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Universidad Andrés Bello
Facultad de Ciencias Biológicas
Escuela de Ingeniería en Biotecnología
“Estudio de la solubilización de metano en biomasa para su implementación en
biofiltros fúngicos inoculados con bacterias metanotróficas”
Tesis presentada como parte de los requisitos para optar al Título de Ingeniero en
Biotecnología
Director de Tesis: Dr. Alberto O. Vergara-Fernández
Facultad de Ingeniería y Ciencias Aplicadas
Universidad de los Andes
Profesor Patrocinante: Dr. Paulo F. Canessa Águila
Facultad de Ciencias Biológicas
Universidad Andrés Bello
Maximiliano Gleixner Langdon
Santiago, Chile
2017
Universidad Andrés Bello
Facultad de Ciencias Biológicas Escuela de Ingeniería en Biotecnología
“Estudio de la solubilización de metano en biomasa para su implementación en
biofiltros fúngicos inoculados con bacterias metanotróficas”
MAXIMILIANO GLEIXNER LANGDON
Este trabajo fue elaborado bajo la supervisión del Director de Tesis Dr. Alberto
O. Vergara-Fernández, en el laboratorio de Ingeniería Química de la Universidad de los
Andes, aprobado por los miembros de la Comisión de evaluación.
Santiago-Chile, 2017
2017
Agradecimientos
En primer lugar, quiero agradecer a mi director de Tesis, el Dr. Alberto Vergara-
Fernández, por darme la oportunidad de participar en el proyecto FONDECYT 1160220,
donde realicé mi tesis. Agradezco infinitamente a él y a la Dra. Paulina el tiempo, la
dedicación, el conocimiento y la paciencia que me dieron para poder desarrollar de
manera óptima el trabajo realizado. También quiero agradecer al Dr. Paulo Canessa
Águila, tanto por participar en mi comisión de Tesis como por darme el patrocinio
necesario para poder realizar este trabajo en dependencias ajenas a las de la
universidad.
A mi familia le agradezco profundamente el enorme apoyo que me dieron durante
la realización de esta tesis y en mi formación como profesional, por todos los consejos y
palabras de ánimo que me dieron, tanto en mis mejores como en mis peores
momentos. Quiero agradecer a mi pareja, Sofia Reyes Impellizzeri, por el amor
incondicional y la gran comprensión que me dio este último año. Sin ella, no hubiera
podido realizar esta tesis de una manera serena y tranquila. También quiero agradecer
a su familia, por sus palabras de ánimo cada vez que les veía.
Índice de contenidos
Índice de figuras .............................................................................................................. 6
Índice de tablas ............................................................................................................... 8
I. RESUMEN .................................................................................................................... 1
ABSTRACT ..................................................................................................................... 2
II. ABREVIACIONES ....................................................................................................... 3
III. INTRODUCCIÓN ........................................................................................................ 4
3.1 Calentamiento global y efecto invernadero ............................................................ 4
3.2 Emisión de metano ................................................................................................. 5
3.3 Sistemas de tratamiento de gases contaminantes ................................................. 6
3.4 Biofiltración ............................................................................................................. 9
3.4.1 Tipos de biofiltros ............................................................................................. 9
3.4.2 Microorganismos utilizados en biofiltración .................................................... 12
3.4.3 Biofiltración de metano ................................................................................... 14
3.4.4 Parámetros de solubilidad .............................................................................. 16
3.5 Hipótesis .............................................................................................................. 21
3.6 Objetivos .............................................................................................................. 21
3.6.1 Objetivo General ............................................................................................ 21
3.6.2 Objetivos Específicos ..................................................................................... 21
IV. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................... 22
4.1 Microorganismos y medio de cultivo .................................................................... 22
4.2 Coeficiente de Partición ....................................................................................... 26
4.2.1 Curvas de calibración ..................................................................................... 27
4.2.2 Determinación de actividad de agua .............................................................. 28
4.2.3 F. solani ......................................................................................................... 28
4.2.4 M.album y Methylocystis sp. .......................................................................... 31
4.2.5 Consorcio microbiano: F. solani y M. album y Methylocystis sp. ................... 31
4.2.6 Agua ............................................................................................................... 31
4.3 Hidrofóbicidad superficial ..................................................................................... 33
4.4 Metodología de cálculo ........................................................................................ 36
V. RESULTADOS .......................................................................................................... 37
5.1 Coeficiente de partición ........................................................................................ 37
5.1.1 Fusarium solani .............................................................................................. 38
5.1.2 Methylomicrobium album y Methylocystis sp. ................................................ 42
5.1.3 Consorcio microbiano: F. solani, M. album & Methylocystis sp. ..................... 46
5.2 Hidrofóbicidad Superficial ..................................................................................... 52
VI. DISCUSION ............................................................................................................. 55
6.1 Coeficiente de partición ........................................................................................ 56
6.2 Hidrofobicidad superficial ..................................................................................... 60
VII. CONCLUSION Y PROYECCIONES ....................................................................... 64
VIII. REFERENCIAS ...................................................................................................... 65
Índice de figuras
Figura 1. Esquema de los principales métodos para el control de COVs. ...................... 7
Figura 2. Esquema de biofiltro de lecho fijo. ................................................................. 10
Figura 3. Esquema de biofiltro de lecho escurrido. ....................................................... 10
Figura 4. Esquema de un biolavador ............................................................................ 11
Figura 5. Modelo de crecimiento de hifas aéreas en hongos filamentosos. ................. 17
Figura 6. Medición del ángulo de contacto de una gota de agua sobre una superficie. 18
Figura 7. Experimentos realizados en la determinación de los coeficientes de partición
...................................................................................................................................... 26
Figura 8. Esquema ilustrado de experimentación para determinar el coeficiente de
partición de los contaminantes en biomasa.. ................................................................. 30
Figura 9. Esquema resumido de la experimentación para determinar el coeficiente de
partición. ........................................................................................................................ 32
Figura 10. Esquema ilustrado de experimentación para determinar la hidrofóbicidad
superficial. ..................................................................................................................... 33
Figura 11. Esquema resumen de la experimentación para determinar la hidrofóbicidad
superficial. ..................................................................................................................... 35
Figura 12. Medición del ángulo de contacto de una gota de agua sobre biomasa con
software Image J v1.4. .................................................................................................. 35
Figura 13. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la actividad
de agua sobre el coeficiente de partición en F. solani. .................................................. 40
Figura 14. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la
temperatura sobre el coeficiente de partición en F. solani. ........................................... 41
Figura 15. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la humedad
sobre el coeficiente de partición en M. album y Methylocystis sp.. ................................ 44
Figura 16. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la
temperatura sobre el coeficiente de partición en M. album y Methylocystis sp. ............ 45
Figura 17. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la actividad
de agua sobre el coeficiente de partición en M. album, Methylocystis sp & F. solani. ... 48
Figura 18. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la
temperatura sobre el coeficiente de partición en M. album, Methylocystis sp. & F. solani.
...................................................................................................................................... 49
Figura 19. Comparación entre los resultados obtenidos para el coeficiente de partición
en función de los microorganismos. .............................................................................. 51
Figura 20. Gotas de agua sobre F. solani, M. album & Methylocystis sp. crecidos en n-
pentano, metano y la mezcla de ambos gases. ............................................................. 52
Figura 21. Control hidrofóbico e hidrofóbico. ................................................................ 53
Índice de tablas
Tabla 1. Propiedades físico-químicas del metano ........................................................... 5
Tabla 2. Microorganismos y compuestos degradados en estudios de biofiltración. ...... 13
Tabla 3. Componentes del medio líquido mineral para el crecimiento de F.solani. ....... 23
Tabla 4. Componentes del medio de cultivo de sales minerales de nitrato para el
crecimiento de M. album y Methylocystis sp (MSN, ATCC 1306, 2017). ...................... 24
Tabla 5. Solución de hierro para medio de cultivo de sales minerales de nitrato para el
crecimiento de M. album y Methylocystis sp (MSN, ATCC 1306, 2017). ...................... 25
Tabla 6. Solución de elementos trazos para medio de cultivo de sales minerales de
nitrato para el crecimiento de M. album y Methylocystis sp (MSN, ATCC 1306, 2017). 25
Tabla 7. Coeficiente de partición de n-pentano, metano y de metano en presencia de n-
pentano en agua a 20, 25 y 35 °C. ................................................................................ 37
Tabla 8. Coeficiente de partición de n-pentano, metano y metano en presencia de n-
pentano en F. solani a 20, 25 y 35 [°C] y actividades de agua 0,8, 0,9 y 0,95. ............. 38
Tabla 9. Coeficiente de partición de n-pentano, metano y metano en presencia de n-
pentano en F. solani a 20, 25 y 35 [°C] y actividades de agua 0,8, 0,9 y 0,95 .............. 42
Tabla 10. Coeficiente de partición de n-pentano, metano y mezcla de estos en el
consorcio microbiano a 20, 25 y 35 [°C] y actividades de agua 0,8, 0,9 y 0,95. ............ 46
Tabla 11. Ángulo de contacto de una gota de agua sobre la superficie de Fusarium
solani, M. album y Methylocystis sp., cuando son cultivados con metano y/o n-pentano.
...................................................................................................................................... 53
Tabla 12. Ángulo de contacto de una gota de agua sobre la superficie de teflón y una
membrana hidrofílica. .................................................................................................... 53
1
I. RESUMEN
La biofiltración es una alternativa económica y ambientalmente amigable,
utilizada para tratar contaminantes gaseosos que de otro modo no pueden ser
eliminados. Un problema en la biofiltración es su baja capacidad para eliminar gases
poco solubles en agua como lo es el metano (CH4), segundo gas de efecto invernadero
más importante, cuyo tratamiento o eliminación no es posible a bajas concentraciones
por métodos convencionales. Este obstáculo puede ser superado, utilizando agentes
fúngicos como soporte para el crecimiento y difusión de los contaminantes en
microorganismos capaces de degradarlos. Este trabajo tuvo por objetivo determinar si
existe un efecto en la solubilidad de metano cuando se varia la temperatura, la actividad
de agua y la presencia de n-pentano, representado por el coeficiente de partición del
metano en una biomasa formada por el hongo Fusarium solani y las bacterias
metanotróficas Methylomicrobium album & Methylocystis sp., además de determinar la
hidrofóbicidad superficial de éstos cuando son cultivados con metano y/o n-pentano
como única fuente de carbono. El coeficiente de partición en la biomasa fue
determinado a 20, 25 y 35 °C en actividades de agua de 0.8, 0.9 y 0.95, exponiéndola al
contaminante en microcosmos por 24 [h] midiéndose la concentración inicial y final del
compuesto mediante cromatografía gaseosa. Por su parte, la hidrofóbicidad superficial
de los microorganismos fue determinada midiendo la humectabilidad de la superficie de
la biomasa, estimado con el ángulo de contacto formado por una gota de agua sobre
esta. Los resultados muestran que el coeficiente de partición de metano disminuye
significativamente más en una biomasa fúngica y bacteriana que en estas por
separado, llegando a ser 187 veces más baja que la obtenida en agua. También se
observó que tanto el aumento de la temperatura y la actividad de agua como la
presencia de n-pentano disminuyen la solubilidad de metano en la biomasa. Por otro
lado, la biomasa más hidrófoba fue aquella compuesta por Fusarium solani expuesta a
n-pentano, obteniéndose un ángulo de contacto de 46,41° de inclinación. Los resultados
obtenidos permitirán establecer las condiciones operacionales idóneas para la puesta
en marcha de un biofiltro fúngico/bacteriano para el tratamiento de metano.
2
ABSTRACT
Biofiltration is an economically and environmentally friendly alternative to treat
gaseous pollutants that otherwise can not be eliminated. A problem in biofiltration is the
low capacity to remove gases sparsely soluble in water (hydrophobic) such as methane
(CH4), the second most important greenhouse gas (GHG), which can not be treated at
low concentrations by conventional methods. This obstacle can be overcome with the
use of fungal agents as a support for the growth and diffusion of pollutants in
microorganisms capable of degrading them, a phenomenon that still requires extensive
study. This work is aimed to determine if there is an effect on the solubility of methane
when the temperature, water activity and n-pentane presence, represented by the
partition coefficient of methane in a biomass formed by the fungus Fusarium solani and
the methanotrophic bacteria Methylomicrobium album & Methylocystis sp., in addition to
determining the surface hydrophobicity of these when they are cultivated with methane
and / or n-pentane as the only carbón source. The partition coefficient in the biomass
was determined at 20, 25 and 35 [°C] in water activities of 0.8, 0.9 and 0.95, exposing it
to the contaminant in microcosms for 24 [h] and measuring the initial and final
concentration of the compound by gas chromatography. On the other hand, the surface
hydrophobicity of the microorganisms was determined by measuring the wettability of
the biomass surface, estimating the contact angle formed by a drop of water in this
biomass. The results showed that the methane partition coefficient decreases
significantly more in a fungal and bacterial biomass than in these separately, reaching
values 187 times lower than that obtained in water. It was also observed that both the
increase in temperature and water activity and the presence of n-pentane decrease the
solubility of methane in the biomass. On the other hand, the most hydrophobic biomass
was that composed by Fusarium solani when exposed to n-pentane, obtaining a contact
angle of 46.41°. This study and its results will allow to establish the ideal operational
conditions for the implementation of a fungal / bacterial biofilter for methane.
3
II. ABREVIACIONES
COV Compuesto orgánico volátil
GEI Gas de efecto invernadero
MSN Medio de sales minerales
CG Cromatógrafo de gas
DIL Detector de ionización de llama
DCT Detector de conductividad térmica
ATCC American Type Culture Collection
4
III. INTRODUCCIÓN
3.1 Calentamiento global y efecto invernadero
El calentamiento global es un fenómeno que provoca el aumento de la
temperatura media de la atmósfera terrestre y de los océanos en los últimos 150 años
(Barnet et al., 2005). Es un tema altamente concientizado que ya está dentro de la
agenda pública de casi todos los gobiernos y otras organizaciones a nivel mundial. El
continuo calentamiento global supone enormes riesgos para el planeta, con efectos
potencialmente dañinos para los ecosistemas, la biodiversidad y la subsistencia de
personas en todo el mundo (Parry et al., 2007).
La mayor parte del calentamiento global es atribuible a la excesiva acumulación
de gases de efecto invernadero (GEI) en la atmósfera, cuyas fuentes pueden ser tanto
naturales como antropogénicas (Meinshausen et al., 2009). Normalmente estos gases
absorben y emiten radiación en forma de calor devuelta a la corteza terrestre,
provocando lo que se conoce como el efecto invernadero natural. Este fenómeno se ve
amplificado al aumentar la disponibilidad atmosférica de los GEI, generando así una
conservación e incremento de la temperatura de la superficie del planeta (Naqvi &
Sejian, 2011). Se ha estimado que si las emisiones de GEI continúan al ritmo actual, la
superficie terrestre podría exceder en más de 2 °C su temperatura promedio tan pronto
como en el 2047 (Mora et al., 2013).
Basados en su contribución al efecto invernadero, los GEI más relevantes son
dióxido de carbono (70%) y metano (23%), seguidos en menor medida por óxido de
nitrógeno, ozono, vapores de agua, entre otros (MacCarthy et al., 2016). Si bien el
dióxido de carbono tiene una mayor contribución al efecto invernadero, la concentración
atmosférica del metano se ha incrementado el doble de rápido que el de dióxido de
carbono en los últimos diez años. Además, el metano tiene un potencial de
calentamiento 25 veces más alto que el dióxido de carbono: esto quiere decir que cada
kilogramo de metano liberado a la atmósfera equivale a 25 kilogramos de dióxido de
carbono. Es por esto que la reducción en la concentración atmosférica de metano se
5
traduciría en una atenuación del calentamiento global (Nikiema et al., 2007; López et
al., 2013).
