.113

52

Negative

0.067

60

Negative

0.068

68

Negative

1.072

76

Positive

0.082

84

Negative

0.078

92

Negative

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

AODnc

0.071

0.075

97

Negative

0.097

105

Negative

0.078

113

Negative

0.074

121

Negative

1.578

129

Positive

0.517

137

Negative

0.518

145

Negative

BODnc

0.085

0.085

98

Negative

0.079

106

Negative

0.206

114

Negative

0.071

122

Negative

0.094

130

Negative

0.077

138

Negative

2.334

146

Positive

CODpc

1.754

0.078

99

Negative

1.950

107

Positive

0.086

115

Negative

0.078

123

Negative

0.087

131

Negative

0.136

139

Negative

0.127

147

Negative

DODpc

1.565

0.076

100

Negative

0.076

108

Negative

0.119

116

Negative

0.200

124

Negative

1.104

132

Positive

0.311

140

Negative

1.823

148

Positive

E0.107

93

Negative

0.077

101

Negative

0.097

109

Negative

0.095

117

Negative

0.363

125

Negative

0.142

133

Negative

0.087

141

Negative

0.091

149

Negative

F0.075

94

Negative

0.082

102

Negative

1.572

110

Positive

0.096

118

Negative

0.086

126

Negative

0.094

134

Negative

0.088

142

Negative

0.094

150

Negative

G0.110

95

Negative

0.084

103

Negative

1.808

111

Positive

0.120

119

Negative

0.078

127

Negative

1.295

135

Positive

0.083

143

Negative

1.865

151 MRI

Positive

H0.068

96

Negative

0.068

104

Negative

0.062

112

Negative

0.113

120

Negative

0.143

128

Negative

0.085

136

Negative

0.077

144

Negative

0.070

152 BLANCO

Negative

Toxoplasmosis Indirect Multi-species (GB TOXOS-MS/1014)

20170418-GB-TOXOS-MS/1014-000001-1

Toxoplasmosis Indirect Multi-species (GB TOXOS-MS/1014)

20170418-GB-TOXOS-MS/1014-000001-2

ANEXO 5 Resultados de presencia de IgG anti T. gondii obtenidos luego de lectura de la densidad óptica a

450nm.

universidad central del ecuador facultad …...facultad de medicina veterinaria y zootecnia carrera...

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