phibalosoma phyllinum - usp · 2012-08-24 · aos amigos da faculdade, e aos amigos “da ograda”...

Emiliano Carneiro Monteiro

O sistema digestivo do “bicho-pau”

Phibalosoma phyllinum (Phasmida,

Phasmatidae): uma análise morfológica,

fisiológica e bioquímica

The digestive system of the “stick bug”

Phibalosoma phyllinum (Phasmida,

Phasmatidae): a morphological, physiological

and biochemical analysis

São Paulo

2012

Emiliano Carneiro Monteiro

O sistema digestivo do “bicho-pau”

Phibalosoma phyllinum (Phasmida, Phasmatidae):

uma análise morfológica, fisiológica e bioquímica

The digestive system of the “stick bug”

Phibalosoma phyllinum (Phasmida, Phasmatidae): a

morphological, physiological and biochemical

analysis

São Paulo

2012

Tese apresentada ao Instituto de

Biociências da Universidade de São

Paulo, para a obtenção de Título de

Doutor em Ciências Biológicas na Área

de Biologia/Genética.

Orientador: Prof. Dr. Alberto Augusto

Gonçalves de Freitas Castro Ribeiro

Comissão Julgadora:

__________________________

Prof (a.). Dr(a).

__________________________

Prof (a.). Dr(a).

__________________________

Prof (a.). Dr(a).

__________________________

Prof (a.). Dr(a).

__________________________

Prof. Dr. Alberto de Freitas Ribeiro

(Orientador)

Monteiro, Emiliano Carneiro

O sistema digestivo do “bicho-pau” Phibalosoma phyllinum

(Phasmida, Phasmatidae): uma análise morfológica, fisiológica e

bioquímica

166f.

Tese (Doutorado) – Instituto de Biociências da Universidade de São

Paulo. Departamento de genética e biologia evolutiva.

1. Digestão em insetos 2. Morfologia do sistema digestivo 3.

Phasmida

Universidade de São Paulo. Instituto de Biociência. Departamento

de genética e biologia evolutiva.

1

Esta tese é dedicada :

Aos meus pais, Zé e Vera, por tudo que me ensinaram e por tudo que me deram.

À Lua”dihn” (in memorian), que também é família.

À Karoll, por me fazer acreditar nas coisas, inclusive em mim mesmo.

À Deus

2

Agradecimentos

Ao Orientador e amigo Prof. Dr. Alberto de Freitas Ribeiro, pela atenciosa

orientação desde o início da minha vida acadêmica, pelos sábios conselhos, por

acreditar e ajudar a desenvolver meu potencial, apesar das dificuldades.

Ao Prof. Dr. Walter Ribeiro Terra, por disponibilizar o Laboratório de

Bioquímica de Insetos (IQ-USP) para a realização da parte bioquímica deste

trabalho, e por seus conselhos.

Ao Prof. Dr. Evoneo Berti Filho, do departamento de Entomologia da

ESALQ/USP, por gentilmente fornecer os primeiros exemplares do “bicho-pau”

Phibalosoma phyllinum, objeto deste estudo, e pelas instruções de como manter a

criação destes animais no laboratório.

Aos técnicos e amigos Marcio Valentin Cruz e Waldir Caldeira pelo

treinamento metodológico, pelos ótimos conselhos, disposição e pelo

companheirismo ao longo de todos esses anos.

Ao amigo Dr. Fábio Kendi Tamaki (Pererê) do Laboratório de Bioquímica

de Insetos (IQ-USP). Pelo treinamento em métodos bioquímicos, pela paciência e

disposição bem humorada.

Aos companheiros de laboratório Alexandre (Mamão), Fernanda, Felipe e

Camila por todo o conhecimento compartilhado e pela convivência ao longo de

todos estes anos.

3

Às secretárias do Departamento de Genética e Biologia Evolutiva do IB-

USP Deisy Santos de Morais e Helenice Emiko Higo Hirata, e também à Erika

Harumi Takamoto da secretaria de pós-graduação do IB-USP, pela paciência e

pelo auxilio com os trâmites burocráticos da vida acadêmica.

Aos amigos da faculdade, e aos amigos “da ograda” pelos momentos

memoráveis e por todo o incentivo.

Ao pessoal do “Coletivo por uma espiritualidade libertária”, ao Nilbberth,

ao Régener, ao Alberto Malta e sua família, e a todos aqueles que – uma hora ou

outra – foram Igreja junto comigo.

Ao “Naka” e ao Jorge pelo companheirismo.

À CAPES, à FAPESP e ao CNPq pelo apoio financeiro.

Sumário

Introdução 07

O sistema digestivo dos insetos................................................................................... 08

A membrana peritrófica.............................................................................................. 09

A digestão em insetos................................................................................................... 11

Estudos da digestão em insetos................................................................................... 12

Os Phasmida................................................................................................................. 13

Os túbulos de Malpighi................................................................................................ 15

Objetivos 16

Material e Metodos 18

1) Manipulação dos insetos....................................................................................... 19

2) Análise anatômica e histológica........................................................................... 19

2.1) Fixação............................................................................................................. 19

2.2) Desidratação e inclusão................................................................................... 20

2.3) Microtomia e coloração................................................................................... 20

3) Microscopia confocal: visualização da membrana peritrófica......................... 20

3.1) Fixação............................................................................................................. 21

3.2) Desidratação e inclusão................................................................................... 21

3.3) Microtomia....................................................................................................... 21

3.4) Microscopia de fluorescência.......................................................................... 22

4) Experimentos com corante................................................................................... 22

4.1) Tempo de tráfego............................................................................................. 23

4.2) Experimentos com ingestão e injeção de corante............................................ 23

5) Microscopia eletrônica de transmissão............................................................... 24

5.1) Fixação e pós-fixação...................................................................................... 24

5.2) Contrastação em bloco..................................................................................... 25

5.3) Desidratação.....................................................................................................25

5.4) Inclusão............................................................................................................ 25

5.5) Ultramicrotomia............................................................................................... 26

5.6) Contrastação e análise das preparações........................................................... 26

6) Microscopia eletrônica de varredura.................................................................. 26

7) Imunolocalização ultraestrutural de enzimas digestivas

com a utilização de anticorpos heterólogos......................................................... 27

7.1) Eletroforese em gel de poliacrilamida em condições

desnaturantes (SDS-PAGE).................................................................................... 27

7.2) “Western blot” e imunoensaio......................................................................... 28

7.3) Imunolocalização ultraestural de enzimas digestivas...................................... 29

8) Métodos bioquímicos............................................................................................ 31

8.1) Ensaios enzimáticos e determinação da concentração de proteínas................ 31

8.1.1) Preparação das amostras........................................................................ 31

8.1.2) Ensaios enzimáticos de enzimas digestivas........................................... 31

8.1.3) Determinação de proteínas.....................................................................33

8.1.4) Ensaios enzimáticos de ATPase e anidrase carbônica........................... 33

8.2) Medidas de pH luminal.................................................................................... 34

8.3) Efeito do pH sobre a atividade de tripsina e amilase....................................... 34

Resultados 36

1) Descrição anatômica do sistema digestivo de P. phyllinum............................... 37

2) Descrição histológica do sistema digestivo de P. phyllinum............................... 38

3) Descrição anatômica e histológica dos túbulos de Malpighi

de P. phyllinum...................................................................................................... 40

4) Microscopia confocal: comprovação da presença de uma

Membrana peritrófica.......................................................................................... 41

5) Experimentos com corante................................................................................... 41

5.1) Tempo de tráfego............................................................................................. 41

5.2) Experimentos com ingestão e injeção de corantes........................................... 41

6) Microscopia eletrônica de transmissão............................................................... 43

6.1) Descrição ultraestrutural das regiões do ventrículo de P. phyllinum............... 43

6.2) Descrição ultraestrutural dos apêndices ventriculares..................................... 47

6.2.1) Região de transição entre o ventrículo e as protuberâncias

Ventriculares..................................................................................................... 47

6.2.2) Protuberâncias ventriculares................................................................... 47

6.2.3) Canalículos...............................................................................................48

6.3) Descrição ultraestrutural dos túbulos de Malpighi de P. phyllinum................ 48

7) Microscopia eletrônica de varredura.................................................................. 49

8) Imunolocalização ultraestrutural de enzimas digestivas

com a utilização de anticorpos heterólogos......................................................... 50

8.1) “Western blot” e imunoensaio......................................................................... 50

8.2) Imunolocalização ultraestrutural de enzimas digestivas.................................. 51

9) Ensaios enzimáticos.............................................................................................. 52

9.1) Distribuição das enzimas digestivas................................................................ 52

9.2) Distribuição de ATPase e anidrase carbônica.................................................. 53

10) Medidas de pH luminal......................................................................................... 53

11) Efeito do pH sobre a atividade de tripsina e amilase........................................ 54

Discussão 55

Anatomia e histologia do sistema digestivo em P. phyllinum.................................. 56

Anatomia................................................................................................................. 56

Histologia................................................................................................................ 57

Membrana peritrófica e fluxos de água no ventrículo de P. phyllinum.................. 60

Análise ultraestrutural do ventrículo de P. phyllinum............................................. 68

Aspectos gerais da ultraestrutura das células ventriculares.................................... 68

A organização das invaginações da membrana plasmática basal

nos enterócitos......................................................................................................... 71

Mecanismos de secreção existentes nos enterócitos............................................... 75

Imunolocalização ultraestrutural de amilase e tripsina........................................... 78

Os túbulos de Malpighi e os apêndices ventriculares............................................... 79

Aspectos funcionais dos túbulos de Malpighi......................................................... 80

Análise morfológica dos túbulos de Malpighi........................................................ 81

Análise morfológica comparativa entre os túbulos de Malpighi

e os apêndices ventriculares.................................................................................... 82

Aspectos bioquímicos................................................................................................... 84

Ensaios de atividade enzimática..............................................................................84

Compartimentalização da digestão e reciclagem de enzimas digestivas................ 86

Medidas de pH luminal e efeito do pH sobre tripsina e amilase............................ 87

O papel fisiológico do sistema de apêndices ventriculares..................................... 90

Conclusão...................................................................................................................... 92

Resumo 93

Abstract 98

Referências bibliográficas 103

Figuras 116

Introdução

Introdução

8

Os insetos são o grupo de animais predominante na Terra e estão presentes

em quase todos os ambientes. Acredita-se que o número total de espécies de insetos

possa chegar a 30 milhões (Triplehorn & Johnson, 2005). Desde a sua origem, no

período Devoniano, há 400 milhões de anos, os insetos conseguiram colonizar de

maneira muito eficiente os mais diversos habitats (Grimaldi & Engel, 2005).

Atualmente os insetos representam 75% das espécies animais e 57% das

espécies vivas, incluindo plantas e protozoários (Grimaldi & Engel, 2005). Sendo

assim, a adaptação de tantas espécies a diferentes ambientes acarretou em uma

enorme diversidade de hábitos e dietas e no surgimento de uma grande variedade de

adaptações morfológicas, de acordo com as necessidades ecológicas e fisiológicas

específicas de cada região habitada (Smith, 1968; Ross et al., 1982; Gillot, 1995).

As estimativas são de que 10% da biomassa vegetal é consumida, por ano, pelos

insetos e, mesmo com o uso de inseticidas, as perdas agrícolas causadas por estes

animais nos Estados Unidos chegam a 13% (Schoonhoven et al.,2005). Desta forma,

quase todo material orgânico que se encontra hoje na natureza pode ser utilizado

como alimento pelos insetos, o que cria uma vasta opção de dietas (Wigglesworth,

1972; Hagen et al. 1984). Assim, a grande variedade alimentar fez com que o

sistema digestivo, que constitui uma importante interface entre os insetos e o

ambiente, desenvolvesse uma imensa diversidade morfológica e funcional,

adequando-se a uma melhor digestão e assimilação dos diferentes tipos de alimento

ingeridos.

O sistema digestivo dos insetos

Anatomicamente, o sistema digestivo dos insetos pode ser dividido em três

regiões principais: o intestino anterior ou estomodeo, o intestino médio ou

mesêntereo, e o intestino posterior ou proctodeu (Wigglesworth, 1972; Chapman,

1985; Terra 1990). O intestino anterior, de origem ectodérmica, é revestido por

cutícula e, em alguns insetos, é reduzido, limitando-se a um tubo estreito. Ele inicia-

se na boca e inclui a cavidade bucal, a faringe, o esôfago, o papo e o proventrículo

(estes dois últimos ausentes em algumas espécies). O papo é um órgão de estocagem

Introdução

9

em muitos insetos e também funciona como um local para digestão em outros

(Terra, 1990). O proventrículo é um órgão triturador em certas espécies e, na grande

maioria, forma uma válvula, controlando a passagem do alimento para o intestino

médio. O intestino médio, de origem endodérmica, é o sítio principal do sistema

digestivo, onde ocorrem os eventos centrais da digestão e absorção de nutrientes. Ele

inclui um tubo simples, denominado ventrículo, do qual podem se originar sacos em

fundo cego, chamados cecos gástricos. Pode ser observada, também, no intestino

médio dos membros da maioria das ordens de insetos, a ocorrência de uma

membrana acelular revestindo o epitélio ventricular, denominada de membrana

peritrófica.

Na região do esfíncter (piloro), que separa o intestino médio do intestino

posterior, inserem-se os túbulos de Malpighi, que são órgãos pertencentes ao sistema

excretor. O intestino posterior também é de origem ectodérmica e revestido por

cutícula. Inclui o íleo, o cólon e o reto, este último envolvido na absorção de água e

íons, terminando no ânus.

A membrana peritrófica

Como mencionado acima, a maioria dos insetos apresenta, no lúmen do

intestino médio, envolvendo o conteúdo alimentar e revestindo o epitélio ventricular,

uma membrana acelular denominada membrana peritrófica. Ela está ausente apenas

em Hemiptera e Thysanoptera (Lehane, 1997). Trata-se de uma membrana cilíndrica

constituída por uma rede de quitina imersa numa matriz de proteína-carboidrato, que

separa o conteúdo luminal em dois compartimentos: o espaço endoperitrófico (no

interior da membrana) e o espaço ectoperitrófico (entre a membrana e o epitélio

ventricular) (Waterhouse, 1957; Terra & Ferreira, 1994; Terra 1996; Lehane, 1997;

Tellam & Eisemann, 2000; Bolognesi et al., 2001; Terra 2001; Hegedus et al.,

2009). Sua ocorrência acarreta numa compartimentalização nos eventos digestivos

nos insetos, exercendo um papel vital nos processos fisiológicos que ocorrem

durante a digestão (ver revisão em: Terra, 2001).

Introdução

10

A membrana peritrófica é normalmente classificada em dois tipos diferentes,

que variam entre as espécies dos principais táxons (Peters, 1992; Terra, 2001). A

membrana peritrófica do tipo I é a mais comum e pode ser encontrada em todos os

Polineoptera e na maioria dos Holometabola. Este tipo de membrana pode ser

observada em baratas (Dyctioptera), grilos e gafanhotos (Orthoptera), besouros

(Coleoptera), abelhas, vespas e formigas (Hymenoptera), mariposas e borboletas

(Lepidoptera) e em mosquitos hematófagos adultos (Diptera). A membrana

peritrófica do tipo I é produzida por todo o epitélio do intestino médio ou por apenas

uma parte dele (que pode ser tanto a região anterior quanto a posterior) e envolve o

bolo alimentar ao longo de toda a extensão do ventrículo (Terra, 2001). A membrana

peritrófica do tipo II ocorre em larvas e adultos de moscas e mosquitos não-

hematófagos (Diptera) e em alguns Lepidoptera adultos. Nestes casos, a membrana é

secretada por algumas fileiras de células na entrada do intestino médio (uma região

chamada cárdia), sendo normalmente observada independentemente da ingestão de

alimentos, o que nem sempre ocorre na membrana do tipo I (Terra, 2001).

As primeiras observações sobre as funções da membrana peritrófica a

relacionavam com a proteção do epitélio contra a ação de microorganismos, com a

proteção contra abrasão das células pela passagem do alimento durante a digestão,

com a permeabilidade diferencial às enzimas digestivas e aos produtos da digestão e

com a conservação dessas enzimas (Terra,1988). No entanto, alguns estudos mais

detalhados sobre a permeabilidade da membrana peritrófica e sobre a

compatimentalização dos eventos digestivos indicam que esta estrutura exerce outras

funções importantes no evento da digestão. Entre elas, encontra-se a prevenção da

ligação não específica de material não digerido na superfície das células do

ventrículo, a prevenção da excreção das enzimas digestivas junto com o bolo

alimentar e a produção de monômeros nas proximidades da superfície celular (Terra,

2001).

Introdução

11

A digestão em insetos

Os principais eventos do processo digestivo podem ser subdivididos em três

fases distintas: a digestão inicial, a intermediária e a final (Ribeiro et al., 1990;

Terra, 1990). A fase inicial da digestão consiste na dispersão e na diminuição do

peso molecular das partículas de alimento, através da ação de hidrolases poliméricas.

A digestão intermediária envolve a quebra, por ação de hidrolases oligoméricas, de

oligômeros em dímeros e/ou oligômeros menores. Estes são reduzidos, durante a

digestão final, a monômeros por hidrolases diméricas ( ver revisão em: Terra, 1988).

A primeira tentativa de relacionar os compartimentos do intestino médio com

cada uma das fases da digestão foi feita em larvas de Rhynchosciara americana

(Diptera, Nematocera) (Ferreira et al., 1981). Esta larva possui um intestino médio

constituído por um ventrículo e por dois cecos gástricos, localizados anteriormente.

Determinações enzimáticas feitas em células do intestino médio e nos espaços endo

e ectoperitróficos da larva levaram à proposição de que a digestão inicial deva

ocorrer no espaço endoperitrófico, enquanto que a digestão intermediária e a final

devam ocorrer, respectivamente, no espaço ectoperitrófico e nas células dos cecos

gástricos.

Análises morfobioquímicas permitiram aos autores concluir que as células da

maior parte do ventrículo de R. americana secretam água, enquanto que as dos

cecos, absorvem. Isso gera uma corrente de água no espaço ectoperitrófico no

sentido postero-anterior. Assim, o alimento chega ao intestino médio, via espaço

endoperitrófico, e é hidrolisado por enzimas digestivas enquanto é levado em

direção à região posterior. Uma vez que a redução de seu peso molecular assim o

permita, o alimento passa através da membrana peritrófica, entrando no espaço

ectoperitrófico. Ao ser levado de volta à região anterior pelo fluxo de contra-

corrente de água, este alimento passa pela digestão intermediária e final, sendo

absorvido pelas células do epitélio que revestem os cecos. As enzimas, liberadas

durante a absorção, voltam para o espaço endoperitrófico, iniciando um novo ciclo

digestivo. Isto proporciona uma economia notável de enzimas, já que as mesmas

podem ser reutilizadas várias vezes.

Introdução

12

A ocorrência deste modelo de circulação endo-ectoperitrófica de enzimas

digestivas foi confirmada em diversos insetos de outras ordens e com diferentes

hábitos alimentares, incluindo aqueles que não possuem cecos gástricos. Nestes

animais, o epitélio da região anterior do intestino médio responde pela absorção de

água e digestão final do alimento (ver revisões em: Terra, 1988; Ribeiro et al., 1990;

Terra, 1990).

Estudos da digestão em insetos

Na busca por relações entre forma e função, muitos autores têm tentado

associar a morfologia do sistema digestivo dos insetos com o tipo de dieta ingerida.

Um dos trabalhos mais bem sucedidos desta linha de raciocínio (Dow, 1986) sugere

que os insetos devam ser classificados baseando-se em suas preferências

alimentares, com suas dietas separadas de acordo com a consistência física do

alimento (se sólidas ou líquidas) e composição nutricional (se de origem animal ou

vegetal).

Apesar deste tipo de abordagem fornecer informações importantes sobre a

fisiologia da digestão nos insetos, ainda permanecem muitos pontos a serem

esclarecidos (Terra 1988; Ribeiro et al., 1990). Baseando-se nessas informações, não

se pode explicar, por exemplo, a presença de semelhanças óbvias na morfologia do

sistema digestivo de insetos com diferentes dietas. Tampouco podem-se esclarecer

as diferenças morfológicas entre os sistemas digestivos de insetos de grupos

divergentes que, no entanto, possuem fontes de alimento semelhantes. Estas dúvidas

sugerem que os estudos na busca de relações entre forma e função no sistema

digestivo dos insetos devam incluir, além de considerações sobre os tipos de dietas

ingeridas, dados sobre as relações filogenéticas entre os organismos (Ribeiro et al.,

1990).

Introdução

13

Os Phasmida

Dentro deste contexto, foi proposto um estudo morfofisiológico detalhado do

sistema digestivo de Phibalosoma phyllinum (Phasmida, Phasmatidae),

popularmente conhecido como “bicho-pau”, tendo, como principal motivação, a

quase total ausência de informação sobre a organização de seu processo digestivo.

Esta espécie pertence à ordem Phasmida, que, juntamente com os Orthoptera,

compõem o grupo dos Orthopteroidea. Sendo assim, uma análise detalhada do

sistema digestivo de um membro da ordem Phasmida torna-se ainda mais atraente

no sentido de melhor conhecer como se organiza o fenômeno de digestão dentro dos

Orthopteroidea. Embora pouco se conheça à respeito da digestão em Phasmida, já

existem informações detalhadas de espécies de Orthoptera (Dow, 1981; Ferreira et

al. 1990; Marana et al. 1997; Woodring & Lorenz, 2007; Biagio et al., 2009),

possibilitando uma comparação consistente entre esses dois grupos de insetos.

Tendo sido primeiramente classificados como Coleoptera por Linnaeus

(1758), os “bichos-pau” foram, por muito tempo, tratados como uma família dentro

dos Orthoptera (Tilgner, 2002). Hoje, eles estão reunidos em uma ordem própria,

mas sob uma variedade de nomes. Além de Phasmida (mais empregado), eles são

conhecidos por: Cheleutoptera, Phasmodea, Phasmatodea, Phasmoptera,

Phasmatoptera (Key, 1970). Pertencem à super classe Hexapoda, classe Insecta,

infra-classe Pterigota, divisão Neoptera (Grimaldi & Engel, 2005).

Existem mais de 3000 espécies de descritas dentro dos Phasmida (Triplehorn

& Johnson, 2005). No entanto, este número não é muito representativo, visto que

ocorre uma grande sinonímia neste grupo e muitas espécies novas ainda não foram

formalmente descritas (Tilgner, 2002).

Os Phasmida são insetos de hábito noturno e fitófagos. Algumas espécies

possuem tamanho muito grande, podendo atingir mais de 30cm de comprimento.

Eles são encontrados em quase todos os ecossistemas temperados e tropicais

(Gunther, 1953; Bedford, 1978), sendo que, nestes últimos, existe uma maior

diversidade de espécies (Brock, 1999). Muitos “bichos-pau”, como o próprio nome

popular indica, possuem uma semelhança considerável com galhos ou folhas.

Utilizando-se desse artifício, os Phasmida geralmente vivem sobre as plantas com as

Introdução

14

quais se confundem, em um método de defesa contra predadores (Key, 1970).

Habitualmente, ficam horas a fio completamente imóveis (Lima, 1938).

A maioria dos Phasmida são insetos com baixa densidade populacional. Não

se conhece, no entanto, o que determina este fenômeno (Key, 1970). Além disso,

muitas espécies possuem acentuado dimorfismo sexual, sendo que os machos, na

maioria dos casos, são menores e mais graciosos que as fêmeas e podem delas

diferir em diversas características morfológicas. A reprodução desses animais é

tipicamente sexuada, mas a partenogênese pode ocorrer em diversas espécies

(Bedford, 1978). Os ovos desses animais são frequentemente ovais ou em forma de

barril, assemelhando-se, em muitos casos, a sementes de plantas (Bernardi, 2001).

Além disso, a cápsula dos ovos possui, geralmente, uma “tampa”, denominada

opérculo e, ainda, uma depressão lateral chamada de micrópila (Sellick, 1997).

A cabeça desses animais é tipicamente prognata, apresentando peças bucais

mastigadoras. Seu formato é variavel, indo de retangular a oval. Os olhos são

pequenos e situados antero-lateralmente. Ocelos estão presentes apenas em algumas

espécies, normalmente em número de três. Os Phasmida possuem todas as pernas

gressoriais, usualmente longas e finas. Suas asas, quando presentes, são, em geral,

completamente desenvolvidas e funcionais nos machos, mas reduzidas ou ausentes

nas fêmeas. Asas anteriores apresentam-se espessadas e opacas (tégminas) e quase

sempre são curtas, cobrindo apenas a base das asas posteriores membranosas quando

em repouso. Órgãos auditivos especializados estão ausentes. Apresentam

metamorfose incompleta e as ninfas são terrestres (Key, 1970).

O objeto do presente estudo é uma espécie da família Phasmatidae, sub-

família Phibalosominae, gênero Phybalosoma, espécie Phybalosoma phyllinum.

Trata-se de uma espécie nativa do Brasil, com fêmeas que podem atingir até 220 mm

de comprimento e são ápteras. Os machos são menores, atingindo 150 mm de

comprimento e, ao contrário das fêmeas, são alados (Lima, 1938). Além disso, eles

possuem as antenas proporcionalmente maiores.

Assim, os Phasmida constituem um grupo de insetos com peculiaridades

muito interessantes, não só com relação à sua morfologia externa singular, muito

conhecida pela sua engenhosa camuflagem que os protege de predadores, como

Introdução

15

também pelo quase total desconhecimento de muitos aspectos de sua morfofisiologia

interna, que inclui o sistema digestivo, explorado neste trabalho.

Os túbulos de Malpighi

Apesar de não fazerem parte funcional do sistema digestivo, o presente

estudo se estendeu também aos túbulos de Malpighi de P. phyllinum. Estes órgãos

abrem-se diretamente no tubo digestivo e compõem, juntamente com as papilas

retais do intestino posterior, o sistema excretor dos insetos (Nation, 2008). Tal

análise foi motivada pelo fato de que em P. phyllinum, além do conjunto de túbulos

de Malpighi que se inserem no piloro, foram observadas estruturas muito

semelhantes se abrindo diretamente no ventrículo. Estas estruturas, aqui

denominadas de canalículos, só foram descritas em espécies da ordem Phasmida e

não têm função conhecida. Assim, um estudo comparativo entre os túbulos de

Maplpighi e os canalículos torna-se atraente e altamente significativo.

Os túbulos de Malpighi são tubos longos e finos que se protraem do intestino

dos insetos, numa região próxima à junção entre o ventrículo e o intestino posterior

(piloro). Eles encontram-se livres na cavidade corporal e terminam em fundo cego.

Tais estruturas variam de tamanho nas diferentes espécies, indo desde 2 mm até 100

mm de comprimento e de 10 m a 30 m de diâmetro. Estão presentes na maioria

dos grupos de insetos, variando em número, indo desde 2 em alguns coleóptera até

mais de 250 em algumas espécies de gafanhotos (Chapman, 1998).

Os túbulos de Malpighi possuem um papel chave na osmoregulação em

insetos (Dow & Davies, 2006; Nation, 2008). Eles são responsáveis pela filtração da

hemolinfa, produzindo a urina primária, que contém sais inorgânicos e moléculas

encontradas na hemolinfa (como açúcares, aminoácidos, íons e outros compostos).

A urina primaria é modificada no reto, através da reabsorção seletiva de seus

componentes, embora esta possa ser realizada, também, no íleo ou nos próprios

túbulos de Malpighi (Chapman, 1998; Nation, 2008).

