parasitología - diagnósticos en perros y gatos

5/8/2018 Parasitología - Diagnósticos en Perros y gatos - slidepdf.com

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Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos

Clinical Handbook Series

Nestlé Purina PetCare Company Checkerboard Square

St. Louis,Missouri

Parasitología:Diagnósticos en perros y gatosDwight D. Bowman, MS,PhD

Elizabeth A.Fogarty, BA


Publicado por The Gloyd Group. Inc. Wilmington, Delaware©2003 por Nestlé Purina PetCare Company

Todos los derechos reservados.Impreso en Argentina

Nestlé Purina PetCare Company:Checkerboard Square. St. Louis, Missouri, 63188Primera impresión 2003

Este libro está protegido por las leyes de propiedad intelectual.

ISBN 0-9678005-9-5

Parasitología:Diagnósticos en perros y gatos

Dwight D. Bowman, MS,PhDElizabeth A.Fogarty, BA


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Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 5

Contenido

Introducción 7

Parte I

Capítulo 1: Análisis de materia fecal 11Frotis fecal directo 11Flotación con sulfato de zinc 12Métodos de flotación estacionaria 15Flotación centrífuga de azúcar 17Análisis de sedimentación 19Aparato de Baermann 21Pruebas de antígenos fecales 22

Métodos de cultivo de materia fecal 22

Capítulo 2: Muestras de orina 25

Capítulo 3: Muestras de sangre 27Preparación húmeda para Microfilarias y Tripanosomas 27Técnica de Knott 27Técnicas de membrana 29Equipos para pruebas de antígenos 29Frotis de sangre teñida 29

Capítulo 4: Muestras de tejido 31Raspaje de piel 31Frotis de piel y aspirados de médula ósea 31

Parte II

Capítulo 5: Parásitos detectados en las heces — Estudio de casos 35

Capítulo 6: Parásitos detectados en la orina — Estudio de un caso 53

Capítulo 7: Parásitos detectados en la sangre — Estudio de casos 55

Capítulo 8: Parásitos detectados en muestras de tejido— Estudio de casos 63

Parte III

Glosario 75Lecturas sugeridas 79Índice de figuras 81




Introducción

Los veterinarios en su consultorio hacenexámenes de rutina de muestras de ma-

teria fecal, orina, sangre y tejidos paradetectar parásitos y diagnosticar parasi-tosis en perros y gatos. Sin embargo, nohay un solo método que sea apropiadopara todos los tipos de parásitos. Por ejemplo, si bien un frotis fecal directopuede ser el mejor método para detec-tar los trofozoitos de ciertos flagelados,con frecuencia este método no tiene lasensibilidad suficiente para detectar el

extraño huevo de helminto que puedeestar presente. Una muestra de sedimen-to de orina teñido probablemente nosea la mejor forma de detectar los hue-

vos de distintos helmintos que puedenestar presentes en el tracto urinario por-que existen altas posibilidades de quelos huevos no se adhieran al portaobje-tos durante el teñido. De manera simi-lar, el teñido de portaobjetos con mate-

rial de lavado traqueal puede no ser lamejor forma de determinar si hay larvasde Metastrongylidae o huevos de Parago-nimus en la muestra, mientras que elexamen directo del sedimento es másprobable que de resultados positivos.Cuando se conservan las muestras, ladensidad flotante de los huevos con fre-cuencia cambia y, por lo tanto, la mismaprueba que funciona bien en heces fres-

cas puede resultar inapropiada en mate-ria fecal conservada.

Un diagnóstico parasitológico es de gran

ayuda porque por lo general significa

que se puede implementar un tratamien-

to efectivo. Existen productos comercia-les para el tratamiento de la mayoría delas parasitosis y la parasitología es, en-tonces, uno de los campos en el cual las

curas son por lo general directas y sim-ples. Hay excepciones,como por ejem-plo las infecciones por Cytauxzoon,

Cryptosporidium o larvas de Mesoces-toides, pero, la mayoría de las veces, las

parasitosis pueden desaparecer con rela-tiva facilidad. El diagnóstico correctopermite administrar a tiempo un pro-ducto que curará a la mascota de su in-fección.Existen dos tipos de exámenes parasito-lógicos: aquellos que se realizan comoparte de un examen físico de rutina y aquellos que se realizan porque se sos-pecha de un agente o tipo de agente es-

pecífico. Cuando se realiza un análisis demateria fecal como parte de un estudiofísico de rutina, se elige una técnica quede resultados uniformes y confiables pa-ra la mayoría de los parásitos más comu-nes. Se utilizan técnicas especialescuando existe la necesidad de buscar una causa subyacente de una enferme-dad inesperada o para verificar una sos-pecha clínica en base a un examen clíni-

co u otros métodos diagnósticos comolas radiografías. Los métodos especiali-zados, como por ejemplo los cultivos desangre y cultivos de piel o las biopsiasde médula ósea para detectar infeccio-nes causadas por flagelados, a veces losutilizan los laboratorios especiales. Estaspruebas no se tratarán en detalle en estemanual porque se asume que la mayoríade dichas muestras serán entregadas

después de consultar con el laboratorioque realiza la prueba.

El manual "Parasitología: Diagnósticos

en perros y gatos" está dividido en trespartes. La Parte I presenta informaciónbásica sobre los diversos métodos dispo-nibles para los veterinarios clínicos y la-boratorios para el examen de muestrasde materia fecal, orina, sangre y tejido

para la detección de parásitos. Se descri-ben los procedimientos paso por paso,incluso los equipos y reactivos necesa-

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rios, para cada una de las técnicas quegeneralmente se utilizan en veterinaria.

Se incluye además, una explicación ge-neral de los métodos más especializadosque usualmente usan los laboratorios dediagnóstico centralizados, como se men-cionó anteriormente. En la Parte II, sepresentan casos de estudio que demues-tran el uso de las técnicas descriptas enla Parte I en casos clínicos reales.Cadaestudio de un caso describe las marcas,la historia clínica, el examen físico, la

evaluación inicial y el supuesto diagnós-tico y pasa a tratar el plan de diagnósti-co y el resultado. En la Parte III se pro-porciona material de referencia, inclusoun glosario de términos utilizados en pa-rasitología, lecturas sugeridas para mayor información e índices de figuras y te-mas.

Este manual ha sido diseñado para pre-

sentar los diversos métodos que se usan y pueden usarse en el laboratorio clíni-co. No pretende ser una exhaustivacompilación de todas la técnicas posi-bles. Las técnicas presentadas se descri-ben con detalles suficientes para permi-tir realizarlas en la mayoría de los labora-torios. La utilidad de muchas de las téc-nicas se ilustra con una serie de histo-rias clínicas que presentan situaciones

en las cuales las diferentes metodologíaspodrían ayudar en un diagnóstico. Algu-nas de las técnicas presentadas no seránnecesariamente el método preferido por todos los laboratorios o todos los profe-sores de parasitología. Gran parte de lascontroversias entre los parasitólogos so-bre las diferente técnicas en realidad pa-recen remitirse a una diferencia en lapreferencia personal y los parásitos de

rutina que un parasitólogo o un técnicode laboratorio podría buscar en unacierta área geográfica. Este manual no

es una guía ilustrada de todos los parási-tos que pueden aparecer en las heces, la

sangre, la orina o los tejidos de los gatos y perros. Para estos detalles, se remite allector a otras fuentes (ver Lecturas Suge-ridas en la Parte III).

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Parte I



DESCRIPCIÓN GENERAL

El análisis de la materia fecal en veterinaria sepuede realizar con distintos objetivos. Si el análisis de

materia fecal es parte del control de rutina de la mas-

cota, las pruebas adecuadas para lograr este objetivo

son:

• Frotis fecal directo

• Flotación con sulfato de zinc

• Métodos de flotación estacionaria

• Flotación centrífuga de azúcar

Otros métodos, incluso los análisis de sedimenta-

ción y el aparato de Baermann se pueden utilizar

cuando el análisis de materia fecal se realiza para diag-

nosticar una presunta parasitosis de cierto tipo.