3.2 Emisión de metano
El metano es un hidrocarburo alifático y el más simple de los alcanos, estando
constituido por un átomo de carbono unido a cuatro átomos de hidrógeno. Este gas
produce más calor por unidad de masa que cualquier otro alcano (55,7 kJ/g). (Le Mer &
Roger, 2001). Algunas propiedades físico-químicas de este compuesto se presentan en
la Tabla 1.
Tabla 1. Propiedades físico-químicas del metano (Health Canada, 2006).
Propiedad Valor
Fórmula molecular CH4
Peso molecular 16,04 [g/gmol]
Punto de fusión -182 [°C]
Punto de ebullición -161,5 [°C]
Densidad 0,717 [kg/m3]
Constante de Henry* 26,67
*Indicador de solubilidad en agua (Sanders, 2015)
La emisión global total de metano alcanza una cifra de 600 [Tg/año], en contraste
con un valor de degradación natural (mediado por microorganismos) de este de 580
[Tg/año], lo que se traduce en una acumulación de 20 [Tg/año] en la atmósfera
(Nikiema-Heitz, 2010). Las fuentes de emisión de metano tienen orígenes tanto
naturales como antropogénicas, contribuyendo un 40% y 60% del metano total emitido
respectivamente (Bousquet et al., 2006). Los sectores de emisión de origen
antropogénico más importantes son la actividad agrícola (53%), el sector energético
(28%) y el manejo de desperdicios, desechos y similares (19%) (Yusuf et al., 2012).
Entre las emisiones generadas por el sector agrícola, la principal es la fermentación
6
entérica generada por el ganado (52%), seguido del cultivo de arroz (18%), la gestión
de abono (11%) y otras actividades agrícolas (18%) (Naqvi-Sejiam, 2011). En el sector
energético, el metano liberado tiene su origen de fugas de fuentes de gas natural y
sistemas de petróleo. El tercer mayor contribuidor, el manejo de desechos, emite
metano a través del tratamiento de aguas servidas y el depósito de vertederos, siendo
este último considerado como una de las fuentes más importantes de GEI (Huber-
Humer, 2008).
Para reducir la acumulación de metano en la atmósfera, se tienen dos
alternativas: la primera consistiría en controlar las fuentes de contaminación mediante
su eliminación, confinamiento o sustitución (Luengas et al., 2015). Sin embargo, debido
a la naturaleza de algunas de las actividades humanas, no siempre será posible utilizar
esta aproximación. La segunda implicaría el uso de sistemas de tratamiento de gases.
3.3 Sistemas de tratamiento de gases contaminantes
Existen diferentes estrategias para tratar contaminantes orgánicos, como lo es el
metano y otros COV. La elección para asegurar que su tratamiento sea viable en
cuanto a costo-efectividad dependerá tanto de la concentración a la que se encuentre el
gas, como el flujo de alimentación del sistema seleccionado (m3/h). Por lo general, a
altas concentraciones (>30-40%v/v) se prefieren las estrategias de recolección y
recuperación de COVs, mientras que a bajas concentraciones (30-20%) se privilegian
aquellas de eliminación (Nikiema et al., 2011). La Figura 1 muestra un esquema de
distribución de las estrategias convencionales para tratar gases orgánicos.
7
Figura 1. Esquema de los principales métodos para el control de COVs. La figura
fue adaptada de Praxair (2014).
a) Control por condensación: (Berenjian et al., 2012) En las operaciones por
condensación, se emplean diferentes técnicas para disminuir las temperaturas y/o
incrementar las presiones del sistema. Esto permite que los COV presentes en el flujo
de gas se condensen, con lo que después es posible recuperar los contaminantes del
resto de los gases ingresados en el sistema. Estas operaciones requieren altas
concentraciones de los contaminantes para ser efectivas, además de que en muchos
casos se requieren enfriamientos del sistema desde elevadas temperaturas para poder
lograr la condensación, lo que supone un gran gasto energético.
b) Control por adsorción: Las operaciones por adsorción se basan en que los
contaminantes presentes en los gases del flujo son absorbidos por un líquido, de
manera que puedan después recuperarse por destilación. Esta tecnología es
modificable con el uso de aditivos para incrementar la velocidad de transferencia de
masa de los contaminantes de la fase gaseosa a la líquida. Las tecnologías que utilizan
8
esta estrategia suelen tener altos costos y requieren mantenimiento, por lo que se
utilizan para recuperar gases con valor de mercado.
c) Control por eliminación: A diferencia de las estrategias anteriores, los COV
presentes en el gas no se recuperan, sino que se eliminan. Las operaciones por
eliminación se basan en la completa oxidación de los COV presentes en el gas, ya sea
por incineración, oxidación termal o con el uso de catalizadores. Por lo general, se
requieren altas temperaturas para lograr la oxidación de los COV, además, compuestos
orgánicos complejos pueden no oxidarse del todo.
Existen grandes desventajas en el uso de estas metodologías: Requieren de
altísimas temperaturas en algunos puntos del proceso, haciéndolos energéticamente
costosos para operaciones pequeñas o medianas (desde los 300°C hasta los 1000°C),
la mayoría genera algún tipo de contaminante como subproducto, y se requieren
concentraciones del contaminante superiores al 20% v/v.
En el caso del metano, si la concentración es superior al 20% v/v, éste puede
eliminarse por incineración (Yusuf et al., 2012). Sin embargo, el 60% de las emisiones
de metano originadas por fuentes antropogénicas tienen una concentración inferior al
5% v/v, correspondientes a los depósitos de vertederos viejos, agua servida estancada,
y la fermentación entérica generada por el ganado (Nikiema et al., 2007; Du Plessis et
al., 2003), por lo que no se puede utilizar esta aproximación sin concentrar el gas.
Una alternativa al uso de estas tecnologías para tratar COV y metano de
concentración inferior al 5% v/v es aprovechar la capacidad de ciertos agentes
biológicos para tratar estos gases, ya que en el caso del metano, los agentes biológicos
de la corteza terrestre son responsables del 95% de su degradación global total
(Nikiema et al., 2011).
9
3.4 Biofiltración
Los biofiltros son una alternativa biotecnológica rentable y ecológica para el
control de contaminación en el aire. Las operaciones por biofiltración se basan en
disponer el flujo de aire contaminado en un paquete rellenado con material inerte sólido,
el cual se encuentra colonizado por microorganismos con la capacidad de reducir y/o
transformar contaminantes tóxicos en dióxido de carbono, agua, biomasa y/u oxígeno
(Devinny et al., 1999; Revah et al., 2005).
En el último tiempo, ha existido un aumento en el interés y uso de sistemas de
biofiltración para tratar contaminantes debido a las importantes ventajas que presentan
como su bajo costo, versatilidad de los contaminantes a tratar y el bajo requerimiento
energético por su funcionamiento a temperatura ambiente y presión atmosférica.
Además, este sistema permite la degradación del contaminante, no así su transferencia
a otra fase como ocurre con el uso de otros sistemas (Revah et al., 2005; Devinny, et
al., 1999). El tratamiento apropiado de los contaminantes en un biofiltro dependerá de
varios factores críticos, como la selección del tipo idóneo de biofiltro, el tipo de
contaminante y los microorganismos para degradarlo.
3.4.1 Tipos de biofiltros
Existen diferentes configuraciones para el tratamiento biológico de gases por
biofiltración, entre ellos se encuentran los biofiltros de lecho fijo, los biolavadores y los
biofiltros de lecho escurrido.
a) Biofiltros de lecho fijo: El aire contaminado es forzado a pasar a través de
un lecho empacado, que puede ser orgánico o sintético, el cual esta colonizado por los
microorganismos. El contaminante es después transferido a una biopelícula adherida al
soporte, en donde es biodegradado por los microorganismos. Esta modalidad se utiliza
para el tratamiento de contaminantes poco solubles en agua, debido a la ausencia de
una fase acuosa móvil (Schroder, 2002) (Figura 2).
10
Figura 2. Esquema de biofiltro de lecho fijo.
b) Biofiltros de lecho escurrido: Esta modalidad consiste en rellenar una
columna con un empaque inerte, sobre el cual se desarrolla una biopelícula, donde la
fase líquida se encuentra en continua recirculación. La actividad de la biopelícula se
mantiene por el escurrimiento de una solución rica en nutrientes sobre el soporte donde
se encuentra la biopelícula adherida. Esto permite que el contaminante sea absorbido
por el líquido, para luego ser degradado por los microorganismos (Schroder, 2002)
(Figura 3).
Figura 3. Esquema de biofiltro de lecho escurrido.
11
c) Biolavadores: En este sistema, el contaminante es transferido a una fase
acuosa, la cual proviene de la recirculación del líquido a través del lecho empacado.
Después, el contaminante adherido al líquido es alimentado a un biorreactor de tanque
agitado, donde el contaminante es degradado por los microorganismos. Los
biolavadores se utilizan para el tratamiento de compuestos muy solubles en agua
(Vergara-Fernandez, 2007) (Figura 4).
Figura 4. Esquema de un biolavador
12
3.4.2 Microorganismos utilizados en biofiltración
La selección del o los microorganismos a utilizar dependerá, principalmente, de la
naturaleza del o los contaminantes a tratar, y de las capacidades de estos
microorganismos para degradarlos o bien transformarlos (Deshusses y Johnson, 2000).
Normalmente, un solo tipo y especie de microorganismo es suficiente para degradar
ciertos compuestos, pero también se ha estudiado el uso de un consorcio formado por
diferentes tipos y especies de microorganismos para tratar un rango más amplio de
contaminantes, y en algunos casos de manera más efectiva (Nanda et al., 2012). Las
especies utilizadas en biofiltración son hongos (incluyendo levaduras) y bacterias.
El uso de hongos en biofiltros se justifica por la capacidad que tienen estos en
degradar hidrocarburos, poseer un amplio repertorio enzimático por ser
microorganismos más complejos, y poseer una superficie más hidrofóbica, permitiendo
la solubilización de compuestos tóxicos poco solubles en agua (Vergara-Fernández,
2008). Por otro lado, el conocimiento y uso sobre bacterias en biofiltros excede al de los
hongos, debido principalmente a su mayor velocidad de crecimiento y por ser más
efectivos para degradar contaminantes en el aire (Estrada et al., 2013). En la Tabla 2 se
muestran algunas bacterias y hongos que han sido estudiadas y utilizadas en estudios
de biofiltración para tratar contaminantes
13
Tabla 2. Microorganismos y compuestos degradados en estudios de biofiltración.
Compuesto Microorganismo Referencia
N-hexano
Aspergillus niger
(Spigno et al., 2003) (Spigno & De Faveri,
2005)
Fusarium solani CBS 117476 (Vergara-Fernández et
al., 2006)
Tolueno
Exophiala lecanii-corni CBS 102400 (Woertz et al., 2001)
Cladophialophora sp. (Woertz et al., 2002)
Paecilomyces variotii CBS 113409 (Estévez et al., 2005)
Paecilomyces lilacinus CBS 284.36 (Vigueras et al., 2008)
Scedosporium apiospermum (Garcia-Peña, et al., 2001)
Rhodococcus erythropolis (Malhautier, et al., 2008)
Xileno Paeciloimyces variotii CBS 115145 (Arriaga & Revah, 2005) (Vigueras, et al., 2009)
Benceno
Pseudomonas sp. (Sene, et al.,2002)
Paeciloimyces variotii CBS 115145 (Malhautier, et al., 2008)
Alcaligenes xylosoxidans (Yeom & Daugulis, 2001)
Cladosporium sphaeraspermum (Qi, et al., 2002)
Rhodococcus rhodochous (Kennes & MC, 2004)
N-pentano Pseudomonas aeruginosa (Dupasquier, et al., 2002)
Fusarium solani sp. (Vergara-Fernández et al., 2006)
α-pineno Aspergillus sp. (Diehl, et al., 2000)
Estireno C.sphaeraspermum, (Qi, et al., 2002)
Exophilia lecanii-corni (Qi, et al., 2002)
Metano Methylomicrobium álbum & Methylocystis sp.
(Cáceres et al., 2014)
14
3.4.3 Biofiltración de metano
La biofiltración de metano se ha estudiado extensivamente en las últimas dos
décadas para reducir la emisión de este gas en vertederos, sectores agrícolas e
inclusive minas de carbón (Girard et al., 2011). Se ha estimado que el uso de un
sistema de biofiltración en estas fuentes de emisión contribuiría en la reducción de entre
4,98 a 35,7 toneladas de metano al año por biofiltro, asumiendo los tamaños estándar
(3,66 m de diámetro y 11,5 metros de altura) (Yusuf et al., 2009).
Si bien esta tecnología está en auge, existen problemáticas asociadas a las
propiedades físico-químicas inherentes del metano. Debido a la baja solubilidad que
presenta este gas (constante de Henry de 33,5 en condiciones ambientales) es muy
difícil para las bacterias, principal degradador de metano, de integrarlo en su
metabolismo cuando se encuentran en un sistema de biofiltración por la presencia de
una fase acuosa. Por lo tanto, aumentar la capacidad de transferencia de este gas a la
biomasa es imperativo para lograr una filtración efectiva. Como se mencionó
anteriormente, los hongos tienen una mayor capacidad para solubilizar compuestos
hidrofóbicos, esto, debido a que son microorganismos más complejos y poseen un
mayor repertorio enzimático y una pared fúngica que puede contener lípidos y otros
compuestos que aumenten la solubilidad de los contaminantes en la biopelícula, en
comparación a las bacterias. Se ha propuesto, además, que la colonización de espacios
vacíos por hifas aéreas aumentaría el área de intercambio con el contaminante y la
disponibilidad de este en la biopelícula. Es por esto que algunos autores han propuesto
la colonización de un biofiltro por un consorcio mixto de hongo y bacterias, para tratar
gases de baja solubilidad como lo es el metano (Van Groenestijn y Liu, 2002; Vergara-
Fernández et al., 2006 y 2008). En este estudio se trabajó específicamente con el
hongo Fusarium solani y las bacterias Methylomicrobium album y Methylocystis sp.
15
a) Fusarium solani
Fusarium solani es un hongo filamentoso perteneciente al Filo Ascomycota,
Clase Sordariomycetes y Orden Hypocreales (Zaccardelli et al., 2008).
Los hongos filamentosos se caracterizan por tolerar bajas en el pH y la humedad,
parámetros oscilantes en sistemas de biofiltración. Este tipo de hongos y en particular
F. solani, son capaces de utilizar hidrocarburos alifáticos y aromáticos, sustratos
poliméricos y compuestos xenobióticos como única fuente de carbono, debido a su
capacidad para secretar enzimas que les permite degradar este tipo de compuestos (Qi
et al., 2002). Esto las hace atractivas para la degradación de contaminantes en
biofiltros. Otra característica atractiva de los hongos del genero Fusarium es su
capacidad para la formación de micelios aéreos, los cuales estarían en contacto directo
con el gas, además de la mayor hidrofóbicidad superficial que presentan estos
microorganismos. Su presencia favorecería la solubilización de compuestos
hidrofóbicos como metano en la biomasa, en comparación a una película plana acuosa,
como son bacterias (Vergara-Fernández, et al., 2006).
b) Methylomicrobium album y Methylocystis sp.
Methylomicrobium album es una bacteria perteneciente al Filo Proteobacteria,
Clase Gammaproteobacteria y Orden Methylococcales (Hanson & Hanson, 1996). Este
microorganismo pertenece al grupo de los denominados organismos metanótrofos, los
cuales metabolizan el metano como su única fuente de carbono y energía gracias a la
presencia de una enzima característica de las bacterias metanotróficas. Esta enzima es
la metano monooxigenasa (MMO), la cual cataliza la oxidación de metano a metanol.