Objetivos

Objetivos

17

Levando-se em conta a carência de dados, na literatura, sobre a morfologia

funcional do sistema digestivo entre os membros da ordem Phasmida, o presente

trabalho visa fornecer informações que possam ser utilizadas na melhoria do

conhecimento acerca deste grupo, particularmente com relação à morfofisiologia

digestiva e sua inserção no panorama evolutivo dos insetos. Assim, os objetivos

propostos neste trabalho são:

1. Realizar uma análise detalhada da organização morfofuncional do sistema

digestivo de Phibalosoma phyllinum (Phasmida, Phasmatidae) do ponto de vista

anatômico, histológico e ultraestrutural e identificar os principais tipos celulares

presentes ao longo do tubo digestivo, com ênfase nos mecanismos de secreção

existentes; comprovar a ocorrência de uma membrana peritrófica;

2. Com a utilização de ingestão e injeção de corantes na hemolinfa, detectar os

possíveis sítios de absorção e secreção de água ao longo do epitélio ventricular, a

fim de detectar e caracterizar o fenômeno de circulação endo-ectoperitrófica de

enzimas digestivas nesta espécie.

3. Caracterizar as principais enzimas digestivas que atuam no processo

digestivo deste inseto, assim como sua distribuição ao longo do intestino, levando à

proposição de um modelo de digestão para esta espécie.

4. Detectar a possível existência de homologia entre as enzimas presentes no

tubo digestivo de P. phyllinum e os anticorpos disponíveis no laboratório,

possibilitando a imunolocalização destas enzimas e, eventualmente, a caracterização

de seu mecanismo de secreção.

5. Com base nas informações obtidas neste estudo, complementar os trabalhos

já realizados em nosso laboratório, com o sistema digestivo de outras espécies de

insetos, contribuindo, assim, para a elucidação de aspectos funcionais e filogenéticos

desses organismos.

Material e Métodos

____________________________________________________________Material e Métodos

19

1) Manipulação dos insetos

Em todos os experimentos, foram utilizados animais da espécie Phibalosoma

phyllinum (Gray, 1835) (Phasmida, Phasmatidae), gentilmente cedidos pelo Prof.

Dr. Evoneo Berti Filho do Laboratório de Entomologia Florestal da ESALQ/USP de

Piracicaba (SP). Estes animais estão sendo mantidos e criados em nosso próprio

laboratório em caixas de papelão, contendo folhas de goiabeira (Psidium sp.) como

alimento. Para todos os experimentos, foram utilizadas fêmeas adultas com

tamanhos em torno de 20 cm (Figura 1).

Para o estudo do sistema digestivo, os animais foram anestesiados em gelo e

dissecados ao microscópio estereoscópico, com o auxílio de pinças de ponta fina e

tesoura oftalmológica.

2) Análise anatômica e histológica

2.1) Fixação

Após a dissecção e isolamento das peças anatômicas do sistema digestivo,

elas foram fixadas e processadas segundo técnicas de rotina utilizadas no laboratório

e descritas a seguir.

Para estudos histológicos, foi utilizado o fixador de Bouin (Beçak & Paulete,

1976), contendo três partes de ácido pícrico, uma parte de formol a 37% e 5% de

ácido acético. Foi, também, utilizada uma solução fixadora de paraformaldeído 4%

(Junqueira et al., 1989), com intuito de facilitar a análise anatômica, visto que este

fixador mantém a coloração natural dos tecidos. Este fixador foi preparado com a

dissolução de 4 g de paraformaldeído em PBS (“Phosphate Buffer Saline”), 0,1 M.

Este tampão foi feito com 8,79 g de NaCl, 0,27 g de KH2PO4 e 1,14 g de Na2HPO4

em um litro de água destilada.

Depois de dissecado, o sistema digestivo dos animais foi mantido no fixador

“overnight” a uma temperatura de 4 oC.


20

2.2) Desidratação e inclusão

Após a fixação, o material foi submetido a banhos sucessivos de 30 minutos

de etanol a 70%, a 90%, e a 100%. A seguir, foi imerso, durante duas horas, em uma

mistura 1:1 de etanol 100% e historesina sem adição do ativador. A historesina

utilizada foi a da marca Leica (hidroxietilmetacrilato). Sua preparação e utilização

foram realizadas de acordo com as instruções do fabricante. Posteriormente, as peças

foram colocadas em historesina pura, em dois banhos de uma hora, seguido pela

adição do ativador e a emblocagem do material. Os blocos foram, então, colocados

em uma estufa a 40 oC, “overnight”, para polimerização da resina.

2.3) Microtomia e coloração

Após inclusão, o material foi cortado, numa espessura de 5 m, em um

micrótomo Leica RM 2145, sendo que os cortes foram colocados em lâminas

histológicas. Em seguida, as preparações permaneceram em estufa a 37 oC, por duas

horas, para secagem. Após a secagem, o material foi corado com hematoxilina de

Delafield durante 10 minutos, e, após lavagem com água, com eosina amarela

durante 45 segundos, ambas em banho-maria a 40 oC. A montagem final das lâminas

foi realizada com o uso de Entellan (Merck).

Para o registro fotográfico das peças anatômicas e das preparações

histológicas, foi utilizada uma câmera digital Sony DSC-S75 Cyber-Shot, acoplada a

um microscópio estereoscópico Zeiss, modelo Stemi 200-C, ou a fotomicroscópio

Zeiss, modelo Axioskop.

3) Microscopia confocal: visualização da membrana peritrófica

Para a realização de experimentos para visualização da membrana peritrófica,

foi utilizada apenas a região correspondente ao intestino médio de P. phyllinum.


21

3.1) Fixação

Para confirmar a presença de membrana peritrófica no intestino médio de P.

phyllinum, o material foi fixado com o fixador de Zamboni (Stefanini et al., 1967).

Este foi preparado adicionando-se 8,5 ml de uma solução composta por tampão

fosfato de Sorensen 0,1 M e paraformaldeído a 2% a 1,5 ml de uma solução aquosa

saturada de ácido pícrico. O tampão foi inicialmente preparado na concentração de

0,2 M e pH 7,4 a partir de uma mistura da solução (A) (1,56 g de Na2 PO4.2H2O em

50 ml de água destilada) com a solução (B) (1,42 g de Na2HPO4 em 50 ml de água

destilada). Para a obtenção do pH 7,4, foram misturados 9,5 ml da solução A com

40,5 ml da solução B. O paraformaldeído foi preparado a uma concentração de 4%

em água destilada e foi misturado em volumes iguais com o tampão fosfato de

Sorensen a 0,2 M, originando a solução a 0,1 M e paraformaldeído a 2%.

O material foi mantido no fixador “overnight” a uma temperatura de 4 oC.

3.2) Desidratação e inclusão

Depois de fixado, o material foi desidratado em uma série de concentração

crescente de álcool etílico. Concluído o processo de desidratação, as peças foram

colocadas em uma solução composta de volumes iguais de álcool etílico e xilol por

30 minutos. Em seguida, essa mistura foi substituída por xilol, permanecendo assim

por uma hora. Todo o processo foi realizado à temperatura ambiente. As peças

foram, então, emblocadas em parafina.

3.3) Microtomia

Os blocos de parafina foram cortados em um micrótomo Reichert-Jung

modelo 820-II, com uma navalha de aço inoxidável. Os cortes foram obtidos a uma

espessura de 8 m. Estes foram colocados gentilmente sobre a superfície de uma

solução de gelatina histológica mantida a 45 oC, procedimento este que teve a

finalidade de distender e facilitar a adesão dos cortes às lâminas histológicas.


22

Os cortes, depois de recolhidos nas lâminas, foram colocados para secar em

uma estufa a 37 oC, “overnight”.

3.4) Microscopia de fluorescência

As lâminas com os cortes de parafina foram submetidas a dois banhos em

xilol para retirada da parafina. A hidratação foi realizada utilizando soluções com

concentrações decrescentes de álcool etílico (100%, 95% e 70%), em banhos de 5

minutos cada, seguidos por um banho com água. A seguir, as preparações foram

colocadas em contato com tampão PBS e, em seguida, com uma solução 0,2% de

Triton X-100 em PBS. Depois, foram transferidas para uma câmara úmida e

recobertas com uma solução de conjugado WGA-FITC (“wheat germ aglutinin-

fluorescin isothiocyanate”) e N-acetilglicosamina a 0,2 M, em tampão PBS.

Permaneceram nessa solução por um período de 18 horas, ao abrigo da luz e à

temperatura de 4 oC. Segundo Peters & Latka (1986), na presença de excesso de N-

acetilglicosamina livre na solução reativa, a ligação do WGA à quitina, presente na

membrana peritrófica, é específica.

Após o período de incubação, as lâminas passaram por três banhos em PBS,

de 5 minutos cada, à temperatura ambiente e foram montadas para observação ao

microscópio, utilizando-se o VectaShield (Vector, USA), que retarda a perda de

fluorescência das preparações. Estas foram, então, finalmente observadas ao

microscópio confocal Zeiss, modelo LSM-410.

4) Experimentos com corante

Para determinar o tempo de tráfego do alimento ao longo do tubo digestivo

de P. phyllinum, bem como as possíveis regiões responsáveis pela absorção e

secreção de água, foram realizados experimentos com a utilização do corante

amaranto. Soluções contendo este corante foram administradas oralmente aos

animais ou injetadas na hemolinfa. O amaranto foi considerado um corante

apropriado como marcador, visto que não é difusível através do epitélio ventricular,


23

não sendo adsorvido de forma específica, exceto nas regiões onde ocorre transporte

de água (Treherne, 1958; Dow, 1981; Biagio et al., 2009). Da mesma forma, sua cor

não é afetada pelas diferenças de pH encontradas no intestino de insetos (Evans &

Payne, 1964).

4.1) Tempo de tráfego

Primeiramente, para verificar o tempo de tráfego do alimento no intestino de

P. phyllinum, foi utilizada uma solução de 100 mM de amaranto saturada com

sacarose. Esta solução foi administrada oralmente a animais alimentados ad libitum

com auxílio de uma seringa de insulina. A solução foi gotejada da seringa à medida

em que os animais voluntariamente sorviam as gotas (não foi possível injetar o

líquido diretamente na boca do animal sem danificar a sua faringe). Após os animais

terem ingerido entre 20 l e 80 l da solução de amaranto, eles foram colocados em

gaiolas separadas e mantidos sem alimento. Suas fezes foram, então, coletadas e

observadas ao microscópio estereoscópico até que traços de corante fossem

constatados.

4.2) Experimentos com ingestão e injeção de corante

Para experimentos de ingestão de corante, foi utilizada a mesma metodologia

descrita acima para estimar o tempo de tráfego. Animais, tanto em jejum por um

período de 5 dias, quanto alimentados ad libitum, ingeriram de 20 l e 80 l da

solução de amaranto com sacarose descrita acima. Eles foram dissecados em solução

de 250 mM de NaCl após períodos de 6 h, 14 h e 18 h e, a seguir, observados ao

microscópio estereoscópico. Foi realizado, ainda, com um bisturi, um corte

longitudinal no sistema digestivo, afim de revelar a luz do tubo e a face luminal do

epitélio ventricular. Os lados do tubo foram rebatidos e a peça anatômica lavada

com solução salina, com a finalidade de verificar regiões onde houve adsorção de

corante no epitélio.

Para experimentos de injeção do corante na hemolinfa, foi utilizada a mesma

solução de 100 mM de amaranto, porém sem a adição de sacarose. Foram injetados


24

50 l da solução, com o auxílio de uma seringa de insulina, no quarto segmento

abdominal dos animais. Estes experimentos foram realizados tanto em animais com

5 dias de jejum, quanto em animais alimentados ad libitum. Após períodos de 2 h, 4

h e 16 h, os animais foram dissecados em solução salina, seus tubos digestivos

isolados e observados ao microscópio estereoscópico. Foi verificada a presença de

regiões ao longo da face do ventrículo voltada para hemolinfa nas quais houve

adsorção de corante.

5) Microscopia eletrônica de transmissão

Os animais foram anestesiados e dissecados como descrito acima.

5.1) Fixação e pós-fixação

Para a análise ultraestrutural, foram testadas três soluções fixadoras distintas,

com finalidade de comparar seus resultados e utilizar a metodologia que melhor

mantivesse a preservação das estruturas e organelas celulares. Assim, foram

empregadas as seguintes metodologias: (A) fixação segundo Lane et al. (1972); (B)

fixação segundo Karnovsky (1965), com modificações (ver abaixo); e (C) a fixação

dupla (glutaraldeído + tetróxido de ósmio). Segue a descrição detalhada de cada uma

destas técnicas:

A) Fixação segundo Lane et al. (1972): O material foi submetido por 2 horas

a uma solução fixadora composta por glutaraldeído a 3% em tampão cacodilato de

sódio 0,1 M e pH 7,4 a 4 oC. Em seguida, foram realizadas três lavagens em tampão

cacodilato de sódio 0,1 M com sacarose 0,2 M, com duração de 10 minutos cada, a 4

oC.

Após a lavagem, o material foi pós-fixado com uma solução de tetróxido de

ósmio 1% em tampão cacodilato de sódio 0,1 M, a 4 oC, por uma hora.


25

B) Fixação segundo Karnovsky (1965), com modificações: Foi misturado 10

ml do tampão cacodilato 0,2 M com 2 ml de glutaraldeído 25%, 4 ml de

paraformaldeído 10%, 20 ml de água bidestilada e 10 mg de CaCl2. O material foi

submetido à solução fixadora por 2 horas, à 4 oC. Em seguida, o material foi lavado

com tampão cacodilato de sódio 0,1 M com sacarose 0,2 M, em processo idêntico ao

realizado para a fixação segundo Lane et al. (A) e, da mesma forma, pós-fixado em

tetróxido de ósmio 1%.

C) Fixação dupla: O material foi submetido, simultaneamente, à uma solução

de glutaraldeídio 2% e outra de tetróxido de ósmio 1% em tampão cacodilato de

sódio 0,1 M, pH 7,4, por 1 hora, a 4 oC, seguido de lavagem em tampão cacodilato

de sódio 0,1 M.

5.2) Contrastação em bloco

Para materiais fixados nas soluções de Lane et al. e de Karnovsky (fixações

A e B), foi utilizada a técnica de contrastação em bloco. Nestes casos, o material foi

submetido por 18 horas à uma solução aquosa de acetato de uranila 1%, por 18

horas, a 4 oC.

5.3) Desidratação

Após a contrastação em bloco ou, no caso da fixação dupla (C), após a

lavagem em tampão, o material foi desidratado com banhos em concentrações

crescentes de álcool etílico. Primeiramente, o material foi submetido a uma solução

de álcool 70% por 15 minutos, em seguida, uma de álcool 95% por 20 minutos e,

por fim, álcool 100% em dois banhos de 30 minutos cada.

5.4) Inclusão

Foi utilizado, como meio de inclusão, a resina de Spurr (Spurr, 1969). Para

facilitar o processo de infiltração da resina no material fixado, as peças foram


26

submetidas a banhos em soluções de álcool etílico e resina nas seguintes proporções:

2:1, 1:1, 1:2, nesta ordem e por períodos de uma hora em cada solução, com

agitação contínua. A seguir, as peças foram embebidas em meio de Spurr puro, em

dois banhos de duas horas cada, e emblocadas em moldes de silicone, permanecendo

por 72 horas em uma estufa a 58 oC, para completar o processo de polimerização da

resina.

5.5) Ultramicrotomia

Cortes semi-finos, com espessura de 1 m, foram obtidos com o uso de

navalha de vidro em um ultramicrótomo Sorvall, modelo MT2-B. Os cortes foram,

então, corados com uma solução de azul metileno-azur II e observados ao

microscópio de luz Zeiss, modelo Axioskop. Os cortes ultrafinos de áreas

selecionadas, com espessuras entre 70 e 90 nm, foram obtidos no mesmo

ultramicrótomo e recolhidos em telas de cobre 200 mesh.

5.6) Contrastação e análise das preparações

Cortes tirados de blocos cujo material não passou pelo processo de

contrastação em bloco (material proveniente do processo de fixação dupla [C]),

foram contrastados durante 10 minutos em uma solução de acetato de uranila 2%,

lavados em água destilada e, a seguir, contrastados com solução de citrato de

chumbo (Reynolds, 1963).

Cortes provenientes de material submetido à técnica de contrastação em

bloco foram contrastados apenas com citrato de chumbo.

Os cortes ultra-finos foram observados e fotografados ao microscópio

eletrônico Zeiss, modelo EM 900, operado a 80 kV.

6) Microscopia eletrônica de varredura

Os animais foram anestesiados e dissecados como descrito anteriormente.


27

A fixação teve início com o material sendo banhado, à uma temperatura de 4

oC, em uma solução de glutaraldeído a 3% em tampão cacodilato de sódio 0,1 M e

pH 7,4, “overnight”. A seguir, foram feitas três lavagens em tampão cacodilato de

sódio 0,1 M com sacarose 0,2 M, com duração de 10 minutos cada, a 4 oC. Após a

lavagem, o material foi pós-fixado com uma solução de tetróxido de ósmio 1% em

tampão cacodilato de sódio 0,1 M, a 4 oC, por 30 minutos. Em seguida, as peças

foram imersas por 15 minutos em ácido tânico aquoso 10% e, depois disso, foram

novamente submetidas à solução com ósmio. O material foi, então, lavado em três

banhos de água destilada por 5 minutos à temperatura ambiente. Em seguida, foi

desidratado em banhos de soluções de concentrações crescentes de álcool etílico

(50%, 70%, 90% e 100%), sendo que cada banho teve uma duração de 10 minutos, à

temperatura ambiente. Após esse processo, o material foi submetido à secagem em

ponto crítico de CO2, em aparelho de marca Balzers, modelo CDP 030. Depois

disso, as peças foram montadas em “stubs” apropriados, com a utilização de cola

condutiva de prata e metalizadas em “sputter” Balzers modelo SCD 050.

O material foi, finalmente, observado e fotografado em microscópio

eletrônico de varredura Zeiss, modelo DSM-940.

7) Imunolocalização ultraestrutural de enzimas digestivas com a

utilização de anticorpos heterólogos

7.1) Eletroforese em gel de poliacrilamida em condições desnaturantes

(SDS-PAGE)

Para a detecção de possível homologia entre as enzimas digestivas de P.

phyllinum com os anticorpos presentes no laboratório, foram realizados

experimentos de eletroforese seguidos de Western blot e imunoensaio.

As amostras a serem aplicadas em SDS-PAGE foram, primeiramente,

misturadas à tampão de amostra contendo Tris 60 mM, pH 6,8, glicerol 10%, SDS

2%, -mercapto-etanol 5% (v/v), azul de bromofenol 0,05% (p/v). A seguir, as

amostras foram aquecidas por 4 minutos a 95 oC e, em seguida, aplicadas em um gel


28

de poliacrilamida 12% (p/v) contendo SDS 0,1% (p/v) (Laemmli, 1970). As placas

de eletroforese foram submetidas a uma voltagem de 200V constante na presença de

tampão Tris-Base 25 mM pH 8,3 contendo glicina 192 mM.

Para tripsina, foi realizada, também, uma eletroforese, em condições semi-

desnaturantes, em gel de poliacrilamida (sem -mercapto-etanol). Amostras não

fervidas foram aplicadas em um gel de poliacrilamida 12% em condições iguais

àquelas descritas anteriormente, exceto pelo fato de que todo o experimento foi

efetuado a 4 oC. Após o gel ter sido submetido à corrente elétrica, ele foi retirado das

placas de eletroforese e o substrato Z-FR-MCA (carbobenzoxy-Phe-Arg-4-

methylcoumarin-7-amido) 1 mM foi gentilmente espalhado pela superfície do gel.

Com o auxilio de uma luz UV, a fluorescência emitida pela liberação de MCA pôde

ser observada indicando a banda referente à tripsina identificada e seu peso

molecular comparado com aquele estimado a partir do “Western blot”. Padrões de

massa molecular pré-corados foram utilizados para verificar a massa da banda de

atividade obtida.

7.2) “Western blot” e imunoensaio

Após eletroforese em SDS-PAGE, as amostras foram transferidas do gel de

poliacrilamida para uma membrana de nitrocelulose de tamanho de poro 0,45 m,

utilizando-se o método descrito por Towbin et al. (1976). O gel, a membrana de

nitrocelulose e quatro papéis de filtro do tamanho aproximado do gel foram,

inicialmente, equilibrado durante 20 minutos em tampão Towbin. As proteínas

foram transferidas do gel para a membrana de nitrocelulose utilizando-se um sistema

de transferência de proteína semi-seco da Bio-Rad, com uma voltagem acima de 15

V durante 30 minutos. A eficiência da transferência das proteínas para a membrana

de nitrocelulose foi averiguada através do monitoramento da transferência de

padrões pré-corados.

Antes de ser ensaiada, a membrana de nitrocelulose permaneceu imersa em

uma solução 5% de leite em pó desnatado dissolvido em TBS (tampão Tris-HCl 50

mM, pH 7,4, contendo NaCl 0,15 mM) contendo Tween20 0,05% (TBS-T) durante

uma noite. Esta solução é capaz de bloquear os sítios da membrana que não contém


29

proteínas transferidas dos géis, evitando, assim, ligações inespecíficas dos

anticorpos nos passos descritos adiante.

Após o bloqueio, a membrana foi lavada com TBS-T duas vezes por 15

minutos. A seguir, a membrana foi incubada por 2 horas com o anticorpo primário.

Foram utilizados dois anticorpos primários, ambos com a mesma diluição (1:100)

em TBS-T. O primeiro deles foi o anticorpo anti-amilase de Tenebrio molitor

(Cristofoletti et al., 2001). O segundo foi o anticorpo anti-tripsina de Musca

domestica (Jordão et al., 1996a). Ambos os anticorpos foram gentilmente cedidos

pelos professores Walter R. Terra e Clélia Ferreira.

Após incubação com o anticorpo primário, as membranas foram lavadas

novamente com TBS-T como anteriormente e, então, incubadas com o anticorpo

secundário diluído 1000 vezes em TBS-T, por 2 horas. O anticorpo secundário

utilizado foi anti-IgG polivalente de coelho conjugado à peroxidase (Sigma). Depois

da incubação, a membrana foi lavada com TBS.

Em seguida, a membrana foi incubada com uma solução contendo 20 ml de

TBS aquecido a 37 oC e 15 l de H2O2, à qual foram adicionados 20 mg de 4-cloro-

1-naftol dissolvido em 4 ml de metanol. A membrana foi incubada até a visualização

das bandas. Após visualização das bandas, a membana foi lavada com água destilada

e seca ao ar. As bandas obtidas para material homogeneizado do epitélio ventricular

de P. phyllinum, tanto para amilase quanto para tripsina, foram comparadas com

bandas obtidas a partir de amostras de homogeneizados dos ventrículos de Tenebrio

molitor e Musca domestica, respectivamente, que serviram como controle positivo.

7.3) Imunolocalização ultraestural de enzimas digestivas

As peças correspondentes ao intestino médio de P. phyllinum foram fixadas

em uma solução de glutaraldeído 0,3% em tampão fosfato (Sorensen) 0,1 M e

paraformaldeído 4% por 2 horas a 4 oC. A seguir, foram lavadas em tampão fosfato

0,1 M e desidratadas em soluções de concentrações crescentes de álcool etílico e

incluídas em resina acrílica L. R. White (“hard grade”).

Posteriormente, foram obtidos cortes ultrafinos do material, que foram

recolhidos em telas de níquel. Em seguida, as preparações foram lavadas em água


30

bidestilada (dois banhos sucessivos de 5 minutos cada), depois submetidas a uma

solução de 1% de albumina de soro bovino (BSA – “Bovine Serum Albumin”) em

tampão TBS (“Tris Buffer Saline”) contendo 0,05% NaN3 (pH 7,2), por 5 minutos.

As telas foram, então, colocadas em contato com soro normal de cabra

(“Normal Goat Serum”, NGS – Amersham, Little Chalfont, U. K.) diluído 1:30, por

30 minutos a 4 oC. As preparações foram, a seguir, incubadas com o anticorpo

primário diluído 1:100 em TBS contendo 1% de BSA e 0,05% NaN3 (pH 7,2),

“overnight” a 4 oC. Os anticorpos utilizados foram: anti-amilase de T. molitor

(Cristofoletti et al. , 2001), e anti-tripsina de M. domestica (Jordão et al., 1996a).

Como controle, alguns cortes foram incubados em soro não-imune, nas mesmas

condições.

Depois da lavagem em TBS com 0,2% de BSA, 0,05% de NaN3 e 0,1% de

Tween20 em pH 7 (quatro banhos de 5 minutos cada, com agitação), os cortes foram

submetidos a uma solução de TBS com 1% de BSA e 0,05% de NaN3 (pH 8,2) por

30 minutos em temperatura ambiente e incubados com o anticorpo secundário de

cabra anti-coelho acoplado à partículas de ouro de 15 nm (Amerham, Little

Chalfont, U. K.) diluído 1:20 em TBS contendo 1% de BSA e 0,05% de NaN3 (pH

8,2) por 1 hora, em temperatura ambiente.

As telas foram, então, lavadas em TBS contendo 0,2% BSA, 0,05% de NaN3

e 1% de Tween20 (quatro banhos de 5 minutos cada, com agitação), seguido por

banho na mesma solução sem o BSA. Após a passagem pelas soluções acima

citadas, os cortes foram fixados em glutaraldeído 2,5% em tampão cacodilato de

sódio 0,1 M por 10 minutos.

Em seguida, as preparações foram lavadas em água bidestilada (três banhos

de 2 minutos cada, com agitação contínua) e contrastadas em uranila 2% (10

minutos, ao abrigo de luz) e citrato de chumbo por 10 minutos (Reynolds, 1963).

Finalmente, os cortes foram observados ao microscópio eletrônico de transmissão

Zeiss, modelo EM-900, operado a 80 kV.


31

8) Métodos bioquímicos

8.1) Ensaios enzimáticos e determinação da concentração de proteínas

8.1.1) Preparação das amostras

Após a dissecção, o intestino dos animais foi dividido de acordo com suas

regiões anatômicas distintas: intestino anterior (IA), ventrículo anterior (VA),

ventrículo médio (VM), ventrículo posterior proximal (VPI), ventrículo posterior

distal (VPII) e intestino posterior (IP). Nas porções pertencentes ao intestino médio

(VA, VM, VPI e VPII), foram, ainda, cuidadosamente separadas as porções

contendo a membrana peritrófica e seus conteúdos, e a dos epitélios de cada região,

os quais foram lavados em água bidestilada a 4 oC.

Cada porção intestinal (epitélios e conteúdos) foi homogeneizada em água

bidestilada mantida a 4 oC, utilizando-se um homogeneizador Potter-Elvehjem, a

seguir, cada porção epitelial foi centrifugada por 30 minutos a 20.000 G em

centrífuga refrigerada Sorvall RC-5B. Os sobrenadantes resultantes foram

recolhidos e seus volumes foram acertados com auxílio de um balão volumétrico. Os

sedimentos epiteliais, após centrifugação, foram ressuspendidos em água bidestilada

(a 4 oC) e seus volumes acertados com auxílio de um balão volumétrico. As

amostras ficaram armazenadas a -20 oC.

8.1.2) Ensaios enzimáticos de enzimas digestivas

A distribuição da atividade de tripsina ao longo do intestino de P. phyllinum

foi determinada pela emissão de fluorescência de metil-coumarina (excitação 360

nm e emissão 460 nm) liberada pela incubação do material a ser ensaiado com B-R-

MCA (benzoyl-L-arginin-7-amido-4 methylcoumarin; Sigma-Aldrich) 10 M em

tampão Tris-HCl 0,1 M pH 8,5. Os ensaios foram interrompidos pela adição de

ácido acético 30%.

A atividade de quimotripsina no ventrículo de P. phyllinum foi medida pela

utilização de S-AAPF-MCA (Chymotrypsin Substrate II, Calbiochem) 10 M em


32

tampão Tris-HCl 0,1 M pH 8,5. Os ensaios foram interrompidos pela utilização de

ácido acético 30% e as leituras foram feitas medindo-se a fluorescência de 360-460

nm.