Los diferentes análisis funcionan mejor según cada

situación, independientemente de qué tan bien pudie-

ra funcionar la prueba para el diagnóstico de una in-

fección.Algunos laboratorios prefieren los métodos

estacionarios para los análisis de rutina. Un veterina-

rio, amigo de los autores, realiza un análisis estaciona-

rio de materia fecal al comenzar el exámen clínico de

la mascota ya sea con una muestra suministrada por

el dueño o tomada durante el exámen. La prepara-

ción lleva sólo unos segundos y cuando el análisis es-

tá terminado, en aproximadamente 10 o 15 minutos,

el veterinario está listo para examinar la muestra con

el microscopio delante del dueño. Este veterinariosiente que este método compromete al dueño con el

tratamiento recomendado para la mascota. Conoce

bien su parasitología y reconoce que es posible que

pierda algunos parásitos como parte de su diagnósti-

co: sin embargo, siente que se detectarán parásitos de

rutina como helmintos y coccidios que podrían estar

presentes y no se preocupa por otros parásitos menos

comunes que podrían pasarse por alto en un perro o

gato sano. Otros veterinarios no planean tener los re-

sultados del análisis terminado en el momento de la

visita de la mascota; en cambio, llaman al cliente des-

pués para info rmarle los resultados de la pru e b a . En es-

tos casos, se pueden usar otros métodos analíticos o elp e rsonal técnico puede usar va rios análisis dife re n t e s .

Muestras frescas versus muestras fijadasEn medicina veterinaria, las muestras de materia

fecal frescas, más que las muestras fijadas,por lo gene-

ral se procesan para exámenes de rutina. En cambio,

en medicina de seres humanos, el peligro de infec-

ción del personal de laboratorio con los agentes pre-

sentes en las muestras ha llevado a fijar la mayoría de

las muestras antes de presentarlas. Los agentes infec-

ciosos, como por ejemplo la hepatitis A y otros pató-

genos como la ameba humana, Entamoeba histolytica,

por lo general no están presentes en las muestras pro-

venientes de caninos y felinos;por esta razón, en la

medicina veterinaria, aún se procesan las muestras sin

el fijador inicial. Una ventaja del exámen de prepara-

ciones frescas es que los organismos viviente con fre-

cuencia se pueden visualizar por su movimiento. Ladesventaja es que sin fijador, algunos protozoos se

pueden descomponer si no se examina la muestra rá-

pidamente apenas se la recibe. Los huevos y quistes

en las muestras de materia fecal fijadas con formol no

tienen las mismas características de flotabilidad que

cuando no están fijadas con formol. Así,el uso de mé-

todos de sedimentación es mucho más común en los

laboratorios de medicina de seres humanos que en

los laboratorios veterinarios.

Los métodos de sedimentación, como se los des-

cribe en los textos de parasitología en seres humanos

y luego en este capítulo, son métodos útiles pero tien-

den a requerir más tiempo para el exámen de la

muestra. Por lo tanto,para diagnósticos de rutina con

frecuencia se prefieren los métodos de flotación utili-

zando heces frescas.

Pruebas especializadasEn la actualidad existen métodos que detectan los

antígenos de diferentes parásitos en las heces. Los dos

parásitos que se detectan más comúnmente con este

método son Giardia y Cryptosporidium. Estas prue-

bas han sido desarrolladas para infecciones en seres

humanos y todavía no están comercializadas en forma

directa para muestras de materia fecal de caninos y fe-linos. Sin embargo, varios laboratorios de diagnóstico

de animales usan estas pruebas de rutina que parecen

proporcionar resultados adecuados según la verifica-

ción interna de los laboratorios que surge de la com-

paración con métodos de diagnóstico más estándares.

Estas pruebas son relativamente costosas y con fre-

cuencia requieren la adquisición de material suficien-

te para analizar muchas muestras.Por estas razones,

con frecuencia se realizan en laboratorios de diagnós-

tico centralizados. De manera similar,los métodos de

rotulación de patógenos con anticuerpos fluorescen-

tes también los usan por lo general los laboratorios

centralizados que tienen microscopios de fluorescen-cia. Al final de este capítulo se explican en detalle las

pruebas de antígenos fecales.

FROTIS FECAL DIRECTOEl método más rápido para la detección de parasi-

tosis es el frotis fecal salino directo.El término frotis

en realidad no es un nombre muy correcto ya que no

se hacen frotis de las heces. En cambio, una pequeña

cantidad de heces,aproximadamente la que se puede

tomar con el extremo de un aplicador de madera,ape-

nas se humedece en una gota de solución salina en

un portaobjetos (Figura 1.1). En el caso de heces de

perro y gato, hay altas probabilidades de que hayagrandes trozos de granos del alimento seco que hayan

sido ingeridos por la mascota; estos trozos pueden re-


Capítulo 1: Análisis de materia fecal



tirarse con el extremo del aplicador. Las heces de pe-

rros y gatos con frecuencia absorben la humedad de

la gota que se colocó en el portaobjetos,por lo tanto

puede ser necesario agregar un poco más de solución

salina. Colocar la gota al aplicador y dejar que se des-

lice sobre el portaobjetos con las heces es una de lasmejores formas de hacerlo.

Por lo general, no hay motivo para hacer estas pre-

paraciones con agua. El objetivo del frotis directo es

visualizar trofozoitos vivos y estas etapas habitualmen-

te se lisarán si la preparación se hace con agua en lu-

gar de solución salina.Por supuesto que si el agua es

el único medio disponible, puede permitirle al clínico

dar un vistazo rápido y detectar altas concentraciones

de huevos o quistes que pueden detectarse en mues-

tras con agua.

Una vez que se ha desparramado el material en el

portaobjetos hasta formar una preparación homogé-

nea y que se han retirado los trozos grandes, se puedecolocar un cubreobjetos sobre la preparación (Figura

1.2). Primero, se debe escanear el portaobjetos con

un objetivo de 10X o 20X (con práctica, todos los pa-

rásitos de los perros y gatos se pueden visualizar con

un objetivo de 10X). Luego, se pueden examinar los

objetos de interés más de cerca con un alto objetivo

seco (40X). El uso de una lente de inmersión en acei-

te sobre preparaciones húmedas por lo general no re-

sulta satisfactorio porque la preparación es demasiado

espesa o porque el material que se encuentra debajo

del portaobjetos se mueve por la presión de la lente

sobre la superficie del cubreobjetos. La observacióncon inmersión en aceite es una posibilidad,pero sólo

si se sella primero el portaobjetos con esmalte para

uñas o parafina derretida. En parasitología humana, las

preparaciones con frecuencia se tiñen con yodo, lo

cual hace que los núcleos de los trofozoitos sean más

fáciles de visualizar ya que los gránulos de glucógeno

se tiñen en algunos de los quistes y trofozoitos. En

medicina veterinaria, la mayoría de las especies de

amebas y otros parásitos protozoos importantes en

medicina para seres humanos, por lo general no se

observan, por lo tanto el uso de yodo no es necesario

y tampoco resulta útil.

FLOTACIÓN CON SULFATO DE ZINCUno de los mejores medios para observar los quis-

tes de Giardia y diversos huevos de parásitos es con

la flotación con sulfato de zinc.Esta técnica tiene la

ventaja de ser rápida y relativamente fácil de realizar.

Como actualmente se consigue solución de sulfato de

zinc ya preparada,la tarea se hace menos onerosa

porque no hay que trabajar en la preparación de este

reactivo. Una alternativa poco costosa es usar sulfato

de magnesio (sales de Epsom) en lugar de sulfato de

zinc. Las únicas desventajas con las sales de Epsom

son que la solución es un poco más viscosa y que

tiende a cristalizarse un poco más rápido durante laobservación (Figura 1.3).

Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos12

Figura 1.1. Los materiales necesarios para realizar un frotis di-recto son: cubreobjetos de 22 x 22 mm (o de 18 x 18 mm), unportaobjetos para microscopio, un aplicador, heces y soluciónsalina. Siempre es mejor hacer la preparación con solución sa-lina en lugar de agua, de modo que los trofozoitos vivos perma-

necerán viables y móviles.

Figura 1.2. Al preparar el frotis directo, es importante colocaruna pequeña cantidad de solución salina en el portaobjetos yluego agregar una pequeña cantidad de heces, más o menosdel tamaño del extremo del aplicador, aproximadamente 2mm2. Luego se mezclan las heces con la solución salina y selas desparrama hasta formar una mezcla relativamente clara(A). Si hay sólidos presentes, en especial común cuando se

administra a los animales alimento seco, se pueden apart a rcon cuidado los sólidos a un costado de la gota con el bord edel cubreobjetos antes de bajar el cubreobjetos sobre la pre-paración (B).