Específicamente, este microorganismo es un metanótrofo del tipo I, los cuales se
caracterizan por utilizar la ruta de la ribulosa-5-fosfato para la asimilación de carbono.
Esta ruta genera piruvato y dióxido de carbono.
Por otro lado, Methylocystis sp. Perteneciente al Filo Proteobacteria, clase
Alphaproteobacteria, Orden Rhizobiales y al igual que Methylomicrobium album, es un
organismo metanótrofo. A diferencia de M..album, este microorganismo es un
metanótrofo del tipo II, el cual se caracteriza por asimilar el carbono por la ruta de la
16
serina (Hanson & Hanson, 1996; Cáceres et al., 2014). Esta ruta genera material celular
junto con el consumo de dióxido de carbono.
3.4.4 Parámetros de solubilidad
Para hacer efectivo un sistema de biofiltración de metano con múltiples especies,
es necesario optimizar las condiciones a las que se encontrarán los microorganismos,
para el posterior modelamiento y diseño del biofiltro (temperatura, actividad de agua del
lecho, pH y nutrientes). Si bien las bacterias metanotróficas y los hongos tienen
crecimientos óptimos a condiciones similares, es necesario establecer el efecto que
tienen éstas en las capacidades de la población microbiológica para solubilizar el
contaminante en la biopelícula, la formación/crecimiento de ésta, y el efecto que tienen
en los contaminantes a tratar, de manera de obtener una configuración que sea costo-
efectiva. Por otra parte, se debe verificar el efecto que puede tener la presencia de
otros contaminantes hidrofóbicos en la biofiltración de metano, y como éstos pueden
afectar su solubilidad y el crecimiento de los microorganismos
17
a) Hidrofobicidad superficial
Es una propiedad de los microorganismos que influye en la adherencia a
superficies y en los fenómenos de transporte en medios heterogéneos (Vigueras et al.,
2008). Dependiendo de qué tan hidrófoba sea su superficie, le será más sencillo al
microorganismo solubilizar compuestos hidrofóbicos en un biofiltro.
En el caso de los hongos, está estrechamente relacionada con la formación de
hidrofobinas, pequeñas proteínas de membrana que permiten disminuir la tensión
superficial del agua, lo que permite emerger al micelio cuando se encuentra recubierta
de éstas en un medio acuoso (Vigueras et al., 2008 y 2009) (Figura 5). De esta manera
los hongos aumentan su área de transferencia y la solubilización de compuestos
hidrofóbicos cuando se encuentran en presencia de estos, además de permitir el
crecimiento de micelios e hifas en todas direcciones, colonizando también espacios
aéreos en el biofiltro.
Figura 5. Modelo de crecimiento de hifas aéreas en hongos filamentosos. La figura
fue adaptada del trabajo de Wösten y Willey (2000).
18
La forma de medir la hidrofóbicidad superficial es determinando la humectabilidad
de la superficie. Para ello, se mide el ángulo de contacto (θ) formado por una gota de
agua sobre la superficie (entre 5 y 10 μL). Un ángulo de contacto mayor a 90° indicará
que la superficie es hidrofóbica, mientras cuando menor sea este valor, será más
hidrofílica (Figura 6) (Vigueras, et al., 2009).
Figura 6. Medición del ángulo de contacto de una gota de agua sobre una
superficie. La figura fue adaptada de Vergara-Fernández (2007).
19
b) Coeficiente de partición
Para contaminantes en bajas concentraciones en sistemas de gas-líquido, la
solubilidad de estos está usualmente dada por la relación de equilibrio, interpretada por
la Ley de Henry. Esta define una relación lineal entre la concentración del compuesto
de interés en fase gaseosa y la concentración de la misma en la fase líquida, descrita
en la siguiente ecuación:
(2.1)
Dónde: Cg.eq corresponde a la concentración de equilibrio del compuesto de
interés en la fase gaseosa [g/m3], Cl.eq a la concentración de equilibrio del compuesto
en la fase líquida (agua) [g/m3] y H a la constante de Henry adimensional (Vergara-
Fernández, 2006). Para constantes de Henry menores a 0,01, la sustancia es
considerada soluble, al contrario de lo que ocurre cuando este valor supera dicha cifra
(Revah & Morgan-Sagastume, 2005).
Por lo general en el diseño y modelación de biofiltros se considera la biopelícula
como una fase acuosa, de la cual es posible despreciar los efectos de compuestos
poco solubles en agua. Sin embargo, esta aproximación no puede ser válida, ya que
éstas alteran las características fisicoquímicas del líquido y facilitan el transporte de
compuestos hidrofóbicos a la biopelícula (Arriaga-García, 2005). Esto, en conjunto con
la presencia de biomasa, la suspensión de microorganismos, polímeros celulares, entre
otros, hacen que la solubilidad sea representada por una constante de Henry aparente
o coeficiente de partición, definidos por la siguiente ecuación:
(2.2)
20
Donde: K es el coeficiente de partición, Cg.i es la concentración inicial del
compuesto en la fase gaseosa y Cbio es la concentración final del compuesto en la
biomasa al alcanzar el equilibrio.
c) Presencia de otros COV en biofiltración de metano
Muchos de los estudios que se realizan para tratar contaminantes con sistemas
de biofiltración se realizan con el contaminante en estado puro, o bien, en una muestra
de aire contaminado, sin considerar el efecto que pudiesen tener la presencia de otros
compuestos en la biofiltración del contaminante de interés. Las fuentes de emisión de
metano pueden emitir otros tipos de contaminantes, cuyo efecto en la filtración de este
gas puede variar, dependiendo del tipo de compuesto adicional en el aire contaminado.
En este contexto, algunos autores reportan una importante pérdida de la capacidad de
un biofiltro para degradar un compuesto en presencia de otros contaminantes, mientras
que otros estudios reportan que la presencia de otros COV han tenido un impacto
positivo en la solubilización de otros contaminantes en un biofiltro (Nikiema et al., 2007;
Vergara-Fernández, 2012). Este es el caso de n-pentano, un COV emitido junto con
metano en fuentes de emisión de desechos, como vertederos de basura viejos.
Vergara-Fernández (2012) observó que al exponer a un hongo filamentoso a n-pentano,
este aumenta la proliferación y generación de sus micelios e hifas aéreas. En un
sistema de biofiltración, este fenómeno podría traducirse en un aumento en el área de
intercambio entre el gas y la biomasa, producto del aumento en la proliferación de hifas
aéreas, aumentando así la solubilidad del/los contaminantes en la biopelícula. Puesto
que el impacto que puede tener la presencia de un COV en la filtración de un
compuesto de interés es variable, es necesario estudiarlo en cada caso particular, y
puesto que además el metano puede encontrarse en conjunto con n-pentano, es
necesario ver el efecto que tiene este segundo COV en la solubilización de metano en
la biopelícula.
21
3.5 Hipótesis
La solubilidad de metano, en una biomasa compuesta por Fusarium solani,
Methylomicrobium album & Methylocystis sp., se ve afectada tanto por el aumento en la
temperatura y la actividad del soporte sólido como por la presencia de n-pentano.
3.6 Objetivos
3.6.1 Objetivo General
Determinar el efecto que tiene el aumento de la temperatura, la actividad de agua
en el soporte sólido, y la concentración inicial de n-pentano en los parámetros
fisicoquímicos de coeficiente de partición (metano en biomasa) e hidrofobicidad
superficial, en un consorcio microbiano compuesto por las bacterias metanotróficas
Methylomicrobium album & Methylocystis sp. Inoculadas sobre el hongo filamentoso
Fusarium solani, cultivadas en medio sólido.
3.6.2 Objetivos Específicos
1. Medir las variaciones en la concentración de metano, n-pentano y de metano
en presencia de n-pentano, cuando éstas son expuestas a microorganismos
fúngicos y/o bacterianos, a tres temperaturas y humedades de trabajo
diferentes, a modo de verificar su efecto en el coeficiente de partición de los
contaminantes en la biomasa.
2. Medir el ángulo de contacto de una gota de agua en biomasa fúngica y/o
bacteriana crecida con metano y/o n-pentano, a modo de verificar el efecto
que tienen estos contaminantes en la hidrofobicidad superficial de la biomasa.
22
IV. MATERIALES Y MÉTODOS
4.1 Microorganismos y medio de cultivo
El agente fúngico utilizado durante la investigación fue Fusarium solani B1 (CBS
117476), el cual ha sido utilizado en la biodegradación de compuestos altamente
hidrofóbicos, como tolueno y hexano (Vigueras, et al., 2009; Vergara-Fernández, et al.,
2006; Arriaga & Revah, 2005).
A partir de un stock de biomasa fúngica, se tomaron y propagaron varios inóculos
en diferentes placas con el medio complejo agar papa dextrosa, a modo de obtener la
mayor cantidad de hongo posible. Dichas placas inoculadas fueron llevadas a una
incubadora a 30 [°C] durante dos semanas. Transcurrido este tiempo, se tomaron
muestras de hongos, las cuales fueron añadidas a matraces con 700 [mL] de medio
líquido mineral (Tabla 3), el cual contenía 4 [g/L] de glicerol como fuente de carbono. El
hecho de utilizar como fuente de carbono glicerol y no los contaminantes es porque los
microorganismos tienen un crecimiento muy lento al usar dichos compuestos. El cultivo
de los hongos en los matraces se realizó a 30 [°C] con una agitación de 100 [rpm] (Incu-
Shaker Mini, Benchmark) durante una semana.
23
Tabla 3. Componentes del medio líquido mineral para el crecimiento de F. solani
(Vergara-Fernández, et al., 2011).
Compuesto Concentración [g/L]
NaNO3 1,8000
KH2PO4 1,3000
MgSO4·7H2O 0,3800
CaSO4·2H2O 0,2500
CaCl2 0,0550
FeSO4·7H2O 0,0150
MnSO4·H2O 0,0120
ZnSO4·7H2O 0,0130
CuSO4·7H2O 0,0023
CoCl2·6H2O 0,0015
H3BO3 0,0015
Transcurrida una semana, se filtró la biomasa y se lavó con agua destilada para
eliminar restos de medio mineral. La biomasa fue luego esterilizada (Wafco, Model 25x-
2) a 15 [psig] y 120 [°C] por 25 minutos, permitiendo así cesar toda actividad biológica.
Esta medida fue tomada para poder descartar que la absorción del contaminante en la
biomasa fuera realizada por mecanismos activos.
Por otro lado, las bacterias con las que se trabajó corresponden a las bacterias
metanotróficas tipo I Methylomicrobium album (ATCC 33003) y tipo II Methylocystis sp
(ATCC 49242), cuyas capacidades para biodegradar contaminantes hidrofóbicos como
metano o tricloroetileno las han hecho blanco de estudio para su potencial aplicación
industrial (Cáceres, et al., 2014).
A partir de un stock de microorganismos, se propagaron ambos tipos de bacterias
por separado, en placas con el medio de sales minerales de nitrato o MSN (Tabla 4),
mezclado con 15 [g/L] de Agar Noble y utilizando 2 [g/L] de glicerol como fuente de
carbono, para potenciar su crecimiento. Dichas placas inoculadas fueron incubadas a
30 [°C] por dos semanas o hasta obtener colonias visibles. Una vez obtenidas, estas
24
fueron tomadas con un asa en argolla, y se inocularon matraces individuales para cada
tipo de bacteria, con 600 [mL] de medio de cultivo mineral líquido en conjunto con 2
[g/L] de glicerol como fuente de carbono. El tiempo de cultivo en medio líquido fue de 5
días en el caso de Methylomicrobium álbum y 7 días en el caso de Methylocystis sp.,
ambas a 30 [°C] y 250 [rpm] (Incu-Shaker Mini, Benchmark).
Tabla 4. Componentes del medio de cultivo de sales minerales de nitrato para el
crecimiento de M. album y Methylocystis sp. (MSN, ATCC 1306, 2017).
Compuesto Concentración [g/L]
MgSO4·7H2O 1,000
KNO3 1,000
NaHPO4·12H2O 0,717
KH2PO4 0,272
CaCl3·6H2O 0,200
Solución de
Hierro 2,000
Solución
Elementos traza 0,500
25
Tabla 5. Solución de hierro para medio de cultivo de sales minerales de nitrato para el
crecimiento de M. album y Methylocystis sp. (MSN, ATCC 1306, 2017).
Compuesto Concentración [g/L]
EDTA 0,500
FeSO4·7H2O 0,200
H3BO3 0,030
CoCl2·6H2O 0,020
ZnSO4·7H2O 0,010
MnCl2·4H2O 0,003
Na2MnO4·2H2O 0,003
NiCl2·6H2O 0,002
CaCl2·2H2O 0,001
Tabla 6. Solución de elementos trazos para medio de cultivo de sales minerales de
nitrato para el crecimiento de M. album y Methylocystis sp (MSN, ATCC 1306, 2017).
Compuesto Concentración [g/L]
HCl concentrado 3,00
EDTA sal de sodio
0,40
FeCl3 0,05
Una vez transcurrido este tiempo, se determinó la concentración de bacterias en
el medio por el método de turbidimetría, las cuales alcanzaron una concentración
promedio de 4,45 [mgbiomasa/mLsolución]. Después, ambas bacterias fueron mezcladas en
proporción 1:1, en condiciones estériles. Una pequeña fracción de esta mezcla activa
fue utilizada para realizar los experimentos de hidrofobicidad superficial, el resto fue
esterilizado en autoclave (Wafco, Model 25x-2) a 15 [psig] y 120 [°C] por 15 minutos, de
manera de finalizar la actividad biológica y así utilizarla en los experimentos de
coeficiente de partición.
26
4.2 Coeficiente de Partición
El objetivo de este experimento fue determinar la partición de metano, n-pentano
y el metano en presencia de n-pentano a cinco concentraciones de contaminantes
distintas en estado gaseoso sobre F. solani, M. album & Methylocystis sp. y un
consorcio entre estas especies. Se varió la temperatura y la actividad de agua a la cual
fueron expuestos los microorganismos inactivos, para así determinar su efecto en la
biodisponibilidad de estos contaminantes en la biopelícula (Figura 7). Todos los
experimentos fueron realizados en botellas con un espacio vacío de 117 [mL],
adicionando previamente 1 [g] de vermiculita como soporte sólido, debido a su alta
capacidad para retener la actividad de agua (Vergara-Fernandez, 2011). Dependiendo
de la experiencia, se adicionó o no agua destilada a las botellas.
Figura 7. Experimentos realizados en la determinación de los coeficientes de partición
27
4.2.1 Curvas de calibración
En una primera instancia, se realizaron las curvas de calibración de metano y n-
pentano, las cuales fueron utilizadas para determinar las concentraciones de los
contaminantes en los experimentos de coeficiente de partición. Para esto, se inyectaron
5 concentraciones diferentes de los contaminantes en diferentes botellas, conteniendo
estas 1 [g] de vermiculita sin agua. Las botellas fueron selladas con sellos de aluminio y
septas de silicona (3 [mm] con cubierta PTFE 0,13 [mm]), para prevenir la fuga de los
contaminantes previa a su inyección. En el caso del metano, se inyectaron 3,6; 5,8; 12;
24 y 42 [mL] del gas, de manera de obtener concentraciones de 3; 5; 10; 20 y 35 %v/v,
abarcando así márgenes correspondientes a aquellos observados en vertederos u otras
fuentes de metano. Para el n-pentano se añadieron 1; 2; 3; 4 y 5 [μL] para obtener
concentraciones de 5,3; 10,6; 15,9; 21,2 y 26,5 [g/m3], según Vergara-Fernández
(2011). Estas cantidades fueron calculadas en base al volumen del recipiente y la
densidad de los contaminantes. Inmediatamente después de su inyección en las
botellas, se procedió a tomar 500 [μL] del interior de las botellas con el contaminante,
para después inyectarla en un cromatógrafo de gases (GC-2014, Shimadzu). El
cromatógrafo estaba equipado con dos detectores: FID y TCD. Para la detección de n-
pentano, se utilizó el detector FID, y para la detección de metano, se utilizó el detector
TCD. Todas las inyecciones se realizaron por triplicado.