A determinação de atividade de aminopeptidase foi realizada segundo

Erlanger et al. (1961), utilizando-se LpNa (L-leucina-p-nitroanilida, Sigma-

Aldrich), na concentração de 1 mM, em tampão Tris-HCl 100 mM, pH 7,8. Para

interrupção dos ensaios, foi adicionado ácido acético a 30%. A quantificação da p-

nitroanilina produzida foi feita utilizando espectofotômetro (Pharmacia) a 410 nm.

A atividade de amilase foi medida utilizando-se amido 0,5% em tampão

citrato-fosfato 50 mM pH 6,0, contendo 10 mM NaCl. Os ensaios foram

interrompidos por fervura e a determinação de grupos redutores foi feita pelo

método de DNS (ácido dinitrosalicílico) (Noelting & Bernfeld, 1948). As leituras

foram feitas em espectofotômetro (Pharmacia) a 550 nm.

A atividade de maltase foi medida utilizando-se o substrato p-nitrofenil--

glucosídeo, segundo Terra et al. (1979), na concentração de 4 mM em tampão

fosfato 100 mM pH 7,0. A interrupção dos ensaios foi feita acrescentando-se tampão

carbonato-bicarbonato contendo SDS (dodecil sulfato de sódio). Este tampão revela

a cor de acordo com a quantidade de grupos p-nitrofenolato liberados durante o

ensaio. As leituras foram realizadas em espectrofotômetro (Pharmacia) a 420 nm.

Foi realizada, ainda, para amilase e tripsina, um ensaio para verificar a

existência de inibidores enzimáticos para essas enzimas na região posterior do

ventrículo. Os ensaios foram realizados como descrito acima. Para tal, foram feitos

ensaios de homogeneizados correspondentes às diferentes regiões anatômicas,

contendo tanto homogeneizado correspondente à região do VA, quanto

homogeneizados correspondentes às sub-regiões do VP. Foram feitos os ensaios

com as seguintes misturas: 1 parte de VA para 9 partes de VPI; 1 parte de VA para 9

partes de VPII; 1 parte de VA para 9 partes de água; 1 parte de água para 9 partes de

VPI e 1 parte de água para 9 partes de VPII.


33

8.1.3) Determinação de proteínas

A determinação da concentração de proteína nas amostras foi realizada

utilizando-se Comassie Blue G (Bradford, 1976) e ovoalbumina como padrão.

8.1.4) Ensaios enzimáticos de ATPase e anidrase carbônica

Foram medidas as atividades enzimáticas tanto de ATPase quanto de anidrase

carbônica para a região posterior do ventrículo, túbulos de Malpighi e apêndices

ventriculares de P. phyllinum. Tais experimentos foram realizados como uma

tentativa de esclarecer o alto pH observado nesta região (ver Resultados) e sua

possível relação com o sistema de apêndices ventriculares.

Para ensaios de ATPase, o material foi incubado juntamente com o substrato,

constituído por tampão 50 mM Tris-HCl pH 8,0; MgSO4 1 mM e ATP 1 mM. Para

discriminar entre a atividade de K+ATPase e HCO3- ATPase, foi adicionado, ainda,

20 mM KCl ou 25 mM de NaHCO3 a diferentes ensaios. Foi, ainda, adicionada ao

ensaio oligomicina 0,1% em álcool, de forma que a concentração final fosse de 0,02

mg de oligomicina/ml e 2% de etanol. A atividade foi medida através da liberação

de fosfato inorgânico por ATP, segundo Baginski et al. (1967).

A atividade de anidrase carbônica foi determinada através da taxa da catálise

da hidratação de dióxido de carbono através de uma modificação da metologia

empregada por Wilbur & Anderson (1948), já utilizada em nosso grupo de trabalho

(Terra et al., 1988). Um volume de 500 l do material a ser ensaiado foi adicionado

à 1 ml de uma solução de tampão HEPES 16 mM, pH 8,3. Imediatamente, foi

adicionado 1 ml de uma solução de H2O saturada com CO2 (substrato). O tempo

necessário para que o pH caísse de 8,0 à 6,5 foi medido. As unidades de atividade

enzimátiva (U) foram estimadas de acordo com Wilbur & Anderson (1948), segundo

a equação: U=(t0 – tcat)/ tcat., sendo que t0 corresponde ao tempo da alteração de pH

na solução de 8,0 à 6,5 na reação não catalisada e tcat corresponde ao tempo para a

mesma alteração de pH na reação catalisada.


34

8.2) Medidas de pH luminal

Fêmeas adultas de P. phyllinum foram imobilizadas a frio e dissecadas

conforme descrito anteriormente. O tubo digestivo, após ter sido lavado com solução

250 mM de NaCl gelada, foi transferido para uma placa de vidro e divido nas

seguintes regiões: intestino anterior, ventrículo anterior, ventrículo médio proximal,

ventrículo médio distal, ventrículo posterior proximal, ventrículo posterior distal e

intestino posterior (tal divisão foi realizada para que fosse possível ter uma

resolução mais fina das alterações de pH ao longo do tubo digestivo de P.

phyllinum). A partir daí, foram realizadas duas formas distintas de medição do pH.

Na primeira, os conteúdos de cada região foram dispersos em 5 ml de solução salina,

aos quais foram adicionados uma gota de um indicador universal de pH (Merk,

Darstadt, pH 4 a 10). As cores obtidas foram comparadas com a escala de cores

fornecida pelo fabricante do indicador.

Outra medida de pH luminal também foi realizada. O conteúdo luminal de

cada região do tubo digestivo de P. phyllinum foi diluído 100x e, em seguida, a

medida de pH foi obtida com a utilização de um medidor de pH (Digimed, DHPH-

1). As medidas obtidas dessa forma foram equivalentes àquelas obtidas através da

utilização do medidor universal. Tais medições foram realizadas tanto em animais

alimentados ad libitum, quanto para animais previamente mantidos em jejum por 5

dias.

8.3) Efeito do pH sobre a atividade de tripsina e amilase

A determinação do efeito do pH sobre tripsina e amilase foi feita utilizando-

se o homogeneizado do conteúdo do tubo digestivo de P. phyllinum em ensaios de

atividade enzimática semelhante aos descritos acima. Foram substituídos, porém, os

tampões utilizados nos ensaios por tampões diferentes em diversos pHs. Estes foram

preparados para a concentração de 50 mM e força iônica acertada pela adição de 200

mM de NaCl. Os tampões utilizados foram os seguintes: 1) para tripsina: tampão

MES-HCl nos pHs (6,0 - 7,0); tampão TRIS-HCl nos pHs (7,0 - 9,0); tampão GLY-


35

NaOH nos pHs (9,0 - 10). 2) para amilase: tampão citrato nos pHs (2,0 - 4,0);

tampão citrato-fosfato nos pHs (4,0 - 6,0); tampão fosfato nos pHs (6,0 - 8,0).

Resultados

____________________________________________________________ Resultados

37

1) Descrição anatômica do sistema digestivo de P. phyllinum

O sistema digestivo de P. phyllinum é constituído por uma estrutura tubular,

o intestino, que se estende, aproximadamente, por 2/3 do corpo do animal e se

mostra totalmente distendido. O intestino conecta a boca ao esfíncter anal e

apresenta-se dividido, anatomicamente, em três regiões: o intestino anterior, o

intestino médio e o intestino posterior, sendo que o intestino médio pode ser

subdividido em três regiões distintas, bem visíveis (Figuras 2, 3A). Anexa ao

intestino, ainda é possível observar a presença de uma glândula salivar acinosa. Esta

possui dois lobos que chegam quase a envolver totalmente a porção proximal do

intestino anterior (Figura 3B). A glândula salivar bilobada comunica-se com o tubo

digestivo através de dois ductos, que se abrem diretamente na boca do animal.

O intestino anterior constitui cerca de um terço de todo o tubo digestivo e é

composto por uma estreita faringe, que se abre de forma abrupta num esôfago,

estendendendo-se até a região do proventrículo. Esta última apresenta uma

musculatura um pouco mais desenvolvida em relação ao restante do intestino

anterior (Figuras 2, 3A).

O intestino médio, ou ventrículo, é, em extensão, um pouco maior que o

intestino anterior e, como já foi dito, pode ser subdividido em três regiões

visivelmente distintas. A mais anterior delas, denominada de ventrículo anterior

(VA), caracteriza-se pela presença externa de faixas de musculatura circular que

formam inúmeros dobramentos na superfície do tubo digestivo a intervalos

regulares, o que ocorre ao longo de, aproximadamente, 1/3 da extensão do

ventrículo. A partir daí, o tubo se estreita um pouco e sua superfície se torna lisa,

sem invaginações, o que caracteriza a segunda região do intestino médio, ou

ventrículo médio (VM) (Figuras 2, 3A).

A terceira região, o ventrículo posterior (VP), pôde ser, ainda, subdividida

em duas sub-regiões distintas, o ventrículo posterior proximal (VPI), e o ventrículo

posterior distal (VPII) (Figura 2). Na primeira delas, o VPI, o diâmetro do tubo se

dilata um pouco e nota-se a presença de inúmeras pequenas protuberâncias em

forma de botão, as protuberâncias ventriculares, com cerca de 1 mm de diâmetro,

que se projetam da superfície do tubo digestivo. A partir da região apical de cada

____________________________________________________________ Resultados

38

uma dessas protuberâncias, inicia-se um fino e delgado tubo ou canalículo, que corre

paralelamente ao tubo digestivo em direção à região posterior (Figuras 2, 3C). Foi

elaborada, inicialmente, a hipótese de que estes canalículos se estendessem até a

região do piloro e alí, juntamente aos túbulos de Malpighi, se inserissem,

conectando-se novamente ao intestino de P. phyllinum. No entanto, observações

anatômicas e histológicas posteriores mais detalhadas revelaram que os canalículos,

na verdade, terminam em fundo cego como os túbulos de Malpighi, ficando livres na

hemolinfa. Com cerca de 4 cm de comprimento, os canalículos se estendem até,

aproximadamente, 2/3 do intestino posterior (Figura 2). Ao sistema de

protuberâncias ventriculares e canalículos, foi dado o nome de apêndices

ventriculares.

Após a região do VPI, o tubo volta ao seu diâmetro anterior e se mantém com

a superfície lisa, o que caracteriza a porção final do ventrículo, o VPII. Esta região

se estende até o pilóro, onde o intestino médio termina (Figuras 2, 3A).

O intestino posterior é a porção final do sistema digestivo e inicia-se após o

intestino médio, tendo início na região do piloro. Ele pode ser dividido,

anatomicamente, em cólon e reto (Figuras 2, 3A).

2) Descrição histológica do sistema digestivo de P. phyllinum

O intestino anterior de P. phyllinum não apresenta grandes variações

histológicas, sendo, basicamente, composto por um epitélio simples pavimentoso e

revestido por uma cutícula conspícua que envolve toda a luz da parte anterior do

tubo digestivo. Ao longo de toda a extensão da cutícula, são visíveis pequenas

espículas voltadas para a parte posterior do intestino (Figura 4A). Envolvendo o

intestino anterior, existe, ainda, uma camada de musculatura que se encontra

disposta de forma longitudinal, adjacente ao epitélio, que é revestida por uma outra

camada com orientação circular. O mesmo padrão de orientação das fibras

musculares pode ser encontrado envolvendo o restante do tubo digestivo. Na região

do proventrículo, observa-se um leve espessamento da cutícula, bem como um

aumento no número de espículas. Esta apresenta uma válvula muscular simples que

____________________________________________________________ Resultados

39

separa o intestino anterior do ventrículo, projetando-se por uma curta distância no

intestino médio (Figura 4B).

O epitélio do ventrículo se apresenta como um epitélio colunar, simples,

composto por células altas e bem coradas que possuem microvilosidades apicais.

São visíveis ninhos de células regenerativas na base do epitélio, próximos à

membrana basal, que ocorrem a intervalos regulares (Figuras 4B, 4C, 4D, 4E).

Foi constatada a presença, ao longo de todo o intestino médio, de uma

membrana peritrófica composta por diversas lamelas sobrepostas envolvendo a luz

do intestino. Esta pôde ser observada de forma bastante conspícua nas regiões média

e posterior do ventrículo e de forma menos evidente na região anterior (Figuras 4B,

4C, 4D, 4E, 5A, 5B, 5E).

Como já foi mencionado, a região do VA possui uma série de dobramentos

em sua superfície, sendo que, nesta porção, o epitélio segue estas dobras externas

apresentando, portanto, diversas invaginações (Figuras 4B, 4C). Após o final da

série de dobramentos, já no VM, as células se tornam mais altas e menos coradas

(Figura 4E).

Na região do VP, o epitélio se apresenta similar ao do VM, sendo que, na sua

porção proximal (VPI), ocorrem os apêndices ventriculares. As protuberâncias dos

apêndices ventriculares são constituídas, histologicamente, por um epitélio simples,

composto por células grandes, com núcleos arredondados e que possuem

microvilosidades na região apical. Na região de transição entre o epitélio do

ventrículo e o das protuberâncias, é notória a continuidade de ambos e as diferenças

na morfologia histológica (Figuras 5A, 5B). Da região distal da protuberância,

ocorre a saída de um pequeno tubo, ou canalículo, bastante fino, semelhante aos

túbulos de Malpighi, porém ainda mais delgado, com um diâmetro variando entre 5

m e 10 m (Figura 5B). Tais canalículos são revestidos por um epitélio formado

por um único tipo de células. Tratam-se de células binucleadas, que possuem

microvilosidades apicais. Além disso, possuem núcleos bem evidentes e ovalados,

geralmente com um ou dois nucléolos visíveis (Figura 5C).

É possível observar, em algumas das protuberâncias, acúmulos de uma

substância fortemente corada por eosina amarela. Estes acúmulos ocorrem na

pequena abertura da protuberância para a luz do tubo digestivo (Figura 5A).

____________________________________________________________ Resultados

40

A região de inserção dos túbulos de Malpighi marca o final do intestino

médio e início do intestino posterior (Figura 5E). O intestino posterior se caracteriza

por um epitélio simples, cúbico revestido por uma cutícula delgada (Figura 5F). É

revestido externamente por musculatura, que se encontra organizada da mesma

forma que no restante do tubo digestivo. A membrana peritrófica parece se estender

pela porção proximal do intestino posterior. Na região final do intestino posterior,

ocorrem áreas de epitélio colunar correspondentes às papilas retais, associadas com

a absorção de água e íons da luz do intestino (Figura 5G).

3) Descrição anatômica e histológica dos túbulos de Malpighi de P.

phyllinum

Juntamente com a análise morfológica do ventrículo e apêndices

ventriculares de P. phyllinum, foi realizado, também, um estudo morfológico dos

túbulos de Malpighi desta espécie.

Os túbulos de Malpighi são tubos longos e finos que se originam do intestino

dos insetos, numa região próxima à junção entre o ventrículo e o intestino posterior

(piloro). Eles ficam livres na cavidade corporal e terminam em fundo cego. P.

phyllinum possui mais de 100 túbulos de Malpighi, cada um deles medindo, em

fêmeas adultas, cerca de 4 cm de comprimento e cerca de 10 m a 30m de

diâmetro (Figura 2). Eles se unem junto ao ponto de inserção no sistema digestivo

em grupos de três. Foi observado que os túbulos de Malpighi possuem faixas

musculares organizadas helicoidalmente ao seu redor (ver adiante).

Histologicamente, os túbulos são constituídos por um epitélio simples, com

algumas células, geralmente de três a cinco, envolvendo o lúmen. Tratam-se de

células histologicamente semelhantes às dos canalículos ventriculares, porém seus

núcleos possuem um formato mais arredondado (Figura 5D). Além disso, nota-se a

presença de diversas estruturas cristaloides na luz dos túbulos. Não foram

observadas, ao longo dos túbulos, células do “Tipo 2”, com morfologia e função

diferenciada, descritas em outras espécies de Phasmida (Taylor, 1971a ).

____________________________________________________________ Resultados

41

4) Microscopia confocal: comprovação da presença de uma membrana

peritrófica

A observação dos cortes histológicos do ventrículo incluídos em parafina e

que foram incubados com WGA conjugado com fluoresceína, na presença de

excesso de N-acetilglicosamina, mostrou que, por toda a extensão do intestino

médio, existe uma estrutura fluorescente, próxima às microvilosidades, na luz do

tubo, que caracteriza uma membrana peritrófica típica (Figura 6).

Esta membrana peritrófica mostrou-se menos evidente na região do VA e de

forma muito intensa nas regiões VM e VP, principalmente na região média do

ventrículo, onde se observou uma fluorescência bastante intensa (Figura 6).

5) Experimentos com corante

5.1) Tempo de tráfego

O tempo de tráfego do alimento ao longo do tubo digestivo de P. phyllinum

foi estimado com base no intervalo entre a ingestão do corante e seu aparecimento

nas fezes. O tempo transcorrido entre estes dois eventos foi de 10-12 horas.

5.2) Experimentos com ingestão e injeção de corantes

Experimentos nos quais a solução de amaranto foi injetada diretamente na

boca dos insetos produziram os seguintes resultados:

Em fêmeas alimentadas ad libitum, dissecadas 6 horas após a ingestão de

corante, foi possível observar o lado interno (voltado para o lúmen) do epitélio do

VA marcado com amaranto, o que é um indicativo da ocorrência de um sitio de

absorção de água nessa região. Além disso, o conteúdo do ventrículo apresentou-se

corado nas regiões correspondentes ao VM e VP. Em animais dissecados 14 horas

após a ingestão, também foi observada uma marcação de corante no epitélio do VA

e no conteúdo do VP e intestino posterior. Neste caso, não foi constatada marcação

____________________________________________________________ Resultados

42

no conteúdo do VM. Em animais dissecados 18 horas após ingestão do amaranto, foi

verificada marcação no conteúdo apenas do intestino posterior, bem como a

adsorção de corante no epitélio do VA (Tabela 1, Figura 7).

Em animais previamente mantidos em jejum, foram obtidos resultados

semelhantes aos observados em animais alimentados, exceto pelo fato de que o

conteúdo intestinal se manteve corado mesmo após longos períodos de tempo. Em

animais dissecados 18 horas depois da ingestão de corante, por exemplo, todo

conteúdo do ventriculo e do intestino anterior continuava fortemente corado (Tabela

1, Figura 7).

Experimentos nos quais a solução de amaranto foi injetada na hemolinfa dos

insetos produziram os seguintes resultados:

Para animais alimentados ad libitum, dissecados 2 horas após injeção de

corante, foi observada forte marcação nos túbulos de Malpighi, bem como no

conteúdo do intestino posterior, indicando que o amaranto foi avidamente tomado

pelos túbulos de Malpighi. Para este tempo de dissecção após a injeção foi

observada, também, uma tênue marcação no conteúdo do VP. Não foi constatada

marcação no epitélio ventricular (Tabela 2).

Este experimento foi repetido em intervalos de tempo diferentes, sendo

observadas poucas alterações. Assim, animais dissecados 4 horas após injeção de

corante apresentaram resultados semelhantes, com a exceção de que a marcação no

conteúdo do VP se encontrava um pouco mais forte. Em animais dissecados 16

horas após a injeção de corante, foi observada apenas marcação no intestino

posterior e uma fraca marcação nos túbulos de Malpighi (Tabela 2, Figura 8).

Para animais em jejum foram observados os seguintes resultados:

Animais dissecados 2 horas após a injeção de corante apresentaram forte

marcação nos túbulos de Malpighi e conteúdo do intestino posterior. Foi observada,

também, uma forte marcação no conteúdo do VP e do VM. Animais dissecados 4

horas após a injeção na hemolinfa mostraram resultados semelhantes, com a

diferença que, após 4 horas, o corante já havia atingido o conteúdo do VA. Animais

dissecados após 16 horas da injeção de amaranto não mostravam marcação intensa

nos túbulos de Malpighi, mas constatou-se a presença de corante ao longo de toda a

____________________________________________________________ Resultados

43

extensão do conteúdo ventricular, além de uma leve marcação na face luminal do

epitélio do VA (Tabela 2, Figura 8).

Em nenhum dos experimentos acima relatados, foi observada marcação de

corante nos canalículos.

6) Microscopia eletrônica de transmissão

Todas as três técnicas de fixação empregadas produziram resultados

satisfatórios. Desta forma, a técnica de fixação adotada foi aquela segundo Lane et

al. (1972), por ser a técnica mais rotineiramente empregada no laboratório.

6.1) Descrição ultraestrutural das regiões do ventrículo de P. phyllinum

Ao longo de todo o ventrículo de P. phyllinum, foram encontrados,

basicamente, três tipos celulares: as células regenerativas, as células endócrinas e as

células colunares (ou enterócitos) (Figuras 9, 10, 11, 12, 13).

Como constatado em observações histológicas, as células regenerativas

organizam-se em ninhos na base do epitélio colunar. Tratam-se de células pequenas,

com um núcleo comparativamente grande e arredondado, pouco

heterocromatinizado e que apresenta um ou dois nucléolos (Figura 11E).

As células endócrinas ocorrem de forma isolada. São células que se

localizam, tipicamente, na base do epitélio e não se estendem até a luz do ventrículo.

Possuem formato arredondado, contendo inúmeras vesículas com eletrondensidades

variadas, com citoplasma pouco eletrodenso e exibindo um grande número de áreas

de Golgi, na forma de dictiossomos, ao redor do núcleo (Figura 10F).

As células colunares do epitélio do intestino médio de P. phyllinum são

células altas e polarizadas. Possuem muitas microvilosidades na região apical, que

se projetam para a luz do intestino, confirmando os dados histológicos. Com relação

às superfícies laterais destas células, nota-se a ocorrência de especializações

juncionais na forma de desmossomos, seguidas por junções septadas lisas, próximas

à região apical do epitélio (Figura 10B). Na região da base dos enterócitos, foram

____________________________________________________________ Resultados

44

observadas invaginações da membrana plasmática basal, que formam uma rede de

canais estreitos que penetram no citoplasma basal e cujas aberturas basais

comunicam-se diretamente com a lâmina basal. Tais invaginações formam

verdadeiros labirintos que estão, frequentemente, associados à mitocôndrias (Figuras

9, 10E, 11D, 12F, 13E). Os núcleos dos enterócitos são ovalados e ocorrem

próximos à região mediana da célula, possuindo, frequentemente, um ou dois

nucléolos bastante característicos (Figuras 9, 10C, 12E, 13D).

No citoplasma das células colunares nota-se, ainda, uma abundância de

retículo endoplasmático rugoso, distribuindo-se por todo o citoplasma, a presença de

várias áreas de Golgi (na forma de dictiossomos) ao redor do núcleo, bem como de

muitas mitocôndrias, as quais se concentram um pouco mais nas regiões apical e

basal das células (Figuras 9, 10C, 10D, 11C, 12D, 13D).

Foi constatada a existência de diferenças morfológicas significativas entre as

células colunares das diferentes regiões do ventrículo (Figura 9). Na região do VA,

foram observadas diversas vesículas secretoras características. São limitadas por

uma única membrana, possuem forma arredondada e apresentam, em seu interior,

duas regiões distintas: uma mais eletrodensa, que forma uma meia-lua ao longo da

borda interna da vesícula, e outra menos eletrondensa, em sua região central. Estas

vesículas foram encontradas, principalmente, na região apical das células, junto à

membrana plasmática na base das microvilosidades, bem como associadas às áreas

de Golgi (Figuras 9A, 10A, 10B, 10C). Nesta região do ventrículo, as invaginações

da membrana plasmática basal se caracterizam por possuírem poucas aberturas para

a lâmina basal e por serem comparativamente menos desenvolvidas. Também

apresentam um número menor de mitocôndrias associadas do que as demais regiões

(Figuras 9A, 10E).

Na região do VM, as vesículas de secreção apresentam características

morfológicas diferentes daquelas encontradas na região do VA. Foram observadas,

no citoplasma apical dos enterócitos dessa região, várias vesículas de formato

arredondado e bastante eletrodensas em todo seu conteúdo (Figuras 9B, 11A, 11B).

Tais vesículas foram, também, detectadas próximas às áreas de Golgi. A membrana

plasmática basal possui um labirinto de invaginações semelhante ao do VA, porém

um pouco mais desenvolvido em extensão e com uma maior quantidade de

____________________________________________________________ Resultados

45

mitocôndrias associadas. Além disso, o número de aberturas para a lâmina basal é

ligeiramente superior (Figuras 9B, 11D).

Como anteriormente mencionado, a região do VP foi dividida em duas sub-

regiões distintas: VPI e VPII. Anatomicamente, o VPI se localiza na zona de

inserção do sistema de apêndices ventriculares. Na região onde não existem mais as

inserções desses apêndices, tem inicio o VPII, que se estende até o final do intestino

médio.

Os enterócitos que compõem a região do VPI são caracterizados por

possuírem, em primeiro lugar, microvilosidades pequenas, com o comprimento em

torno de 4,5 m (Figuras 9C, 12A, 12B, 12C), em contraste com as microvilosidades

das regiões anterior e média, que possuem por volta de 7-9 m. Além disso, pode-se

observar, no citoplasma apical do VPI, uma série de características peculiares. Esta

área do citoplasma é pouco eletrondensa, de aparência granulosa e pobre em

organelas. As poucas mitocôndrias que puderam ser notadas nesta região das células

são de tamanho caracteristicamente reduzido (Figuras 9C, 12A, 12B). É clara, ainda,

a presença de um grande número de elementos do citoesqueleto, em particular

microtúbulos, no citoplasma apical e também na porção mediana dessas células

(Figura 12E). Já na área do citoplasma próxima ao núcleo, pôde ser observada uma

grande abundância de áreas de Golgi (Figura 12D).

Os dados obtidos sugerem que no VPI (bem como no VPII, ver abaixo)

ocorre um mecanismo de secreção distinto daquele existente nas regiões do VA e do

VM. De fato, foi constatada, nesta região, a presença de dilatações nas pontas das

microvilosidades, bem como de pequenas vesículas no interior dessas dilatações ou

mesmo ao longo do comprimento das microvilosidades (Figuras 9C, 12A, 12B,

12C). Estas observações sugerem a ocorrência de uma secreção do tipo

microapócrina, que consiste na eliminação de pequenas vesículas, com uma ou duas

membranas, do ápice das microvilosidades celulares (cf. Santos et al., 1986;

Cristofoletti et al., 2001). Estas características não foram observadas nas demais

regiões do ventrículo, onde a secreção parece se dar através de um mecanismo

merócrino (exócitose) (ver discussão).

As invaginações da membrana plasmática basal das células da região do VPI

também possuem uma série de características peculiares que as distinguem daquelas

____________________________________________________________ Resultados

46

observadas nas demais regiões. Elas são extremamente desenvolvidas, estendendo-

se até quase metade da altura da célula. Possuem um grande número de aberturas

para a lâmina basal, bem como um padrão característico: as invaginações

encontram-se, geralmente, organizadas paralelamente umas às outras e em um plano

perpendicular à lâmina basal. As mitocôndrias associadas, encontradas em um

número muito grande, também se encontram numa disposição paralela às

invaginações (Figuras 9C, 12F).