Cuando se la hace en forma correcta, la centrifuga-ción de sulfato de zinc puede hacerse rápido.Median-te el uso de una centrífuga en la que se puedan colo-car seis tubos a la vez (Figura 1.4), es fácil que unapersona procese y examine alrededor de 60 muestraspor hora con este método.El secreto del análisis rápi-do es no usar un cubreobjetos durante la fase de ob-servación del exámen. Una vez que uno se ha toma-do el trabajo de concentrar los quistes y huevos en un

pequeño círculo de 5 mm,¿para qué desparramarlosdebajo de un cubreobjetos de 22 X 22 mm? La realiza-ción de la prueba sin cubreobjetos hace que sea nece-sario examinar las muestras rápidamente,antes deque se sequen y antes de que los cristales formados amedida que el sulfato de zinc sale de la solución ha-gan que la observación de las muestras resulte imposi-ble (Figura 1.5). por lo tanto, sólo se puede preparar la cantidad de muestras que una persona puede leer


Figura 1.5. Cuando se traslada el loop al portaobjetos del

microscopio, se lo puede examinar como la simple y pequeñaporción tomada con el loop o debajo de un cubreobjetos. Laobservación de una o dos porciones tomadas con el loop tienela ventaja de que la muestra no se desparrama debajo de unasuperficie más grande como ocurre con el cubreobjetos. Ladesventaja de examinar la porción tomada con el loop es quese puede secar si el examinador tarda demasiado durante laobservación.

Figura 1.4. Al tomar la muestra de la parte superior del tubo dela centrífuga, se lo debe empujar con cuidado hacia abajo enforma recta a través de la parte superior del líquido y luego sedebe tirar en forma recta hacia arriba. En ocasiones, elmaterial que se encuentra en la parte superior del tubo puede

ser tan espeso que se parece más a un barro que a un menisco.En estos casos, parte del material se puede trasladar del lateraldel loop al portaobjetos.

Figura 1.3. Ya sea que se use sulfato de zinc o de magnesio, onitrato de sodio, siempre es mejor verificar la gravedadespecífica con un hidrómetro. El nitrato de sodio se puedeadquirir seco en una cantidad pre-medida para flotacionesestacionarias. El sulfato de zinc se puede adquirir líquido conuna gravedad específica de 1,18. El sulfato de magnesioprobablemente sea la solución para flotación menos costosa,pero algunas sales de Epsom (si bien están graduadas paraalimentos y aprobadas para usar como laxante) pueden estarlevemente descoloridas o pueden contener algunos sólidos

cuando están presente en soluciones de gravedad específica1,2; la elección de otra marca con frecuencia resolverá estosproblemas. (A) Este hidrómetro tiene una escala de 1,000(gravedad específica del agua) a 1,220. (B) En esta imagen, elmenisco se encuentra en 1,200, entre los números 80 (1,180) y20 (1,220). Este hidrómetro sería inapropiado para verificar unasolución azucarada pesada.



en una sola sentada. Con seis muestras, se pueden co-locar tres porciones tomadas con el loop en cada por-taobjetos, de este modo sólo se necesitan dos por-taobjetos cada seis muestras. Si se necesita más tiem-po, se puede colocar en el portaobjetos un loop lleno

de agua o una gota de solución salina antes de agre-gar el loop del tubo.Si en último caso se necesita uncubreobjetos, se puede agregar una gota de agua almaterial que se encuentra sobre el portaobjetos y lue-go aplicar un cubreobjetos. El loop funcionará mejor si se lo pasa por la llama antes de cada uso (Figura1.6). La llama asegura que no se arrastre nada entreuna muestra y la otra.Mientras se coloca el loop en lallama, puede observarse una acumulación de sulfatode zinc y materia fecal en él que formará una costra.Se puede limpiar el loop sumergiéndolo dos o tres ve-ces en agua, raspándolo con un aplicador o colocán-dolo más tiempo sobre la llama. Es importante que elloop sea de alambre resistente a las llamas y tambiénque sea lo suficientemente delgado para que funcionebien. Un loop típico de microbiología para placas deagar tiene un alambre muy grueso y el orificio delloop es demasiado pequeño.Los quistes de Giardia flotarán sobre la superficie delsulfato de zinc. Con frecuencia, cuando estánpresentes en los bordes del material que se encuentrasobre el portaobjetos, aparecerán de un color rosadodebido a la aberración esférica causada por lacurvatura de la gota sobre el portaobjetos.Lapresencia de huevos también será obvia sobre elportaobjetos.A medida que se seca el portaobjetos,los quistes colapsan.Un inconveniente del método

con sulfato de zinc es que no detecta los huevos máspesados. Por lo tanto, es probable que usando estemétodo no se observen en la muestra los huevos detenias taeniid y Diphyllobothrium y Spirometra, lamayoría de los trematodos y algunos nematodos, por ejemplo,Trichuris vulpis.


Figura 1.6. El loop utilizado para tomar una muestra de la partesuperior de un tubo es más fino que el loop típico que se utilizaen microbiología y tiene un diámetro un poco más grande. Esimportante que el loop sea de alambre resistente a la llama, delo contrario se derretirá. La colocación del loop sobre la llamaparece ayudarlo a tomar la muestra del menisco del tubo de lacentrífuga. En ocasiones, el loop acumulará una costra dematerial seco producto de los restos de heces y la colocaciónsobre la llama que se puede quebrar con cuidado y sacar delalambre con el extremo de un aplicador.

MATERIALES

•Centrífuga común de mesada con rotor de

tambor horizontal oscilante y soportes

para tubos de 13 X 100 mm

• Microscopio binocular compuesto,

debe tener por lo menos objetivos de10 X y 40 X y 10 piezas oculares

• Vasos de cartón no encerado o vasos

similares de 88 a 120 cm3 (3 a 4 onzas)

• Fieltro de doble pliegue

• Hidrómetro: rango de gravedad específica

1,000 a 1,300

• Botellas plásticas para lavado

• Tubos de centrifuga de fondo redondeado

y de vidri o , de 13 x 100 mm

• Aplicadores de madera

• Portaobjetos para microscopio: de vidrio

de 7,62 x 2,54 cm (3 x 1 pulgadas)

• Mechero de Bunsen,lámpara de alcohol o

encendedor de cigarrillos

• Loop de alambre de aproximadamente

calibre 28 y loop de 4 a 5-mm

• Mezclador Vortex

• Agua de la canilla

REACTIVOS

• Solución de sulfato de zinc,gravedad

específica 1,18 (aproximadamente 33 g de

cristales en 100 ml de agua).Verificar la

gravedad específica con un hidrómetro y

ajustarla en caso de ser necesario. El sulfato

de zinc se puede adquirir ya preparado con

una gravedad específica de 1,18.

PROCEDIMIENTO

1. Desmenuzar aproximadamente 1 g de la

muestra de materia fecal en 5 ml de agua en

un vaso de cartón. Esto se puede lograr

mezclando en forma manual con dos

aplicadores. Si se sostienen los aplicadores

con los dedos pulgar e índice, unos ligeros

golpecitos con el dedo anular y mayor sobre

los aplicadores produce una efectiva acción

de mezclado.

2. Filtrar la suspensión de materia fecal a

través de dos capas de gasa y pasarla a un

segundo vaso de cartón, lavando con un

pequeño volumen de agua.

3. Verter el filtrado en el tubo de ensayo.

4. Centrifugar durante 1 minuto a 800g.5. Decantar el sobrenadante.

6.Agregar aproximadamente 3 ml de

solución de sulfato de zinc y volver a

suspender con los aplicadores y el

mezclador Vortex.

7. Llenar el tubo hasta 1 cm del borde y

volver a centrifugar a aproximadamente

800g durante 1 minuto.

8. Sin sacar el tubo de la centrífuga y con un

loop de alambre recién colocado en la

llama, extraer 1 o 2 loops del centro de la

película de la superficie y colocar en un

portaobjetos con el número de muestra.

9. Examinar con un microscopio compuesto

con magnificaciones de 100X y 400X.

FLOTACIÓN CON SULFATO DE ZINC



MÉTODOS DE FLOTACIÓNESTACIONARIA

La flotación estacionaria es un medio por el cual los

h u evos y quistes de los parásitos pueden apare c e r

flotando en la superficie de un medio líquido. El pro-ceso es de simple realización y se lo puede arm a r

con materiales del lab o ra t o rio o con la adquisición

de dive rsos kits comerc i a l e s , como por ejemplo Fe-

c a lyzer® (EVSCO Pharmaceuticals) o Ova s s ay® (Syn-

biotics Corpora t i o n ) .Todos estos métodos trab a j a n

s o b re el mismo pri n c i p i o . Los huevos son más pesa-

dos que el ag u a , p e ro la mayor parte de la materia fe-

cal es más pesada que los huevo s . De este modo, s e

m e z clan las heces con una solución que tiene una

densidad flotante superior a los huevos pero infe ri o r

a los otros materiales de las heces. Mediante pru e b a

y error se ha demostrado que una gravedad específi-

ca de 1,2 es aproximadamente la densidad corre c t a

p a ra lograr una buena separación entre los huevos y

los restos en la mu e s t ra de materia fe c a l . Una solu-

ción de material que pesa 1,2 veces el peso de un vo-

lumen igual de agua tiene una gravedad específica de

1 , 2 ; por lo tanto, 10 ml de agua pesan 10 gramos y 10

ml de una solución con una gravedad específica de

1,2 pesa 12 gra m o s .