El detector FID está equipado con una columna de 30 [m] de altura y 0,32 [mm]
de diámetro interno, con un film de grosor de 0,25 [μm] (Rtx-5). Las temperaturas del
detector y del inyector estaban a 220 [°C] y 200 [°C], respectivamente. La temperatura
del horno fue de 80 [°C], y como gas acarreador se utilizó helio, a un flujo de 50 mL/min.
Por otro lado, el detector TCD posee una columna de 4,6 [m] de altura y 3,17 [mm] de
diámetro interno, (Carboxen 1000). Las temperaturas para el detector y el inyector
estaban a 80 [°C] y 120 [°C], respectivamente. La temperatura del horno fue de 70 [°C].
Como gas acarreador, se utilizó helio, a un flujo de 30 mL/min. Finalizadas las
inyecciones, se obtuvieron los puntos y se construyeron las curvas de calibración
(Anexo A).
28
4.2.2 Determinación de actividad de agua
Para poder determinar la cantidad de agua destilada que se debe utilizar, y
emular así las actividades de agua propuestas (0.8, 0.9 y 0.95), se procedió a agregar
desde 1 [mL] hasta 12 [mL] a 12 diferentes botellas de 117 [mL] de capacidad,
preparadas previamente con la adición 1 [g] de vermiculita. La actividad de agua fue
determinada con el equipo HydroPalm23AW (Rotronic), según las instrucciones del
fabricante. De esta manera, se determinó que con 4, 8 y 12 [mL] se obtienen
actividades de agua de 0.8, 0.9 y 0.95 respectivamente. Esta medición se realizó por
triplicado para cada botella.
4.2.3 Fusarium solani
Una muestra de 1 [g] de material fúngico autoclavado e inactivo fue añadido a
botellas con un espacio vacío de 117 [mL], las cuales fueron previamente preparadas
con la adición de 1 [g] de vermiculita, y 4, 8, o 12 [mL] de agua destilada, para emular
actividades de agua 0.8, 0.9 o 0.95 respectivamente, y según la experiencia, cubriendo
totalmente la superficie inferior de éstas. Esta medida se realizó por triplicado. Las
botellas fueron posteriormente esterilizadas en autoclave (Wafco, Model 25x-2), a 15
[psig] y 120 [°C] por 15 minutos. Luego, las botellas fueron cerradas con sellos de
aluminio y septas de silicona (3 [mm] con cubierta PTFE 0,13 [mm]) para mantener la
esterilidad del microcosmo.
Para la experimentación con contaminantes, se inyectaron cinco concentraciones
de metano o n-pentano a botellas individuales con biomasa, según la experiencia. Para
las experiencias con metano, se inyectaron 3,6; 5,8; 12; 24 y 42 [mL] del gas, de
manera de obtener concentraciones de 3; 5; 10; 20 y 35 %v/v. Para las experiencias
con n-pentano se añadieron 1; 2; 3; 4 y 5 [μL], obteniéndose así concentraciones de
5,3; 10,6; 15,9; 21,2 y 26,5 [g/m3]. Para el consorcio de gases, compuesto por metano
en presencia de n-pentano, se determinó inyectar 12 [mL] de metano, según los
resultados obtenidos para el crecimiento de las especies en microcosmos realizados en
el laboratorio (datos sin mostrar) e inyectar en conjunto 1; 2; 3; 4 o 5 [μL] de n-pentano,
29
de manera de corroborar su efecto en la solubilización de metano en la biomasa. Una
vez añadido/s el/los contaminante/s, se mantuvieron las botellas a 20, 25 o 35 [°C]
según la experiencia, por 1 [min], para lograr la evaporación del/los compuesto/s.
Luego, mediante cromatografía gaseosa (GC-2014, Shimadzu), se determinó la
concentración inicial del contaminante en la fase gaseosa, como se estipula en la
sección 4.2.1.
Una vez inyectadas las muestras, los microcosmos se mantuvieron a 20, 25 o 35
[°C], según la experiencia, durante 24 [h], para asegurar que el contaminante en la fase
gaseosa estuviera en equilibrio con la fase sólida. Posteriormente, se midió la
concentración final o de equilibrio de los contaminantes en la fase gaseosa, mediante
su inyección por cromatografía a las mismas condiciones previamente establecidas en
la sección 4.2.1. Luego se determinó la masa del contaminante absorbido por los
microorganismos por medio de balance de masa. Con estos datos, se construyeron los
gráficos para determinar los coeficientes de partición (ver Anexo B, C, y D). La Figura 8
muestra un resumen ilustrado de los experimentos.
30
Figura 8. Esquema ilustrado de experimentación para determinar el coeficiente de
partición de los contaminantes en biomasa. En cada experimento se prepararon
cinco concentraciones diferentes de los contaminantes en las botellas por triplicado,
dando un total de 15 botellas por corrida experimental. Todas las inyecciones en el
cromatógrafo se realizaron por triplicado, dando un total de 45 inyecciones por corrida
experimental.
31
4.2.4 Methylomicrobium album y Methylocystis sp.
Una muestra de 4 [mL] de consorcio bacteriano inactivo, fue agregado a botellas
con un espacio vació de 117 [mL] y previa deposición de 1 [g] de vermiculita, junto con
0; 4; u 8 [mL] de agua destilada respectivamente, y según la experiencia, y se siguió el
mismo procedimiento descrito en la sección 4.2.3 para medir los contaminantes. La
razón del porque se vierten 4 [mL] menos de agua destilada en presencia del consorcio
bacteriano es por el efecto de la humedad que genera el medio líquido en la cual se
encuentra, la cual se determinó genera la misma actividad de agua que en el caso del
agua destilada. Este efecto fue determinando añadiendo a las botellas de 117 [mL] de
capacidad 1 [g] de vermiculita y 4 [mL] de solución concentrada de bacterias, con el
objetivo de humedecer totalmente la vermiculita agregada, determinando
posteriormente la actividad de agua de las botellas, según el procedimiento descrito en
la sección 4.2.2.
4.2.5 Consorcio microbiano: Fusarium solani y Methylomicrobium album y Methylocystis sp.
En el caso del consorcio microbiano, se agregaron 4 [mL] de mezcla de bacterias
inactivas a las botellas con un espacio vacío de 117 [mL] y previa deposición de 1 [g] de
vermiculita, junto con 0; 4; u 8 [mL] de agua destilada respectivamente, y según la
experiencia. Después, se agregó 1 [g] de hongo inactivo a las botellas, de tal manera
que no quedara sumergido en la solución bacteriana. Luego se siguió el mismo
procedimiento descrito en la sección 4.2.3 para medir la concentración de los
contaminantes.
4.2.6 Agua
Como control experimental se determinó el coeficiente de partición de metano, n-
pentano y metano en presencia de n-pentano en agua. Para esto se adicionaron 4 [mL]
32
de agua destilada en botellas de 117 [mL] de capacidad sin vermiculita, desarrollándose
la misma metodología anteriormente descrita en la sección 4.2.2.
Cada una de las corridas experimentales fue realizada por triplicado, para cada
concentración de contaminante, por lo que se utilizaron 15 botellas por corrida
experimental, para un total de 90 corridas experimentales, según las combinaciones
entre temperaturas, actividades de agua, composición de la biomasa y contaminantes
presentes. Las inyecciones hechas en el cromatógrafo de gases se realizaron por
triplicado para cada botella. En la Figura 9, se presenta un esquema detallado de la
experimentación para la determinación del coeficiente de partición.
Figura 9. Esquema resumido de la experimentación para determinar el coeficiente
de partición.
33
4.3 Hidrofóbicidad superficial
El objetivo de esta experiencia fue establecer el efecto en las propiedades
hidrofóbicas de F. solani, M. album & Methylocystis sp., y el consorcio entre estos
cuando utilizan metano, n-pentano y una mezcla de estos gases como única/s fuente/s
de carbono. Esto se logró determinando el ángulo de contacto de una gota de agua
sobre la superficie de la biomasa (Vergara-Fernández et al., 2006). La Figura 10
esquematiza resumidamente los experimentos.
Figura 10. Esquema ilustrado de experimentación para determinar la
hidrofóbicidad superficial.
El cultivo de hongos y bacterias, tanto de forma individual como en consorcio, se
realizó en membranas hidrofílicas (Millipore, cellulose membrane 0,45 [μm], diámetro 47
[mm]) sobre placas Petri con medio mineral en 15 [g/L] Agar Noble (DifcoTM Agar
Noble, Becton Dickinson USA). Para la propagación del hongo, se depositó un trozo de
agar papa dextrosa con hongo al centro de la membrana. En el caso de la bacteria, se
tomó 1 [mL] de consorcio bacteriano concentrado líquido y se depositó sobre la
membrana, con lo cual se realizó un barrido por toda la superficie, utilizando un asa
metálica. Para el consorcio microbiano de hongo/bacterias, con el aza metálica se
realizó el barrido por toda la membrana para propagar la bacteria, y luego se depositó el
34
trozo de agar con hongo, de manera que éste no quedara sumergido por la deposición
de las bacterias. Las placas fueron cultivadas en un recipiente cerrado (BD, Jarra
Anaerobiosis Gaspak 100) provisto con una válvula de teflón Mininert (VICI, Precision
Sampling, Baton Rouge, LA), utilizando como fuente de carbono n-pentano y/o metano,
según la experiencia, dando un total de tres modalidades distintas. Las concentraciones
de la/s fuente/s de carbono en el recipiente fueron de 65,6 g/m3 para la experiencia con
metano, 21,2 g/m3 en el caso de n-pentano, y la sumatoria de ambas para el consorcio
de gases, según el óptimo crecimiento registrado para los microorganismos (Vergara-
Fernández, 2011; Cáceres et al., 2013). La cámara fue dejada en estufa a 30 [°C],
correspondiente a la temperatura óptima de crecimiento de los microorganismos, por un
periodo de 4-5 semanas.
Finalizada la propagación de los microorganismos se procedió a retirar la
membrana, la cual se dispuso sobre una superficie de vidrio dentro de una cámara
cerrada de acrílico, para aplicar sobre ésta 10 [μL] de agua destilada. Esto permitió la
generación de una gota sobre la superficie la que, transcurridos 5 [s] desde su
aplicación, se fotografió con una cámara digital. Se aplicaron tres gotas de agua sobre
cada membrana, y se fotografió tres veces cada gota. Además, se trabajó con cinco
réplicas por tipo de microorganismo, obteniendo de este modo 45 fotografías por corrida
experimental. Como control, se realizó el mismo proceso tanto en membranas
impregnadas con n-pentano y/o metano como en teflón, material altamente hidrofóbico.
Un resumen de los experimentos se muestra en la Figura 11. Para determinar el ángulo
de contacto, las fotografías fueron analizadas con el software Image J v1.49, como se
muestra en la Figura 12 (Wayne Rasband, National Institutes of Health, USA).
35
Figura 11. Esquema resumen de la experimentación para determinar la
hidrofóbicidad superficial.
Figura 12. Medición del ángulo de contacto de una gota de agua sobre biomasa
con software Image J v1.4. El programa permite trazar manualmente dos líneas, una
debajo de la gota generada sobre la biomasa y otra en el ángulo de quiebre de dicha
gota. De esta manera, el programa entrega el ángulo generado por ambas líneas.
36
4.4 Metodología de cálculo
Una vez ejecutadas las mediciones de concentración inicial y final, se realizó el
cálculo del coeficiente de partición o K. Éste se basa en la obtención de la relación
lineal descrita en la ecuación 2.2, en la sección 3.4.4. Para ello, se determinó la
concentración de contaminante en la biomasa, según la expresión 4.1:
(4.1)
Dónde: Cg.i es la concentración inicial en la fase gaseosa [g/m3]; Cg.eq la
concentración de equilibrio en fase gaseosa [g/m3]; Vh volumen utilizado por la fase
gaseosa; mbio a la biomasa presente [g] y ρbio densidad de la biomasa [g/m3].
En el momento de definir el volumen utilizado por la fase gaseosa, se consideró
el volumen ocupado por la vermiculita y por el agua, no así de la biomasa, ya que el
espesor de esta era prácticamente despreciable. La densidad de la biomasa se
consideró como la densidad del agua a las temperaturas de trabajo, ya que las pruebas
hechas demuestran que el hongo utilizado posee una humedad de 93,8(±0,2) [%p/p]
Por lo tanto, el valor del coeficiente de partición resulta ser el inverso de la
pendiente de la curva Cbio en función de Cg.i, la que está formada por cinco puntos, que
representan las cinco concentraciones diferentes de contaminantes, donde cada uno de
éstos es el promedio de las tres réplicas por corrida experimental, y de las tres
muestras gaseosas por microcosmo que son inyectadas al cromatógrafo (Ver anexo B,
C y D).
37
V. RESULTADOS
5.1 Coeficiente de partición
El coeficiente de partición fue determinado según lo indicado en las secciones 4.3
y 4.4. Los resultados de los diferentes coeficientes de partición, obtenidos de los
diferentes gases en la biomasa, se muestran en las Tablas 7-10. Estas corresponden al
coeficiente de partición de los gases en agua, en F. solani, en M. album & Methylocystis
sp. y en el consorcio microbiano de estas, respectivamente.
Tabla 7. Coeficiente de partición de n-pentano, metano y de metano en presencia de n-
pentano en agua a 20, 25 y 35 °C.
Agua Pentano Metano Metano en presencia de n-pentano
Temperatura [°C] Coeficiente de Partición
20 22,84 (±2,10)
10,88 (±0,81)
12,43 (±1,11)
25 33,91 (±1,92)
15,01 (±1,99)
15,12 (±0,40)
35 41,27 (±0,91)
23,90 (±1,23)
24,33 (±0,34)
Para todos los sets de datos obtenidos, se realizó un análisis estadístico ANOVA
y de comparación de medias Tukey-Kramer, los cuales permitieron agrupar los
diferentes coeficientes de partición obtenidos para cada microorganismo, según las
actividades de agua o las temperaturas a las que fueron sometidas, y compararlas entre
sí, para identificar diferencias estadísticas (Figuras 13 a 18).
38
5.1.1 Fusarium solani
A continuación, se muestran los resultados obtenidos para el coeficiente de
partición de diferentes gases en F. solani.
Tabla 8. Coeficiente de partición de n-pentano, metano y metano en presencia de n-
pentano en F. solani a 20, 25 y 35 [°C] y actividades de agua 0,8, 0,9 y 0,95.
Hongo
Actividad de agua
Temperatura [°C]
0,8 0,9 0,95
Pentano
20 0,1370 (±0,0090)
0,1620 (±0,0171)
0,2194 (±0,0071)
25 0,1844 (±0,0059)
0,2321 (±0,0030)
0,2417 (±0,0010)
35 0,2354 (±0,0030)
0,2935 (±0,0092)
0,3417 (±0,0118)
Metano
20 0,1029 (±0,0002)
0,1199 (±0,0001)
0,2340 (±0,0023)
25 0,1411 (±0,0001)
0,2271 (±0,0035)
0,2631 (±0,0005)
35 0,1943 (±0,0002)
0,2907 (±0,0001)
0,4471 (±0,0089)
Metano en presencia de n-pentano
20 0,1401 (±0,0131)
0,1577 (±0,0108)
0,2628 (±0,0236)
25 0,2339 (±0,0082)
0,2508 (±0,0126)
0,2864 (±0,0095)
35 0,3409 (±0,0015)
0,3892 (±0,0028)
0,5936 (±0,0716)
39
Los resultados muestran un aumento en el coeficiente de partición para todos los
gases a medida que aumenta la temperatura y la actividad de agua, lo que se traduce
en una disminución de la solubilidad de estos compuestos en la biomasa. Con respecto
a lo obtenido en agua, el coeficiente de partición disminuyó en promedio 141 veces en
el caso del n-pentano, 84 veces en el caso del metano y 62 veces en el caso del
metano en presencia de n-pentano.