Após a região do VPI, onde são encontradas as inserções dos apêndices

ventriculares, estende-se a região do VPII, que termina na região de inserção dos

túbulos de Malpighi. A região do VPII caracteriza-se, ultraestruturalmente, por

possuir microvilosidades bastante longas, estendendo-se até uma distância de 20 m

na luz ventricular (Figuras 9D, 13A). Exceto pela ausência de vesículas secretoras

evidentes, seu citoplasma é semelhante àquele presente nas regiões do VA e do VM,

distinto, portanto, do VPI. O VPII apresenta retículo endoplasmático rugoso

abundante e muitas áreas de Golgi (Figuras 9D, 13D). Da mesma forma, as

mitocôndrias nos enterócitos desta região encontram-se presentes em todo o

citoplasma, concentradas, entretanto, junto ao ápice, e na base, da célula. A região

basal dos enterócitos apresenta-se de forma semelhante àquela do VPI, apresentando

invaginações da membrana plasmática basal muito desenvolvidas e com um grande

número de mitocôndrias associadas (Figuras 9D, 13E). As invaginações se

estendem, também, até, aproximadamente, a região mediana das células e possuem

muitas aberturas para a lâmina basal. No entanto, ao contrário do observado no VPI,

na região do VPII, as invaginações não se apresentam tão regularmente organizadas,

além de se mostrarem mais dilatadas (Figura 13E).

Com relação ao aspecto secretor, também na região do VPII, foram

constatadas dilatações nas extremidades e ao longo de toda a extensão das

microvilosidades, com pequenas vesículas em seu interior. Vesículas livres na luz

ventricular foram igualmente observadas (Figuras 9D, 13A, 13B, 13C). Como

mencionado acima, estas características morfológicas são indicativas da ocorrência

de um mecanismo de secreção microapócrino (cf. Santos et al,. 1986; Cristofoletti et

al., 2001).

____________________________________________________________ Resultados

47

6.2) Descrição ultraestrutural dos apêndices ventriculares

6.2.1) Região de transição entre o ventrículo e as protuberâncias

ventriculares

Como já relatado, o epitélio se apresenta de forma continua na região do

ventrículo e das protuberâncias ventriculares no VPI de P. phyllinum.

Ultraestruturalmente, pôde-se observar a ocorrência de uma região de transição bem

diferenciada, uma vez que as células da região que compõem a transição entre as

protuberâncias ventriculares e o epitélio ventricular possuem características

morfológicas distintas (Figuras 9E, 14). Nessa zona de transição, as células exibem

microvilosidades maiores do que as da região epitelial (VPI), se estendendo até

cerca de 13 m. O citoplasma é mais rico em organelas, podendo ser observada uma

abundância de reticulo endoplasmático rugoso, áreas de Golgi e, especialmente,

mitocôndrias. Estas podem ser vistas com relativa abundância ao longo de todo o

citoplasma apical (Figuras 14A, 14B, 14E). As células da região da transição

apresentam, também, um labirinto de invaginações da membrana plasmática basal

bem desenvolvido, mas não tanto quanto no VPI, com muitas aberturas para a

lâmina basal, porém, com poucas mitocôndrias associadas (Figuras 9E, 14C, 14D).

6.2.2) Protubêrancias ventriculares

As células que compõem as protuberâncias ventriculares possuem uma

morfologia distinta das demais células do ventrículo (Figuras 9F, 15). Tratam-se de

células arredondadas, exibindo microvilosidades apicais que contém mitocôndrias

em seu interior. O citoplasma é rico em organelas como o retículo endoplasmático

rugoso, áreas de Golgi e, principalmente, mitocôndrias, abundantes por todo o

citoplasma (Figuras 9F, 15A, 15B). Estas células também possuem um labirinto

basal, formado por invaginações da membrana plasmática bastante desenvolvido e

com muitas mitocôndrias associadas. As invaginações possuem muitas aberturas

para a lâmina basal e apresentam um diâmetro relativamente pequeno, quando

comparadas as do VPI (Figuras 9F, 15C).

____________________________________________________________ Resultados

48

6.2.3) Canalículos

As células que compõem os canalículos apresentam-se muito semelhantes

àquelas que formam os túbulos de Malpighi (descritas abaixo) e não foram

observadas diferenças morfológicas ao longo de sua extensão. Tratam-se de células

polarizadas, com microvilosidades apicais, no interior das quais mitocôndrias

podem, frequentemente, ser encontradas. O citoplasma é rico em reticulo

endoplasmático rugoso, mitocôndrias e áreas de Golgi (Figuras 9G, 16A, 16B). Sua

porção basal possui invaginações da membrana plasmática formando um labirinto

com muitas aberturas para a lâmina basal. No entanto, ocorrem poucas mitocôndrias

associadas a estas especializações (Figuras 9G, 16A, 16C). Nas membranas laterais

dessas células, bem como nas que compõem os túbulos de Malpighi (abaixo), foi

constatada a presença de junções septadas escalariformes, que mantêm a adesão

celular (Figura 17B).

6.3) Descrição ultraestrutural dos túbulos de Malpighi de P. phyllinum

As células que compõem os túbulos de Malpighi possuem, ao longo de toda

sua extensão, uma série de características que as distinguem das demais células

descritas até o momento (Figuras 9H, 17). As microvilosidades destas encontram-se

densamente agrupadas e possuem, em seu interior, numerosas mitocôndrias (Figuras

9H, 17A, 17C). Muitas mitocôndrias são igualmente encontradas por todo o

citoplasma, embora apresentem-se mais agrupadas no citoplasma apical. A

membrana plasmática basal possui diversas invaginações, formando um labirinto

com numerosas mitocôndrias associadas. Nas células dos túbulos de Malpighi, tal

labirinto é extremamente desenvolvido, atingindo quase a metade da altura da célula

e com muitas mitocôndrias associadas (Figuras 9H, 17A, 17D). Foi constatado,

ainda, que nas membranas laterais dessas células, a adesão intercelular dos epitélios

é realizada por junções septadas escalariformes (Figura 17B), como é comum nas

células que compõem os túbulos de Malpighi (Lane, 1984).

Foram notadas, ainda, algumas diferenças nas células que compõem os

túbulos de Malpighi ao longo da sua extensão. Para uma observação mais refinada

____________________________________________________________ Resultados

49

dos túbulos de Malpighi, estas estruturas foram divididas em três regiões: A região

distal, composta pelos 3 mm finais dos túbulos de Malpighi; a região média,

composta pelos 2-3 cm seguintes; e, por fim, a região proximal, composta pela

região dos túbulos de Malpighi que se insere no intestino de P. phyllinum.

Foi verificado que as células da região distal dos túbulos possuem uma altura

menor e núcleo marcadamente mais ovalado. Além disso, possuem um número

caracteristicamente reduzido de mitocôndrias no interior das microvilosidades, em

comparação ao observado na região média.

A região média dos túbulos de Malpighi, no entanto, é composta por células

maiores, de núcleo arredondado. As microvilosidades destas células se caracterizam

por apresentarem um grande número de mitocôndrias em seu interior. Podem ser

observadas, ainda, estruturas cristalinas presentes na luz dos túbulos desta região.

Por fim, a região proximal dos túbulos se caracteriza pela presença de uma

lâmina basal mais espessa que a das regiões já descritas. As fibras musculares que

envolvem os túbulos são, também, visivelmente mais desenvolvidas. Além disso, as

microvilosidades das células da região proximal apresentam um número menor de

mitocôndrias em seu interior, em comparação com a região média dos túbulos. No

entanto, as microvilosidades desta região possuem um tamanho maior com cerca de

12 m, em comparação a 7,5 m na região média e 5 m na região distal.

7) Microscopia eletrônica de varredura

Foram realizadas observações através de microscopia eletrônica de varredura

da região posterior do ventrículo de P. phyllinum, partindo da região onde se

encontram os apêndices ventriculares, até a região do piloro. Desta forma, os

apêndices ventriculares puderam ser melhor estudados, obtendo-se imagens mais

detalhadas do aspecto externo deste sistema, que, morfologicamente, fica encoberto

e confunde-se com os numerosos túbulos de Malpighi enovelados. Além disso, a

morfologia externa dos apêndices ventriculares pôde ser comparada com a dos

túbulos de Malpighi com maior riqueza de detalhes.

____________________________________________________________ Resultados

50

Recordando, as protuberâncias ventriculares são pequenas estruturas em

forma de botão, com cerca de 1 mm de diâmetro, que se projetam da superfície

ventricular (Figura 18A). Foi possível verificar que, anexo a muitas delas,

encontram-se muitas ramificações terminais de traquéias, indicando uma alta

atividade metabólica nestas regiões (Figura 18B). Os canalículos possuem faixas

musculares distribuídas helicoidalmente ao seu redor, bastante evidentes nas

imagens de varredura (Figura 18C).

Os túbulos de Malpighi, por sua vez, se inserem no tubo digestivo na região

do piloro em grupos de três. Eles se encontram livres na cavidade corporal e

terminam em fundo cego. Nas imagens de varredura, ficam claras as diferenças de

calibre entre os canalículos e os túbulos de Malpighi, bem como as semelhanças na

morfologia externa de ambas as estruturas, como, por exemplo, as faixas musculares

em disposição helicoidal (Figuras 18C, 18D).

8) Imunolocalização ultraestrutural de enzimas digestivas com a

utilização de anticorpos heterólogos

8.1) “Western blot” e imunoensaio

Os experimentos de “western blot” comprovaram que, tanto o anticorpo anti-

amilase de T. molitor (Cristofoletti et al., 2001), quanto o anticorpo anti-tripsina de

M. domestica (Jordão, et al., 1996a), reconhecem as enzimas digestivas homólogas

em P. phyllinum (Figura 19). A banda correspondente à amilase de P. phyllinum

apresentou um peso molecular ao redor de 65 kDa, de forma semelhante ao controle

positivo utilizado (homogeneizado do epitélio ventricular de T. molitor) (Figura

19A). Em experimentos de reconhecimento de tripsina, por outro lado, a banda

correspondente em P. phyllinum apresentou um peso molecular próximo de 60 kDa,

enquanto que o controle positivo utilizado (homogeneizado do epitélio ventricular

de M. domestica) exibiu um peso molecular próximo de 27,8 kDa. Para confirmar se

a banda revelada pelo “western blot” corresponde, de fato, à tripsina em P.

phyllinum, foi realizada uma eletroforese em gel de poliacrilamida em condições

____________________________________________________________ Resultados

51

semi-desnaturantes (sem a utilização de -mercapto-etanol e sem ferver o material

antes de aplicá-lo ao gel). Após a eletroforese, o substrato Z-FR-MCA foi espalhado

pela superfície do gel e, com a utilização de uma luz UV, a fluorescência emitida

pela liberação de MCA (com a quebra do substrato devido à ação enzimática),

revelou uma banda de atividade com cerca de 60 kDa, indicando que a proteína

reconhecida pelo anticorpo deve ser a tripsina (Figura 19B).

8.2) Imunolocalização ultraestrutural de enzimas digestivas

Os mesmos anticorpos utilizados em experimentos de “western blot” acima

mencionados (anti-amilase de T. molitor e anti-tripsina de M. domestica) foram

empregados em experimentos de imunolocalização ultraestrutural dessas enzimas

nas regiões do ventrículo de P. phyllinum.

Imagens obtidas a partir da observação das preparações ao microscópio

eletrônico de transmissão revelaram que, para a enzima amilase, foram obtidas

marcações, principalmente, nas regiões do VA e, com menor intensidade, do VM

(Figuras 20A, 20B, 20C). As duas sub-regiões do VP não mostraram marcação

(Figuras 20D, 20E). Tanto no VA como no VM, a marcação com conjugado de ouro

foi observada na luz do tubo digestivo, em especial, junto à membrana peritrófica,

por entre as microvilosidades apicais, e, particularmente, no interior dos enterócitos.

No VA, foi possível seguir a marcação, começando nas áreas de Golgi e em

vesículas a eles associados, em vesículas secretoras próximas ao ápice do enterócito

e, como mencionado, no espaço luminal (Figuras 20A, 20B). No VM, a marcação,

apesar de sua menor intensidade, apresentou-se de forma semelhante, ocorrendo,

principalmente, no interior de vesículas secretoras características desta região

(Figura 20C).

A observação dos cortes ultraestruturais revelou um padrão semelhante de

marcação imunocitoquímica para a tripsina. Assim, a marcação se concentrou nas

regiões do VA e do VM, com maior intensidade no VA. Da mesma forma, foi

observada marcação no espaço luminal, por entre as microvilosidades apicais e junto

à membrana peritrófica. No interior dos enterócitos, também foi possível constatar

uma marcação no conteúdo das vesículas secretoras características de cada região,

____________________________________________________________ Resultados

52

bem como nas áreas de Golgi e em vesículas associadas (Figuras 21A, 21B, 21C).

Não foi observada marcação na região do VP (Figuras 21D, 21E).

9) Ensaios enzimáticos

9.1) Distribuição das enzimas digestivas

Foi determinada a distribuição de atividade das enzimas amilase, maltase,

tripsina, quimotripsina e aminopeptidase ao longo do sistema digestivo de P.

phyllinum, com o intuito de definir os sítios de digestão inicial (amilase, tripsina e

quimotripsina) e final (maltase e aminopeptidase) de proteínas e carboidratos

(Figura 22).

De acordo com os resultados obtidos, pôde ser constatado que a atividade

tanto de amilase, quanto de tripsina se concentram, principalmente, no intestino

anterior e ventrículo anterior, sendo que, para ambas, a atividade observada no

intestino anterior foi maior do que no VA. A atividade de ambas as enzimas

apresenta um claro gradiente ao longo do tubo digestivo, sendo mais alta nas regiões

do intestino anterior e VA e mais baixa nas regiões mais posteriores do ventrículo

(VP) (Figura 22).

A atividade de quimotripsina segue o mesmo padrão de amilase e tripsina,

com a distinção de que a sua atividade concentra-se, na maior parte, no ventrículo

anterior e não no intestino anterior, como ocorre com tripsina e a amilase (Figura

22).

A aminopeptidase pôde ser detectada na fração que resultou do precipitado da

centrifugação das porções epiteliais do intestino de P. phyllinum, o que indica que

tal enzima encontra-se ancorada à membrana do ápice dos enterócitos. A sua

atividade concentrou-se, majoritariamente, no epitélio dos ventrículos médio e

posterior (Figura 22).

A atividade de maltase foi detectada, principalmente, na fração solúvel das

regiões epiteliais, indicando que tal enzima encontra-se aderida fracamente à

membrana plasmática apical dos enterócitos (provavelmente, presa ao glicocálix).

____________________________________________________________ Resultados

53

Foi constatada atividade no epitélio do ventrículo anterior e das sub-regiões

posteriores do ventrículo (Figura 22).

Os resultados obtidos a partir dos ensaios de atividade enzimática, bem como

medições do volume ventricular e do intestino posterior, permitiram, ainda, estimar

a taxa de excreção para as enzimas ensaiadas em P. phyllinum. Foi constatado que a

taxa de excreção de todas as enzimas ensaiadas foi igual ou inferior à 35% (Tabela

3).

Não foi constatada a existência de inibidores enzimáticos endógenos nas

regiões posteriores do ventrículo para as enzimas ensaiadas (dados não mostrados).

9.2) Distribuição de ATPase e anidrase carbônica

Os resultados para anidrase carbônica revelaram atividade nos tubúlos de

Malpighi e uma intensa atividade nos apêndices ventriculares. Regiões do ventrículo

posterior apresentaram uma atividade reduzida, enquanto que nos ventrículos

anterior e médio não foi detectada atividade (Tabela 4).

Ensaios para ATPase, por outro lado, não revelaram uma atividade

significativa dessa enzima nas regiões estudadas (ventrículo, apêndices ventriculares

e túbulos de Malpighi).

10) Medidas de pH luminal

A medida de pH estimada através de um indicador universal e com a

utilização de um pHmetro (a partir de diluições do conteúdo intestinal) foram

equivalentes, indicando a confiabilidade de ambas as metodologias. Foi observada

uma grande amplitude nos valores de pH no conteúdo intestinal ao longo de todo o

tubo digestivo de P. phyllinum, desde 5,3 no intestino anterior, até 9,1 no VPI. Os

valores obtidos em medições realizadas em animais em jejum e alimentados foram

semelhantes (Figura 23).

____________________________________________________________ Resultados

54

11) Efeito do pH sobre a atividade de tripsina e amilase

Foi determinado o efeito do pH sobre a atividade das enzimas tripsina e

amilase. A maior atividade para tripsina foi observada no pH 9,0. Já para amilase, a

maior atividade foi observada no pH 5,0 (Figura 24).

Discussão

Discussão

56

Anatomia e histologia do sistema digestivo de P. phyllinum

Anatomia

O sistema digestivo de insetos possui diferentes níveis de complexidade, bem

como grande diversidade morfológica (Waterhouse, 1957; Wigglesworth, 1972;

Cruz-Landim, 1985; Terra, 1988; Ribeiro et al., 1990; Chapman, 1998; Nation,

2008). A morfologia externa e a histologia do intestino de P. phyllinum

correspondem, em linhas gerais, àquelas descritas para outras espécies de Phasmida

(Bartheau, 1963; Gangrade, 1965; Beadle, 1972; Richards & Davies, 1977). Assim,

o canal alimentar é constituído por um tubo simples distendido, sem dobras ou

enovelações, que começa na boca e termina no ânus.

O intestino anterior se inicia em uma estreita faringe que se abre em uma

estrutura tubular revestida por cutícula, correspondente ao esôfago. Na porção distal

do intestino anterior, observa-se uma pequena dilatação do tubo e um espessamento

da musculatura que o envolve, que corresponde à região do proventrículo. Como na

maioria dos insetos (Chapman, 1998), esta porção termina em uma válvula muscular

simples que divide o intestino anterior do intestino médio. O intestino anterior em P.

phyllinum não possui uma região especializada para a trituração do alimento

(moela). Tal estrutura é observada em diversos Orthoptera (Biagio et al., 2009),

Blatodea (de Lima, 2004) e demais polineópteros, que possuem uma moela

conspícua. Tampouco ocorre uma estrutura especializada para o armazenamento (o

papo), presente em muitos insetos (Chapman, 1998). É possível que o proventrículo

aja como sítio de trituração do alimento e que o próprio esôfago atue como região de

armazenamento na espécie estudada, uma vez que, na maioria dos animais

dissecados, o esôfago se encontrava cheio de material ingerido.

O intestino médio é uma continuação do intestino anterior. Ao contrário do

que é observado na maioria dos Polineoptera (Chapman, 1998), cecos gástricos

estão ausentes. O ventrículo pode ser dividido em três regiões distintas: o ventrículo

anterior (VA), que se caracteriza pela presença de inúmeros dobramentos na

superfície do tubo digestivo, o ventrículo médio (VM), onde a superfície se torna

lisa, e o ventrículo posterior (VP), que tem início na região de inserção dos

Discussão

57

apêndices ventriculares e vai até o piloro. Esta última região foi, ainda, subdividida

em ventrículo posterior proximal (VPI), onde estão presentes os apêndices

ventriculares, e ventrículo posterior distal (VPII), onde estas estruturas não são mais

observadas. Cada apêndice ventricular é composto por uma protuberância que se

protrai do tubo digestivo e por um canalículo que emerge da sua região apical e

termina em fundo cego.

Na região do piloro, onde ocorre a inserção dos túbulos de Malpighi, termina

o ventrículo e tem início o intestino posterior. Em alguns insetos, existe, nesta

região, uma válvula separando o ventrículo do intestino posterior (Waterhouse,

1957; Wigglesworth, 1972). Em P. phyllinum, isso não ocorre. O intestino posterior

pode ser dividido em cólon e reto, sendo que nesta última região estão presentes as

papilas retais, relacionadas com a reabsorção de água (Chapman, 1998; Nation,

2008).

Histologia

O intestino anterior de P. phyllinum, semelhantemente à maioria dos insetos

(Smith, 1968), é formado por um epitélio simples, composto por células

pavimentosas e revestido por uma delgada cutícula, modificada na forma de

espículas. Este epitélio é circundado por feixes de fibras musculares circulares, mais

internas, e longitudinais, mais externas. Na porção do proventrículo, observa-se um

espessamento destas fibras musculares, bem como da cutícula, que apresenta um

maior número de espículas em relação ao restante do intestino anterior. Em algumas

espécies de Phasmida, como em Necrosia sparaxes, tal região parece, de fato,

realizar o papel de triturar o alimento (Gangrade, 1965), o que pode, ao menos em

parte, ser válido também para P. phyllinum, como já comentado, dado o maior

número de espículas nessa região e à presença de uma musculatura mais

desenvolvida. Na maioria das espécies, o proventrículo apresenta uma válvula que

controla a passagem do alimento do intestino anterior para o intestino médio

(Wigglesworth, 1972). Em algumas espécies, ainda, tal estrutura pode apresentar

projeções da cutícula em forma de pequenos dentes, atuando como um verdadeiro

Discussão

58

órgão triturador de alimento (Richards & Davies, 1977). Em P. phyllinum, no

entanto, observa-se uma válvula simples.

Na região do intestino médio, verifica-se a presença de um epitélio simples,

do tipo colunar (Billingsley & Lehane, 1996; Cavalcante & Cruz Landim, 1999;

Junqueira & Carneiro, 2005), que se estende por todo o ventrículo. Como

anteriormente mencionado, o tipo principal de célula que compõe o epitélio

ventricular é normalmente chamado de célula colunar ou enterócito (Terra, 1988;

Ribeiro et al., 1990). Na maioria dos insetos, incluindo P. phyllinum, o ventrículo é,

de fato, revestido por células do tipo colunar (Priester, 1971; Hecker, 1977;

Billingsley, 1990; Ribeiro et al., 1990; Cavalcante & Cruz-Landim, 1999; Caldeira

et al., 2007; Biagio et al., 2009). Com base nessa característica, o termo “célula

colunar” vem sendo utilizado há um bom tempo para designar as células que

desempenham as principais funções no processo digestivo de insetos (Wigglesworth,

1972; Martoja & Ballan-Dufrançais, 1984; Ribeiro et al.,1990; Terra, 1990), de

forma que essa denominação ultrapassou os limites da morfologia, incorporando um

caráter fisiológico. Em alguns casos, entretanto, essa nomenclatura é inadequada,

visto que as células principais do epitélio ventricular não possuem a morfologia

colunar. Esse é o caso, por exemplo, do piolho Haematopinus suis (Gonçalves,

2002), bem como da cigarrinha Bucephalogonia xanthophis (Utiyama, 2011).

Assim, no presente estudo adotou-se o nome enterócito que melhor define o

principal tipo celular presente no intestino médio.

A porção basal do epitélio ventricular de P. phyllinum repousa sobre uma

delgada membrana basal. Na região do VA, o epitélio se apresenta com diversas

dobras e invaginações. Nas demais regiões do ventrículo, o epitélio se encontra

distendido, sem dobras. Os enterócitos apresentam pequena diferenciação ao longo

do ventrículo, sendo que, na região anterior, as células são menores e com seu

citoplasma mais fortemente corado. Nas demais regiões, as células são mais altas e

exibem o citoplasma menos intensamente corado. É possível, também, verificar a

presença de células indiferenciadas, denominadas células regenerativas (cf. Ribeiro

et al., 1990). Estas podem ser observadas organizadas em ninhos, compostos por

duas a quatro células, na base do epitélio, regularmente espaçadas ao longo de toda a

sua extensão. As células regenerativas se dividem por mitose e substituem as células

Discussão

59

colunares mais velhas, que se degeneram e são liberadas para a luz do tubo (Terra,

1988; Chapman, 1998). Células regenerativas também podem dar origem às células

endócrinas (Dow, 1981; Billingsley & Lahane, 1996). Estas últimas, geralmente,

podem ser visualizadas apenas através de microscopia eletrônica (ver adiante).

Na região do VPI, encontram-se as protuberâncias ventriculares. Tais

estruturas são constituídas, histologicamente, por um epitélio simples, composto por

células grandes e de núcleos arredondados e com microvilosidades apicais. Os

canalículos, que se projetam das protuberâncias, são compostos por células

arredondadas com microvilosidades apicais, semelhantes às células que compõe os

túbulos de Malpighi. A importância de tais estruturas e a comparação de sua

morfologia com a dos túbulos de Malpighi será comentada mais adiante. Foi

possível constatar, em algumas das protuberâncias, acúmulos de uma substância

fortemente corada por eosina amarela. Estes acúmulos ocorrem na pequena abertura

da protuberância para a luz do tubo digestivo e parecem indicar a ocorrência de uma

secreção de substâncias de caráter básico nos apêndices ventriculares, visto que a

eosina é ácida e cora substâncias acidófilas.

Ao longo de toda extensão do ventrículo, de forma mais conspícua nas

regiões VM e VP, observa-se a ocorrência de uma membrana peritrófica bastante

espessa. Esta membrana envolve o bolo alimentar ao longo do ventrículo e sua

importância na digestão de P. phyllinum será discutida no tópico seguinte.

O intestino posterior se inicia na região do piloro e é composto por um

epitélio simples cúbico e revestido por uma cutícula delgada. Pode-se observar que a

membrana peritrófica se estende até o início do intestino posterior, o que já foi

observado em alguns insetos (Nation, 2008). No reto, ocorrem áreas de epitélio

colunar, muito provavelmente, correspondentes às papilas retais, associadas com a

absorção de água e íons da luz do intestino (Wigglesworth, 1972; Cruz-Landim,

1985; Terra, 1988).

Discussão

60

Membrana peritrófica e fluxos de água no ventrículo de P. phyllinum

Como previamente mencionado e reiterado, a membrana peritrófica constitui

uma importante estrutura no sistema digestivo de insetos. Trata-se de uma

membrana acelular composta por uma rede de quitina e proteínas (ver revisões em

Tellam, 1996; Terra, 2001 e Hegedus, 2009). Esta membrana está presente no

intestino médio da maioria dos insetos, com exceção dos Hemiptera e Thysanoptera.

Particularmente, nestes últimos grupos, foram observadas estruturas chamadas

membranas perimicrovilares. Trata-se de um sistema de membranas lipoprotéicas

que revestem as microvilosidades apicais dos enterócitos (Silva et al., 1996; Terra,

2001; Utyiama, 2011). Os relatos da inexistência de membrana peritrófica devem ser

vistos com cautela (Terra, 2001), uma vez que em certos insetos, como mosquitos

hematófagos, a membrana peritrófica só é secretada após a distensão do tubo

digestivo com a alimentação (Richards & Davies, 1997) e, em outros, a membrana

peritrófica é parcialmente solubilizada durante a fixação e só pode ser detectada

durante a dissecção (Terra, 2001).

A membrana peritrófica apresenta diversas funções. Tradicionalmente,

muitos autores ressaltavam apenas a importância do papel de proteção do epitélio

contra danos mecânicos causados pelo alimento ingerido (Peters, 1992).

Posteriormente, uma função de barreira contra microrganismos foi reconhecida

(Peters, 1992; Jacobs-Lorena & Oo, 1996; Tellam, 1996; Lehane, 1997) e muitos

autores presumiram ser esta a sua principal função (Lehane, 1997). No entanto,

dados mais recentes salientam o papel da membrana peritrófica na

compartimentalização da digestão (Terra, 2001).

A título de recordação, a membrana peritrófica pode ser classificada em dois

tipos diferentes (Peters, 1992; Terra, 2001): a membrana peritrófica do tipo I e a

membrana peritrófica do tipo II. A membrana peritrófica do tipo I é produzida por

todo ou por parte do epitélio do intestino médio e envolve o bolo alimentar em toda

a extensão do ventrículo. Esse tipo de membrana peritrófica ocorre em todos os

Polineoptera e na maioria dos Holometabola. Já a membrana peritrófica do tipo II é

secretada por uma região especializada chamada cárdia, sendo observada sempre

independentemente da ingestão de alimentos (o que nem sempre ocorre na

Discussão

61

membrana do tipo I). A membrana peritrófica do tipo II ocorre em larvas e adultos

de moscas e mosquitos não-hematófagos (Diptera) e em alguns Lepidoptera adultos

(Terra, 2001).