E n t re los re a c t i vos comunes que se usan en estas pre-

p a raciones están la sal de mesa (NaCl), el sulfato

de zinc, el sulfato de magnesio y el nitrato de sodio.

El primer medio utilizado de rutina para realizar este

p rocedimiento fue la sal de mesa saturada (solucións a l i n a ) , que tiene una gravedad específica de aprox i-

madamente 1,2. La separación por lo ge n e ral no es

tan buena como cuando se usa la centri f u g a c i ó n , p e-

ro en ge n e ral es adecuada para obtener una mu e s t ra

bastante limpia. La solución de nitrato de sodio tiene

la desventaja que parece cri s t a l i z a rse levemente más

rápido en el portaobjetos que las otras soluciones. L a

solución de sulfato de magnesio tiene una viscosidad

que es levemente superior a la de las otras tres solu-

ciones y entonces es posible que los huevos floten a

la superficie más lentamente en este material que en

las otras tres soluciones.

L o s métodos en las dive rsas pruebas pre p a ra d a s(por ejemplo, Fe c a lyzer y Ova s s ay) trabajan sobre el

mismo pri n c i p i o . D i fi e ren del método descripto en

cuanto a que el soporte de la mu e s t ra también fun-

ciona como tamiz. En el método Fe c a ly z e r, el tubo

en el cual se produce la flotación sirve también co-

mo dispositivo de toma de mu e s t ras en el cual el

fondo del accesorio de inserción pro p o rciona un

medio para medir la cantidad de heces que se intro-

duce en el tubo.


MATERIALES

•Microscopio binocular compuesto:debe

tener por lo menos objetivos de 10 X y 40

X y 10 piezas oculares



•Fieltro de doble pliegue

•Hidrómetro: rango de gravedad específica1,000 a 1,300

•Botellas plásticas para lavado

•Tubos de centrifuga de fondo redondeado

y de vidrio,de 16 x 100 mm

• Soporte para tubos de ensayo


• Portaobjetos para microscopio

• Cubreobjetos de vidrio de 18 x 18 mm

• Mezclador Vortex

REACTIVOS

• Solución de flotación: cloruro de sodio

saturado (solución salina), sulfato de zinc,

gravedad específica 1,18; sulfato de

magnesio, gravedad específica 1,2 o nitrato

de sodio,gravedad específica 1,2.

PROCEDIMIENTO

1. Desmenuzar aproximadamente 1 g de la

muestra de materia fecal en 5 ml de agua en

un vaso de cartón. Esto se puede lograr

mezclando en forma manual con dosaplicadores. Si se sostienen los aplicadores

con los dedos pulgar e índice, unos ligeros

golpecitos con el dedo anular y mayor sobre

los aplicadores produce una efectiva acción

de mezclado.

2. Filtrar la suspensión de materia fecal a

través de dos capas de gasa y pasarla a un

segundo vaso de cartón, lavando con un

pequeño volumen de solución de flotación.

3. Verter el filtrado en el tubo de ensayo,

colocar el tubo en el soporte.

4. Llenar el tubo con solución de flotación

hasta tener un leve menisco de líquido

moviéndose sobre la superficie.

5. Colocar un cubreobjetos en la parte

superior del tubo.

6. Dejar reposar el tubo con el cubreobjetos

durante 10 o 15 minutos, luego retirar el

cubreobjetos y colocar sobre el portaobjetos

del microscopio

7. Examinar con un microscopio compuesto

con magnificaciones de 100X y 400X.

FLOTACIÓN ESTACIONARIA



Método FecalyzerEl Fecalyzer es un dispositivo de flotación común-

mente usado en muchas prácticas veterinarias (Figura

1.7). El accesorio de inserción verde tiene una por-

ción en el fondo que el cliente puede insertar en las

heces de la mascota para tomar una cantidad de he-ces previamente medida. Luego se puede colocar el

accesorio de inserción en el vial blanco con tapa a

presión y se lo lleva a la clínica para examinar.La solu-

ción de flotación, por lo general solución de nitrato

de sodio a una gravedad específica de 1,2, se agrega

en la cámara blanca,se reinserta el accesorio de inser-

ción verde y se mezcla por rotación con la solución

de flotación. Luego se llena el accesorio de inserción

con la solución de modo tal que aparezca un menisco

en la parte superior y se coloca un cubreobjetos de

22 x 22 mm en la superficie del menisco.Después de

aproximadamente 5 o 10 minutos, se retira el cu-

breobjetos y se coloca en un portaobjetos de vidriopara examinar la muestra. El accesorio de inserción

verde tiene una parte con tejido que evita que las par-

tículas más grandes floten en la superficie e interfie-

ran con el exámen microscópico de la muestra.

Método OvassayEl dispositivo Ovassay Plus Kit es muy similar al Fe-

calyzer en cuanto a diseño y concepto (Figura 1.8).Al

igual que en el método anterior, se agregan heces a

un accesorio de inserción central y se mezcla con la

solución de flotación, por lo general sulfato de zinc.Se coloca el filtro en el dispositivo y se crea un menis-

co positivo mediante el agregado de más solución de

flotación. Se agrega un cubreobjetos para microsco-

pio en la parte superior del dispositivo y luego se deja

que flote el material durante aproximadamente 10 mi-

nutos. El accesorio de inserción central tiene una par-

te con tejido que evita que las partículas más grandes

floten contra el cubreobjetos e interfieran con el

exámen microscópico de la muestra.

Al igual que con el Fecalyzer, la flotación estacionaria

tiene la distintiva ventaja de que no requiere una cen-

trífuga para el procesamiento. La desventaja es que el

método no permite la recuperación máxima de huevos y quistes de parásitos de la muestra de materia fe-

cal. Sin embargo, para diagnósticos de rutina, ambos

análisis son útiles y pueden ayudar en la mayoría de

las situaciones clínicas.


Figura 1.7. El Fecalyzer es un dispositivo de flotaciónestacionaria que ha sido desarrollado para la toma y elprocesamiento de muestras de materia fecal. La parte internase puede usar para tomar una porción de las heces del tamañoapropiado mediante la inserción del extremo en las heces.Luego se puede colocar la muestra en el recipiente exterior y sela lleva a la clínica. En el momento de examinar la muestra, sepuede agregar medio de flotación y mezclar la muestra girandoel accesorio de inserción dentro del soporte. Luego se llena elaccesorio de inserción con solución de flotación de modo talque se forme un menisco positivo. Un tamiz colocado en elaccesorio de inserción evita que las grandes partículas flotenen la superficie. Luego se coloca un cubreobjetos de 22 x 22

mm en la parte superior del tubo y se lo deja reposar de 5 a 10minutos. Por último, se retira el cubreobjetos y se coloca en unportaobjetos para microscopio para determinar qué parásitoshan flotado a la superficie.

Figura 1.8. El Ovassay es un dispositivo para recolección yp rocesamiento de materia fecal que se utiliza para re a l i z a runa flotación de materia fecal estacionaria. El dispositivoi n t e rno se puede usar para tomar una muestra del tamañoa p ropiado clavándolo en las heces. Luego, el accesorio dei n s e rción se puede colocar en el soporte y llevar a la clínica.En el momento de procesar la muestra, se puede agre g a rmedio de flotación al tubo y mezclar las heces girando elaccesorio de inserción dentro del soporte. A continuación, sellena el accesorio de inserción con medio de flotación demodo tal que se forme un menisco positivo. Se coloca unc u b reobjetos de 22 x 22 mm sobre el menisco y se lo dejareposar de 5 a 10 minutos. Por último, se retira el

c u b reobjetos y se lo traslada a un portaobjetos param i c roscopio para identificar aquellos parásitos que hanflotado a la superf i c i e



FLOTACIÓN CENTRÍFUGA DE AZÚCAR

Los para s i t ó l o gos ve t e ri n a rios en su mayoría pre fi e-

ren un método de flotación centrífuga a los métodos

e s t a c i o n a ri o s . Cada técnico pre fi e re dife rentes me-

dios de fl o t a c i ó n , p e ro un método que se usa común-mente es el método de flotación centrífuga de azú-

c a r.Este método tiene la ventaja de que hará que

h u evos más pesados fl o t e n , lo cual no ocurre con los

métodos que emplean dive rsas soluciones salinas

(por ejemplo, s u l fato de mag n e s i o , s u l fato de zinc,

cl o ru ro de sodio o nitrato de sodio). La solución de

azúcar puede funcionar con flotación estacionari a ,

p e ro con frecuencia los huevos y quistes apare c e r á n

d i s t o rsionados por la presión osmótica causada por

el azúcar y la alta viscosidad de la solución re q u i e re

que los huevos permanezcan en la solución dura n t e

un tiempo mayor antes de que logren llegar a la su-

p e r ficie del tubo estacionari o . Este inconveniente ha

sido superado por el uso de centri f u g a c i ó n . La solu-

ción de azúcar tiene la desventaja de que puede

a t raer moscas y cucara ch a s . Cuando se trabaja al aire

l i b re , las moscas se vuelven bastante fru s t rantes ya

que se posan y alimentan sobre los bordes de los cu-

b reobjetos en la mu e s t ra fi n a l . Las cucara chas con

f recuencia están presentes en los lab o ra t o rios donde

se alimentan con los derrames o gotas de restos de

mu e s t ras o con el material que queda en los tubos de

la centrífuga o en las mismas centrífugas.