Para las 3 modalidades de contaminantes gaseosos, el menor coeficiente de
partición (y por tanto mayor solubilidad) en F. solani, fue obtenido en presencia de una
actividad de agua de 0,8 y temperatura ambiente de 20 °C. Bajo estos parámetros, los
valores obtenidos fueron: 0,1370 (±0,0090) para n-pentano, 0,1029 (±0,0002) para
metano y 0,1401 (±0,00131) metano en presencia de n-pentano. Estos valores
representan una disminución promedio de 166, 106 y 87 veces al obtenido en agua,
respectivamente. En contraste, y para las tres modalidades de contaminantes, el mayor
coeficiente de partición (y por tanto menor solubilidad) en F. solani fue obtenido en
presencia de una actividad de agua 0,95 y temperatura ambiente de 35 °C. Bajo estos
parámetros, los valores obtenidos fueron: 0,3417 (±0,00118) para n-pentano, 0,4471
(±0,0089) para metano y 0,5936 (±0,0716) metano en presencia de n-pentano. Estos
valores representan una disminución promedio de 120, 53 y 41 veces al obtenido en
agua, respectivamente.
Para analizar la significancia del efecto de la actividad de agua y la temperatura
en el coeficiente de partición en F. solani, se realizó un análisis ANOVA y Tukey-Kramer
con el software estadístico JMP 13 (SW), cuyos resultados se muestran en las Figuras
13 y 14, respectivamente.
40
Figura 13. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la
actividad de agua sobre el coeficiente de partición en F. solani. En verde: Informe
de medias ANOVA (Prob>F 0,0245), el cual arroja p-values entre los grupos de 0,5739
(0,8 a 0,9), 0,1639 (0,90 a 0,95) y 0,0205 (0,8 a 0,95). En rojo: Diagrama de cajas.
41
Figura 14. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la
temperatura sobre el coeficiente de partición en F. solani. En verde: Informe de
medias ANOVA (Prob>F 0,0003), el cual arroja p-values entre los grupos de 0,2882 (20
a 25), 0,0119 (25 a 35) y 0,0003 (20 a 35). En rojo: Diagrama de cajas.
En el caso de la actividad de agua, los resultados muestran que no existe un
efecto significativo por parte de esta en el coeficiente de partición, cuando se comparan
los grupos de 0,8/0,9 y 0,9/0,95, pero sí existe un efecto levemente significativo cuando
se compara el rango completo o de 0,8/0,95. En el caso de la temperatura, los
resultados muestran que no existe un efecto significativo por parte de este en el
coeficiente de partición, cuando se comparan los grupos de 20/25 °C, pero cuando se
comparan los grupos 25/35 °C y 20/35 °C existe un efecto significativo en el coeficiente
de partición.
42
5.1.2 Methylomicrobium album y Methylocystis sp.
A continuación, se muestran los resultados obtenidos para el coeficiente de
partición de diferentes gases en M. album & Methylocystis sp.
Tabla 9. Coeficiente de partición de n-pentano, metano y metano en presencia de n-
pentano en F. solani a 20, 25 y 35 [°C] y actividades de agua 0,8, 0,9 y 0,95
Bacteria
Actividad de agua
Temperatura [°C]
0,8 0,9 0,95
Pentano
20 0,2006 (±0,0082)
0,2345 (±0,0107)
0,2887 (±0,0144)
25 0,2554 (±0,0127)
0,3301 (±0,0165)
0,3594 (±0,0127)
35 0,3012 (±0,0813)
0,4126 (±0,0123)
0,4523 (±0,0538)
Metano
20 0,0751 (±0,0030)
0,1127 (±0,0025)
0,1719 (±0,0270)
25 0,1102 (±0,0110)
0,1486 (±0,0444)
0,2192 (±0,0199)
35 0,1486 (±0,0272)
0,1818 (±0,0122)
0,2454 (±0,0019)
Metano en presencia de n-pentano
20 0,08566 (±0,0067)
0,1331 (±0,0004)
0,2420 (±0,0181)
25 0,1168 (±0,0029)
0,1908 (±0,0209)
0,3192 (±0,0166)
35 0,1724 (±0,0362)
0,2087 (±0,0056)
0,3691 (±0,0110)
43
Los resultados obtenidos siguen la misma tendencia que lo obtenido para F.
solani, donde existe un aumento en el coeficiente de partición para todos los gases, a
medida que aumenta la temperatura y la actividad de agua. Con respecto a lo obtenido
en agua, el coeficiente de partición disminuyó en promedio 91 veces en el caso de n-
pentano, 112 veces en el caso de metano y 96 veces en el caso de metano en
presencia de n-pentano.
Al igual que para F. solani, para las 3 modalidades de contaminantes gaseosos
se obtuvo el menor coeficiente de partición en presencia de una actividad de agua de
0,8 y temperatura ambiente de 20 °C. Bajo estos parámetros, los valores obtenidos
fueron: 0,2006 (±0,0082) para pentano, 0,0751 (±0,0030) para metano y 0,08566
(±0,0067) para metano en presencia de n-pentano. Estos valores representan una
disminución promedio de 113, 144 y 145 veces al obtenido en agua, respectivamente.
En contraste, y para las tres modalidades de contaminantes, el mayor coeficiente de
partición en M. album y Methylocystis sp fue obtenido en presencia de una actividad de
agua 0,95 y temperatura ambiente de 35 °C. Bajo estos parámetros, los valores
obtenidos fueron: 0,4523 (±0,0538) para pentano, 0,2454 (±0,0019) para metano y
0,3691 (±0,0110) para metano en presencia de n-pentano. Estos valores representan
una disminución promedio de 50, 44 y 34 veces al obtenido en agua, respectivamente.
El efecto de la actividad de agua y la temperatura en el coeficiente de partición en
M. album y Methylocystis sp, se realizó mediante un análisis ANOVA y Tukey-Kramer,
al igual que para F. solani, cuyos resultados se muestran en las Figuras 15 y 16,
respectivamente.
44
Figura 15. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la
humedad sobre el coeficiente de partición en M. album y Methylocystis sp. En
verde: Informe de medias ANOVA (Prob>F 0,0127), el cual arroja p-values entre los
grupos de 0,4047 (0,8 a 0,9), 0,1557 (0,90 a 0,95) y 0,0098 (0,8 a 0,95). En rojo:
Diagrama de cajas.
45
Figura 16. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la
temperatura sobre el coeficiente de partición en M. album y Methylocystis sp. En
verde: Informe de medias ANOVA (Prob>F 0,0824), el cual arroja p-values entre los
grupos de 0,4336 (20 a 25), 0,5239 (25 a 35) y 0,0673 (20 a 35). En rojo: Diagrama de
cajas.
En el caso de la actividad de agua, los resultados muestran que no existe un
efecto significativo por parte de esta en el coeficiente de partición, cuando se comparan
los grupos 0,8/0,9 y 0,9/0,95, pero si existe un efecto significativo cuando se compara el
rango total de 0,8/0,95. En el caso de la temperatura, los resultados muestran que no
existe un efecto significativo por parte de esta en cualquiera de sus agrupaciones.
46
5.1.3 Consorcio microbiano: F. solani, M. album & Methylocystis sp.
A continuación, se muestran los resultados obtenidos para el coeficiente de
partición de diferentes gases en el consorcio microbiano hongo/bacterias.
Tabla 10. Coeficiente de partición de n-pentano, metano y mezcla de estos en el
consorcio microbiano a 20, 25 y 35 [°C] y actividades de agua 0,8, 0,9 y 0,95.
Consorcio Hongo/Bacterias
Actividad de agua
Temperatura [°C]
0,8 0,9 0,95
n-pentano
20 0,1215 (±0,0037)
0,1548 (±0,0022)
0,1677 (±0,0011)
25 0,1658 (±0,0157)
0,2151 (±0,0016)
0,2313 (±0,0025)
35 0,2279 (±0,0022)
0,2722 (±0,0013)
0,3151 (±0,0012)
Metano
20 0,0582 (±0,0008)
0,0762 (±0,0003)
0,1318 (±0,0045)
25 0,0961 (±0,0023)
0,1042 (±0,0043)
0,1524 (±0,0031)
35 0,1229 (±0,0012)
0,1598 (±0,0034)
0,1958 (±0,0041)
metano en presencia de n-pentano
20 0,0947 (±0,0010)
0,1079 (±0,0035)
0,1671 (±0,0004)
25 0,1133 (±0,0049)
0,1189 (±0,0031)
0,1995 (±0,0064)
35 0,1299 (±0,0207)
0,1738 (±0,0173)
0,2285 (±0,0297)
47
Al igual que para las modalidades anteriores, existe un aumento en el coeficiente
de partición para todos los gases, a medida que aumenta la temperatura y la actividad
de agua en presencia del consorcio microbiano hongo/bacterias. Con respecto a lo
obtenido en agua, el coeficiente de partición disminuyó en promedio 160 veces en el
caso del pentano, 143 veces en el caso del metano y 121 veces en el caso del metano
en presencia de n-pentano.
Igual que en los casos anteriores, para las tres modalidades de contaminantes
gaseosos se obtuvo el menor coeficiente de partición en presencia de una actividad de
agua de 0,8 y temperatura ambiente de 20 °C. Bajo estos parámetros, los valores
obtenidos para el consorcio hongo/bacterias fueron: 0,1215 (±0,0037) para pentano,
0,0582 (±0,0008) para metano y 0,0947 (±0,0010) para metano en presencia de n-
pentano. Estos valores representan una disminución de 188, 186 y 131 veces al
obtenido en agua, respectivamente. En contraste, y para las tres modalidades de
contaminantes, el mayor coeficiente de partición obtenido en el consorcio
hongo/bacterias fue en presencia de una actividad de agua 0,95 y temperatura
ambiente de 35 °C. Bajo estos parámetros, los valores obtenidos fueron: 0,3151
(±0,0012) para pentano, 0,1958 (±0,0041) para metano y 0,2285 (±0,0297) para metano
en presencia de n-pentano. Estos valores representan una disminución promedio de 72,
56 y 54 veces al obtenido en agua, respectivamente.
El efecto de la actividad de agua y la temperatura en el coeficiente de partición,
en el consorcio hongo/bacterias, se realizó mediante un análisis ANOVA y Tukey-
Kramer, al igual que en los casos anteriores, cuyos resultados se muestran en las
Figuras 17 y 18, respectivamente.
48
Figura 17. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la
actividad de agua sobre el coeficiente de partición en M. album, Methylocystis sp
& F. solani. En verde: Informe de medias ANOVA (Prob>F 0,0305), el cual arroja p-
values entre los grupos de 0,5334 (0,8 a 0,9), 0,2115 (0,90 a 0,95) y 0,0247 (0,8 a
0,95). En rojo: Diagrama de cajas.
49
Figura 18. Resultados análisis ANOVA y Tukey-Kramer para el efecto de la
temperatura sobre el coeficiente de partición en M. album, Methylocystis sp. & F.
solani. En verde: Informe de medias ANOVA (Prob>F 0,0190), el cual arroja p-values
entre los grupos de 0,3570 (20 a 25), 0,2207 (25 a 35) y 0,0142 (20 a 35). En rojo:
Diagrama de cajas.
En el caso de la actividad de agua, los resultados muestran que no existe un
efecto significativo por parte de esta en el coeficiente de partición, cuando se comparan
los grupos 0,8/0,9 y 0,9/0,95, pero si existe un efecto significativo cuando se compara el
rango total de 0,8/0,95. En el caso de la temperatura, los resultados muestran que no
existe un efecto significativo por parte de esta cuando comparan los grupos 20/25 °C y
25/35 °C, aunque si existe un efecto significativo cuando se compara el rango total de
20/35 °C.
50
En síntesis, los resultados muestran que los valores más bajos para el coeficiente
de partición, y por tanto de mayor solubilidad para el/los contaminantes en la biomasa,
fueron obtenidos a la temperatura y actividad de agua más bajas utilizadas,
correspondientes a 0,8 y 25 °C, respectivamente. En todos los casos, se observó que
las variaciones en la actividad de agua tienen un leve efecto en el coeficiente de
partición, mientras que en el caso de la temperatura, el efecto es diferente para cada
microorganismo: el efecto de la temperatura en el coeficiente de partición es
significativo en el caso del hongo y el consorcio hongo/bacteria, y no significativo en el
caso de las bacterias. El menor coeficiente de partición para el n-pentano, metano y
metano en presencia de n-pentano se observó en presencia del consorcio
hongo/bacterias. En promedio, los resultados indican que el n-pentano fue más soluble
en el hongo, mientras que el metano fue más soluble en las bacterias metanotróficas.
Este efecto se vio potenciado cuando se encuentran ambos microorganismos en
consorcio, representado por un menor valor en el coeficiente de partición obtenido. La
Figura 19 muestra una comparación global entre todos los coeficientes de partición
obtenidos.
51
Figura 19. Comparación entre los resultados obtenidos para el coeficiente de
partición en función de los microorganismos. La figura muestra la agrupación de los
diferentes resultados obtenidos para los coeficientes de partición de los contaminantes,
obtenidos en diferentes condiciones de temperatura y actividades de agua en el lecho.
Cada punto representa uno de los resultados obtenidos para una de las corridas
experimentales. En azul: valores de K para metano en biomasa. En verde: valores de K
para n-pentano en biomasa. En Rojo: valores de K para metano en presencia de n-
pentano en biomasa.
52
5.2 Hidrofóbicidad Superficial
La hidrofobicidad superficial de F. solani, M. album & Methylocystis sp., y el
consorcio de ambos, en presencia de metano, n-pentano y consorcio de ambos gases
como única/s fuente/s de carbono, fue determinada con el ángulo de contacto de una
gota de agua sobre la superficie de dichos microorganismos, tal como se describe en la
sección 4.2.
Los resultados se muestran en la Figura 20 y la Tabla 11. Como controles, se
determinó el ángulo de contacto de una gota de agua sobre teflón, material altamente
hidrofóbico, y una membrana hidrofílica, material altamente hidrofílico, cuyos resultados
se muestran en la Figura 21 y Tabla 12.
Figura 20. Gotas de agua sobre F. solani, M. album & Methylocystis sp. crecidos
en n-pentano, metano y la mezcla de ambos gases. En la fila se rotula la fuente de
carbono utilizada para el crecimiento del microorganismo. En la columna se rotula el
microorganismo.
53
Figura 21. Control hidrofóbico e hidrofóbico. Gotas de agua sobre teflón y una
membrana altamente hidrofílica.
Tabla 11. Ángulo de contacto de una gota de agua sobre la superficie de F. solani,
Methylomicrobium álbum y Methylocystis sp., cuando son cultivados con metano,
pentano y un consorcio de estos.
Promedio de ángulo de contacto (°θ)
Metano Pentano Metano + Pentano
Hongo 26,98 (±4,74)
46,41 (±10,45)
18,68 (±3,24)
Bacterias 12,92 (±1,80)
24,35 (±7,5)
10,42 (±1,68)
Consorcio 22,03 (±5,40)
29,74 (±6,95)
18,30 (±1,30)
Tabla 12. Ángulo de contacto de una gota de agua sobre la superficie de teflón y una
membrana hidrofílica.