Em alguns grupos de insetos, a membrana peritrófica pode se organizar na

forma de um gel peritrófico, uma substância de consistência gelatinosa e sem uma

estrutura membranosa. Isso se deve, provavelmente, à ausência de quitina em sua

composição. Em alguns casos, o gel recobre toda a extensão do ventrículo, como nos

Bruchidae (Coleoptera). Provavelmente, tal organização se deve ao fato de, nesses

insetos, ser necessária uma barreira extremamente permeável entre o conteúdo

luminal e o epitélio (Terra, 2001). Em outras espécies de insetos, o gel ocupa apenas

uma região do ventrículo (anterior ou posterior), sendo que, nas demais regiões, está

presente uma membrana peritrófica estruturada. Isto é devido, provavelmente, ao

fato de, nestes insetos a membrana peritrófica ser secretada apenas por uma região

do ventrículo. Assim, em insetos onde a membrana é secretada apenas pelo

ventrículo posterior, a região anterior é composta por um gel peritrófico, e vice-

versa. Um exemplo de tal organização é encontrado no besouro Dermestes

maculatus (Caldeira et al. 2007), no qual a região anterior do ventrículo é recoberta

por um gel peritrófico, enquanto que, nas regiões media e posterior, observa-se uma

membrana peritrófica estruturada. Uma organização semelhante foi observada em

Apis melífera (Hymenoptera) por Jimenes & Gillian (1990), bem como em imagos

de Pheropsophus aequinoctialis (Coleoptera) (Ferreira & Terra, 1989).

Estudos realizados com o piolho parasita de suínos Haematopinus suis

(Phytiraptera) mostraram uma ausência de compartimentalização no ventrículo deste

animal. Assim, não se observou quaisquer estruturas na luz do tubo digestivo que

realizassem tal função. Não se constatou a presença nem de uma membrana

peritrófica, nem de um gel peritrófico ou mesmo de uma membrana perimicrovilar

(Gonçalves, 2002). Neste caso, o autor propôs a formação de coágulos de sangue

ingerido no interior do ventrículo do animal, onde as enzimas digestivas agiriam a

partir de suas periferias, digerindo-os gradualmente de fora para dentro. Desta

forma, o coágulo proporcionaria uma certa compartimentalização do processo

digestivo nessa espécie.

Discussão

62

Em Orthoptera, grupo proximamente relacionado aos Phasmida, geralmente

está presente, ao longo de todo o ventrículo, uma conspícua membrana peritrófica do

tipo I. Nos gafanhotos Abracris flavolineata e Locusta migratória, foi constatada,

ainda, a presença de um gel peritrófico na região dos cecos gástricos (Terra, 2001).

O mesmo foi identificado no grilo Gryllus bimaculatus (Woodring & Lorenz, 2007),

bem como em Gryllodes sigilatus (Biagio et al., 2009).

Na espécie estudada no presente trabalho, P. phyllinum, também, pôde ser

observada, de forma clara, a presença de uma membrana peritrófica do tipo I ao

longo de todo o ventrículo, envolvendo o bolo alimentar. Tal constatação pôde ser

feita tanto durante as dissecções, quanto em cortes histológicos. Entretanto, também

foi realizada a comprovação experimental de sua existência através de microscopia

de fluorescência com a utilização de WGA-FITC (aglutinina do gérmen do trigo

ligada à fluoresceína). Como já visto, o WGA é uma lectina que se liga

especificamente à quitina na presença de excesso de N-acetilglicosamina (Peters &

Latka, 1986; Bolognesi et al., 2001; Terra, 2001), servindo, portanto, como

marcador para a presença de membrana peritrófica. Estes experimentos confirmaram

as observações morfológicas prévias, constatando a ocorrência de uma conspícua

membrana peritrófica ao longo de todo o ventrículo de P. phyllinum. Pôde-se

comprovar, ainda, que a fluorescência da membrana peritrófica parece mais intensa,

refletindo um maior número de camadas, nas regiões do VM e do VP, sendo,

entretanto, menos intensa na região do VA.

Como já relatado, a presença de uma membrana peritrófica acarreta numa

compartimentalização dos eventos da digestão, dividindo a luz do intestino em um

espaço endoperitrófico (no interior da membrana peritrófica) e um espaço

ectoperitrófico (no exterior da membrana peritrófica). Tal organização permite a

criação de um contra-fluxo de água na região ectoperitrófica da região posterior para

a região anterior do ventrículo, contrário ao fluxo antero-posterior do alimento

ingerido. Tal contra-fluxo geralmente é estabelecido pela secreção de água realizada

por células da região posterior do ventrículo e por sua absorção na região anterior

(ou pelos cecos gástricos, quando presentes) (Santos & Terra, 1986; Ribeiro et al.,

1990; Ferreira et al., 1990; Jordão et al., 1996a, b). Esta organização do sistema

Discussão

63

digestivo permite uma economia de enzimas digestivas, uma vez que estas podem

ser reutilizadas diversas vezes.

Este modelo de recirculação de enzimas digestivas já foi observado em

insetos de diferentes ordens (ver revisões em Terra, 1988; Terra, 1990; Ribeiro et

al., 1990 e Terra & Ferreira, 1994) e foi, como previamente relatado, primeiramente

constatado em larvas de Rhynchosciara americana (Diptera, Nematocera) (Ferreira

et al., 1981). Nestes animais, o conteúdo da membrana peritrófica apresenta-se

pastoso, enquanto que o conteúdo do espaço ectoperitrófico, praticamente, se

restringe à região luminal dos dois cecos gástricos presentes nesta espécie. Tais

características facilitaram os estudos realizados, pois permitiram a dissecção e o

isolamento da membrana peritrófica com seus conteúdos sem quase nenhuma perda

de enzimas, bem como a obtenção quase total de material ectoperitrófico através da

perfuração dos cecos gástricos com um capilar. Desta forma, ensaios enzimáticos

realizados tanto na fração epitelial, quanto nas amostras provenientes dos espaços

endo e ectoperitróficos mostraram que algumas das enzimas secretadas penetram no

espaço endoperitrófico (tripsina, amilase e celulase), enquanto outras enzimas são

secretadas e permanecem no espaço ectoperitrófico (trealase e aminopeptidase).

Finalmente, as dissacaridases (exceto a trealase), dipeptidases e fosfatases são

encontradas, principalmente, nas células dos cecos gástricos (Terra et al., 1979).

Estes resultados, aliados a dados provenientes de técnicas de fracionamento

celular (Ferreira & Terra, 1980; Klinkowstrom et al,. 1994), levaram à proposta de

que, neste inseto, a digestão inicial se dá no espaço endoperitrófico pela ação de

enzimas como a tripsina e a amilase. Uma vez que o alimento tenha sido

inicialmente digerido, este, então, atravessa a membrana até o espaço

ectoperitrófico, onde a digestão intermediária prossegue reduzindo o alimento até

dímeros e/ou oligômeros. Finalmente, a maior parte da digestão final ocorre nas

microvilosidades das células dos cecos e, em menor extensão, nas microvilosidades

das células da região posterior do ventrículo.

Estudos semelhantes àqueles descritos acima para R. americana, realizados

na larva de Lepidoptera Erinnyis ello, mostraram que, nesta espécie, a

compartimentalização de enzimas digestivas, bem como a circulação endo-

ectoperitrófica, eram semelhantes à presente em Diptera (Santos et al., 1983; 1984;

Discussão

64

1986). Em E. ello, no entanto, cecos gástricos estão ausentes. Sendo assim, nestes

insetos, a digestão inicial ocorre no espaço endoperitrófico, enquanto que a digestão

intermediária e final ocorrem junto ao epitélio ventricular. O contra-fluxo neste

inseto é estabelecido através da água é secretada pelo ventrículo posterior e

absorvida pela região anterior do ventrículo. Assim, a região anterior do ventrículo

realiza, em E. ello, um papel semelhante aos cecos gástricos em R. americana

(Santos et al., 1986).

Não existe até o momento, na literatura, nenhum estudo que descreva a

organização espacial da digestão em Phasmida. Entretanto, é interessante comparar

aspectos da fisiologia digestiva em P. phyllinum com aqueles apresentados por

representantes da Ordem proximamente relacionada dos Orthoptera (Wheeler et al,

2001; Grimaldi & Engel, 2005). A ordem Othoptera pode ser dividida em duas sub-

ordens: os Ensiphera (que incluem os grilos e esperanças), e os Caeliphera (grupo

composto pelos gafanhotos).

Dentro da sub-ordem Ensiphera, a organização fisiológica dos eventos da

digestão parece ser semelhante à descrita em R. americana. Em estudos com a

espécie de grilo Grillus bimaculatus, foi constatado que a digestão tem início na

região do papo por enzimas secretadas pelos cecos e ventrículo (Woodring &

Lorenz, 2007; Woodring et al., 2007). O alimento semi-digerido é, então,

mecanicamente triturado pelo proventrículo, que, nesta espécie, porta fileiras de

dentes quitinosos desenvolvidos (constituindo uma moela), e segue para o ventrículo

anterior. O alimento atravessa a membrana peritrófica à medida em que vai sendo

digerido, sendo carregado pelo contra-fluxo de água do espaço ectoperitrófico. A

digestão intermediária e final provavelmente ocorre junto aos cecos gástricos.

Nosso grupo de pesquisa, trabalhando com o grilo Grylodes sigillatus (Biagio

et al., 2009), mostrou uma fisiologia digestiva semelhante à descrita acima, com a

digestão inicial tendo início no papo e ventrículo anterior e a digestão intermediária

e final ocorrendo junto aos cecos gástricos. Para esta espécie, foram realizadas,

ainda, experimentos com ingestão e injeção na hemolinfa do corante amaranto, com

a finalidade de identificar sítios de absorção e secreção de água ao longo do

ventrículo. Foi verificado que, enquanto o ventrículo posterior secreta água na luz do

Discussão

65

ventrículo, o principal sítio de sua absorção neste inseto se encontra no ventrículo

anterior, sendo que os cecos gástricos constituem um sítio secundário de absorção.

Por outro lado, trabalhos realizados com membros da outra sub-ordem que

compõe os Orthoptera, Caeliphera, revelaram diferenças significativas na

organização da digestão. Estudos realizados em Abracris flavolineata, pelo nosso

grupo, revelaram que, neste animal, a digestão se inicia no papo por enzimas

provenientes dos cecos gástricos, sendo que o conteúdo do intestino médio passa

para o intestino anterior através de anti-peristaltismo (Ferreira et al., 1990; Marana

et al., 1997). Três horas após a refeição, o alimento entra no ventrículo e a digestão

final de carboidratos, bem como a digestão inicial e final de proteínas, ocorre nos

cecos gástricos localizados anteriormente. É interessante notar que tais animais não

apresentaram uma taxa de excreção reduzida de enzimas digestivas, indicando a

ausência de circulação endo-ecto peritrófica. De fato, experimentos com a

administração de corantes revelaram que, nestes animais, um contra-fluxo de água é

estabelecido apenas na condição de jejum. Os autores constataram que, nesta

condição, os cecos gástricos são os principais sítios de absorção, enquanto que os

túbulos de Malpighi funcionam como sítios de secreção de água para a luz do

intestino. Parte da água secretada pelos túbulos de Malpighi segue para o intestino

posterior (para re-absorção e excreção) e parte segue para o ventrículo,

estabelecendo um contra-fluxo de água. Foi observado, ainda, que, nestes animais,

ocorre uma intensa salivação durante a alimentação. É provável, portanto, que

quando o animal se alimenta, ocorra a saturação dos sítios de absorção de água nos

cecos gástricos e cesse, assim, a contra-corrente de água que assegura a recirculação

de enzimas digestivas. Um fenômeno semelhante ao de circulação endo-

ectoperitrófica de enzimas digestivas também foi comprovado em outra espécie de

gafanhoto, Schistocerca gregária, por Dow (1981). Da mesma forma, nesta espécie,

este contra-fluxo ocorre apenas quando o animal se encontra em jejum.

A ausência de um sistema de contra-corrente nos gafanhotos, apesar de todas

as suas evidentes vantagens, provavelmente tem a função de evitar um acúmulo

excessivo de substâncias tóxicas nos cecos gástricos (como alcalóides e taninos),

possibilitando, assim, a intensa taxa de ingestão de alimento observada nestes

animais (Dow, 1981; Terra, 1990). Na grande maioria dos insetos, o acúmulo de

Discussão

66

substâncias tóxicas no sistema digestivo é mitigado pelo fato de que, nesses animais,

o sítio de secreção de água é o ventrículo posterior e não os túbulos de Malpighi

(Terra, 1988; 1990; Ferreira et al., 1990).

Experimentos com corante foram, também, realizados em P. phyllinum ao

longo deste trabalho. Animais submetidos à injeção na hemolinfa ou ingestão de

amaranto foram dissecados após diferentes períodos de tempo. Os períodos foram

determinados a partir de estimativas do tempo de tráfego do alimento no sistema

digestivo do animal, que é de cerca de 12 horas.

A ingestão de corante revelou uma marcação no epitélio junto à face voltada

para a luz do tubo digestivo na região do VA, o que é um indicativo de que este deve

ser o sítio principal de absorção de água em P. phyllinum. Esta marcação no epitélio

foi constatada tanto em animais alimentados ad libitum, como em animais em jejum.

Foi observado, ainda, que, em animais em jejum, o corante se acumulava no

conteúdo do ventrículo de forma que, mesmo após 18 horas, foi constatada sua

presença ao longo do conteúdo ventricular. Em animais alimentados, por outro lado,

após o mesmo período de tempo, o amaranto havia atravessado todo o ventrículo,

não mais se acumulando em sua luz. Entretanto, nos dois casos, detectou-se

marcação no epitélio do VA.

Experimentos de injeção do corante na hemolinfa, por outro lado, não

revelaram qualquer marcação na face externa do tubo digestivo em nenhuma região

do ventrículo em P. phyllinum. Este resultado indica a não existência de um

transporte de água muito significativo entre a hemolinfa e a luz do ventrículo através

de seu epitélio. Contudo, tanto em animais alimentados ad libitum, quanto em

animais mantidos em jejum, observou-se uma marcação significativa de corante nos

túbulos de Malpighi, indicando ser este o principal sítio de tomada de água da

hemolinfa para o tubo digestivo. Em animais alimentados ad libitum, a marcação do

corante no conteúdo foi detectada, principalmente, no intestino posterior, embora

uma pequena faixa de marcação tenha sido, também, constatada no VP, na região do

VPII. Este padrão de marcação foi observado nos diferentes tempos em que os

experimentos foram realizados. A injeção de corante na hemolinfa em animais

previamente mantidos em jejum mostrou, igualmente, a tomada de corante pelos

túbulos de Malpighi. No entanto, nesta condição, foi observada a existência de

Discussão

67

amaranto em porções variadas no conteúdo ventricular, além de sua presença no

intestino posterior. Assim, após 2 horas, foi detectada a presença de corante no

conteúdo do VM e, após 4 horas, o amaranto já havia se difundido em direção à

região anterior, já na luz do VA. Em animais dissecados mais de 16 horas após

injeção do corante na hemolinfa, pôde-se observar, além da difusão do corante por

todo o conteúdo ventricular e do intestino posterior, uma leve marcação na face

luminal da região do VA. Tal marcação corrobora os dados obtidos com

experimentos de ingestão de corante, indicando a ocorrência de absorção de água no

epitélio do VA. É importante salientar que, em nenhum dos experimentos, foi

constatada a marcação nos canalículos, sugerindo que essas estruturas possuem um

papel fisiológico distinto daquele apresentado pelos túbulos de Malpighi.

É interessante notar, em experimentos de injeção de corante na hemolinfa, a

presença do corante no interior do tubo digestivo. O corante foi observado no VP e

no intestino posterior em animais alimentados ad libitum e ao longo de todo o

ventrículo (incluindo o VP) e intestino posterior em animais em jejum. Estas

observações indicam que o corante está sendo tomado da hemolinfa e transportado

para o interior do tubo digestivo pelos túbulos de Malpighi, uma vez que apenas

nestas estruturas, e em nenhuma região do ventrículo, foi possível observar a difusão

do amaranto pelo epitélio. Experimentos com o mesmo corante revelaram resultados

semelhantes no grilo G. supplicans (Biagio et al., 2009). Nesta espécie, o amaranto

injetado no animal é transferido da hemolinfa para a luz do tubo digestivo (na região

do intestino posterior) pelos túbulos de Malpighi, enquanto que a marcação com

amaranto nas regiões ventriculares, responsáveis pela secreção de água para a luz do

ventrículo, se dá através da presença do corante adsorvido à face externa do epitélio.

O mesmo ocorre no gafanhoto A. flavolineata (Marana et al., 1997), no qual o

corante injetado na hemolinfa é transportado pelos túbulos de Malpighi para a luz do

intestino posterior, difundindo-se, neste caso, para o ventrículo do animal em jejum.

Assim, em resumo, os túbulos de Malpighi parecem ser capazes de transportar o

amaranto através de seu epitélio, ao contrário do ventrículo, onde o corante não se

difunde pelo epitélio, ficando apenas a ele adsorvido, identificando as regiões de

tomada de água.

Discussão

68

À primeira vista, os resultados obtidos através de experimentos com a

utilização de amaranto parecem mostrar que, em P. phyllinum, a organização dos

eventos da digestão deve se dar de forma semelhante ao que ocorre no gafanhoto A.

flavolineata. Assim, ocorre, nos dois casos, o estabelecimento de um contra-fluxo de

água apenas na condição de jejum, sendo que os túbulos de Malpighi atuam como

principal região de tomada de água da hemolinfa. Experimentos de ingestão de

corante revelaram, ainda, que o VA deve ser a região absortiva preferencial em P.

phyllinum, fazendo o papel dos cecos gástricos de A. flavolineata, ausentes na

espécies estudada.

Esta hipótese, de que os fluxos de água em P. phyllinum são semelhantes aos

observados em gafanhotos, entretanto, não leva em consideração observações de

natureza morfológica ultraestrutural dos enterócitos que compõem o ventrículo, e

nem dados acerca da distribuição de enzimas digestivas neste animal. Ambos

parecem mostrar que existe uma maior complexidade nos fluxos de água

estabelecidos ao longo do ventrículo desta espécie de bicho-pau, do que aquela

revelada pelos experimentos com corante, como será discutido adiante.

Análise ultraestrutural do ventrículo de P. phyllinum

Aspectos gerais da ultraestrutura das células ventriculares

A análise ultraestrutural foi restrita à região do ventrículo de P. phyllinum,

uma vez que, em insetos, esta região é responsável pelos eventos mais importantes

da digestão, como produção e secreção de enzimas digestivas, além da absorção de

nutrientes (Terra, 1988; Ribeiro et al., 1990). Como será discutido, foi possível

identificar diferenças na morfologia dos enterócitos nas diferentes regiões,

relacionadas, principalmente, aos aspectos da atividade secretora, do tamanho e

aparência das microvilosidades e com relação à organização das especializações da

membrana plasmática basal.

Discussão

69

O epitélio do ventrículo de P. phyllinum segue o padrão morfológico geral

observado na maioria dos insetos (Ribeiro et al., 1990), apresentando três tipos

celulares distintos: células regenerativas, células endócrinas e enterócitos.

As células regenerativas, como descrito nos resultados deste trabalho, são

bem evidenciadas nas preparações histológicas e se organizam em agrupamentos (ou

ninhos) na base do epitélio. Apresentam características típicas de células

indiferenciadas, com o núcleo ocupando a maior parte do volume da célula, bem

como um citoplasma pobre em organelas (Fawcett, 1981). O processo de renovação

do epitélio a partir da diferenciação das células regenerativas parece ser um

mecanismo comum entre os insetos (Cavalcante & Cruz-Landim, 1999), tendo sido

observado em várias espécies deste grupo (Terra 1988; Chapman, 1998).

Observações experimentais realizadas por Endo & Nishiitsutsuji-Uwo (1982) em

Periplaneta americana revelaram que, nesta espécie, as células regenerativas se

diferenciam tanto em enterócitos, quanto em células endócrinas, sendo que as que

dão origem às últimas se caracterizam por seu tamanho reduzido e citoplasma pouco

eletrondenso.

As células endócrinas, por sua vez, puderam ser visualizadas em P. phyllinum

apenas em preparações para microscopia eletrônica. Tratam-se de células de formato

piramidal, que não exibem invaginações na membrana plasmática basal e sua

superfície apical não atinge o ápice do epitélio. Estas células possuem o citoplasma

rico em vesículas pequenas e de alta eletrondensidade. Tais células seguem o padrão

das células endócrinas encontradas em diversos insetos que, em geral, apresentam

um formato piramidal ou em garrafa (Cavalcante & Cruz-Landim, 1999). Estas

células, como o próprio nome indica, devem participar no processo de regulação

hormonal da fisiologia dos insetos. Em P. americana, por exemplo, as células

endócrinas correspondem, ultraestruturalmente e também imunohistoquimicamente,

às células endócrinas dos vertebrados (Endo et al, 1983). Além disso, estudos

realizados nesse mesmo inseto demonstraram a existência de hormônios

polipeptídicos semelhantes aos pancreáticos, somatostatina e enteroglucacon. Isto

sugere que as células endócrinas do sistema digestivo dos insetos são

funcionalmente similares às células endócrinas do sistema digestivo de vertebrados,

Discussão

70

com a função de produzir e secretar hormônios que devem atuar no epitélio

intestinal (Iwanaga et al, 1981).

O terceiro e principal tipo celular encontrado no epitélio do ventrículo de P.

phyllinum é o enterócito, que possui uma morfologia bastante característica. Como

todas as células colunares, os enterócitos se caracterizam por serem células altas e

polarizadas, possuindo uma região apical claramente distinta da região basal. A

membrana plasmática apical apresenta especializações na forma de

microvilosidades. Tais microvilosidades encontram-se recobertas por um glicocálix

e, em seu interior, podem ser observados feixes longitudinais de microfilamentos

que se estendem na direção ao citoplasma apical, fazendo parte da chamada trama

terminal (Junqueira & Carneiro, 2005). Nas membranas laterais de células

adjacentes é possível identificar as junções intercelulares. Assim, podem ser

observados, apicalmente, desmossomos, que possuem função adesiva (Lane, 1984),

seguidos por zonas de junções septadas lisas. Estas últimas, por sua vez, são

responsáveis por promover a coesão celular e proporcionar a formação de uma

barreira de permeabilidade no epitélio, controlando, assim, a difusão paracelular de

pequenas moléculas e íons, bem como impedindo a passagem de moléculas maiores.

Desempenham, pois, um papel semelhante ao das zônulas de oclusão presentes no

epitélio de vertebrados (Lane & Skaer, 1980; Weiss, 1983; Lane, 1984). As barreiras

de permeabilidade possuem uma grande importância fisiológica, pois contribuem

para a manutenção das diferenças de composição extracelular nas duas faces do

epitélio (Green et al., 1983; Lane, 1984; Junqueira & Carneiro, 2005).

O citoplasma dos enterócitos é rico em organelas relacionadas com a rota

secretora (Rothman & Orcy, 1992), compreendendo um retículo endoplasmático

rugoso bem desenvolvido, várias áreas de Golgi e muitas vesículas secretoras,

especialmente nas regiões do VA e do VM.

Ao contrário do observado nas células de vertebrados, nos insetos não existe

um único complexo de Golgi por célula. Nestes animais, diversas áreas de complexo

de Golgi, denominadas dictiossomos, são frequentemente observadas (Mollenhauer

& Moore, 1994; Pirch & Greven, 1994). Em P. phyllinum, estas organelas

localizam-se, principalmente, próximas ao núcleo e na metade apical da célula. São

formadas por conjuntos de cisternas, muitas vezes com extremidades dilatadas e em

Discussão

71

número variável. Associadas à essas cisternas, podem ser encontradas diversas

vesículas de secreção, de perfil circular, cuja morfologia varia de acordo com a

região ventricular ocupada pela célula (ver adiante).

Na porção do VPI, como descrito nos resultados, os enterócitos apresentam

características muito peculiares quando comparadas com as demais regiões do

ventrículo. Assim, a região apical das células desta região apresenta um citoplasma

pouco eletrondenso e pobre em organelas. As microvilosidades também mostram

um tamanho reduzido em relação às demais regiões e exibem dilatações em suas

extremidades. A realização de diversas técnicas de fixação produziu resultados

idênticos, descartando a hipótese de que a tais características representassem

artefatos em resposta a uma fixação inapropriada.

Foi observada, ainda, uma grande quantidade de mitocôndrias, em especial

nas regiões apicais e basais das células. Na região apical, elas podem ser

encontradas, principalmente, em uma faixa logo abaixo às microvilosidades, o que

deve ser resultado de um maior consumo de energia por enzimas e sistemas de

transporte ligados a membrana apical. Já na região basal, as mitocôndrias são

observadas associadas às invaginações da membrana plasmática basal, cujas

características serão discutidas a seguir.

A organização das invaginações da membrana plasmática basal nos

enterócitos

Um importante aspecto morfológico presente nos enterócitos das diversas

ordens de insetos é a ocorrência, nessas células, de especializações da membrana

plasmática basal, que se invaginam formando verdadeiros labirintos membranosos,

com muitas mitocôndrias associadas. Tal arranjo da membrana plasmática basal

está, normalmente, relacionado com o transporte de água e íons através do epitélio

(Threadgold, 1976; Martoja & Ballan-Dufrançais, 1984; Junqueira & Carneiro,

2005). O estudo realizado com a espécie Rhynchosciara americana por Ferreira et

al. (1981), previamente descrito, também analisou a organização deste sistema de

invaginações da membrana plasmática basal dos enterócitos, introduzindo a base

morfológica para o modelo de circulação endo-ectoperitrófica de enzimas digestivas.

Discussão

72

Os autores verificaram que as invaginações presentes nos cecos gástricos formam

um compartimento extracelular que possui acesso restrito à hemolinfa, devido à

presença de poucas aberturas das invaginações para o espaço extracelular. Tal

organização estrutural deve permitir à célula concentrar solutos nesse

compartimento, criando, assim, um gradiente de pressão osmótica entre o mesmo e o

lúmen ventricular, auxiliando, portanto, na tomada de água da luz, como deve

ocorrer na região do reto (Berridge, 1970; Ribeiro et al., 1990). Em contraste,

células que compõem os primeiros dois terços do ventrículo de R. americana

possuem invaginações da membrana plasmática basal mais elaboradas, associadas à

mitocôndrias, que se estendem até quase o ápice do enterócito. Essas invaginações

apresentam um grande número de aberturas para o espaço extracelular, organização

semelhante à encontrada em células com função secretora, como os túbulos de

Malpighi (Berridge, 1970; Ribeiro et al., 1990). Estas observações estão de acordo

com a idéia de que os cecos gástricos são responsáveis pela absorção de água e que

o ventrículo esteja ligado à sua secreção, movimentando a circulação endo-

ectoperitrófica de enzimas digestivas em R. americana (Ferreira et al., 1981).

Como se recorda, na larva da mariposa Erinnyis ello, o fluxo de água

estabelecido no sentido póstero-anterior é semelhante ao descrito para R. americana,

com a diferença de que, em E. ello, os cecos gástricos estão ausentes. De fato,

experimentos com a utilização de corantes confirmaram que a parte anterior do

ventrículo é responsável pela absorção de água da luz, realizando, neste inseto, o

papel dos cecos. Observações ultraestruturais, por sua vez, mostraram que as células

que compõem esta região ventricular parecem estar muito bem adaptadas a tal

função. Assim, os enterócitos apresentam superfície apical modificada na forma de

microvilosidades e membrana plasmática basal exibindo numerosas invaginações,

com muitas mitocôndrias associadas e poucas aberturas para a hemolinfa (Santos et

al., 1983). Ainda, segundo o modelo, admite-se que a região posterior do ventrículo

de E. ello deva ser capaz de secretar água para a luz do ventrículo. Mais uma vez, a

utilização de corantes como traçadores e as características morfológicas exibidas

pelas células desta região são compatíveis com a função presumida. Sendo assim, os

enterócitos apresentam uma membrana plasmática apical modificada na forma de

microvilosidades, bem como uma membrana plasmática basal muito invaginada,

Discussão

73

com inúmeras mitocôndrias associadas e numerosas aberturas para a hemolinfa

(Santos et al., 1983).