Pa ra los huevos de parásitos de la mayoría de las es-

p e c i e s , la flotación centrífuga de azúcar es un méto-do muy fácil de usar y altamente ex i t o s o . Sin embar-

go , los huevos de tre m a t o d o s , como por ejemplo los

de Pa rago n i mus y A l a ri a , con frecuencia colapsarán o

se ab rirán y se saldrá su contenido intern o , lo cual a

veces puede hacer que sean más difíciles de re c o n o-

c e r.

Este método es excelente para la demostración de

oocitos de la especie Cry p t o s p o ri d i u m . Con los mi-

c roscopios que se usan por lo ge n e ral en los consul-

t o rios ve t e ri n a ri o s , la interacción entre las pro p i e d a-

des ópticas de la solución y los oocitos hacen que los

oocitos parezcan pequeños puntos de color rosado a

rojo que flotan en la superficie del azúcar justo debajo del cubre o b j e t o s . Sin embargo , cuando se utilizan

m i c roscopios más sofisticados como los que se usan

p a ra inve s t i g a c i ó n , el color de los oocitos con fre-

cuencia no se observa porque las correcciones de la

ab e rración esférica en las lentes del objetivo corri ge n

la propiedad que hace que los oocitos parezcan ro s a-

d o s .

O t ra ventaja del procedimiento de flotación con azú-

car es que los portaobjetos se pueden examinar du-

rante un tiempo una vez que están pre p a ra d o s . Si se

evita que los portaobjetos se sequen (colocándolos

s o b re una toalla de papel húmeda en una caja de Pe-

t ri) y se los guarda re f ri ge ra d o s , mu chos de estos

h u evos se pueden observar con éxito durante unos

d í a s . Si se colocan los portaobjetos en un org a n i z a d o r

y se los mantiene fríos, i n cluso se los puede mandar

con hielo para obtener ayuda en el diag n ó s t i c o , c o n

f recuencia sin tener pro blemas en ver los parásitos

c o n t e n i d o s . Los oocitos de Cry p t o s p o ridium tienden

a colapsar después de aproximadamente media hora

y desapare c e n ; los quistes de Giardia presentes conf recuencia aparecerán colapsados y se necesitará ha-

bilidad para identifi c a r l o s , i n cluso en pre p a ra c i o n e s

en nu evos portaobjetos y en las mu e s t ras que se han

dejado por un tiempo, los huevos de anquilostomas

pueden fo rmar embri o n e s , que los hace muy cl a ros y

más difíciles de observa r. Sin embargo , los huevos de

c á s c a radura y los oocitos de coccidios se pueden ve r

bastante bien durante va rios días.

La solución utilizada para la flotación es una solución

de azúcar saturada que tiene una gravedad específi c a

de aproximadamente 1,3. La solución de flotación se

l o gra disolviendo azúcar de caña en agua al punto de

s a t u ración (Fi g u ra 1.9).

Con frecuencia se puede acelerar el proceso pro d u-

ciendo la mezcla con calor, se calienta el agua antes

de agregar el azúcar o durante el pro c e s o . Un amigo

por lo ge n e ral hace la solución de azúcar en un hervidor doble donde se agrega el azúcar al agua calien-

t e . Si se usa calor, es necesario ve ri ficar la grave d a d


Figura 1.9. Cuando se prepara el azúcar para la flotación, porlo general se necesitan aproximadamente 900 g cada 700 mlde agua ( aproximadamente 1300 g/l). Será necesario agre g a rel azúcar lentamente y disolverla revolviendo. Con fre c u e n c i ase puede entibiar el agua para ayudar en la disolución dela z ú c a r, pero se la debe enfriar antes de verificar la gravedadespecífica con un hidrómetro. A algunos les resulta muy útilp reparar la solución de azúcar en un hervidor doble igual quecuando se hace caramelo. Es buena idea cuando el pro d u c t ose ha enfriado agregar una pequeña cantidad de formol (10ml/l) para evitar que el moho crezca en el medio.



e s p e c í fica una vez que se dejó enfriar la solución. Si se

calienta la solución durante la pro d u c c i ó n , se puede fo r-

mar una gran cantidad de cristales a medida que se en-

fría la solución. Estos pueden quedar en la botella de al-

m a c e n a m i e n t o . Una vez que se preparó la solución, e s

n e c e s a rio agregar un conservante para evitar que cre z c amoho en el agua con azúcar.G e n e ralmente se usan dos

c o n s e rvantes distintos, fo rmol y fenol (ácido carbox í l i-

c o ) , y se agregan aproximadamente 5 ml de fo rm a l d e h í-

do al 37% o 5 ml de fenol licuado a cada litro . La solu-

ción de azúcar también se puede conservar mediante au-

t o cl ave y conge l a m i e n t o ,p e ro el autocl ave puede causar

la caramelización del azúcar y oscurecer su aspecto. E n

las siguientes fi g u ras se describe el procedimiento deflotación centrífuga de azúcar (Fi g u ras 1.10–1.13).


Figura 1.12. Una vez que la centrífuga se detiene por completo, sepuede levantar el cubreobjetos directamente de la parte superiordel tubo.

Figura 1.10. Mezclar las heces en un vasopequeño y luego volcarlas sobre una gasapara eliminar los sólidos antes de revolver ymezclar con el azúcar. Algunos técnicospasan por alto la etapa de tamizado, pero siesto se hace, los sólidos en la muestra finalpueden hacer que resulte muy difícil deexaminar bajo el microscopio.

Figura 1.11. Una vez que sedecantó el agua del sedimen-to tamizado y centrifugado, sedebe agregar solución deazúcar (aproximadamente 3 a4 ml) y el sedimento debequedar suspendido en la so-lución de azúcar. Es importan-te que se mezcle bien lamuestra y esto resulta más

fácil si se usan dos aplicado-res. Se puede usar un mezcla-dor Vortex si los aplicadoresestán insertados en las mues-tras, pero se puede generargran cantidad de burbujas deaire si no se tiene cuidado.

Figura 1.13. El cubreobjetos se debe colocarcon cuidado sobre un portaobjetos para cap-turar la menor cantidad de burbujas de aireque sea posible.



ANÁLISIS DE SEDIMENTACIÓN

La medicina veterinaria usa muy poco los distintos

análisis de sedimentación por las siguientes razones:

Los parásitos más comunes se detectan por lo general

usando los métodos de flotación; habitualmente no

hay necesidad de fijar las muestras extraídas de cani-

nos y felinos (como se dijo anteriormente,esto cam-

bia la permeabilidad de los huevos y quistes y por lo

tanto sus densidades flotantes) y muchos de los tre-

matodos y amebas presentes en la materia fecal de losseres humanos no están en las muestras provenientes

de perros y gatos. De este modo, los beneficios de la

sedimentación por lo general no superan a las desven-

tajas, que incluyen la mayor cantidad de material que

con frecuencia se debe examinar, la dificultad para

ver diversos protozoos cuando están desparramados

en esta muestra más grande sin la ayuda de la aberra-

ción esférica y la cantidad de pasos extra que requie-

re el procesamiento.Las muestras sí tienen la ventaja

de que se pueden conservar de modo tal que una par-

te o toda la muestra se puede observar otro día,pero

en la mayoría de las clínicas veterinarias, los veterina-

rios simplemente no tienen tiempo para volver más

tarde y re-examinar los portaobjetos.