Promedio de ángulo de contacto (°θ)
Teflón
115,44 (±1,32)
Membrana Hidrofílica
1,02 (±0,41)
54
Los resultados muestran que para todas las modalidades de contaminantes y
microorganismos, existió un aumento del ángulo de contacto de una gota de agua, en
comparación con lo obtenido por el control altamente hidrofílico (membrana hidrofílica),
aunque ningún resultado llegó a acercarse a lo obtenido para el teflón, control
altamente hidrofóbico. En general, se observa que la mayor hidrofobicidad se obtuvo
para el hongo Fusarium solani para las 3 modalidades de contaminantes, seguido del
consorcio hongo/bacteria. Para todas las modalidades de microorganismos, el n-
pentano generó un mayor ángulo de contacto, seguido del metano por sí solo.
La modalidad de contaminante/biomasa que alcanzó un mayor ángulo de
contacto, y por tanto mayor hidrofobicidad superficial, fue el obtenido para el hongo
Fusarium solani crecido con n-pentano, cuyo valor alcanzó 46,41° en promedio. Le
sigue el consorcio hongo/bacterias crecidos en n-pentano, cuyo valor alcanzó 29,74° en
promedio. En contraste, la modalidad de contaminante/biomasa que alcanzó un menor
ángulo de contacto, y por tanto menor hidrofobicidad superficial, fue para las bacterias
Methylomicrobium álbum & Methylocystis sp crecidas en metano, cuyo valor alcanzó
10,42° en promedio. Le siguen estos mismos microorganismos cuando crecen en el
consorcio gaseoso metano/n-pentano, cuyo valor alcanzó 12,92° en promedio.
55
VI. DISCUSION
El metano es el segundo gas de efecto invernadero más importante, con un
potencial de calentamiento global 25 veces más alto que el primero, el dióxido de
carbono. La concentración de este gas en la atmósfera se ha incrementado 2.5 veces
durante el último milenio, comprometiendo el mantenimiento de la temperatura media
del planeta. Debido a que no siempre es posible remover las fuentes de emisión de este
gas, se deben utilizar estrategias para su tratamiento. Si bien existen tecnologías para
tratar este gas, no son costo-efectivas cuando se encuentra en bajas concentraciones,
por lo que es necesario utilizar otras aproximaciones.
El uso de tecnologías de biofiltración a nivel industrial está en auge como
alternativa a otros métodos, por ser económica y ambientalmente amigable,
obteniéndose altas tasas de eliminación para compuestos presentes en baja
concentración, que sean fácilmente biodegradables y solubles en agua (Miller y Allen,
2004). En este contexto, una de las limitantes de esta tecnología se encuentra en la
baja capacidad que tiene para tratar contaminantes con baja solubilidad en agua, como
lo es el metano, debido a la presencia de películas acuosas que pueden cubrir la
biomasa, impidiendo un efectivo transporte del contaminante a esta. Estas limitaciones
podrían ser reducidas con el uso de hongos como agente biológico de soporte, debido
su capacidad de penetración de material sólido, y a la facilidad que tienen para
colonizar espacios vacíos con sus hifas aéreas (Kennes y Veiga, 2004; Vergara-
Fernández et al., 2006). Esto facilitaría la transferencia de los contaminantes a tratar en
la biopelícula. En este sentido, la mayor transferencia generada por la presencia del
hongo sería aprovechada por microorganismos con mayor capacidad de eliminación,
como lo son las bacterias metanotróficas.
Para mejorar la biofiltración de metano, fue necesario identificar las mejores
condiciones operacionales (temperatura, actividad de agua, concentración de metano
y/o n-pentano) que permitiesen incrementar la solubilidad del contaminante en la
biopelícula, cuando está fuese compuesta por el hongo F. solani y/o el consorcio
microbiano M. album ATCC 33003 y Methylocystis sp. ATCC 49242. La solubilidad fue
56
determinada en base a la hidrofobicidad superficial del consorcio de microorganismos,
así como el coeficiente de partición de metano en los mismos.
6.1 Coeficiente de partición
El coeficiente de partición es una medida para sistemas complejos, el cual
permite cuantificar la solubilidad de un compuesto entre dos fases (en este caso, la
biomasa y el aire). Entre más bajo el coeficiente de partición, más soluble es el
compuesto en la segunda fase. Este estudio tuvo como objetivo verificar el efecto que
pudiese tener la temperatura y la actividad de agua en el coeficiente de partición de las
diferentes configuraciones de contaminante (metano y/o n-pentano) en la biomasa
(hongo y/o bacterias).
Los valores obtenidos para los controles experimentales, vale decir, los
coeficientes de partición de los contaminantes en agua, son similares a los reportados
en la literatura (Tabla 7). Vergara-Fernández et al. (2011) reportó valores de 26, 30 y 44
(adimensionales) para el coeficiente de partición de n-pentano en agua a 15, 25 y 35 °C
respectivamente, mientras que en los experimentos realizados durante este proyecto se
obtuvieron valores de 23, 34 y 41 a una temperatura de 20, 25 y 35 °C. Esto indica que
los resultados se encuentran entre los rangos esperados. Por otro lado, el coeficiente
de partición de metano en agua, obtenido durante la realización de este proyecto, fue
de 15 a una temperatura de 25 °C, mientras que Sanders (2015) recopila valores que
van desde los 20 hasta los 30 a una temperatura de 25 °C. Se consideró que esta
diferencia no es significativa, ya que existe una gran variabilidad en el trabajo
experimental, ya sea por los equipos, instrumentos y reactivos utilizados entre autores.
Los ensayos realizados demuestran que, para todas las configuraciones de
contaminante/biomasa, existió una disminución significativa del coeficiente de partición,
en comparación con lo obtenido en contaminante/agua (Tablas 8-10). Estos muestran
una disminución de 41 a 188 veces a lo obtenido en agua, lo que indica que la sola
presencia de microorganismos disminuye significativamente la concentración del
contaminante en el aire, tal como lo especuló Davison et al. (2000). Puesto que la
57
biomasa se encontraba inactiva, estos resultados indican que existe una transferencia
pasiva de los contaminantes hacia la biopelícula, lo que muestra su capacidad de
integrar los contaminantes. De esta manera, si los microorganismos se encontraran
vivos, les sería posible degradar los contaminantes ya solubilizados en la biopelícula.
Estos resultados concuerdan con lo reportado en la literatura, en donde Vergara-
Fernández, et al. (2006) obtuvo una reducción en el coeficiente de partición de n-
hexano, compuesto altamente hidrofóbico, de 42 veces respecto a la constante de
Henry del mismo (56, adimensional) en presencia de F. solani crecido en glicerol. En
otro estudio, Vergara-Fernández, et al. (2011) observó una reducción en el coeficiente
de partición de n-pentano en biomasa de 140 a 1400 veces lo obtenido en agua, para F.
solani crecido en n-pentano a distintas temperaturas y soportes sólidos. La razón por la
que los resultados en el estudio realizado en el 2011 sean de mayor magnitud al
realizado en el 2006 y los de este trabajo, se debe a que la biomasa fúngica utilizada en
los experimentos del 2011 fue crecida utilizando el contaminante como fuente de
carbono, a diferencia de lo realizado en este trabajo y aquel del 2006, lo cual permitiría
que la biopelícula este mejor adaptada para la integración del contaminante, facilitando
la solubilidad de éste. De este modo, el orden de magnitud con el cual disminuye el
nivel de los contaminantes estaría dentro del rango esperado.
En todos los experimentos realizados, se observó que un aumento de la actividad
de agua tiene un leve efecto en la solubilidad del contaminante en la biomasa,
obteniéndose así un mayor coeficiente de partición, disminuyendo, por tanto, la
solubilidad de los contaminantes en la biomasa (Figuras 13, 15 y 17). Estos resultados
son concordantes a lo establecido en la literatura: Wösten et al. (1999) determinó que la
presencia de agua limita la transferencia de masa e incrementa la tensión superficial,
fenómeno que fue observado también por Arriaga et al. (2009). Además, Vergara-
Fernández et al. (2011) estipuló que el incremento en el coeficiente de partición es
causado por la presencia de agua en la superficie de la biomasa, lo que genera una
barrera hidrofílica que debiese ser la causante de dicho aumento. Esto sugiere que,
para incrementar la biodisponibilidad de los contaminantes en la biopelícula, debe de
haber la menor cantidad de agua posible en el sistema que permita la supervivencia de
los microorganismos o bien, impedir que estos se encuentren sumergidos, o muy
58
humedecidos. Según los resultados obtenidos, se debiese usar, por tanto, una actividad
de agua de la vermiculita de 0.8.
Por otro lado, se observó que la variación en la temperatura tiene diversos
efectos en el coeficiente de partición de los contaminantes en la biomasa: el efecto que
tuvo en el hongo y el consorcio hongo/bacterias fue significativo (Figura 14 y 18
respectivamente), mientras que en las bacterias no hubo un efecto significativo (Figura
16). Fuera o no el aumento de la temperatura un factor relevante en la variabilidad del
coeficiente de partición, en todos los resultados se observó la misma tendencia, la que
señala que al aumentar la temperatura, aumenta el coeficiente de partición. Este
fenómeno fue también reportado por Fischer et al. (2004), quien observó un aumento
en el coeficiente de partición de metil tert-butil éter en agua cuando aumentaba la
temperatura. Otro autor que observó este mismo efecto fue Vergara-Fernández et al.
(2011), quien reportó un aumento del coeficiente de partición de n-pentano/biomasa, y
n-pentano/agua, a medida que aumentaba la temperatura, cuyos valores, en promedio,
se triplicaban al aumentar de 15°C a 35°C la temperatura a la que se encontraba el
lecho. Esta disminución de la solubilidad de los contaminantes al aumentar la
temperatura se debe a la volatilización de los mismos, lo que dificulta la difusión pasiva
de estos en la biopelícula. En este contexto, y debido a la poca variación entre
resultados (hongo, bacterias y consorcio), es posible deducir que son afectadas de igual
manera por la temperatura, cuando los microorganismos se encuentran inactivos. Si la
biomasa estuviera con vida, es posible deducir que existiría una mayor solubilización de
los contaminantes en ésta, debido a los mecanismos activos que tienen los
microorganismos para captar estos contaminantes. En este mismo contexto, el aumento
de la temperatura permitiría incrementar también la actividad de los microorganismos,
potenciando dichos mecanismos, aunque dicho fenómeno no fue abordado en este
estudio. Los resultados sugieren, por lo tanto, que se debe utilizar la menor
temperatura posible para mejorar la solubilización de los contaminantes en la
biopelícula, aunque un aumento tendría solo un leve efecto en dicha solubilización.
Según los resultados obtenidos durante estos experimentos, esta temperatura sería de
20°C.
59
La solubilidad de los contaminantes en la biomasa varía significativamente en
función de los microorganismos que la componen. Los resultados obtenidos muestran
que el n-pentano es más soluble en una biomasa compuesta sólo por él hongo, ya que
los valores obtenidos para el coeficiente de partición en hongo son en promedio un
54,7% más bajos que los obtenidos para el consorcio bacteriano. Caso contrario ocurre
para el metano, donde éste es más soluble cuando la biomasa está compuesta solo por
el consorcio microbiano, ya que los valores obtenidos para su coeficiente de partición
son, en promedio, un 32,7% más bajos que para los obtenidos por el hongo. El hecho
de que el n-pentano sea más soluble en el hongo que en el consorcio microbiano puede
deberse a que F. solani es un microorganismo superior y más complejo, lo que le
confiere la capacidad de integrar una mayor cantidad de compuestos beneficiosos por
la presencia de diversas enzimas, pared fúngica, proteínas y lípidos de membrana,
contribuyendo así al crecimiento y desarrollo del mismo. Algunos de estos compuestos
son las lipoproteínas e hidrofobinas, las cuales contribuyen a una mayor hidrofobicidad
de superficie en hongos, permitiéndoles romper la tensión superficial del hongo y así
colonizar espacios humidificados (Vigueras et al., 2008; Vergara-Fernández, et al.,
2006). Lo contrario se observaría para el consorcio bacteriano M. album y Methylocystis
sp., donde su limitado repertorio y baja disponibilidad, por la presencia de humedad,
limitan la eficacia para integrar este contaminante en su biomasa. En el caso del
metano, la mayor solubilización en el consorcio bacteriano se debe, principalmente, a
que estos microorganismos están especializados para utilizar metano como fuente de
carbono, por lo es posible que los componentes de la biopelícula formada por estos
microorganismos esté más adaptada para la integración pasiva de metano en esta, en
comparación con el hongo. Además, es posible que el consorcio microbiano tenga la
capacidad de secretar compuestos que permitan aumentar la solubilización de metano
y otros compuestos hidrofóbicos en el medio, aunque dicho fenómeno no ha sido
reportado para las bacterias en estudio. En este mismo contexto, se observó que
cuando se combinaban ambos microorganismos (hongo y consorcio microbiano),
aumentaba considerablemente la solubilidad de los contaminantes, representado por
una disminución promedio del 24,7% en el coeficiente de partición de los contaminantes
en la biomasa mixta, en comparación a la fúngica y microbiana por sí solas. Esto indica
60
que existe un efecto sinérgico entre F. solani, M. album y Methylocystis sp., debido
posiblemente a la facilitación de los contaminantes para las bacterias metanotróficas,
producto de la presencia de hifas aéreas del hongo, como lo han postulado varios
autores (Van Groenestijn y Liu, 2002; Vergara-Fernández et al., 2006 y 2008).
Los resultados muestran que la presencia de n-pentano afecta negativamente la
solubilidad de metano en la biomasa, ya que la solubilidad de este último disminuye, en
promedio, un 23,6%. Si bien se ha asociado la presencia de n-pentano con la formación
de hifas aéreas y el aumento de hidrofobicidad en F. solani, esto no ocurriría en el
trabajo realizado, ya que los microorganismos fueron crecidos con glicerol, y, al ser
posteriormente inactivados, no podrían desarrollar dichos componentes que permitiesen
una mayor solubilización del metano en la biomasa. Es por esto que el n-pentano
actuaría como un competidor para el metano, saturando la biomasa y, por
consecuencia, impidiendo una mayor solubilización de metano en la biopelícula.
6.2 Hidrofobicidad superficial
En un biofiltro, la hidrofobicidad superficial determina la afinidad que tienen los
microorganismos por compuestos hidrófobos, como lo son los COVs y el metano. Para
determinar qué efecto pueden tener los contaminantes en las propiedades hidrófobas
de los microorganismos, estos se cultivaron en ambiente metano, n-pentano y
metano/n-pentano, para después determinar el ángulo de contacto de una gota de agua
en su superficie.
Los resultados obtenidos para los controles dan cuenta de cuanto puede variar el
ángulo de contacto de una gota de agua sobre la superficie, ya que entre el teflón
(altamente hidrofóbico) y la membrana hidrofílica se obtiene una diferencia de más de
110° (Figura 21, Tabla 14). Este fenómeno ha sido asociado a la repulsión/atracción
que tienen los materiales hacia el agua, creando así un amplio margen entre materiales,
para poder catalogar los diferentes resultados como hidrofóbicos o hidrofílicos.