Foi feita, também, uma análise morfológica detalhada do tubo digestivo de

larvas de Musca domestica (Espinoza-Fuentes & Terra, 1987; Terra et al., 1988).

Mais uma vez, experimentos realizados com corantes evidenciaram os locais de

tomada e secreção de água ao longo do tubo digestivo. Assim, nesta espécie, a

região mediana do ventrículo parece ser o principal sítio de absorção de água (Terra

et al., 1988). De fato, esta região é rica em células denominadas células intersticiais,

caracterizadas pela presença de invaginações da membrana plasmática basal

formando uma rede complexa de pequenos canais longos e estreitos, em arranjo

paralelo, com muitas aberturas para a hemolinfa e mitocôndrias associadas. A

concentração de íons no interior desses canais, que por serem muito longos e

estreitos, apresentam um acesso restrito para a hemolinfa, gerando um gradiente

osmótico responsável pela tomada de água da luz ventricular. Este arranjo da

membrana plasmática basal, apresentado pelas células intersticiais em M. domestica,

é funcionalmente equivalente ao arranjo em que as invaginações da membrana

plasmática basal formam canais dilatados e ramificados com poucas aberturas para a

hemolinfa, representados pelos cecos gástricos de R. americana, comentados acima.

Dentro dos Orthoptera, nosso grupo realizou estudos morfológicos do sistema

digestivo tanto no grilo Gryllodes supplicans (Biagio et al., 2009), quanto no

gafanhoto Abracris flavolineata (Marana et al., 1997). No caso do grilo, observou-se

que tanto os cecos gástricos, quanto a região proximal do ventrículo anterior

constituem os principais sítios de absorção de água do intestino médio. De fato,

verificou-se que os enterócitos dessas regiões possuem labirintos basais com

mitocôndrias associadas e poucas aberturas para a lâmina basal. Da mesma forma,

constatou-se, nesta espécie, que as regiões média e posterior do ventrículo são

responsáveis pela tomada de água da hemolinfa e sua secreção na luz ventricular.

Labirintos basais das células destas regiões apresentam-se bastante elaborados, com

muitas mitocôndrias associadas e com um número grande de aberturas para a lâmina

basal.

Como relatado em gafanhotos, a circulação endo-ectoperitrófica de enzimas

ocorre apenas quando os animais estão em jejum. Estudos realizados em A.

Discussão

74

flavolineata (Marana et al., 1997) evidenciaram que, nesses insetos, os cecos

gástricos, ventrículo anterior e ventrículo médio possuem características

morfológicas de absorção de fluídos. De fato, enterócitos dessas regiões possuem

invaginações da membrana plasmática basal formando canais estreitos e ramificados

bem desenvolvidos que se abrem para a hemolinfa. No ventrículo posterior, por sua

vez, o labirinto formado pela invaginação da membrana plasmática basal é pouco

desenvolvido.

Em P. phyllinum, também foram observadas diferenças na organização dos

labirintos basais ao longo do ventrículo. Na região do VA, pôde ser verificada a

ocorrência de um labirinto pouco desenvolvido em extensão, formado por

invaginações de pequeno calibre e com poucas aberturas para a lâmina basal. A

presença de um sistema de um labirinto basal com estas características é indicativa,

tanto no VA quanto no VM, de atividade absortiva de água nessas células (Ribeiro

et al., 1990). É importante recordar que estas observações estão de acordo com os

resultados obtidos nos experimentos de ingestão de corante, nos quais apenas a

região do VA mostrou-se corada, indicando que, aparentemente, esta é a região onde

deve ocorrer uma absorção luminal significativa de água, impulsionando a

circulação endo-ectoperitrófica de enzimas digestivas. No VM, observou-se um

labirinto com invaginações de calibre semelhante ao do VA, porém mais

desenvolvido em extensão e com um número um pouco maior de aberturas para a

lâmina basal. Em contraste, ao longo de todo o VP, o labirinto basal exibe

características claramente distintas. Esta região se apresenta bastante extensa, com

invaginações da membrana plasmática basal se estendendo até metade das células,

com inúmeras aberturas para a lâmina basal. Pôde ser observado, ainda, um grande

número de mitocôndrias associadas a este labirinto basal. Estas características

morfológicas apresentadas pelo VP são indicativas de uma atividade de transporte

de água e íons da hemolinfa para a luz ventricular (Ribeiro et al., 1990). Entretanto,

experimentos de injeção de corante na hemolinfa não revelaram transporte de água

nesta região do ventrículo. Existe, pois, a possibilidade de que a região do VP possa

contribuir para o transporte de água da hemolinfa para a luz ventricular, mas em

níveis não detectáveis pelos experimentos com corante.

Discussão

75

Mecanismos de secreção existentes nos enterócitos

São conhecidos três mecanismos principais para a liberação de secreções

sintetizadas pelas células: o merócrino, o apócrino e o holócrino (Weiss, 1983;

Junqueira & Carneiro, 2005). No mecanismo de secreção do tipo merócrino, ocorre

um processo de fusão da membrana envolvente das vesículas secretoras com a

membrana plasmática apical da célula, num processo denominado de exocitose

(Avery et al., 1999), que resulta na liberação do conteúdo da vesícula para o meio

externo. Em vertebrados, este é o mecanismo de secreção que ocorre em células do

pâncreas exócrino e nas glândulas salivares (Segawa, 1998; Junqueira & Carneiro,

2005). Em insetos, este mecanismo de secreção foi observado no sistema digestivo

de diversas espécies como, por exemplo, em Tenebrio molitor (Cristofoletti et

al.,2001), em Erinnys ello (Santos et al., 1986), em Periplaneta americana (de

Lima, 2004), em Stomoxys calcitrans (Jordão et al., 1996b) e em Spodoptera

frugiperda (Jordão et al., 1999).

Na secreção apócrina, as vesículas de secreção são eliminadas com porções

do citoplasma apical (Gesase & Satoh, 2003). Em vertebrados, este tipo de secreção

é observado em glândulas sudoríparas e mamárias de mamíferos (Junqueira &

Carneiro, 2005). No sistema digestivo de insetos, secreção do tipo apócrina foi

constatada no ventrículo de T. molitor (Cristofoletti et al., 2001), bem como no de

Dermestes maculatus (Caldeira et al. 2007). Um modelo variante da secreção

apócrina foi, também, reconhecido em diversas espécies de insetos. Trata-se do

mecanismo de secreção denominado de microapócrino (Santos et al., 1983), onde as

vesículas de secreção penetram pelo interior das microvilosidades e, então, são

liberadas para a luz como vesículas exibindo dupla membrana, através da porção

lateral ou apical das microvilosidades. Tal mecanismo foi por nós constatado em

espécies de Lepidoptera, como E. ello (Santos, et al.,1983), S. frugiperda (Jordão et

al., 1999), bem como no piolho Haematopinus suis (Gonçalves, 2002).

Por fim, na secreção do tipo holócrina, todo o conteúdo celular, inclusive o

núcleo, é liberado junto com o produto da secreção (Junqueira & Carneiro, 2005).

Tal mecanismo é observado em glândulas sebáceas de mamíferos, bem como em

glândulas salivares de moluscos (Junqueira & Carneiro, 2005; Moura et al., 2004).

Discussão

76

Em insetos, secreção holócrina foi descrita no tubo digestivo de Apis mellifera

(Jimenez & Gilliam, 1990).

No caso da espécie estudada no presente trabalho, foram constatadas

diferenças importantes entre os enterócitos das diferentes regiões do ventrículo

quanto ao aspecto secretor. Assim, enterócitos do epitélio do VA e do VM

apresentaram evidências da ocorrência de um mecanismo de secreção do tipo

merócrino. No VA, foram observadas vesículas secretoras delimitadas por uma

membrana simples e de contorno circular, exibindo um conteúdo com duas regiões

distintas: uma região eletrondensa em forma de “meia lua” e uma região menos

eletrondensa. Tais vesículas puderam ser observadas junto à dictiossomos, no

citoplasma apical, assim como junto ao ápice da célula, seguindo a rota intracelular

de secreção.

No VM, por sua vez, foi constatada a ocorrência de vesículas secretoras com

características diferentes daquelas observadas em VA. Junto ao ápice, no citoplasma

apical e próximas aos dictiossomos elas apresentavam-se bastante eletrondensas.

É importante salientar que tanto na região do VA, quanto na região do VM

não foi observada a ocorrência de figuras típicas e inequívocas de exocitose. No

entanto, a extrema proximidade das vesículas de secreção com a membrana

plasmática apical, a observação de imagens sugerindo uma fusão das membranas

vesiculares com membranas apicais, bem como os resultados de experimentos de

imunocitoquímica, apontam fortemente para a ocorrência de um processo exocítico

nessas regiões do ventrículo de P. phyllinum. Exemplos semelhantes foram descritos

no intestino de outros insetos, como D. maculatus (Caldeira et al., 2007), G.

sigilatus (Biagio et al., 2009), T. molitor (Cristofoletti et al., 2001), A. flavolineata

(Marana et al., 1997), P. americana (de Lima, 2004), E. ello (Santos et al., 1986) e

M. domestica (Jordão et al., 1996a).

Por outro lado, nos enterócitos que compõem o VP, foi observada uma forma

diversa de secreção. Na região do VPI, foram evidenciadas dilatações nas pontas das

microvilosidades, algumas das quais exibindo pequenas vesículas de baixa

eletrondensidade em seu interior. O mesmo foi constatado na região do VPII.

Entretanto, como nesta última região as microvilosidades possuem um tamanho

maior, foi possível evidenciar a presença de dilatações contendo pequenas vesículas

Discussão

77

não apenas nas pontas das microvilosidades, mas também ao longo de seu

comprimento. A presença de vesículas associadas com microvilosidades já foi

observada em diversos insetos. Tais observações sugerem a ocorrência de uma

secreção do tipo microapócrina, que consiste na eliminação de pequenas vesículas,

com uma ou duas membranas, do ápice das microvilosidades celulares ou ao longo

de seu comprimento (Santos et al., 1986; Cristofoletti et al., 2001). Alguns

pesquisadores interpretaram tais estruturas como se tratando de artefatos (Cruz-

Landim et al., 1996). No entanto, secreção do tipo microapócrina foi

experimentalmente demonstrada como refletindo um mecanismo funcional natural

do enterócito, com comprovação imunocitoquímica tanto em E. ello (Santos et al.,

1986), quanto em Spodoptera frugiperda (Jordão et al., 1999).

A ocorrência de dois mecanismos de secreção diferentes ao longo do tubo

digestivo de P. phyllinum sugere que cada uma dessas regiões contribua de maneira

diversa para a formação do produto secretor final na luz ventricular. De fato, como

veremos mais adiante, experimentos de imunomarcação mostram que apenas as

regiões do VA e do VM apresentam vesículas secretoras contendo amilase e

tripsina, estando as duas enzimas ausentes em VP.

A presença de dois mecanismos de secreção distintos no ventrículo de P.

phyllinum não é um fato inusitado, uma vez que tal constatação já foi feita para

representantes de diversas ordens de insetos. No besouro D. maculatus, por

exemplo, foi constatada, em seus enterócitos, a ocorrência tanto de secreção

merócrina por exocitose, quanto de secreção apócrina, sendo que este último tipo de

secreção concentrava-se nos cecos e ventrículo anterior (Caldeira et al., 2007). Da

mesma forma, em outro Coleoptera, T. molitor, também foram constatados esses

dois tipos de secreção. Nesta espécie, verificou-se que a secreção apócrina era

realizada por células da região anterior do ventrículo, enquanto que a secreção

merócrina estava presente apenas na região posterior. Um padrão semelhante foi

observado em G. supplicans, no qual células dos cecos gástricos realizavam

secreção do tipo apócrina, enquanto que a secreção merócrina, através de exocitose,

foi constatada ao longo do ventrículo e também nos cecos. Entre os Lepidoptera, foi

verificado que, em E. ello e em S. frugiperda, o ventrículo anterior realiza secreção

Discussão

78

do tipo microapócrina, enquanto que o ventrículo posterior secreta através de um

mecanismo merócrino (Santos et al., 1983; Jordão et al., 1999).

Imunolocalização ultraestrutural de amilase e tripsina

Como apresentado nos resultados deste trabalho, experimentos de “western

blot” apontaram a ocorrência de homologia entre os anticorpos anti-tripsina de M.

domestica e anti-amilase de T. molitor e as respectivas enzimas em P. phyllinum. As

bandas correspondentes à amilase de P. phyllinum apresentaram, juntamente com o

controle positivo (homogeneizado do intestino de T. molitor), um peso molecular em

torno de 65 kDa, o que é esperado para tal enzima (Cristofoletti et al., 2001). Já para

tripsina, a banda obtida a partir do controle positivo (homogeneizado do intestino de

M. domestica), indicou um peso molecular próximo de 30 kDa, o que, mais uma

vez, está de acordo com o peso molecular apresentado para essa enzima (Jordão et

al., 1996a). A banda obtida a partir do homogeneizado do epitélio ventricular de P.

phyllinum, por outro lado, apontou uma massa molecular de aproximadamente 60

kDa. Foi proposta, então, a possibilidade da tripsina encontrar-se organizada na

forma de dímeros no ventrículo de P. phyllinum. Tal hipótese foi testada através da

realização de uma eletroforese em gel de poliacrilamida em condições semi-

desnaturantes (ver material e métodos). A atividade de tripsina foi, então, detectada

através da aplicação de substrato Z-FR-MCA 1 mM sobre o gel e constatação da

fluorescência emitida pela liberação do MCA, indentificando, assim, a banda

referente à tripsina no gel. O procedimento revelou, em homogeneizados de P.

phyllinum, uma banda de atividade de tripsina com cerca de 60 kDa, confirmando

que a banda de 60 kDa visualizada a partir do “western blot” corresponde, de fato, à

tripsina.

Uma vez constatada esta homologia, foi possível a detecção destas duas

enzimas nos enterócitos a nível ultraestrutural, com a utilização de anticorpos

conjugados com partículas de ouro, permitindo não só localizar a região do

ventrículo onde se dá a síntese e secreção destas enzimas, como também o

mecanismo pelo qual são secretadas para a luz ventricular.

Discussão

79

Assim, tanto para amilase quanto para tripsina, foi observada marcação por

imuno-ouro nos enterócitos do VA e VM. Tal marcação foi detectada nas áreas de

Golgi, nas vesículas secretoras características dessas regiões e na luz do ventrículo,

em especial entre as microvilosidades e junto à membrana peritrófica. Estas

observações corroboram os resultados obtidos a partir de ensaios de atividade

enzimática para essas enzimas, discutidos adiante, e indicam que tanto a amilase

quanto a tripsina devem ser secretadas para a luz do ventrículo por um processo

merócrino. É importante notar que, tanto no ventrículo anterior quanto no médio, as

vesículas responsáveis pela secreção de amilase e tripsina são morfologicamente

idênticas, o que indica que ambas as enzimas digestivas devem ser secretadas

conjuntamente através da mesma via secretora.

Tais resultados contrastam com experimentos de imunolocalização realizados

em outras espécies de insetos. Um estudo feito com larvas de T. molitor

(Cristofoletti et al., 2001) mostrou que a amilase é secretada por um mecanismo

apócrino no ventrículo anterior, enquanto que a tripsina é secretada através de um

processo merócrino no ventrículo posterior. Assim, parece haver, nesta espécie, uma

separação espacial entre a digestão de açúcares e de proteínas, sendo que a primeira

deve ocorrer, majoritariamente, no ventrículo anterior, enquanto que a segunda deve

ocorrer no ventrículo posterior. Já em P. phyllinum, as duas enzimas, aparentemente,

são secretadas na mesma região do ventrículo, embora pareça haver uma separação

espacial em termos funcionais, devido ao pH ótimo dessas enzimas serem diferentes,

como será discutido mais adiante.

Os túbulos de Malpighi e os apêndices ventriculares

Os apêndices ventriculares são estruturas formadas por canalículos que se

protraem das protuberâncias ventriculares associadas ao VP, na região do VPI.

Anatomicamente e histologicamente, os canalículos são muito similares aos túbulos

de Malpighi, com os quais devem partilhar algumas de suas funções. No entanto, os

túbulos de Malpighi estão, na grande maioria dos insetos, inseridos na interface

entre o ventrículo e o intestino posterior, enquanto que os canalículos se inserem

Discussão

80

diretamente no ventrículo, colocando em dúvida sua real função. Uma visão

comparativa entre essas duas estruturas torna-se, pois, fundamental para se tentar

compreender a razão da existência deste sistema canalicular entre os Phasmida.

Aspectos funcionais dos túbulos de Malpighi

Os túbulos de Malpighi são os principais órgãos de excreção em insetos.

Tratam-se de tubos longos e finos que se encontram livres na hemocele, com sua

região proximal se abrindo no tubo digestivo na região do piloro e sua região distal

terminando em fundo cego. Tais estruturas variam em tamanho nas diferentes

espécies, indo desde 2 mm até 100 mm de comprimento e de 10 m a 30 m de

diâmetro. Estão presentes na maioria dos grupos de insetos e variam em número, de

apenas 2 em alguns coleópteros, até mais de 250 em certas espécies de gafanhotos.

Em espécies com poucos túbulos de Malpighi, eles se apresentam como tubos

longos, finos e com muitas enovelações (Ruppert et al., 2003). Em espécies com um

grande número de túbulos de Malpighi, por outro lado, eles são mais curtos e,

frequentemente, se apresentam agrupados formando emaranhados (Ruppert et al.,

2003; Chapman, 1998). Os túbulos de Malpighi são responsáveis pela retirada de

excretas da hemolinfa, sendo suas células responsáveis pela produção de um filtrado

inicial (chamado urina primária), contendo ureia, uratos, sais e outros compostos

removidos da hemolinfa e descarregados na luz intestino posterior (Chapman, 1998;

Beyenbach, 2003). A urina primária é, então, modificada na região do reto através

da reabsorção seletiva de água, sais e outras substâncias pelas papilas retais e

excretada como urina pelo ânus, juntamente com as fezes (Chapman, 1998).

O movimento de água da hemolinfa para os túbulos de Malpighi depende do

transporte ativo de íons para a luz do túbulo. Geralmente, o íon predominantemente

transportado é o potássio, mas o sódio pode ter um papel importante em alguns

insetos, como, por exemplo, em espécies hematófagas, que obtém quantidades

abundantes deste cátion a partir de sua dieta (Chapman, 1998). Uma ATPase na

membrana plasmática apical bombeia prótons (H+) para a luz dos túbulos, os quais

são, então, trocados por uma proteína transportadora, por potássio ou sódio das

células dos túbulos de Malpighi. Ânions de cloro seguem o mesmo trajeto devido ao

Discussão

81

gradiente eletroquímico estabelecido e a água passa através das células por conta do

gradiente osmótico estabelecido pelo acúmulo de íons na luz dos túbulos (Van

Kerkhove, 1994; Beyenbach, 1995; Pannabecker, 1995; Al-Fifi et al., 1998;

Chapman, 1998).

Análise morfológica dos túbulos de Malpighi

Anatomicamente, os túbulos de Malpighi são tubos delgados que se protraem

da região do piloro em insetos, ficando livres na cavidade corporal e terminando em

fundo cego (Chapman, 1998; Nation, 2008). Em P. phyllinum estão presentes mais

de 100 túbulos de Malpighi, cada um deles medindo cerca de 40 mm de

comprimento e por volta de 10 a 30 m de diâmetro. Nesta espécie, se inserem no

ventrículo na região do piloro em agrupamentos de três túbulos.

Observou-se, em P. phyllinum, que os túbulos de Malpighi possuem faixas

musculares organizadas helicoidalmente ao seu redor, bem evidentes nas imagens de

microscopia eletrônica de varredura. Tal organização muscular também foi

verificada em outros ortopteróides, em Odonata e em alguns Hymenoptera

(Chapman, 1998). Acredita-se que essas faixas musculares produzam movimentos

ondulantes dos túbulos na hemocele, fazendo com que estes entrem em maior

contato com a hemolinfa, contribuindo, também, para o movimento de fluido em seu

interior (Chapman, 1998). De fato, em tubos digestivos de P. phyllinum observados

imediatamente após dissecção, convenientemente isolados e imersos em solução

salina, foi constatada a ocorrência de um nítido movimento serpenteante dos túbulos

de Malpighi.

Histologicamente, os túbulos de Malpighi em P. phyllinum são muito

semelhantes àqueles descritos em outras espécies de insetos (Wigglesworth &

Salpeter, 1961; Martoja & Ballan-Dufrançais, 1982), incluindo algumas da ordem

Phasmida (Ramsay, 1955; Bartheau, 1963; Taylor, 1971b). Ultraestruturalmente,

também pôde ser constatado que as células que compõe os túbulos de Malpighi da

espécie estudada possuem características essencialmente similares às encontradas

em outras espécies (Smith, 1968; Taylor, 1971b; Garrett et al., 1988;). Tratam-se de

células arredondadas, com microvilosidades apicais modificadas, exibindo

Discussão

82

mitocôndrias em seu interior. Tal arranjo reflete a intensa atividade metabólica nesta

região, relacionada, principalmente, ao transporte ativo de íons através dessa

membrana (Nation, 2008). O citoplasma é rico em dictiossomos, retículo

endoplasmático rugoso e mitocôndrias. Na membrana plasmática basal, pôde ser

verificada a presença de um labirinto basal bastante desenvolvido, com invaginações

que se estendem até metade das células, com muitas aberturas para a lâmina basal e

inúmeras mitocôndrias associadas. Como se recorda, tais especializações também

foram observadas nos enterócitos ventriculares e são indicativas de um intenso

transporte de água e íons através das células. Enquanto que, nos enterócitos de

insetos, esse arranjo está ligado com os fluxos de água no ventrículo (Ribeiro et al.,

1990), no caso dos túbulos de Malpighi, a presença de um labirinto basal altamente

desenvolvido está relacionada à principal função fisiológica realizada por essas

estruturas, que é a produção de urina primária através da retirada de íons e água da

hemolinfa, juntamente com substâncias a serem excretadas. Nas membranas laterais

das células que compõe os túbulos de Malpighi foi, ainda, identificado um tipo de

junção intercelular diferente daquele encontrado nos enterócitos do ventrículo.

Tratam-se de junções septadas escalariformes, comumente observadas em túbulos de

Malpighi, e que constituem a principal barreira de permeabilidade deste epitélio

(Lane, 1984).

Análise morfológica comparativa entre os túbulos de Malpighi e os

apêndices ventriculares

O sistema de protuberâncias ventriculares e canalículos constituem uma

característica anatômica sem paralelo em outros grupos de insetos. A presença deste

sistema já havia sido constatada em outras espécies de Phasmida, mas de modo

muito geral e sem qualquer atribuição funcional, sendo, geralmente, considerado

como túbulos de Malpighi modificados (Ramsay 1955; Bertheau, 1963; Gangrade,

1965; Beadle, 1972; Richards & Davies, 1982). De fato, muitas são as semelhanças

entre as duas estruturas, tanto do ponto de vista anatômico, quanto histológico e

ultraestrutural. Além do próprio aspecto anatômico dessas estruturas, pôde-se, ainda,

Discussão

83

constatar, em ambas, a presença de uma musculatura helicoidal ao seu redor.

Histologicamente, são formadas por uma camada única de células binucleadas, de

aparência pavimentosa. Ultraesturalmente, foi verificado que, tanto nos túbulos de

Malpighi, quanto nos canalículos, estão presentes células polarizadas com

microvilosidades apicais modificadas, contendo mitocôndrias em seu interior, bem

como invaginações da membrana plasmática basal com mitocôndrias associadas.

Por outro lado, existem algumas diferenças morfológicas significativas entre

as duas estruturas. Além da diferença de diâmetro, verificou-se que as células dos

canalículos são menores e de formado mais achatado que as dos túbulos de

Malpighi. No lúmen de muitos túbulos de Malpighi, pôde ser observada a presença

de cristais, provavelmente de sais de cálcio ou uratos (Chapman, 1998 ; Nation,

2008), ausentes na luz dos canalículos. Ultraestruturalmente, o maior contraste entre

as células que compõe os túbulos de Malpighi e as que compõem os canalículos foi

constatado na organização das invaginações da membrana plasmática basal. Nos

canalículos, observou-se que essas especializações são menos extensas, apesar de

possuírem, igualmente, muitas aberturas para a lâmina basal. Um outro aspecto é a

ocorrência de um número reduzido de mitocôndrias associadas a essas

especializações nos canalículos. Além das diferenças morfológicas apresentadas,

experimentos com a utilização de corante indicaram um comportamento fisiológico

diverso para essas estruturas. Assim, injeções de amaranto na hemolinfa de animais,

tanto em jejum, quanto alimentados, mostraram que o corante é transportado

avidamente através dos túbulos de Malpighi para o intestino do animal, enquanto

que os canalículos não ficam corados, mesmo após longos períodos de tempo depois

da injeção de corante.

Todas essas observações indicam que os apêndices ventriculares devem

possuir um papel fisiológico diverso daquele realizado pelos túbulos de Malpighi.

Como se discutirá mais adiante, a ocorrência de um pH alcalino no conteúdo do VP,

principalmente no VPI, região da inserção dos apêndices ventriculares, parece

indicar que uma das funções dos canalículos seja a de alcalinizar esta região do

ventrículo. De fato, a constatação da presença de um acúmulo de uma substância

fortemente eosinófila, histologicamente detectada nas aberturas das protuberâncias

ventriculares, é um fato muito sugestivo de que esta hipótese possa ser verdadeira.

Discussão

84

Aspectos bioquímicos

Ensaios de atividade enzimática

No que diz respeito à digestão de proteínas e carboidratos, foram analisadas,

quantitativamente, as atividades de amilase, tripsina, quimotripsina, maltase e

aminopeptidase ao longo do intestino de P. phyllinum. Esta espécie de inseto é

estritamente herbívora, alimentando-se exclusivamente de folhas de vegetais, que

contém, principalmente, amido como reserva energética, passível de digestão por P.

phyllinum, que necessita ser quebrado em monômeros (glicose) para ser absorvido.

Este amido deve ser quebrado por uma amilase (endoglucanase), com a liberação de

fragmentos menores (oligossacarídeos) que, por sua vez, devem ser quebrados em

glicose, sendo que esta hidrólise é realizada por glicosidases, liberando, finalmente,

os monômeros. Portanto, uma análise da atividade tanto de amilase, quanto de

maltase devem fornecer uma visão geral da digestão de carboidratos nesta espécie de

inseto.

A digestão de proteínas é iniciada, normalmente, pela ação de enzimas

despolimerizadoras, como serina-proteinases ou cisteína-proteinases, as quais atuam

clivando uma região interna de cadeias polipeptídicas (endopeptidases), quebrando-

as em fragmentos menores. Esses fragmentos, por sua vez, são quebrados por

oligopeptidases, como aminopeptidases e carboxopeptidases, ou ainda, dipeptidases,

liberando aminoácidos livres passíveis de absorção pelo epitélio intestinal. Assim,

mais uma vez, a análise da atividade de tripsina, quimotripsina e aminopeptidase

devem dar um panorama de como e em quais regiões do intestino ocorre a digestão

de proteínas, desde a despolimerização inicial por endopeptidases até a liberação

final de aminoácidos livres (Rawlings et al., 2004).