El procedimiento de sedimentación más básico es el

simple tamizado de la material fecal en agua o solu-

ción salina seguido de la sedimentación en un tubo

sin centrifugación.Un gran porcentaje de las bacterias

permanecerán en la solución y los huevos más pesa-

dos se irán al fondo del tubo. El problema es que por

lo general hay una gran cantidad de material que que-

da por examinar. Sin embargo,el procedimiento es

mejor que nada y casi no tiene costo de preparación.

Muchos de los huevos son muy pesados en compara-ción con el agua y por lo tanto con frecuencia se

asentarán en un tiempo relativamente corto.

Un procedimiento que tiene éxito en la medicina pa-

ra seres humanos es el procedimiento de sedimenta-

ción en formol/acetato etílico (Figura 1.14). Este mé-

todo también es útil en la medicina veterinaria por-

que es capaz de encontrar casi todo lo que puede es-

tar presente en una muestra de materia fecal. El pro-

blema, una vez más,es que con frecuencia hay gran

cantidad de material para examinar. El proceso limpia

las muestras que tienen mucha fibra o mucha grasa,

pero por desgracia esto no es tan común en las mues-

tras de perros y gatos.La sedimentación en ácido/ace-tato etílico es una técnica hermana de la sedimenta-

ción en formol/acetato etílico. En esta técnica, las he-


MATERIALES

•Centrífuga común de mesada con rotor

horizontal y soportes para tubos de 16 X

100 mm







•Hidrómetro: rango de gravedad específica

1,000 a 1,300

•Botellas plásticas para lavado•Tubos de centrífuga de fondo redondeado

y de vidrio,de 16 x 100 mm


•Portaobjetos para microscopio

•Cubreobjetos de 18 x 18 mm

•Marcador

• Agua de la canilla

• Agitador magnético

REACTIVOS

• Solución de flotación de azúcar: lentamen-

te agregar alrededor de 1000 g de azúcar pu-

ra granulada a 1000 ml de agua destilada en

un vaso de laboratorio de 4 L sobre un agita-

dor magnético.Verificar la gravedad específi-

ca (debe ser 1,300;esto es básicamente una

solución saturada).Ajustar, en caso de ser ne-

cesario, agregando más agua o más azúcar.

PROCEDIMIENTO

1. Con aplicadores (dos funcionan mejor

que uno) colocar aproximadamente 1 g de

heces en un vaso de cartón.

2. Agregar aproximadamente 8 ml de agua

de la canilla y dispersar las heces en el agua vigorosamente con los aplicadores. Puede

ser que las heces no se separen rápidamen-

te; de ser así,dejar descansar la muestra du-

rante un corto tiempo para permitir que se

ablande.

3. Tamizar el barro fecal pasándolo por un

fieltro a un segundo vaso de cartón.

4.Verter el barro tamizado del segundo vaso

en el tubo de ensayo de la centrífuga.

5. Centrifugar a 800g durante 1 minuto.

6. Decantar el sobrenadante.

7. Agregar solución de flotación de azúcar a

aproximadamente 1/4 del total y volver a

suspender el pellet vigorosamente con dos

aplicadores.

8. Después de colocar el tubo en la centrífu-

ga, llenarlo con solución de azúcar hasta que

rebalse levemente de modo tal que haya un

leve bulto (menisco) en la película de la su-

perficie por sobre el borde del tubo.

9.Agregar un cubreobjetos a la superficie

del tubo.

10. Ca rgar y balancear la centrífuga (asegura r-

se de balancearla con otro tubo lleno de azú-

c a r ) .C e n t rifugar a 800g durante 10 minu t o s .

11. Ret i rar el cubreobjetos levantándolo de-re cho de modo tal que una gota se adhiera al

m i s m o . Colocar el cubreobjetos sobre un

p o rtaobjetos y examinar con el micro s c o p i o.

FLOTACIÓN CENTRÍFUGA DE AZÚCAR



ces frescas se suspenden en una solución ácida, típica-

mente de ácido clorhídrico (elaborado en una propor-

ción de 40 partes de HCl concentrado con 60 partes

de agua). El resto de la técnica es igual que para el

método de sedimentación en formol/acetato etílico.

El método de sedimentación en formol/acetato etílicotiende a proporcionar una muestra más limpia que la

obtenida con fo rm o l , p e ro no funciona en quistes de

p ro t o z o o s . Sin embargo ,algunos técnicos pre fi e re n

usar el método con ácido/acetato etílico para las mu e s-

t ras de materia fecal tomadas de animales salva j e s .


MATERIALES



100 mm







•Hidrómetro: rango de gravedad específica1,000 a 1,300

• Botellas plásticas para lavado

•Tubos de centrífuga cónicos de vidrio de

15 ml

•Tapón de goma


•Portaobjetos para microscopio

•Cubreobjetos de 18 x 18 mm

REACTIVOS

• Acetato etílico

• HCl diluido: 40 ml de HCl concentrado

en 60 ml de agua.

PROCEDIMIENTO

1. Con aplicadores (dos funcionan mejor

que uno) colocar aproximadamente 1 g de

heces en un vaso de cartón.

2. Agregar aproximadamente 8 ml de agua

de la canilla y dispersar las heces en el agua

vigorosamente con los aplicadores.Puede

ser que las heces no se separen

rápidamente;de ser así, dejar descansar la

muestra durante un corto tiempo parapermitir que se ablande.

3. Tamizar el barro fecal pasándolo por un

fieltro a un segundo vaso de cartón.

4.Verter el barro tamizado del segundo vaso

en el tubo de ensayo de la centrífuga.

5. Centrifugar a 800g durante 1 minuto.

6. Decantar el sobrenadante.

7. Agregar aproximadamente 8 ml de

solución ácida mezclando con el aplicador.

8. Agregar aproximadamente 5 ml de acetato

etílico, colocar el tapón y agitar

vigorosamente apretando el tapón en su

lugar.

9. Sacar el tapón,cargar y balancear la

centrífuga (asegurarse de balancearla con

otro tubo de peso similar).Centrifugar a

800g durante 10 minutos.

10. Habrá una obstrucción de material en el

lugar de la interfaz ácido/acetato etílico.

Pasar el aplicador alrededor de la pared de

vidrio y hacer decantar el acetato etílico, la

obstrucción y la solución ácida.

11. Examinar el sedimento para detectar la

presencia de huevos.

SEDIMENTACIÓN CON ÁCIDO / ACETATO ETÍLICO

Figura 1.14. Cuando el acetato etílico se mezcla con el agua fecal, el formol o la mezclade ácidos y luego se centrifuga, se formará una capa entre el solvente orgánico y la faseacuosa. Es necesario desalojar esta obstrucción con un aplicador antes de decantar el tu-bo. Se debe tener cuidado al desalojar el material de las paredes del tubo de modo tal queno vuelva a caer en el pellet cuando decante. Si el pellet está en alcohol ácido, probable-mente sea deseable volver a suspenderlo en agua antes de colocarlo en un portaobjetos;de lo contrario, tiende a no formar un lodo sino que se desparrama rápidamente a los bor-des del portaobjetos y se sale.



APARATO DE BAERMANN

A ve c e s , en la medicina ve t e ri n a ria se tienen sospe-

chas de infecciones por nematodos que pro d u c e n

l a rvas en lugar de huevos que pasan a las heces. E n

los perro s , esto ocurre en infecciones con Cre n o s o-ma vulpis, Fi l a roides hirt h i , Fi l a roides osleri y

S t ro n gyloides sterc o ra l i s . En los gatos, A e l u ro s t ro n gy-

lus ab s t rusus y Stro n gyloides felis (solo se encuentra

en el Pa c í fico Sur) son casi las únicas infe c c i o n e s

que dan como resultado la aparición de larvas en las

h e c e s . Se puede hacer un agregado poco común a

esta lista, p e ro estos son la mayoría de los casos en

los cuales la etapa que pasa a las heces es una larva .

F. h i rthi y F. o s l e ri tienen larvas que tienden a no mo-

ve rse mu ch o ; si cualquiera de estas fueran el age n t e

s o s p e choso de signos pulmonares observa d o s , ex i s-

ten mu chas pro b abilidades de que el uso de un apa-

rato de Baermann no agregará nada al diag n ó s t i c o .

Pa ra estas dos larva s , el mejor medio de encontra r l a s

es con una flotación con sulfato de zinc.