En general, se obtuvieron resultados relativamente bajos para todas las fuentes
de carbono (desde los 10,42° hasta los 46,41°), en comparación a lo obtenido por otros
autores (Tabla 13). Vergara-Fernández et al. (2006) reportó valores que comprenden
61
desde los 56° hasta los 113°, para una biomasa compuesta por F. solani, crecida en
glucosa, glicerol, 1-hexanol o n-hexano, en membranas hidrofílicas u hidrofóbicas. En
otro estudio, Vigueras et al. (2009) reportó valores de 105° y 84°, para una biomasa
compuesta por F. solani crecida con n-hexano y etanol, respectivamente. En este
proyecto de tesis se estipuló que el bajo ángulo de contacto obtenido en general, se
debe a que no hubo un suficiente crecimiento de los microorganismos en las placas que
permitiese que abarcasen toda la superficie de la membrana hidrofílica, contenida en
las placas. Por lo tanto, esto implicaría que el ángulo de contacto estuviese altamente
influenciado por la membrana hidrofílica utilizada, y por la superficie de vidrio en donde
se realizó la medición. No obstante, debido a que en todas las placas se observó un
crecimiento similar entre ellas, y que en todas las pruebas realizadas se obtuvieron
resultados variados y superiores al control hidrofílico, se consideraron los resultados
como verídicos.
Para corroborar que las diferencias entre los ángulos de contacto, obtenidos en
presencia de diferentes contaminantes sean significativas, se realizó un análisis
estadístico para todas las composiciones de microorganismos (ver anexo E). Dicho
análisis corrobora que las tres modalidades de contaminantes (metano, n-pentano y
metano/n-pentano) generan un efecto significativo en el ángulo de contacto en
comparación al obtenido por un material altamente hidrofílico, y que además son
significativamente diferentes entre sí, siendo el n-pentano el que genera el mayor
ángulo de contacto, seguido por el consorcio de gases metano/n-pentano, y por último
el metano (Tabla 13). En el caso del hongo Fusarium solani, se ha descrito que la
presencia/ausencia de diferentes sustratos pueden favorecer la producción de
hidrofobinas, pequeñas proteínas (≈10 [kDa]) con actividad biosurfactante, capaces de
aumentar la solubilidad de compuestos hidrofóbicos. Estas le permiten al hongo mejorar
su capacidad de adherencia a superficies sólidas, así como permiten determinar la
estructura y estabilidad de la biopelícula (Vigueras, et al., 2008; Vergara-Fernández, et
al., 2006). Es posible que la presencia de n-pentano haya contribuido a una mayor
producción de dichas proteínas en comparación al metano, ya que este último es
menos hidrófobo, generando así una menor hidrofobicidad superficial que la obtenida
para el n-pentano, como se observa en los resultados. Además, no se tienen
62
antecedentes de que la presencia de metano estimule la producción de dichas
proteínas, cosa que sí ocurre para el n-pentano. Otra posibilidad de porque se obtuvo
mayor hidrofobicidad superficial para Fusarium solani crecido con n-pentano, es la
capacidad que tiene este contaminante para contribuir en la generación de hifas aéreas
y de los micelios del hongo, quienes son responsable del 71% de la capacidad de
remoción de n-pentano (Vergara-Fernández et al., 2016), lo que generaría el aumento
en la hidrofobicidad superficial observado. En el caso de las bacterias, puede estar
asociado a que la sola integración de n-pentano en la biopelícula aumente la
hidrofobicidad superficial de ésta, al ser un compuesto altamente hidrofóbico y de
mayor dificultad para degradar por ser más complejo. Esto generaría un mayor tiempo
de residencia en la biopelícula antes de ser utilizado como fuente de carbono. Otro
fenómeno que puede estar ocurriendo es que el n-pentano estimule la generación de
componentes que aumenten la hidrofobicidad superficial en el consorcio microbiano, ya
sean enzimas, lípidos, entre otros. Un ejemplo de ello es lo que ocurre para
Rhodococcus erythropolis el cual, al estar expuesto a compuestos hidrófobos sintetiza
tensoactivos, moléculas con la capacidad de romper la tensión superficial y formar
emulsiones, incrementando así la solubilidad de dichos compuestos (Poggi-Varaldo et
al., 2014; Jimenez Islas et al., 2010). Si bien es plausible que ocurra dicho fenómeno
para el consorcio bacteriano en estudio, no se tienen antecedentes de que estos
sinteticen compuestos similares en presencia de contaminantes hidrófobos, por lo que
sería necesario verificarlo.
Curiosamente, la mezcla de n-pentano y metano generó en la biomasa (fúngica,
bacteriana y mixta) un menor ángulo de contacto que el obtenido solo para n-pentano y
solo para metano. Un efecto similar observó Vergara-Fernández et al. (2015), cuyos
resultados muestran que la hidrofobicidad superficial de F. solani y Rhodococcus
erythropolis es mayor cuando crecen utilizando sólo tolueno, como fuente de carbono,
en comparación a lo obtenido cuando crecen en un mix de contaminantes (tolueno,
formaldehido y benzo[a]pireno). Esto podría indicar que la mezcla de metano/n-pentano
genera un efecto de inhibición en la síntesis de los componentes que aumenten la
hidrofobicidad de los microorganismos en estudio, lo que sugiere que para obtener la
63
mayor hidrofobicidad superficial posible se debiese crecer la biomasa en ambiente con
n-pentano para posteriormente utilizarla para tratar el metano.
Los valores promedio en el ángulo de contacto para los microorganismos fueron
de 30,7° en el caso del hongo, 15,9° en el caso del consorcio microbiano y 23,4° en el
caso del consorcio hongo/bacterias. Puesto que a F. solani le es más sencillo colonizar
el medio sólido, y que además genera micelios e hifas hidrófobas, es lógico que su
superficie generara un mayor ángulo de contacto en comparación al consorcio
microbiano, quien no le es posible colonizar uniformemente la membrana hidrofílica al
formar colonias separadas unas de otras, además de que la placa se encontrase
permanentemente humidificada. Por otro lado, los resultados obtenidos para el
consorcio hongo/bacterias muestran que estos son levemente menos hidrofóbicos que
cuando se encuentra el hongo solo. Lo mismo observó Vergara-Fernández et al. (2015),
cuyos resultados muestran que F. solani es levemente más hidrofóbico cuando se
encuentra solo que cuando se encuentra con R. erythropolis, determinado con una
metodología similar a la realizada durante esta tesis. El hecho de que el consorcio
hongo/bacterias sea menos hidrofóbico que el obtenido para el hongo por sí solo, se
debe a que al cultivar las bacterias desde un medio líquido a medio sólido se hayan
humidificado las placas con la membrana hidrofílica, contribuyendo a una mayor
cantidad de agua en la superficie de los microorganismos. Esto facilitaría la dispersión
de la gota de agua y, en consecuencia, disminuiría el ángulo de contacto. Esto sugiere
que utilizar solo material fúngico en el biofiltro permitiría una mayor hidrofobicidad
superficial de la biomasa en el biofiltro, aunque con ello se sacrificaría la capacidad de
integración de los contaminantes en la biomasa, demostrado por el menor coeficiente
de partición para el consorcio hongo/bacterias.
64
VII. CONCLUSION Y PROYECCIONES
1. Existe un aumento en la solubilidad del metano y el n-pentano cuando la
biopelícula en la que se solubilizan está compuesta tanto por F. solani como por M.
album & Methylocystis sp., lo que sugiere que el hongo facilita la transferencia de estos
contaminantes al consorcio microbiano.
2. Tanto el aumento en la temperatura como en la actividad de agua del lecho
empaquetado disminuyen levemente la solubilidad del metano y el n-pentano, en una
biopelícula conformada por F. solani y/o M.album & Methylocystis sp.
3. La presencia de n-pentano disminuye significativamente la solubilidad del
metano, en una biopelícula formada por F. solani y/o M. album & Methylocystis sp.
4. Utilizar n-pentano como fuente de carbono para el crecimiento de F.solani y/o
M. album & Methylocystis sp. aumenta significativamente la hidrofobicidad superficial de
dichos microorganismos, en lugar de usar metano.
5. Los resultados obtenidos durante la realización de esta tesis permitirán
seleccionar las condiciones y parámetros idóneos para el escalamiento y puesta en
marcha de un biofiltro colonizado por hongos y bacterias para el tratamiento de metano,
donde una actividad de agua de 0.8 y una temperatura del ambiente de 20 °C permiten
una mayor solubilidad del metano en una biomasa, cuando ésta es crecida en ambiente
n-pentano.
65
VIII. REFERENCIAS
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69
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Yusuf, R., Noor, Z., Abba, A., AbuHassan, M., & MohdDin, M. (2012). Methane emission by sectors: A comprehensive review of emission sources and mitigation methods. Renewable and Sustainable Energy Reviews(16), 5059-5070.
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70
ANEXO
Anexo A: Curvas de calibración
A.1 Metano
Se muestra la curva de calibración de metano (área vs concentración) para
inyecciones de muestras de 500 [uL] de gas (Figura A.1).
Figura A.1. Curva de calibración para inyección de 500 [μL] de metano gaseoso.
Áre
a m
etan
o
Concentración de metano (g/m3)
71
A.2 N-pentano
Se muestra la curva de calibración de n-pentano (área vs concentración) para
inyecciones de muestras de 500 [uL] de gas (Figura A.2).
Figura A.2. Curva de calibración para inyección de 500 [μL] de n-pentano gaseoso.
y = 399406x + 2E+06 R² = 0,9835
0
2000000
4000000
6000000
8000000
10000000
12000000
0 5 10 15 20 25 30
Áre
a n
-pen
tan
o
Concentración de n-pentano (g/m3)
72
Anexo B: Gráficos de los coeficientes de partición de metano en biomasa
B.1 Metano – Hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.8
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura B.1. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
B.2 Metano – Hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.9
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura B.2. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.9.
y = 9,1733x - 106,92 R² = 0,9122
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 50 100 150 200 250 300
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 9,1733x - 106,92 R² = 0,9122
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 50 100 150 200 250 300
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
73
B.3 Metano – Hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura B.3. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.95.
B.4 Metano – Hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.8
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura B.4. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 25[°C] y actividad de agua 0.8.
y = 4,2725x + 235,13 R² = 0,8918
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
0 50 100 150 200 250
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 7,084x - 14,909 R² = 0,9911
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
0 50 100 150 200
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
74
B.5 Metano – Hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura B.5. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 25[°C] y actividad de agua 0.9.
B.6 Metano – Hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura B.6. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 25[°C] y actividad de agua 0.95.
y = 4,4027x + 128,04 R² = 0,9845
0
200
400
600
800
1000
1200
0 50 100 150 200
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 3,8472x - 5,5014 R² = 0,9978
0
100
200
300
400
500
600
700
800
0 50 100 150 200 Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
75
B.7 Metano – Hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura B.7. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
B.8 Metano – Hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura B.8. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 35[°C] y actividad de agua 0.90.
y = 5,1462x + 71,589 R² = 0,9985
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
0 50 100 150 200 250 300
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 3,439x + 113,45 R² = 0,9981
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
0 50 100 150 200 250 300
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
76
B.9 Metano – Hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura B.9. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 35[°C] y actividad de agua 0.95.
B.10 Metano – Bacterias metanotróficas a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura B.10. Curva para el coeficiente de partición metano/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
y = 2,2362x + 273,87 R² = 0,98
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 50 100 150 200 250 300 350
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 13,31x - 203,85 R² = 0,9601
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
0 50 100 150 200 250 300
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
77
B.11 Metano – Bacterias metanotróficas a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura B.11. Curva para el coeficiente de partición metano/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
B.12 Metano – Bacterias metanotróficas a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura B.12. Curva para el coeficiente de partición metano/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
y = 8,8668x - 44,675 R² = 0,9791
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 50 100 150 200 250 300 350
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 5,8167x + 317,98 R² = 0,8352
0
500
1000
1500
2000
2500
0 50 100 150 200 250 300 350 Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
78
B.13 Metano – Bacterias metanotróficas a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura B.13. Curva para el coeficiente de partición metano/bacterias 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
B.14 Metano – Bacterias metanotróficas a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura B.14. Curva para el coeficiente de partición metano/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
y = 9,0743x + 513,18 R² = 0,9028
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
0 50 100 150 200 250 300
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 6,7255x + 362,32 R² = 0,9339
0
500
1000
1500
2000
2500
0 50 100 150 200 250 300 350
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
79
B.15 Metano – Bacterias metanotróficas a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en bacterias a
25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura B.15. Curva para el coeficiente de partición metano/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
B.16 Metano – Bacterias metanotróficas a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en bacterias a
35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura B.16. Curva para el coeficiente de partición metano/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
y = 4,5604x + 335,04 R² = 0,9048
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
0 50 100 150 200 250 300
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 6,7264x + 838,09 R² = 0,8166 0
500
1000
1500
2000
2500
0 50 100 150 200 250
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
80
B.17 Metano – Bacterias metanotróficas a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en bacterias a
35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura B.17. Curva para el coeficiente de partición metano/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
B.18 Metano – Bacterias metanotróficas a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en bacterias a
35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura B.18. Curva para el coeficiente de partición metano/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
y = 5,4981x + 514,18 R² = 0,9326
0
500
1000
1500
2000
2500
0 50 100 150 200 250
Co
nc. p
en
tan
o e
n
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 4,0737x + 285,06 R² = 0,9915
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
0 50 100 150 200 250 300 350
Con
c. p
en
tan
o e
n
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
81
B.19 Metano – Consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en
hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura B.19. Curva para el coeficiente de partición metano/consorcio a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
B.20 Metano – Consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en
hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura B.20. Curva para el coeficiente de partición metano/consorcio a 20[°C] y actividad de agua 0.9.
y = 17,177x + 98,077 R² = 0,9853
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
5000
0 50 100 150 200 250 300
Co
nc. m
eta
no
en
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 13,11x + 108,66 R² = 0,995
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
0 50 100 150 200 250 Con
c. m
eta
no
en
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
82
B.21 Metano – Consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en el
consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura B.21. Curva para el coeficiente de partición metano/consorcio a 20[°C] y actividad de agua 0.95.
B.22 Metano – Consorcio hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en
hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura B.22. Curva para el coeficiente de partición metano/consorcio a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
y = 7,5816x + 100,76 R² = 0,9652
0
500
1000
1500
2000
2500
0 50 100 150 200 250
Co
nc. m
eta
no
en
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 10,397x - 2,8737 R² = 0,9756
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
0 50 100 150 200 250 300
Con
c. m
eta
no
en
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
83
B.23 Metano – Consorcio hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura B.23. Curva para el coeficiente de partición metano/consorcio a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
B.24 Metano – Consorcio hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura B.24. Curva para el coeficiente de partición metano/consorcio a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
y = 5,4981x + 514,18 R² = 0,9326
0
500
1000
1500
2000
2500
0 50 100 150 200 250
Co
nc. m
eta
no
en
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 6,6393x + 145,31 R² = 0,9812
0
500
1000
1500
2000
2500
0 50 100 150 200 250 300 350
Con
c. m
eta
no
en
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
84
B.25 Metano – Consorcio hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en
hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura B.25. Curva para el coeficiente de partición metano/hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
B.26 Metano – Consorcio hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en
hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura B.26. Curva para el coeficiente de partición metano/consorcio a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
y = 8,1336x + 111,27 R² = 0,9897
0
500
1000
1500
2000
2500
0 50 100 150 200 250 300
Con
c. m
eta
no
en
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = 6,1269x + 88,425 R² = 0,9786
0
500
1000
1500
2000
2500
0 50 100 150 200 250 300 350
Con
c. m
eta
no
en
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
85
B.27 Metano – Consorcio hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano en
hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura B.27. Curva para el coeficiente de partición metano/consorcio a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
B.28 Metano – Agua a 20 [°C].
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano a 20 [°C] en 4
[mL] de agua destilada.