Os resultados obtidos permitem afirmar que as enzimas tripsina, amilase e

quimotripsina são secretadas, principalmente, pela região do VA e, em menor escala,

pela região do VM. A elevada atividade destas enzimas no intestino anterior, bem

como a sua virtual ausência nos homogeneizados de glândula salivar e em

macerados de folhas de Psidium sp., nos permitem levantar a hipótese de que tais

enzimas, na verdade, se difundem a partir do VA para o intestino anterior. Isto se

Discussão

85

dá, provavelmente, através de atividade anti-peristáltica da musculatura do sistema

digestivo. Tal mecanismo, provavelmente, ocorre em diversas espécies de insetos,

sendo observado de forma particularmente clara em alguns Orthoptera (cf. Biagio et

al., 2009).

Atividade da enzima aminopeptidase, por sua vez, foi obtida em frações do

precipitado do tecido epitelial, que correspondem à membrana apical dos

enterócitos. Já a maltase foi encontrada, principalmente, na fração solúvel do tecido

epitelial centrifugado, que corresponde à enzimas fracamente aderidas ao epitélio,

provavelmente ligadas ao glicocálix.

A partir desses resultados, foi possível constatar que a digestão de

carboidratos deve ter início no intestino anterior, pela atuação da enzima amilase,

responsável pela quebra inicial de grandes cadeias de carboidratos (Terra & Ferreira,

1994). A quebra de carboidratos prossegue à medida que o material ingerido passa

para o ventrículo (atingindo o VA). Oligômeros de carboidratos, uma vez digeridos

a um tamanho suficientemente pequeno, se difundem através da membrana

peritrófica e são quebrados a dímeros ou monômeros de carboidratos por maltases

associadas ao epitélio intestinal. Estas enzimas estão presentes em toda a região

ventricular (em menor escala no epitélio do VM). Os monômeros resultantes são,

então, absorvidos pelos enterócitos.

As proteínas, por sua vez, são digeridas primeiramente pela tripsina. Esta

enzima ataca, particularmente, sítios hidrofílicos de proteínas, os quais, geralmente,

se localizam na região mais externa da estrutura terciária da proteína. A quebra

inicial das proteínas presentes no alimento pela tripsina revela seus sítios

hidrofóbicos, que geralmente se localizam no interior da estrutura terciária das

moléculas. Tais sítios hidrofóbicos são, então, atacados pela enzima quimotripsina

que possui especificidade para eles. As enzimas digestivas tripsina e quimotripsina

geralmente possuem uma distribuição semelhante no sistema digestivo de insetos

(Applebaum, 1985).

Em P. phyllinum, a atividade de tripsina se concentra, principalmente, no

intestino anterior e, em seguida, no VA, enquanto que a distribuição da atividade de

quimotripsina é semelhante, apenas se concentrando mais no VA do que no intestino

anterior. É possível, no entanto, que a digestão de proteínas por tripsina ocorra, de

Discussão

86

forma mais significativa, nas regiões do VM e do VP. Apesar de sua atividade

nessas regiões não ser majoritária, o pH ótimo dessa enzima se aproxima mais do

pH encontrado no lúmen dessas regiões (ver abaixo). Sendo assim, após a digestão

inicial de proteínas no espaço endoperitrófico ventricular, os peptídeos

suficientemente digeridos se difundem através da membrana peritrófica para o

espaço ectoperitrófico. Ao atingirem o epitélio ventricular, ocorre a digestão final

realizada pela aminopeptidase presente na membrana plasmática apical dos

enterócitos. É importante notar que a atividade da aminopeptidase se concentra nas

regiões do VM e, principalmente, no VP, regiões onde a digestão final de proteínas,

bem como a absorção de aminoácidos, deve ocorrer majoritariamente.

É interessante comparar este modelo de digestão para P. phyllinum ao

observado para outros Polineoptera, em particular com membros da ordem

Orthoptera, que, como dito acima, são proximamente relacionados aos Phasmida

(Grimaldi & Engel, 2005). Estudos realizados tanto com membros da ordem

Caeliphera – gafanhotos (Ferreira et al., 1990; Marana et al., 1997), quanto da

ordem Ensiphera – grilos (Woodring et al., 2007; Biagio et al., 2009) mostram que,

nestes animais, a digestão de carboidratos ocorre, principalmente, no intestino

anterior e no lúmem dos cecos gástricos, localizados na região anterior do

ventrículo, enquanto que a digestão de proteínas acontece, principalmente, nos cecos

gástricos e no epitélio ventricular (ver também Terra et al., 1996). Em P. phyllinum,

os cecos estão ausentes e os principais sítios de digestão de carboidratos são o

intestino anterior e o VA, enquanto que a digestão de proteínas deve ocorrer

principalmente, como vimos, no VM e no VP.

Compartimentalização da digestão e reciclagem de enzimas digestivas

As taxas de excreção de enzimas digestivas do ventrículo de P. phyllinum,

tanto em animais alimentados, quanto em jejum, foram iguais ou inferiores a 35%.

Apesar disso, não foram detectados inibidores endógenos no ventrículo do animal e,

ao menos para tripsina (ver adiante), foi constatado que as alterações de pH ao longo

do ventrículo não são responsáveis pela inativação da enzima. Além disso, amilase,

tripsina e quimotripsina ocorrem, principalmente, na região do intestino anterior e

Discussão

87

VA, o que seria esperado se as enzimas fossem recuperadas a partir do bolo

alimentar antes de serem excretadas. Baseado nesses resultados, bem como no

modelo de reciclagem de enzimas desenvolvido para R. americana (Ferreira et al.,

1981), é possível propor que, também nesta espécie, a reciclagem de enzimas

digestivas ocorra, tanto animais alimentados quanto em animais em jejum, através

de um contra-fluxo causado pelo transporte de água a partir dos túbulos de Malpighi

(e, possivelmente, pelo epitélio do VP) e sua absorção na região do VA. Análises

ultraestruturais, discutidas acima, dão suporte ao mecanismo proposto, uma vez que

a região do VA possui características morfológicas associadas à absorção de água,

enquanto que os enterócitos do VP possuem características morfológicas associadas

com a secreção de água. No entanto, os túbulos de Malpighi parecem ser os

principais responsáveis pela tomada de água da hemolinfa para a luz do tubo

digestivo, como mostraram os resultados com a utilização de corante como traçador.

De fato, os resultados com o emprego de corante deram, como já dito, um

suporte importante para o modelo proposto de circulação de enzimas em P.

phyllinum. Assim, a ingestão de amaranto mostrou que o VA é o principal sítio de

absorção de água, tanto em animais em jejum, quanto alimentados. Entretanto, a

injeção de corante na hemolinfa evidenciou a existência de um contra-fluxo de água

apenas em animais mantidos em jejum, o que seria equivalente ao observado em

gafanhotos (Dow, 1981; Marana et al., 1997). Uma vez que as medidas bioquímicas

de taxa de excreção de enzimas secretadas em P. phyllinum são baixas, tanto em

animais em jejum, quanto alimentados, o mecanismo de contra-fluxo de enzimas

parece ocorrer em ambas as situações. Deste modo, em animais alimentados, este

contra-fluxo não seria detectável pelos experimentos com corante, justificando os

resultados obtidos, aparentemente conflitantes.

Medidas de pH luminal e efeito do pH sobre tripsina e amilase

As medidas de pH luminal em P. phyllinum evidenciaram grandes diferenças

de pH no tubo digestivo desta espécie. Enquanto o pH no intestino anterior e VA se

apresenta ácido (em torno de 5,5), as medidas apontam para valores de pH cada vez

mais alcalinos ao longo do ventrículo, atingindo o máximo valor de pH na região do

Discussão

88

VPI (9,1). A partir daí, o valor de pH diminui um pouco no VPII e, no intestino

posterior, ele tende a neutralidade (7,3).

Segundo Terra & Ferreira (1994), o pH luminal é uma importante

característica do intestino de insetos, pois sua variação pode afetar o desempenho de

enzimas digestivas. No entanto, segundo os próprios autores, não é necessário que

haja uma correlação direta entre o pH ventricular e o pH ótimo das enzimas

digestivas. No caso de P. phyllinum, foram estimados o pH ótimo de amilase e de

tripsina. Enquanto o pH ótimo de amilase - em torno de 5,0 - parece corresponder

com pH da região intestinal onde foi observada maior atividade desta enzima

(intestino anterior e ventrículo anterior), o valor de pH ótimo para tripsina - em

torno de 9,0 - por outro lado, foi bastante discrepante com o valor do pH no intestino

anterior e ventrículo anterior onde a maior parte da enzima está presente. Essa

divergência entre o pH ótimo de tripsina e o pH do conteúdo luminal onde esta

enzima atua já foi observada em Dermestes maculatus (Caldeira et al., 2007), bem

como em Periplaneta americana (Junior, 2000) e pode se tratar de um fenômeno

comum em insetos.

É importante salientar que o pH ótimo para atividade de tripsina

(9,0) aproxima-se do pH presente no VP e na parte distal do VM. Assim, como já

comentado, é possível que grande parte da digestão de proteínas se dê nestas regiões

do ventrículo.

A presença de um pH alcalino no lúmem do sistema digestivo de insetos não

é inédita e já foi constatada em alguns grupos, particularmente, em larvas de

besouros da família Scarabaeidae, e larvas de lepidópteros fitófagos e dípteros da

família Nematocera (Terra, 1988; Biggs & McGregor, 1996; Terra & Ferreira,

2012). Acredita-se que a alta alcalinidade presente no ventrículo das larvas de

lepidópteros permita a estes animais se alimentarem de vegetais ricos em taninos,

visto que tal composto se liga a proteínas e reduz a eficiência da digestão em pHs

mais ácidos (Berembaum, 1980), o que pode ser o caso, também, para larvas de

Nematocera. Por outro lado, nas larvas de besouros da família Scarabaeidae, o alto

pH no lúmen do intestino parece estar relacionado com o auxílio na extração de

polissacarídeos da parede celular (Biggs & McGregor, 1996; Terra, 1988). Em

particular, um pH alcalino pode ter um papel em liberar hemicelulose da parede

Discussão

89

celular das plantas ingeridas por insetos, visto que, em experimentos de química

analítica, a extração de hemicelulose geralmente é realizada com auxílio de

substâncias alcalinas (Blake et al.,1971). Larvas de E. ello, por exemplo, são

capazes de digerir hemicelulose sem alterar a celulose presente nas folhas que elas

ingerem (Terra, 1988). Ainda existem outras explicações funcionais possíveis para o

alto pH medido no conteúdo intestinal de alguns insetos. Um pH alcalino poderia ser

responsável pela inativação de enzimas potencialmente danosas presentes nos

vegetais dos quais estes insetos se alimentam (Felton et al., 1992), ou, ainda, poderia

ajudar na extração de proteínas vegetais solúveis em pH alcalino (Felton & Duffey,

1991).

No caso de P. phyllinum, por sua vez, é pouco provável que o pH alcalino na

região de VPI tenha qualquer uma das funções citadas. De fato, esta espécie se

alimenta, preferencialmente, de folhas de plantas da ordem Myrtaceae (Sottoriva et

al., 2008), algumas das quais acumulam compostos tanínicos em suas folhas.

Entretanto, no caso deste Phasmida, o pH alcalino se encontra na região do VP e a

digestão primária de alimento por polimerases tem início na região do intestino

anterior e VA. Assim sendo, a presença de um pH alcalino na região do VP,

provavelmente, não é responsável por impedir que os taninos se liguem às

polimerases digestivas nesta espécie. Além disso, um pH de cerca de 8,0 é suficiente

para prevenir que o tanino se ligue à proteínas (Terra, 1988) e o pH no VPI de P.

phyllinum chega a 8,9. Da mesma forma, é nas regiões do intestino anterior e do VA

onde ocorre a digestão majoritária de carboidratos, o que torna, também, pouco

provável a hipótese de que o pH alcalino esteja auxiliando na digestão de

hemicelulose nesta espécie. Assim, a ideia mais plausível continua sendo a de que,

em P. phyllinum, as diferenças de pH ao longo do ventrículo estejam relacionadas a

uma separação espacial da atividade enzimática da amilase e da tripsina, com pHs

ótimos diferentes. Esta diferença de pH também pode ter algum papel na atividade

de outras enzimas digestivas não ensaiadas neste trabalho.

A grande variação do pH ao longo do ventrículo de P. phyllinum, em

particular a constatação de um pH bastante alcalino na região posterior do

ventrículo, motivou a investigação dos processos fisiológicos atuantes nesta região

responsáveis pela manutenção desse pH. Assim, levantou-se a hipótese de que o

Discussão

90

sistema de apêndices ventriculares, presentes nesta região do ventrículo, pudesse

estar relacionado com a alcalinização de sua luz. Com o intuito de testar tal hipótese,

foi tentada a realização de ensaios enzimáticos de enzimas com papel conhecido no

processo de transporte de prótons ou outras formas de alteração de pH, como

ATPases e anidrase carbônica, por exemplo (Terra et al., 1988), para as diversas

regiões do ventrículo, além dos tubúlos de Malpighi e canalículos. Tais resultados

serão discutidos a seguir.

O papel fisiológico do sistema de apêndices ventriculares

Como se recorda, a constatação de diferenças morfológicas entre os

canalículos ventriculares e os túbulos de Malpighi, bem como o comportamento

diverso dessas estruturas frente à tomada de corante da hemolinfa, indicam que os

apêndices ventriculares devem possuir um papel fisiológico diferente daquele

realizado pelos túbulos de Malpighi. A partir destes dados, foi levantada, então, a

hipótese de que a função dos apêndices ventriculares esteja relacionada com a

manutenção do pH alcalino luminal na região do VP, onde se inserem. Alguns

resultados obtidos são compatíveis com esta suspeita. Assim, na análise histológica,

foram observados acúmulos de uma substância fortemente corada por eosina

amarela nas pequenas aberturas das protuberâncias ventriculares para a luz do tubo

digestivo. Este resultado indica ser, esta, uma substância acidófila e, portanto, de

caráter básico, o que pode significar que os apêndices ventriculares possam,

realmente, estar secretando substâncias alcalinas (como íons bicarbonato) para a luz

do ventrículo, contribuindo, assim, para a sua alcalinização. Os ensaios para

ATPase, realizados em P. phyllinum, não revelaram uma atividade significativa

dessa enzima nas regiões estudadas (ventrículo, apêndices ventriculares e túbulos de

Malpighi). Tal resultado não é compatível com a função conhecida de algumas

dessas regiões, como os túbulos de Malpighi, por exemplo (Towle, 1984). Dessa

forma, não se pode considerá-lo como conclusivo, havendo, pois, a necessidade de

realizar novos experimentos para se esclarecer este aspecto. Os ensaios de anidrase

carbônica, por outro lado, mostraram que, nos canalículos, ocorre uma intensa

atividade desta enzima, superior àquela observada nos túbulos de Malpighi e no

Discussão

91

ventrículo. Desta maneira, é possível que as células dos canalículos (e,

possivelmente, das protuberâncias ventriculares) secretem íons bicarbonato (HCO3-),

alcalinizando o conteúdo da região do VP (especialmente o VPI) nestes animais.

Segundo esta hipótese, a anidrase carbônica, presente nos canalículos, produziria

ácido carbônico (H2CO3), que, então, se dissociaria em um íon bicarbonato (HCO3-)

e um próton (H+). O bicarbonato seria, então, secretado para a luz canalicular através

da ação de uma ATPase ativada por bicarbonato. Tal processo se daria de forma

similar ao que ocorre no duodeno de mamíferos, onde, da mesma forma, o conteúdo

estomacal ácido é alcalinizado através de íons bicarbonato secretados para a luz do

intestino (Humphreys & Choul, 1979; Sachs et al., 1982; Garner et al., 1983). Terra

et al. (1988), em estudos com o sistema digestivo de M. domestica, propôs,

primeiramente, para este inseto, a ocorrência de um sistema de tamponamento

similar ao descrito acima para P. phyllinum. Neste caso, na região mediana do

ventrículo, exibindo um pH ácido (3,1), ocorreria uma secreção de prótons (H+)

(resultado da ação de uma anidrase carbônica) e de Cl- para a luz ventricular,

acidificando seu conteúdo. A alcalinização do ventrículo posterior (com pH 6,8),

principalmente, assim como do ventrículo anterior (6,1), seria por ação de uma

ATPase ativada por bicarbonato, também originado da ação de uma anidrase

carbônica nessas regiões ventriculares. Entretanto, estudos subsequentes (Terra &

Regel, 1995), revelaram que, neste caso, a alcalinização do ventrículo, muito

provavelmente, é realizada por um sistema de secreção de amônia e não de

bicarbonato. Se o mesmo sistema de tamponamento ocorre em P. phyllinum, é uma

questão ainda em aberto, que merece estudos mais detalhados.

No caso de P. phyllinum, os resultados obtidos no presente estudo permitiram

levantar a hipótese de que os canalículos dos apêndices ventriculares sejam

estruturas homólogas aos túbulos de Malpighi, mas que, ao longo do processo

evolutivo, se diferenciaram no sentido de promoverem a alcalinização da porção do

VP, interagindo, desse modo, com o processo digestivo do inseto.

Discussão

92

Conclusão

O presente estudo do sistema digestivo de P. phyllinum constatou a existência

de uma intensa atividades secretora nos enterócitos ao longo do ventrículo, que é a

região mais importante do sistema digestivo nos insetos. Esta atividade é mais

intensa, principalmente, no VA e no VM. Estas regiões constituem o principal sítio

de produção e secreção das polimerases que atuam na primeira fase da digestão,

enquanto que a digestão final e absorção do alimento deve se dar ao longo de todo

ventrículo. As vesículas de secreção apresentam aspectos ultraestruturais diversos,

de acordo com a região estudada, e parecem ser eliminadas através de dois

mecanismos diferentes: o merócrino, que ocorre nas regiões do VA e VM, e o

microapócrino, que ocorre em enterócitos ao longo de todo VP. Foi constatado,

através de experimentos de imunolocalização ultraestrutural, que a tripsina e a

amilase são secretadas pelas regiões do VA e do VM, mas que, com relação à

tripsina, sua atividade só deva ser significativa na luz do VP, onde o pH alcalino se

aproxima do pH ótimo desta enzima. A presença de uma membrana peritrófica

conspícua, aliada a informações de natureza bioquímica, à experimentos com

corante e às características ultraestruturais dos enterócitos das diferentes regiões do

ventrículo permitem concluir que ocorre uma circulação endo-ectoperitrófica de

enzimas digestivas nesta espécie, tanto em animais alimentados, quanto em jejum.

No entanto, ao contrário do que se observa na maioria dos insetos, tal circulação

parece depender, principalmente, da tomada de água da hemolinfa pelos túbulos de

Malpighi em ambas as situações. Foi observado, ainda, na região do VPI, a

ocorrência de um complexo sistema de apêndices ventriculares, composto por

protuberâncias e canalículos, sendo, estes últimos, semelhantes aos túbulos de

Malpighi. Estudos comparados entre a morfologia dos túbulos de Malpighi e a dos

canalículos ventriculares, bem como análises bioquímicas complementares, levaram

à hipótese de que os canalículos sejam túbulos de Malpighi modificados,

especializados para o transporte de bicarbonato para a luz ventricular, alcalinizando,

assim, a região do VP, onde se inserem.

Resumo

Resumo

94

Este trabalho consiste em um estudo detalhado do sistema digestivo de

Phibalosoma phyllinum (Phasmida, Phasmatidae) num enfoque morfofuncional. Do

ponto de vista anatômico, o seu sistema digestivo é constituído por um intestino

anterior, um intestino médio e um intestino posterior. O intestino anterior é

composto por uma cavidade bucal (onde se abre o ducto da glândula salivar

bilobada), uma faringe, que se continua para o esôfago, terminando em um

proventrículo, que forma uma válvula em seu interior. O intestino médio é formado

por um ventrículo tubular, dividido em três regiões: ventrículo anterior (VA),

ventrículo médio (VM) e ventrículo posterior (VP). Este último foi, ainda,

subdividido em proximal (VPI) e distal (VPII). Na região do VPI, foi constatada a

presença de estruturas denominadas de apêndices ventriculares, formadas por

protuberâncias, que se inserem no tubo digestivo, e canalículos, que se projetam da

região apical de cada uma delas e terminam em fundo cego. O intestino posterior é

dividido em um íleo e um reto que termina no ânus.

A análise histológica mostrou que o intestino anterior é formado por um

epitélio simples, composto por células pavimentosas, revestido por uma cutícula,

que se modifica na forma de pequenas espículas ao longo desta região. O

proventriculo é composto por uma válvula muscular simples, que separa o intestino

anterior e o intestino médio. Este último é formado por um epitélio simples,

constituído por células do tipo colunar, chamadas de enterócitos, principais

responsáveis pela secreção de enzimas digestivas e pela absorção dos nutrientes, por

células regenerativas, que se apresentam reunidas em ninhos na base do epitélio, e

por células endócrinas. Os apêndices ventriculares, por sua vez, possuem um epitélio

simples e contínuo com o epitélio ventricular. As células das protuberâncias

apresentam-se grandes e arredondadas, enquanto que os canalículos são compostos

por um epitélio de células achatadas, semelhante ao dos túbulos de Malpighi. Na

região de transição entre o epitélio ventricular e o intestino posterior se inserem os

túbulos de Malpighi. O epitélio do intestino posterior é do tipo cúbico, simples,

revestido por cutícula.

A luz do intestino médio (ou ventrículo) é revestida por uma estrutura

tubular, denominada de membrana peritrófica, cuja existência foi comprovada por

Resumo

95

microscopia de fluorescência com a utilização da técnica WGA-FITC (aglutinina do

gérmen do trigo conjugada à fluoresceína).

Com a finalidade de identificar regiões específicas do ventrículo onde ocorre

a absorção ou secreção de água através do epitélio, foram realizados experimentos

fisiológicos de ingestão e injeção do corante amaranto em solução. Verificou-se que,

quando o corante é ingerido pelos insetos, o VA apresenta-se corado, tanto em

animais em jejum quanto alimentados, indicando ser este o possível sítio de

absorção de água no ventrículo. Por sua vez, a partir de experimentos com a injeção

do mesmo corante na hemolinfa, foi constatada a sua tomada pelos túbulos de

Malpighi, indicando serem estes os principais sítios de tomada de água da hemolinfa

e de sua secreção para a luz do tubo digestivo. Tanto em animais em jejum, quanto

alimentados, o corante injetado é encontrado na luz do intestino posterior.

Entretanto, nos animais em jejum, o corante é capaz de se difundir, também, pelo

ventrículo até a sua região anterior.

A análise ultraestrutural do intestino médio revelou que a superfície apical

dos enterócitos constituintes apresenta-se modificada na forma de microvilosidades.

Nas membranas laterais, observam-se especializações juncionais na forma de

desmossomos apicais, seguidos por junções septadas lisas. A membrana plasmática

basal, por sua vez, exibe diversas invaginações, formando uma rede complexa de

canais com mitocôndrias associadas. Nas células do VA e VM, essa rede exibe um

número limitado de aberturas para a lâmina basal, o que indica um maior potencial

de absorção de água pelo epitélio ventricular, a partir de sua luz. Nas células da

região do VP, o número de aberturas é bem maior, o que sugere que pode ocorrer

secreção de água e íons através desta região, não detectável nos experimentos com

corantes. Por outro lado, as células regenerativas exibem características típicas de

células indiferenciadas, com núcleo grande e poucas organelas. Células endócrinas,

por sua vez, são, eventualmente, detectadas na base do epitélio, sem se prolongarem

até a superfície apical do epitélio. Foi observado, ainda, que tanto os canalículos

ventriculares, quanto os túbulos de Malpighi são formados por células achatadas,

com microvilosidades apicais modificadas portando mitocôndrias em seu interior e

membrana plasmática basal formando um labirinto complexo, com muitas aberturas

para a lâmina basal e com muitas mitocôndrias associadas.

Resumo

96

Com relação a atividade secretora do epitélio ventricular, verifica-se a

existência de grandes quantidades de retículo endoplasmático rugoso e diversas

áreas de Golgi concentradas, principalmente, no citoplasma perinuclear. Nas regiões

VA e VM, é detectado um grande número de vesículas secretoras, cujo mecanismo

de secreção parece ser o merócrino. Ao longo de todo VP, por outro lado, vesículas

secretoras estão, aparentemente, ausentes no citoplasma apical, mas pode ser

constatada a presença de dilatações nas microvilosidades, algumas das quais

apresentem pequenas vesículas em seu interior. Esta observação é sugestiva da

ocorrência de secreção do tipo microapócrina nesta região. Devem ocorrer, portanto,

dois mecanismos de secreção diferentes ao longo do ventrículo de P. phyllinum: o

merócrino (no VA e no VM) e o microapócrino (no VP)

O local de produção e secreção das enzimas amilase e tripsina pôde ser

localizado através de experimentos de imunomarcação ultraestrutural com a

utilização de anticorpos heterólogos. Ambas as enzimas foram detectadas na região

do VA e do VM, podendo ser traçadas nas áreas de Golgi, nas vesículas secretoras e

na luz do epitélio, junto às microvilosidades, seguindo, pois, a rota secretora. Ambas

as enzimas foram identificadas no interior do mesmo tipo de vesículas de secreção,

indicando que devem ser eliminadas conjuntamente através da mesma via secretora.

Medidas de pH luminal revelaram grandes diferenças de pH ao longo do

tubo digestivo nesta espécie. Enquanto que na região anterior o pH é mais ácido (5,3

no intestino anterior e 5,6 no VA), ele vai se tornando mais alcalino nas regiões mais

posteriores do ventrículo (6,3 no VM anterior, 8,0 no VM posterior, 9,1 no VPI e 8,5

no VPII) e é neutro no intestino posterior (7,3). Foi determinado, ainda, o efeito do

pH sobre a atividade das enzimas tripsina e amilase. A maior atividade para tripsina

foi observada no pH 9,0. Já para amilase, a maior atividade foi observada em pH

5,0.

No que diz respeito a atividade de enzimas digestivas, ficou evidente que a

atividade de amilase e tripsina se concentra no conteúdo do intestino anterior e VA.

Apesar disso, é possível que tripsina atue, principalmente, nas regiões do VM e VP,

onde o pH luminal alcalino se aproxima do pH ótimo desta enzima. A quimotripsina

segue o mesmo padrão com a diferença de que, para esta enzima, a atividade

majoritária se localiza no VA. Maltase foi encontrada na fração solúvel dos epitélios

Resumo

97

do VA e VP, indicando que esta enzima se encontra ligada ao glicocálix.

Aminopeptidase, por sua vez, foi localizada, principalmente, na fração de membrana

dos epitélios do VM e VP, mostrando que esta enzima deve se encontrar integrada à

membrana apical dos enterócitos dessas regiões.

A taxa de excreção das enzimas ensaiadas foi igual ou inferior a 35%. Isso

indica que deve ocorrer, nesta espécie, uma recirculação endo ecto-peritrófica de

enzimas digestivas, tanto na condição de jejum quanto alimentado. É possível que,

quando o animal estiver alimentado, tal contra-fluxo seja reduzido, não podendo ser

detectado através de experimentos com corante. Deste modo, os dados obtidos no

presente trabalho apontam para a ocorrência de uma circulação endo-ectoperitrófica

de enzimas digestivas em P. phyllinum, sendo o VA o principal sítio de absorção de

água e os túbulos de Malpighi, o principal sítio de secreção. A digestão inicial de

carboidratos deve se dar no intestino anterior e no conteúdo do VA, no espaço

endoperitrófico, enquanto que a sua digestão final deve se dar junto ao epitélio. A

digestão de proteínas, por sua vez, deve se dar principalmente no VM e VP, tendo

início no espaço endoperitrófico e se concluindo junto ao epitélio dessas regiões.