Pa ra las otras especies, el aparato de Baermann (Fi g u-

ra 1.15) aumentará las posibilidades de encontrar las

l a rvas que pueden estar re l a t i vamente desparra m a-

das en toda la mu e s t ra de materia fe c a l . Una vez que

se encontra ron las larva s , h ay que dife renciarlas pero

esto en realidad es una tarea re l a t i vamente fácil.A d e-

m á s , se debe tener cuidado con el tiempo tra n s c u rri-

do desde la toma de la mu e s t ra de las heces utiliza-

das para pre p a rar el aparato porque los huevos de

anquilostoma son capaces de tener cría y confundir el diag n ó s t i c o . Sin embargo , en su mayo r í a , el méto-

do de Baermann es una técnica útil para ve ri fi c a r

una infección con cualquiera de estas especies de

n e m a t o d o s .


MATERIALES


tener por lo menos objetivos de 10 X y 40 X y 10 piezas oculares

•Embudo de 13 a 15 cm (5 o 6 pulgadas)

de diámetro



100 mm

•Estante para tubos y soporte para embudo

•Colador de té o filtro soporte equivalente

•Trozo de tubo de paredes finas de 8 a 10

cm (3 o 4 pulgadas) de longitud

•Gotero sin el bulbo de goma insertado en

un extremo del tubo de paredes finas,el

otro extremo está unido al embudo

•Clamp para el tubo

• Tubos de centrífuga cónicos de vidrio de

15 ml

•Espátula (baja lenguas)

•Fieltro de doble pliegue•Portaobjetos para microscopio

•Cubreobjetos

REACTIVOS

• Agua

PROCEDIMIENTO

1. Con la espátula, separar entre 5 y 15 g de

heces y colocarlas en el colador de té (pue-

de resultar más fácil desparramar el material

sobre el fieltro y colocar esto en el colador

o, si no se dispone de un colador,se puede

suspender con un hilo sobre la parte supe-

rior del embudo una bolsita hecha con fiel-

tro)

2. Llenar el embudo con agua de la canilla ti-

bia; mover el tubo y el clamp para eliminar las burbujas de aire que pudieran estar atra-

padas.

3. Si hay gran cantidad de larvas activas pre-

sentes, como ocurre con frecuencia en el ca-

so de Aelurostrongylus, unas pocas gotas se

pueden examinar después de aproximada-

mente una hora, pero puede ser necesario

dejar reposar la preparación en el aparato de

un día para otro.

4. Llenar el tubo de la centrífuga desde el

fondo abriendo el clamp (¡RECORDAR que

las larvas de Strongyloides de tercera etapa

pueden penetrar en la piel!)

5. C e n t rifugar y examinar con el micro s c o p i o

APARATO DE BAERMANN

Figura 1.15. Este dispositivo consta de un embudo unido a untubo de goma por medio de un clamp. La materia fecal se co-loca sobre un trozo de gasa o un colador de té y se la suspen-de sobre agua en el embudo. Las larvas salen de las heces y

pasan al agua. Con el tiempo, las larvas se asentarán en elfondo del tubo y se las podrá recolectar ya sea colocando ung o t e ro en la punta que gotee a un portaobjetos o centrifugan-do el contenido en un tubo de centrífuga y examinando el se-d i m e n t o .



PRUEBAS DE ANTÍGENOS FECALES

En la actualidad, existen pruebas para detectar los an-

tígenos de Cryptosporidium y Giardia cuando están

presentes en muestras de materia fecal. Estas pruebas

tienen la ventaja de eliminar la necesidad de confiar en la microscopía. Sin embargo,una desventaja impor-

tante es que en la actualidad su uso resulta relativa-

mente costoso. Por lo tanto, cuando se ejecuta un

control positivo y negativo, una sola prueba puede ser

muy costosa.Sin embargo, existen muchas rezones pa-

ra pensar que este tipo de pruebas será cada vez más

común para el diagnóstico de los patógenos relativa-

mente difíciles de encontrar.

Las pruebas actuales se realizan del modo típico para

una placa de ensayo inmuno-absorbente vinculado a

enzimas (ELISA) o para inmuno-ensayos de fase sólida.

Es mucho más probable que los veterinarios realicen

los ensayos de fase sólida (Figura 1.16) porque están

diseñados para usarlos con pacientes individuales. Los

laboratorios de diagnóstico es más probable que utili-

cen las placas de ELISA (Figura 1.17) porque ellos rea-

lizan un batch de muestras de proceso y tienen mu-

chas muestras para analizar al mismo tiempo.

Los diversos ensayos ProSpecT® (Remel) para Giardia

y Cryptosporidium son ejemplos de estos ensayos.

MÉTODOS DE CULTIVO DE MATERIA FECALEl único método de cultivo de materia fecal para pro-

tozoarios capaz de ser realizado en la mayoría de los

consultorios veterinarios es el sistema de cultivo re-

cientemente presentado InPouchTM para tricomona-

das (BioMed Diagnostics)(Figura 1.18).Este sistema

tiene pequeños sobres de plástico con medio que

puede ser inoculado con hisopos fecales y los proto-

zoarios se cultivan a temperatura ambiente. Se ha

comprobado que el sobre da muy buenos resultados

en la aislación de tricomonadas provenientes de he-

ces de gatos con diarrea.El kit usado para la detección de organismos en las

heces de felinos estuvo originalmente diseñado para


Figura 1.16. Este es un ejemplo de un inmunoensayo de fasesólida diseñado para usar con una sola muestra (Pro S p e c T ®G i a rd i a / C ryptosporidium Formato Rápido). La prueba es simi-lar a las desarrolladas para detectar diversos antígenos y an-

ticuerpos en muestras de sangre o suero. Las heces diluidasse aplican a la membrana y, luego, después de una serie depasos, ocurrirá un cambio colorimétrico en la membrana conmanchas que se oscurecerán si el antígeno está presente enlas heces. Dichas pruebas han sido desarrolladas para detec-tar los antígenos de Giardia y Cryptosporidium. La foto es gen-tileza de REMEL Inc

Figura 1.17. Este es un ensayo ELISA que se ha usado de ru t i-na para detectar antígenos de Cryptosporidium en materia fe-cal (ProSpecT® Cryptosporidium Ensayo de Microplacas; hayun ensayo similar pa-

ra Giardia). El costode las placas haceque la prueba seamuy cara, por lo tantosólo se utiliza de ru t i-na en laboratorios dediagnóstico centrali-zados. Por lo generalla muestra se analizacon una muestra dec o n t rol positiva y ne-gativa. Los re s u l t a d o sse pueden leer vi-sualmente o mediante el uso de un lector de ELISA. En la pru e-ba mostrada (A), las cubetas positivas se ponen de color ama-

rillo al finalizar la prueba y las negativas quedan transpare n-tes. La intensidad del color se puede utilizar como una apro-ximación para la intensidad de la infección. Las fotos son gen-tileza de REMEL Inc



la detección de Tritrichomonas foetus en muestras

vaginales de hembras de bovinos y todavía se lo co-

mercializa sólo para este uso. Por suerte, el proceso

funciona bien para las muestras de materia fecal sin

una gran proliferación de bacterias como para que ha-

gan que no se puedan leer las muestras. Una vez quese ha incubado la muestra en el sobre,se la puede

examinar con un microscopio directamente a través

de la pared del sobre utilizando un dispositivo pro-

porcionado por el fabricante que aplana y desparrama

el sobre para poder examinarlo. Si hay tricomonadas

presentes, se las puede sacar con una pipeta para se-

guir examinándolas con el microscopio o para pasar-

las a otro medio.Este es el primer kit que hace que el

cultivo de muestras de este patógeno sea relativa-

mente fácil de analizar en el consultorio.




25

El análisis de muestras de orina para detectar parási-

tos es relativamente fácil en comparación con el análi-

sis de materia fecal. Existen pocos parásitos del tractourinario que ocurren comúnmente en los perros y ga-

tos; estos pertenecen a la especie capilaria y son Pear-

sonema plica y P. Feliscati. En general, no se encuen-

tran otros huevos de parásitos en la orina de los pe-

rros y gatos.En raras ocasiones, los perros se infectan

con Dioctophyme renale,el cual produce los huevos

encontrados en la orina.En muy pocos casos, se ha

encontrado que los gatos tengan nemátodos típicos

de vida libre, Pelodera strongyloides,que se multipli-

can dentro de la orina de la vejiga.En las áreas donde

la prevalencia de infección por Dirofilaria immitis es

alta, es posible encontrar microfilarias dentro de la

orina de los perros.

Los sólidos de la orina se deben concentrar mediante

sedimentación centrífuga y el sedimento se debe lavar

con solución salina (Figura 2.1). Luego,el sedimento

se puede examinar en una preparación húmeda para

detectar la presencia de cualquiera de estos estadíos

parásitos.