Figura B.28. Curva para el coeficiente de partición metano en agua a 20 [°C].
y = 5,1054x + 250,73 R² = 0,9794
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
0 50 100 150 200 250 300 Con
c. m
eta
no
en
bio
ma
sa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = -0,0919x + 85,714 R² = 0,8078
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
100
0 50 100 150 200 250 Con
c. m
eta
no
en
ag
ua
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
86
B.29 Metano – Agua a 25 [°C].
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano a 25 [°C] en 4
[mL] de agua destilada.
Figura B.29. Curva para el coeficiente de partición metano a 25 [°C] en agua.
B.30 Metano – Agua a 35 [°C].
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano a 35 [°C] en 4
[mL] de agua destilada.
.
Figura B.30. Curva para el coeficiente de partición metano a 35 [°C] en agua.
y = -0,0666x + 62,194 R² = 0,6609
0
10
20
30
40
50
60
70
0 50 100 150 200 250
Co
nc. m
eta
no
en
ag
ua
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = -0,0418x + 49,873 R² = 0,9176
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
0 50 100 150 200 250
Con
c. m
eta
no
en
ag
ua
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
87
Anexo C: Gráficos de los coeficientes de partición de n-pentano en biomasa
C.1 N-pentano – Hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en hongo a
20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura C.1. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
C.2 N-pentano – Hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en hongo a
20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura C.2. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.9.
y = 7,295x + 16,542 R² = 0,9453
0
20
40
60
80
100
120
140
0 5 10 15 20 Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 6,1728x + 12,281 R² = 0,8955
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
88
C.3 N-pentano – Hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en hongo a
20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura C.3. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.8
C.4 N-pentano – Hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura C.4. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
y = 4,5573x - 12,972 R² = 0,9675
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 5,4225x - 14,605 R² = 0,9678
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 5 10 15 20
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
89
C.5 N-pentano – Hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura C.5. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
C.6 N-pentano – Hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en hongo a
25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura C.6. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
y = 4,3081x - 7,8671 R² = 0,9867
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 4,1359x - 22,136 R² = 0,9955
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 5 10 15 20 25
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
90
C.7 N-pentano – Hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en hongo a
35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura C.7. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
C.8 N-pentano – Hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en hongo a
35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura C.8. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /hongo a 35[°C] y actividad de agua 0.9.
y = 4,2478x - 10,707 R² = 0,945
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 5 10 15 20 25
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 3,2461x - 7,5446 R² = 0,9686
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 5 10 15 20 25
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
91
C.9 N-pentano – Hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en hongo a
35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura C.9. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /hongo a 35[°C] y actividad de agua 0.95.
C.10 N-pentano – Bacterias metanotróficas a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura C.10. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
y = 2,6556x + 11,613 R² = 0,9652
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 4,9843x - 28,933 R² = 0,9304
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 5 10 15 20 25
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
92
C.11 N-pentano – Bacterias metanotróficas a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura C.11. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.9.
C.12 N-pentano – Bacterias metanotróficas a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura C.12. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.95.
y = 4,2628x + 7,0319 R² = 0,9689
0
20
40
60
80
100
120
140
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 3,4958x + 77,329 R² = 0,8082
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
0 5 10 15 20 25
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
93
C.13 N-pentano – Bacterias metanotróficas a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura C.13. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /bacterias a 25[°C] y actividad de agua 0.8.
C.14 N-pentano – Bacterias metanotróficas a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura C.14. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
y = 3,9151x - 13,323 R² = 0,8596
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 3,0289x + 2,6273 R² = 0,9928
0
10
20
30
40
50
60
70
0 5 10 15 20 25
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
94
C.15 N-pentano – Bacterias metanotróficas a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura C.15. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
C.16 N-pentano – Bacterias metanotróficas a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura C.16. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /bacterias a 35[°C] y actividad de agua 0.8.
y = 2,7822x + 4,1353 R² = 0,9717
0
10
20
30
40
50
60
70
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 3,3195x + 31,292 R² = 0,7366
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20 25 Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
95
C.17 N-pentano – Bacterias metanotróficas a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura C.17. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.9.
C.18 N-pentano – Bacterias metanotróficas a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura C.18. Curva para el coeficiente de partición n-pentano /bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
y = 2,4231x + 20,698 R² = 0,9066
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 2,2105x + 31,529 R² = 0,881
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 5 10 15 20 25
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
96
C.19 N-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura C.19. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/consorcio a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
C.20 N-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura C.20. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/consorcio a 20[°C] y actividad de agua 0.9.
y = 8,2299x - 3,0948 R² = 0,7769 0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 2,6556x + 11,613 R² = 0,9652
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 5 10 15 20 25
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
97
C.21 N-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura C.21. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/consorcio a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
C.22 N-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura C.22. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/consorcio a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
y = 5,9618x - 8,7637 R² = 0,9339
0
20
40
60
80
100
120
140
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 6,028x + 48,218 R² = 0,9956 0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
98
C.23 N-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura C.23. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/consorcio a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
C.24 N-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura C.24. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/consorcio a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
y = 4,6248x + 47,53 R² = 0,9248 0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 4,6248x + 47,53 R² = 0,9248 0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 5 10 15 20 25 Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
99
C.25 N-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura C.25. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/consorcio a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
C.26 N-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura C.26. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/consorcio a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
y = 4,3872x + 24,981 R² = 0,9995
0
20
40
60
80
100
120
140
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 3,6732x + 32,973 R² = 0,9959
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
100
C.27 N-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en
hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura C.27. Curva para el coeficiente de partición n-pentano/consorcio a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
C.28 N-pentano – Agua a 20 [°C].
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en agua a
20 [°C].
Figura C.28. Curva para el coeficiente de partición n-pentano en agua a 20[°C].
y = 3,1735x + 22,744 R² = 0,9959
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 5 10 15 20 25
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 0,0377x + 19,94 R² = 0,9709
20,0 20,1 20,2 20,3 20,4 20,5 20,6 20,7 20,8 20,9 21,0 21,1
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. p
en
tan
o e
n a
gu
a
(g/m
3)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
101
C.29 N-pentano – Agua a 25 [°C].
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en agua a
25 [°C].
Figura C.29. Curva para el coeficiente de partición n-pentano en agua a 25[°C].
C.30 N-pentano – Agua a 35 [°C].
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de n-pentano en agua a
35 [°C].
Figura C.30. Curva para el coeficiente de partición n-pentano en agua a 35[°C].
y = 0,0283x + 11,07 R² = 0,9868
11,1
11,2
11,3
11,4
11,5
11,6
11,7
11,8
11,9
0 5 10 15 20 25 30
Co
nc. p
en
tan
o e
n a
gu
a
(g/m
3)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = 0,0226x + 7,96 R² = 0,973
8,0
8,1
8,2
8,3
8,4
8,5
8,6
8,7
0 5 10 15 20 25 30
Co
nc. p
en
tan
o e
n a
gu
a
(g/m
3)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
102
Anexo D: Gráficos de los coeficientes de partición de metano en presencia de n-pentano en biomasa
D.1 Metano/n-pentano – Hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
Figura D.1. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
D.2 Metano/n-pentano – Hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura D.2. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.9.
y = -7,1356x + 420,31 R² = 0,9019
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio n-pentano (g/m3)
y = -6,3399x + 318,03 R² = 0,931
0
50
100
150
200
250
300
350
0 5 10 15 20 25 30
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio n-pentano (g/m3)
103
D.3 Metano/n-pentano – Hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura D.3. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 20[°C] y actividad de agua 0.95.
D.4 Metano/n-pentano – Hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura D.4. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
y = -3,8048x + 209,44 R² = 0,9154
0
50
100
150
200
250
0 5 10 15 20 25 30
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio n-pentano (g/m3)
y = -4,2746x + 374,91 R² = 0,9653
0
50
100
150
200
250
300
350
400
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio n-pentano (g/m3)
104
D.5 Metano/n-pentano – Hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura D.5. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
D.6 Metano/n-pentano – Hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura D.6. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
y = -3,9868x + 292,81 R² = 0,9406
0
50
100
150
200
250
300
350
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio n-pentano (g/m3)
y = -3,4916x + 291,67 R² = 0,9636
0
50
100
150
200
250
300
0 5 10 15 20 25 30
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio n-pentano (g/m3)
105
D.7 Metano/n-pentano – Hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura D.7. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
D.8 Metano/n-pentano – Hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura D.8. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
y = -2,933x + 272,65 R² = 0,9661
0
50
100
150
200
250
300
0 5 10 15 20 25 30
Co
nc. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio n-pentano (g/m3)
y = -2,569x + 235,01 R² = 0,9928
0
50
100
150
200
250
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio n-pentano (g/m3)
106
D.9 Metano/n-pentano – Hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura D.9. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
D.10 Metano/n-pentano – Bacterias metanotróficas a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura D.10. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
y = -1,6844x + 230,14 R² = 0,8793
0
50
100
150
200
250
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. m
eta
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio n-pentano (g/m3)
y = -11,503x + 584,87 R² = 0,9204
0
100
200
300
400
500
600
0 5 10 15 20 25 30
Co
nc. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
107
D.11 Metano/n-pentano – Bacterias metanotróficas a 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
bacterias 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura D.11. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.9.
D.12 Metano/n-pentano – Bacterias metanotróficas a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
bacterias 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura D.12. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.95.
y = -7,508x + 548,26 R² = 0,9964
0
100
200
300
400
500
600
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = -4,1307x + 514,48 R² = 0,9249
0
100
200
300
400
500
600
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
108
D.13 Metano/n-pentano – Bacterias metanotróficas a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
bacterias 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura D.13. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en bacterias a 25[°C] y actividad de agua 0.8.
D.14 Metano/n-pentano – Bacterias metanotróficas a 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
bacterias 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura D.14. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en bacterias a 25[°C] y actividad de agua 0.9.
y = -8,5576x + 574,55 R² = 0,9751
0
100
200
300
400
500
600
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = -5,2395x + 485,63 R² = 0,8507
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
109
D.15 Metano/n-pentano – Bacterias metanotróficas a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
bacterias 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura D.15. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en bacterias a 25[°C] y actividad de agua 0.95.
D.16 Metano/n-pentano – Bacterias metanotróficas a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
bacterias 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura D.16. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en bacterias a 35[°C] y actividad de agua 0.8.
y = -3,1319x + 419,01 R² = 0,9481
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = -5,7982x + 427,31 R² = 0,9577
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
110
D.17 Metano/n-pentano – Bacterias metanotróficas a 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
bacterias 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura D.17. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en bacterias a 35[°C] y actividad de agua 0.9.
D.18 Metano/n-pentano – Bacterias metanotróficas a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
bacterias 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura D.18. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
y = -4,7909x + 353,96 R² = 0,9728
0
50
100
150
200
250
300
350
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
y = -2,7086x + 455,26 R² = 0,9705
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
0 5 10 15 20 25 30
Con
c. p
en
tan
o e
n b
iom
asa
(g
/m3
)
Conc. equilibrio pentano (g/m3)
111
D.19 Metano/n-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de
agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo/bacterias 20 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura D.19. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo/bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.8.
D.20 Metano/n-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de
agua 0.90.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo/bacterias 20 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura D.20. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo/bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.9.
y = -10,555x + 898,27 R² = 0,9891
0
200
400
600
800
1000
0 5 10 15 20 25 30
Conc. m
eta
no e
n
bio
masa (
g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = -9,2602x + 809,13 R² = 0,9689
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
0 5 10 15 20 25 30
Conc. m
eta
no e
n
bio
masa (
g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
112
D.21 Metano/n-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo/bacterias 20 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura D.21. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo/bacterias a 20[°C] y actividad de agua 0.95.
D.22 Metano/n-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo/bacterias 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura D.22. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.8.
y = -5,9844x + 671,36 R² = 0,9975
0
100
200
300
400
500
600
700
0 5 10 15 20 25 30 Conc. m
eta
no e
n b
iom
asa
(g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = -8,82x + 792,53 R² = 0,9564
0
100
200
300
400
500
600
700
800
0 5 10 15 20 25 30 Conc. m
eta
no e
n b
iom
asa
(g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
113
D.23 Metano/n-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.90.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo/bacterias 25 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura D.23. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo/bacterias a 25[°C] y actividad de agua 0.9.
D.24 Metano/n-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo/bacterias 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura D.24. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo/bacterias a 25 [°C] y actividad de agua 0.95.
y = -8,4053x + 700,43 R² = 0,9833
0
100
200
300
400
500
600
700
0 5 10 15 20 25 30 Conc. m
eta
no e
n b
iom
asa
(g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = -5,011x + 556,29 R² = 0,9747
0
100
200
300
400
500
600
0 5 10 15 20 25 30 Conc. m
eta
no e
n b
iom
asa
(g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
114
D.25 Metano/n-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo/bacterias 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
Figura D.25. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.8.
D.26 Metano/n-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.90.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo/bacterias 35 [°C] y actividad de agua 0.9.
Figura D.26. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo/bacterias a 30[°C] y actividad de agua 0.9.
y = -7,6942x + 628,38 R² = 0,8589
0
100
200
300
400
500
600
700
0 5 10 15 20 25 30 Conc.
meta
no e
n b
iom
asa
(g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = -5,7535x + 554,57 R² = 0,7995
0
100
200
300
400
500
600
0 5 10 15 20 25 30 Conc. m
eta
no e
n b
iom
asa
(g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
115
D.27 Metano/n-pentano – Consorcio hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
hongo/bacterias 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
Figura D.27. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en hongo/bacterias a 35 [°C] y actividad de agua 0.95.
D.28 Metano en presencia de n-pentano – Agua a 20 [°C].
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
agua a 20 [°C].
Figura D.28. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en agua a 20 [°C].
y = -4,3762x + 387,11 R² = 0,8789
0 50
100 150 200 250 300 350 400 450
0 5 10 15 20 25 30 Conc. m
eta
no e
n b
iom
asa
(g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = -0,0804x + 83,707 R² = 0,8733
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
100
0 50 100 150 200 250
Conc. m
eta
no e
n a
gua
(g/m
3)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
116
D.29 Metano en presencia de n-pentano – Agua a 25° [°C].
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
agua a 25 [°C].
Figura D.29. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en agua a 25 [°C].
BD.30 Metano en presencia de n-pentano – Agua a 35° [°C].
Se muestra la curva asociada al coeficiente de partición de metano/n-pentano en
agua a 35 [°C].
Figura D.30. Curva para el coeficiente de partición metano/n-pentano en agua a 35 [°C].
y = -0,0661x + 50,984 R² = 0,7027
0
10
20
30
40
50
60
0 50 100 150 200 250 Con
c. m
eta
no
en
ag
ua
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
y = -0,0411x + 28,915 R² = 0,8771
0
5
10
15
20
25
30
35
0 50 100 150 200 250
Con
c. m
eta
no
en
ag
ua
(g
/m3
)
Conc. equilibrio metano (g/m3)
117
Anexo E: Análisis estadístico de hidrofobicidad superficial
A continuación, se muestran los resultados de los análisis estadísticos para los
ángulos de contacto de una gota de agua sobre la superficie de la biomasa compuesta
por hongo, bacterias u consorcio mixto, según lo realizado en la sección 4.3. Se utilizó
la herramienta de análisis Medias/ANOVA del software estadístico JMP Pro 12.0.1,
obteniendo los resultados mostrados en la figura E.1, E.2 y E.3
Figura E.1. Diagrama de cajas y test de Tukey-Kramer de ángulos de contacto en
hongo frente a la fuente de carbono utilizada.
118
Figura E.2. Diagrama de cajas y test de Tukey-Kramer de ángulos de contacto en
consorcio bacteriano frente a la fuente de carbono utilizada.
Figura E.2. Diagrama de cajas y test de Tukey-Kramer de ángulos de contacto en
consorcio hongo/bacterias frente a la fuente de carbono utilizada