Ensaios de anidrase carbônica revelaram uma alta atividade dessa enzima nos

apêndices ventriculares. Este fato, aliado à comparação morfológica entre

canalículos ventriculares e túbulos de Malpighi, permitiu levantar a hipótese de que

os canalículos sejam estruturas homólogas aos túbulos de Malpighi que, ao longo da

evolução, se diferenciaram no sentido de promoverem a alcalinização da região do

VP, principalmente no VPI.

Abstract

Abstract

99

This work presents a detailed morphofunctional study of the digestive system

of Phibalosoma phyllinum (Phasmida, Phasmatidae). From an anatomical point of

view, the digestive system of this insect is formed by a foregut, a midgut and a

hindgut. The foregut is composed by the buccal cavity (where the salivary gland’s

duct open), a pharynx and an aesophagus that ends in the proventriculus. The midgut

consists of a tubular ventriculus and it can be divided in three regions: the anterior

ventriculus (AV), the middle ventriculus (MV), and the posterior ventriculus (PV)

which can be further subdivided in its proximal (PVI), and distal (PVII) sub-regions.

The presence of a complex system of ventricular appendices was observed in the

PVI sub-region, which are formed by protuberances, in the external ventricular

surface, and by blind-ended canaliculi, which are connected to the protuberances.

The hindgut is divided into an ileum and a rectum that ends in the anus.

Seen by light microscopy, the foregut is made up by a simple epithelium,

which is composed of squamous cells and covered by a cuticle layer. Through the

whole foregut the cuticle forms spines. The proventriculus is formed by a simple

muscular valve that separates the foregut from the midgut. The midgut itself is

formed by a simple epithelium, which is made up of three different cell types:

columnar cells (enterocytes), which are the main site of enzyme production and

secretion, and nutrient absorption, the regenerative cells, which are clustered in nidi

at the basal portion of the epithelium, and the endocrine cells. The ventricular

appendices, in turn, are formed by a simple epithelium that is continuous with the

ventricular epithelium. Cells from the protuberances are large showing a round

shape, while canalicular cells are short, and very similar to the ones presented in the

Malpighian tubules. In the transition between the midgut and the hindgut, several

Malpighian tubes branch off. The hindgut is formed by a simple epithelium, lined by

cuticle.

The ventricular lumen is covered by a tubular structure called peritrophic

membrane whose presence was confirmed by fluorescence microscopy, using chitin-

binding lectin WGA (wheat germ agglutinin) coupled with FITC (fluorescein

isothiocyanate).

In order to identify specific ventricular regions where water absorption and

secretion through the epithelium take place, physiological experiments, using

Abstract

100

amaranth dye solution were performed. This solution was either orally administered,

or injected in the hemolinph of both fed and starved insects. These experiments

revealed that, both in fed and starved animals, the AV is the main site of water

absorption, whereas the Malpighian tubules are the main sites of water secretion into

the ventricular lumen.

Ultrastructural analysis showed that enterocytes present an apical surface

modified into well-developed microvilli. In their lateral surface, the adjacent plasma

membranes are linked by desmosomes and smooth septate junctions. The basal

plasma membrane shows several infoldings, forming a labyrinth of channels with

associated mitochondria. In the AV and MV, these infoldings present a limited

number of openings to the basal lamina, which indicates a greater water absorption

potential of these regions from the gut lumen. In the PV cells, the number of

openings is greater, indicating that these regions may be involved in water secretion

(although occurring in levels that are undetectable through dye experiments).

Regenerative cells nidi, in turn, can be observed in the basal portion of the

epithelium throughout the midgut. This cell type shows characteristics of

undifferentiated cells, such as large nuclei and few organelles. Endocrine cells are

confined to the basal portion of the epithelium. Both the ventricular canaliculi and

the Malpighian tubules are made up by cuboidal cells with modified apical

microvilli bearing mitochondria in their interior, and basal plasma membrane

forming a labirinth with many well developed infolds and openings to the basal

lamina, as well as many associated mitochondria.

An intense secretory activity was observed along the entire midgut. Large

amounts of rough endoplasmic reticulum, well developed Golgi areas were observed

in the enterocytes. In the AV and MV a large number of secretory vesicles could be

observed concentrated in the apical portion of the cells, and their contents are

probably eliminated by a merocrine mechanism. Along the PV, secretory vesicles

are apparently absent but microvilli display dilated tips frequently showing small

vesicles in their interior. This observation may indicate the occurrence of a

microapocrine secretory mechanism in this ventricular region.

The enzymes amylase and trypsin were immunolocalized in the cells from

the AV and MV. In these regions, the two enzymes were detected in Golgi areas,

Abstract

101

secretory vesicles and in the the ventricular lumen, between the microvilli. Thus,

both enzymes seem to be produced and eliminated through the same secretory

pathway.

Luminal pH measurements revealed a great variation of the pH along the

intestine of this species. While in its anterior region the pH is acid (5,3 in the foregut

and 5,6 in the AV), it becomes gradually alkaline towards the posterior regions (6,3

in the anterior MV, 8,0 in the posterior MV, 9,1 in the PVI and 8,5 in the PVII); in

the hindgut the pH is neutral (7,3). The effect of the pH on amylase and trypsin

activities was also measured. It was determined that trypsin’s optimal pH was 9,0,

and amylase’s optimal pH was 5,0.

Biochemical assays of digestive enzymes revealed the presence of amylase

and trypsin in the luminal contents, mainly in the foregut and AV. In spite of that, it

is possible that trypsin’s activity is greater in the MV and PV, where the alkaline

luminal pH matches the optimal pH for this enzyme. Chymotrypsin is also present in

the lumen of the foregut and AV, but, unlike amylase and trypsin, its major activity

is found in the AV. Aminopeptidase is found in the ventricular epithelium, mainly in

the MV and PV, and maltase is detected associated with the microvillar glicocalix in

the AV and PV regions. The hindgut showed low levels of digestive enzyme

excretion, both in fed and starved animals, suggesting that these enzymes are

recovered during the digestive process. Thus, these results point to the occurrence of

an endo-ectoperitrophic circulation of digestive enzymes in both fed and starved

animals, in which the AV is the main absorption site of water and the Malpighian

tubules, the main secretion site. Initial carbohydrates digestion should occur in the

foregut and in the AV, in the endoperitrophic space, whereas its final digestion

should take place in the epithelial surface. Protein digestion should take place in the

MV and in the PV; initial digestion should occur in the luminal endoperitrophic

space, whereas final digestion takes place in the epithelial surface of these regions.

Carbonic anhydrase assays revealed a high activity of this enzyme in the

ventricular appendices. This fact, along with the morphological similarity between

ventricular canaliculi and Malpighian tubules suggest that the canaliculi and the

Malpighian tubules are homologous structures. Along the evolutionary process, the

Abstract

102

canaliculi probably acquired the capability to promote the alkalization of the PV

lumen (mainly in the PVI region) thus affecting the digestive process.

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Agosto, 2002


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Figuras

Figura 1: Exemplar de fêmea adulta de Phibalosoma phyllinum.

Figura 2: Representação esquemática do sistema digestivo de Phibalosoma

phyllinum.

VA: ventrículo anterior; VM: ventrículo médio; VP: ventrículo posterior;

VPI: ventrículo posterior proximal; VPII: ventrículo posterior distal; PV:

protuberâncias ventriculares.

Figura 3: Imagens anatômicas do intestino de P. phyllinum.

A: Visão geral do sistema digestivo de P. phyllinum.

B: Detalhe da glândula salivar (Gl). IA: intestino anterior.

C: Detalhe da região do VPI, mostrando as protuberâncias ventriculares (PV),

onde se inserem os canalículos (Cn).

Figura 4: Histologia do intestino anterior, VA e VM de P. phyllinum.

A: Corte histológico do epitélio da região do esôfago, evidenciando a

presença do epitélio pavimentoso revestido por uma cutícula (Ct) contendo espículas

pequenas (E) voltadas para a luz (L). M: musculatura.

B: Imagem da região do proventrículo, onde ocorre a transição entre o

intestino anterior (IA) e o ventrículo anterior (VA). L: luz; M: musculatura; T:

traquéia.

C: Corte histológico da região do ventrículo anterior, mostrando os

dobramentos do epitélio colunar. L: luz ventricular.

D: Detalhe mostrando os enterócitos da região do VA. N: núcleos; Ni: ninhos

de células regenerativas; L: luz.

E: Corte histológico da região do VM, evidenciando um epitélio colunar

composto por células altas e isento de dobras. Ninhos de células regenerativas (Ni)

também podem ser observados, bem como a presença de membrana peritrófica

(MP). N: núcleo; L: luz.

Figura 5: Histologia do VP e intestino posterior de P. phyllinum.

A: Epitélio do VPI, evidenciando uma protuberância ventricular (PV) com

acúmulo de uma substância fortemente corada por eosina amarela (seta). MP:

membrana peritrófica; L: luz do tubo digestivo.

B: Epitélio do VPI, mostrando uma protuberância ventricular (PV) ligada a

um canalículo (C). L: luz do tubo digestivo; MP: membrana peritrófica.

C: Detalhe mostrando dois canalículos paralelos. L: luz dos canalículos; N:

núcleo.

D: Detalhe mostrando um túbulo de Malpighi. L: luz do túbulo de Malpighi

N: núcleos.

E: Imagem da região final do ventrículo posterior (VP), e início do intestino

posterior (IP), mostrando também o local da inserção dos túbulos de Malpighi (seta).

TM: Túbulos de Malpighi; MP: membrana peritrófica: L: luz do tubo digestivo.

F: Corte histológico exibindo a região do cólon. É possível visualizar o

epitélio cúbico revestido por uma fina cutícula (Ct). L: luz do tubo digestivo; N:

núcleos.

G: Corte histológico da região do reto evidenciando as papilas retais (PR). L:

luz do tubo digestivo

Figura 6: Visualização da membrana peritrófica através de imunofluorescência com

WGA-FITC.

A-C: Foi observada marcação em todas as regiões do ventrículo de P.

phyllinum, porém de forma um pouco menos intensa na região do VA (A) e mais

intensa nas regiões do VM (B) e VP (C). L: luz do tubo digestivo; MP: membrana

peritrófica.

Tabela 1: Resultados de experimento com a ingestão de corante realizado tanto em animais alimentados, quanto em animais mantidos em

jejum, em diferentes tempos. A marcação por amaranto foi observada tanto na face interna do epitélio (Ep), quanto no conteúdo (C). Os

sinais de positivo (+) representam a marcação do corante amaranto: - = sem marcação; + = marcação fraca; ++ = marcação média; +++ =

marcação forte.

IA: intestino anterior; VA: ventrículo anterior; VM: ventrículo médio; VP: ventrículo posterior; IP: intestino posterior.

Figura 7: Imagens dos resultados dos experimentos com a ingestão de amaranto. Nas imagens A, C e D, o tubo digestivo foi cortado

longitudinalmente e o epitélio rebatido para os lados, evidenciando, assim, tanto o conteúdo intestinal, quanto a face interna do epitélio.

A: Imagem da região do ventrículo anterior (VA) e médio (VM) de um animal que não ingeriu corante.

B: Intestino de P. phyllinum alimentado ad libitum, dissecado 18 horas após ingestão da solução de amaranto. Note a marcação

evidente no ventrículo anterior (VA). IA: intestino anterior; VA: ventrículo anterior; VM: ventrículo médio; VP: ventrículo posterior; IP:

intestino posterior. Setas: regiões marcadas com corante.

C: Imagem do ventrículo de um animal alimentado, dissecado 16 horas após ingestão do corante. Note o epitélio da região VA

marcado com o amaranto. VM: ventrículo médio. Seta: região marcada com corante.

D: Imagem do intestino de um animal em jejum, dissecado 16 horas após a ingestão do corante. Note a leve marcação na região do

VA, bem como ao longo de todo conteúdo e no IP. Seta: região marcada com corante.

Tabela 2: Resultados de experimento com a injeção de corante realizado tanto em animais alimentados, quanto em animais mantidos em

jejum, em diferentes tempos. A marcação por amaranto foi observada tanto na face externa do epitélio (Ep), quanto no conteúdo (C). Os

sinais de positivo (+) representam a marcação do corante amaranto: - = sem marcação; + = marcação fraca; ++ = marcação média; +++ =

marcação forte.

IA: intestino anterior; VA: ventrículo anterior; VM: ventrículo médio; VP: ventrículo posterior; IP: intestino posterior.

Figura 8: Imagens dos resultados dos experimentos com a injeção de amaranto. Nas imagens A e C, o tubo digestivo foi cortado

longitudinalmente e o epitélio rebatido para os lados, evidenciando, assim, tanto o conteúdo intestinal, quanto a face interna do epitélio.

A: Imagem do ventrículo e intestino posterior de um animal mantido em jejum, dissecado 16 horas após injeção do corante. Note a

presença de corante no conteúdo tanto do ventrículo, quanto do intestino posterior. Note, também, a marcação nos túbulos de Malpighi

(seta).

B: Detalhe da região do VP e intestino posterior em um animal alimentado, dissecado 4 horas após injeção do corante. Note os

túbulos de Malpighi fortemente corados (seta), ao contrário dos canalículos (cabeça de seta) e protuberâncias ventriculares (PV). IP:

intestino posterior. O epitélio do ventrículo posterior (VPI e VPII) também não se apresenta corado.

Figura 9: Esquema mostrando a morfologia das células que compõem o ventrículo,

os apêndices ventriculares e os túbulos de Malpighi de P. phyllinum.

I: Representação esquemática do sistema digestivo de P. phyllinum.

II: Detalhe esquemático do aspecto histológico das protuberâncias

ventriculares.

Representações esquemáticas das células do VA (A), VM (B), VPI (C), VPII

(D) e dos seguintes epitélios: transição entre o ventrículo e os apêndices

ventriculares (E), protuberâncias ventriculares (F), canalículos (G) e túbulos de

Malpighi (H).

Figura 10: Aspecto ultraestrutural das células do VA.

A: Visão geral do ápice de célula colunar do ventrículo anterior, mostrando

as vesículas secretoras características dessa região (setas) e as microvilosidades

apicais (Mv). Mit: mitocôndria.

B: Detalhe do ápice de uma célula colunar, onde podem ser observadas

vesículas de secreção (seta), bem como desmossomos apicais (cabeça de seta) e a

região de ocorrência das junções septadas lisas (JS) entre células.

C: Imagem do citoplasma próximo ao núcleo (N), na qual pode ser observada

abundância de retículo endoplasmático rugoso (RER). Note a presença de um

nucléolo conspícuo (Nu) no interior do núcleo (N). Mit: mitocôndria.

D: Detalhe da região de Golgi (G), onde se nota a presença de uma vesícula

de secreção associada (seta).

E: Imagem do citoplasma basal de um enterócito da região do ventrículo

anterior, mostrando as invaginações na membrana plasmática basal (setas), bem

como a lâmina basal (LB). Mit: mitocôndria.

F: Figura que evidencia uma célula endócrina (CE), próxima à membrana

plasmática basal. Notar a presença de inúmeros grânulos no citoplasma. LB: lâmina

basal.

Figura 11: Imagens ultraestruturais mostrando células da região do VM.

A: Visão geral da região apical do enterócito exibindo vesículas secretoras

características (setas). Mv: microvilosidades.

B: Detalhe do ápice da célula colunar mostrando as vesículas (setas) e as

microvilosidades apicais (Mv). Mit: mitocôndria.

C: Detalhe da região de complexo de Golgi (G). RER; retículo

endoplasmático rugoso.

D: Imagem da região basal da célula colunar evidenciando, além da lâmina

basal (LB), as invaginações da membrana plasmática basal (setas). Mit: mitocôndria.

E: Imagem de um ninho de células regenerativas localizado no ventrículo

médio. Note os núcleos (N) grandes em relação aos citoplásma das células

regenerativas. Nu: nucléolo; LB: lâmina basal.

Figura 12: Aspecto ultraestrutural da região do VPI.

A: Imagem exibindo uma visão geral do ápice de um enterócito da região

posterior do ventrículo. Note as dilatações na ponta das microvilosidades (seta). Mv:

microvilosidades.

B: Detalhe da região apical evidenciando as microvilosidades (Mv) com as

extremidades dilatadas (seta).

C: Detalhe das microvilosidades mostrando as dilatações em seu ápice que

indicam secreção microapócrina. Nota-se, ainda, a presença de vesículas no interior

das dilatações (seta).

D: Imagem da região do complexo de Golgi (G).

E: Detalhe mostrando a região próxima ao núcleo (N). Pode-se observar a

presença de feixes de microtúbulos (Mt).

F: Micrografia evidenciando as invaginações da membrana plasmática basal e

suas aberturas para a lâmina basal (setas). Mit: mitocôndrias; LB: lâmina basal.

Figura 13: Imagens ultraestruturais da região do VPII.

A: Micrografia exibindo uma visão geral do ápice desta região do ventrículo.

Note o grande tamanho das microvilosidades (Mv), bem como a presença de

dilatações no interior das mesmas (setas).

B: Detalhe do ápice das microvilosidades. Note a presença de dilatações nas

pontas das microvilosidades, algumas das quais possuindo pequenas vesículas em

seu interior (seta).

C: Detalhe do citoplasma apical. Note a presença de pequenas vesículas de

baixa eletrondensidade (seta). Mv: microvilosidades.

D: Micrografia da região próxima ao núcleo (N). G: áreas de Golgi; Mit:

mitocôndrias.

E: Imagem da região basal mostrando o complexo de invaginações da

membrana plasmática basal com muitas aberturas (setas), associado a mitocôndrias

(Mit). LB: lâmina basal.

Figura 14: Imagens ultraestruturais das células da região de transição entre o VPI e

as protuberâncias ventriculares.

A: Micrografia mostrando a região apical das células da região de transição.

Nota-se a presença de longas microvilosidades (Mv). Mit: mitocôndrias; N: Núcleo;

Nu: nucléolo.

B: Imagem mostrando o limite entre uma célula do epitélio de transição (T) e

uma célula característica do epitélio que forma as protuberâncias ventriculares (PV).

Mv: microvilosidades.

C: Detalhe da base das células do epitélio de transição. Note o elaborado

labirinto composto por invaginações da membrana plasmática basal com muitas

aberturas para a lâmina basal (setas), sem mitocôndrias associadas. LB:lâmina basal.

D: Micrografia eletrônica evidenciando o detalhe da região basal. À direita,

pode-se observar a base de uma célula do epitélio do ventrículo posterior proximal

(VPI); note a abundância de mitocôndrias (Mit) entre as invaginações da membrana

plasmática basal. À esquerda, evidencia-se a base de uma célula do epitélio de

transição (T), onde é notória a ausência de mitocôndrias no labirinto basal. LB:

lâmina basal.

E: Detalhe do ápice de uma célula do epitélio de transição (T) e de uma

célula do epitélio ventricular (VPI). Notar a diferença de eletrondensidade entre o

citoplasma das duas células.

Figura 15: Imagens ultraestruturais de células do epitélio que compõem as

protuberâncias ventriculares.

A: Aspecto geral da célula do epitélio. Note o núcleo grande e arredondado

(N) e a abundância de mitocôndrias (Mit) por toda a extensão da célula. É possível

observar, ainda, a presença de diversas áreas de Golgi (G), bem como as

invaginações da membrana plasmática basal formando um labirinto (setas). LB:

lâmina basal; Nu: nucléolo.

B: Detalhe da região apical da célula que compõe esse epitélio. Note a

presença de mitocôndrias no interior das microvilosidades (setas). Mit:

mitocôndrias; G: área de Golgi; Mv: microvilosidades.

C: Micrografia eletrônica evidenciando em detalhe a região basal das células

que formam as protuberâncias ventriculares. As setas apontam para as aberturas das

invaginações da membrana plasmática. LB: lâmina basal; Mit: mitocôndrias; G: área

de Golgi.

Figura 16: Micrografias eletrônicas das células que compõem os canalículos.

A: Aspecto geral de uma célula do canalículo. Notar o núcleo (N) ovalado, com um nucléolo (Nu) conspícuo, bem como a presença

de microvilosidades (Mv), com mitocôndrias em seu interior (setas). G: áreas de Golgi; Mit: mitocôndrias; LB: lâmina basal.

B: Micrografia exibindo um detalhe da zona apical de uma célula do canalículo. Mit: mitocôndrias; Mv: microvilosidades.

C: Detalhe da região basal da célula, mostrando o labirinto formado pelas invaginações da membrana plasmática basal, possuindo

muitas aberturas para a lâmina basal (setas), porém sem mitocôndrias associadas. LB: lâmina basal.

Figura 17: Imagens evidenciando a ultraestrutura de células que compõe os túbulos

de Malpighi.

A: Aspecto geral de uma célula do túbulo de Malpighi. Note o núcleo

conspícuo (N), bem como a abundância de mitocôndrias (Mit) nas regiões apical e

basal da célula, em particular, suas projeções para o interior das microvilosidades

(setas). Mv: microvilosidades; LB: lâmina basal.

B: Detalhe mostrando a presença de uma junção septada escalariforme (seta)

entre as membranas laterais de duas células.

C: Detalhe mostrando o ápice de uma célula que compõe esse epitélio. Note a

presença de mitocôndrias no interior das microvilosidades apicais (setas). Mv:

microvilosidades; Mit: mitocôndrias.

D: Micrografia eletrônica evidenciando a região da base de uma célula do

túbulo de Malpighi. Note o labirinto formado por invaginações da membrana

plasmática basal, associadas às mitocôndrias (Mit). As setas indicam as aberturas

das invaginações para a lâmina basal. LB: lâmina basal.

Figura 18: Imagens do ventrículo posterior, obtidas através de microscopia

eletrônica de varredura.

A: Micrografia eletrônica do ventrículo posterior, evidenciando uma

protuberância ventricular (PV) e um canalículo saindo da região apical da

protuberância (C).

B: Imagem de uma protuberância ventricular (PV) e canalículo associado (C),

ambos próximos a uma traquéia (T). Notar ramificação da traqueia se conectando a

protuberância (seta).

C: Imagem exibindo um canalículo. Notar a presença de uma faixa muscular

espiralada ao redor do canalículo (seta).

D: Detalhe de um túbulo de Malpighi. Notar as faixas musculares espiraladas

ao redor do túbulo, semelhantes às dos canalículos (seta).

Figura 19: Experimentos de “western blot”.

A: Reconhecimento da amilase de P. phyllinum por anti-amilase de T.

molitor. M: marcador de peso molecular; 1: amilase de P. phyllinum; 2: amilase de

T. molitor.

B: Reconhecimento de tripsina de P. phyllinum por anti-tripsina de M.

domestica. M: marcador de peso molecular; 1: tripsina de P. phyllinum; 2: tripsina

de M. domestica; 3: gel de atividade evidenciando a atividade de tripsina de P.

phyllinum.

Figura 20: Imagens de microscopia eletrônica de transmissão das regiões do ventrículo de P. phyllinum tratadas com anticorpo anti-

amilase de T. molitor.

A: Região apical do epitélio do VA. Note microvilosidades (Mv) e vesículas secretoras (Vs) marcadas com conjugado de ouro.

B: Detalhe de um enterócito do VA, mostrando uma área de Golgi (G), bem como vesículas secretoras (Vs), ambos marcados com

conjugado de ouro.

C: Imagem do ápice de um enterócito do VM mostrando partículas de ouro associadas com as microvilosidades (Mv) e vesículas

secretoras (Vs).

D: Detalhe da região do ápice do epitélio da região do VPI. Cit: citoplasma; Mv: microvilosidades. Note a ausência de marcação.

E: Ápice de um enterócito da região do VPII. Mv: microvilosidades; Cit: citoplasma. Note a ausência de marcação.

Figura 21: Imagens de microscopia eletrônica de transmissão do ventrículo de P. phyllinum tratado com o anticorpo anti-tripsina de M.

domestica.

A: Ápice de um enterócito do VA. Note marcação nas vesículas secretoras (Vs).

B: Detalhe mostrando uma área de Golgi (G), bem como vesículas secretoras (Vs) marcadas com partículas de ouro.

C: Imagem do ápice do epitélio do VM, evidenciando vesículas secretoras (Vs) marcadas com partículas de ouro. Note também a

presença de partículas de ouro associados às microvilosidades (Mv).

D: Detalhe da região apical de um enterócito da região do VPI. Cit: citoplasma; Mv: microvilosidades.

E: Ápice de um enterócito do VPII. Mv: microvilosidades.

Figura 22: Distribuição da atividade enzimática (mU/animal) em diferentes porções

do tubo digestivo de P. phyllinum. C: refere-se ao conteúdo do tubo digestivo; M:

fração de membrana do epitélio; S: fração solúvel dos epitélios.

IA: intestino anterior; VA: ventrículo anterior; VM: ventrículo médio; VPI:

ventrículo posterior proximal; VPII: ventrículo posterior distal; IP: intestino

posterior.

As medidas de erro padrão ficaram entre 10% - 20%. A atividade (mU/animal) total

de cada enzima no intestino foi: tripsina = 246000; quimotripsina = 1458000;

aminopeptidase = 11700; maltase = 414,0. A quantidade de proteína por animal em

cada região intestinal foi: IA= 675 mg; VA = 101 mg; VM = 76 mg; VPI = 51,4 mg;

VPII 31,3 mg; IP = 102 mg.

Tabela 3: Excreção (%) de enzimas do ventrículo de P.phyllinum a cada vez que o

intestino médio se esvazia. Apenas foram consideradas as enzimas com atividade

majoritária no conteúdo ou na fração solúvel do epitélio, visto que é está porção das

enzimas passíveis de serem excretadas.

*Porção da atividade de enzimas ventriculares que podem ser excretadas.

**A atividade foi medida somente no cólon, pois em Phasmida (Ramsay,

1955), como em muitos insetos (Chapman, 1998), o reto possui uma função de

reabsorção de água, o que pode inativar enzimas digestivas.

***A taxa de excreção foi calculada através da seguinte formula: (Atividade

de enzima no cólon X 3,77)/ (atividade de enzima no conteúdo ventricular e fração

solúvel) x 100. A atividade do cólon foi multiplicada por 3,77, pois medições do

volume do sistema digestivo de 3 animais distintos nos permitiram estimar que o

conteúdo do ventrículo, ao ser esvaziado é capaz de encher 3,77 vezes o cólon.

Tabela 4: Resultados de atividade (U/animal) e atividade específica (U/mg de

proteína) de anidrase carbônica no epitélio das diferentes regiões do ventrículo,

apêndices ventriculares e túbulos de Malpighi de P. phyllinum.

VA/VM: ventriculos anterior e médio; VPI: ventriculo posterior proximal; VPII:

ventriculo posterior distal; Malpighi: túbulos de Malpighi; Ap. vent: apêndices

ventriculares.

Figura 23: Esquema do sistema digestivo de P. phyllinum indicando os valores de

pH luminal ao longo das regiões intestinais, obtidos a partir de medições com o

pHmetro.

IA: intestino anterior; VA: ventrículo anterior; VMI*: ventrículo médio proximal;

VMII*: ventrículo médio distal; VPI: ventrículo posterior proximal; VPII: ventrículo

posterior distal; IP: instestino posterior.

*A região do ventrículo médio (VM) foi subdividida em ventrículo médio proximal

(VMI) e ventrículo médio distal (VMII), para que fosse possível ter uma resolução

mais fina das alterações de pH ao longo do tubo digestivo de P. phyllinum.

Figura 24: Efeito do pH na atividade de amilase e de tripsina no ventrículo de P.

phyllinum. Os tampões (50 mM) utilizados foram: tampão citrato (); tampão

citrato-fosfato (); tampão fosfato (); tampão MES-HCl (); tampão TRIS-HCl

(); tampão GLY-NaOH (o).

phibalosoma phyllinum - usp · 2012-08-24 · aos amigos da faculdade, e aos amigos “da ograda”...

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