Capítulo 2: Muestras de orina

Figura 2.1 La sedimentación centrífuga simple seguida delexámen del pellet después de la decantación, por lo general,p ro p o rcionará la mejor posibil idad de éxito en larecuperación e identificación de parásitos



27Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos

Se puede examinar la sangre para detectar parásitos uti-

lizando va rios métodos cuya elección depende en gra n

medida del objetivo del análisis. Cuando se buscan or-ganismos vivos como por ejemplo micro fi l a rias o tri p a-

nosomas que se espera que estén vivos y presentes en

n ú m e ros re l a t i vamente import a n t e s , la mejor elección

es colocar una gota de sangre fresca sobre un port a o b-

jetos y examinarla para detectar organismos re p t a n t e s .

En infecciones por Babesia y Cytauxzoon, los estadíos

en la sangre típicamente no se mu even excepto dentro

de las células sanguíneas de las cuales son parásitos.

Por lo tanto, la detección de estos parásitos se logra ha-

bitualmente por el exámen de películas de sangre teñi-

d a s . Estos parásitos se ven mejor cuando se tiñe la san-

gre con una tinción Romanov s ky, como por ejemplo

G i e m s a , si bien con frecuencia se pueden obtener re-

sultados adecuados utilizando los métodos de ru t i n a

p a ra tinción de sangre .

En el caso de infecciones fi l a riales en las cuales se en-

c u e n t ran micro fi l a rias en sangre , se han desarro l l a d o

métodos para concentrar las micro fi l a rias mediante el

lisado de los glóbulos ro j o s . Los dos métodos que utili-

zan esta técnica de rutina son la prueba de Knott y la

técnica de membra n a . El desarrollo de mu chas pru e b a s

in situ de los antígenos y anticuerpos del paciente ha

dado como resultado el exámen de la sangre en mu-

chas ocasiones mediante la aplicación directa de sangre

e n t e ra , plasma o suero a dive rsos dispositivos que lue-go se examinan a través de dive rsas tecnologías de cap-

t u ra y visualización de antígenos o anticuerpos. E s t o s

va riados kits para detección de antígenos y anticuerpos

p a ra usar con sangre pasan por etapas muy rápidas de

d e s a rro l l o , m e j o ramiento y cambio.

PREPARACIÓN HÚMEDA PARAMICROFILARIAS Y TRIPANOSOMAS

La colocación de una pequeña gota de sangre debajo

de un microscopio pro p o rciona un medio rápido para

d i agnosticar infecciones por tripanosomas o nemáto-dos fi l a rioides si hay estadíos suficientes circulando en

la sangre en el momento del exámen (Fi g u ra 3.1). E n

aquellos lugares del mundo donde el parásito Diro fi l a-

ria immitis es muy común, el exámen de una pre p a ra-

ción húmeda con una pequeña cantidad de sangre so-

b re un cubreobjetos por lo ge n e ral será un método

muy sensible y poco costoso para detectar infe c c i o n e s .

Sin embargo , con la baja prevalencia y la gran cantidad

de perros incluidos en pro gramas preve n t i vos para Di-

ro fi l a ria immitis en gran parte de los Estados Unidos, l a

p re p a ración húmeda con frecuencia no es una técnica

altamente pro d u c t i va . Los tripanosomas solo se en-

c u e n t ran ra ramente en los perros en la mayoría de los

l u g a res del mundo y el Trypanosoma cruzi está con

f recuencia presente en la sangre en niveles muy bajos.

Por lo tanto, el uso de la pre p a ración húmeda para

d i agnosticar estas infecciones con frecuencia tampoco

vale la pena. Sin embargo , es ex t remadamente gra t i fi-

cante cuando se espera encontrar Diro fi l a ria immitis y

el exámen de una gota de sangre revela una gran canti-

dad de larvas reptantes sobre el port a o b j e t o s .

TÉCNICA DE KNOTT

La técnica de Knott es un método utilizado para

examinar una mayor cantidad de sangre para detección

de micro fi l a rias que la cantidad que es posible analizar

con la pre p a ración húmeda (por lo ge n e ra l , 1 ml de

s a n gre para la técnica de Knott comparado con 0,02

ml para la pre p a ración húmeda). La técnica se basa en

el hecho de que las soluciones hipo-osmóticas

causarán la lisis de los glóbulos rojos sin afectar a las

m i c ro fi l a ri a s . La prueba se ha realizado de rutina con

fo rmol al 2% para lisar los glóbulos rojos y fijar las

m i c ro fi l a rias para su posterior exámen (Fi g u ra 3.2). L o s

e rro res típicos que cometen los principiantes son pre-

p a rar el fo rmol al 2% en solución salina en lugar deagua y usar fo rmol al 10% en lugar de fo rmol al 2% ;

ambos erro res hacen que se fijen los glóbulos rojos en

Capítulo 3: Muestras de sangre

Figura 3.1: La colocación de una pequeña gota de sangres o b re un portaobjetos es un método excelente para encontrarm i c rofilarias si están presentes, cualquiera sea la cantidad.No hay nada más re c o n f o rtante que preparar los port a o b j e t o sy ver microfilarias reptantes. También es una forma bastantebuena de distinguir las microfilarias de Dirofilaria immitis(que se muestran aquí) de las de Dipetalonema re c o n d i t u m ;éstas últimas son capaces de impulsarse con facilidad en la

s a n g re mientras que las microfilarias de Dirofilaria immitistienden sólo a moverse. Un hallazgo aún más interesante esencontrar algo como un tripanosoma en una de estasp re p a r a c i o n e s .



lugar de que se lisen,lo cual anula el propósito de

la pru e b a . Una vez que se han lisado las células, los gló-

bulos blancos y cualquier micro fi l a ria que esté pre s e n-

te se concentran mediante el uso de la centri f u g a c i ó n

( Fi g u ra 3.3).

Por lo ge n e ral en estas mu e s t ra s , las micro fi l a rias estánteñidas con azul de metileno; se agrega una gota al

sedimento (es mejor usar una gota muy pequeña, de lo

c o n t ra rio habrá mu cho precipitado en una mu e s t ra de

color azul muy oscuro) o se pre p a ra fo rmol al 2% con

la tinción diluida.

No siempre es necesario agregar fo rmol o tinción si el

técnico que examina sabe qué es lo que busca en la

p re p a ra c i ó n . Los glóbulos rojos pueden lisarse con

ag u a , el tubo puede centri f u g a rse y el sedimento puede

vo l ver a suspenderse en una pequeña cantidad de solu-

ción salina, lo cual producirá un sedimento que se pue-

de examinar para detectar micro fi l a ri a s . El único pro-

blema es que las micro fi l a rias no se teñirán y apare c e-rán solo como pequeñas y delgadas líneas ve rm i fo rm e s

con un ex t remo redondeado y el otro muy puntudo

( Fi g u ra 3.4). El diámetro de la micro fi l a ria es casi igual

al de un glóbulo ro j o . Sin embargo , las micro fi l a rias son

más fáciles de identificar cuando se agrega tinción con

azul de metileno (Fi g u ra 3.5).


Figura 3.2: Se transfiere 1 mlde sangre, ya sea fresca,tratada con ácido edético(EDTA) o con heparina, a 10ml de formol al 2%, lo cualhace que se lisen los glóbu-los rojos.

Figura 3.3: Una vez que se hadejado reposar la muestradurante 5 a 10 minutos parapermitir que los glóbulos ro-jos se lisen y para darle tiem-po a las microfilarias paraque el formol las fije, se cen-trifuga el tubo para recolec-tar los glóbulos blancos y lasm i c rofilarias en el sedimento.Con frecuencia se agrega unapequeña cantidad de tinción

de metileno al sedimento pa-ra ayudar en la visualizaciónde las microfilarias.

Figura 3.4: El sedimento se puede examinar sin tinción y las mi-crofilarias se pueden identificar como estructuras delgadas si-milares a un cabello con colas en punta. De hecho, se puederealizar el análisis sin usar formol y las microfilarias aún esta-rán reptando si la preparación se examina rápidamente una vezque se ha formado el sedimento. Originalmente, esta prueba sedesarrolló para mirar las muestras transcurridos varios días yhasta semanas después de haber sido tomadas en el campo yla tinción se agregaba de modo tal que los diversos tipos de mi-crofilarias que se presentan comúnmente en los seres humanospudieran ser distinguidos.

Figura 3.5: Con la tinción de azul de metileno agregada, los nu-merosos núcleos dentro de las microfilarias fijadas están teñi-

dos de azul haciendo que sea más fácil identificar las microfi-larias. Se debe tener cuidado de no agregar demasiada tinción,de lo contrario la muestra será demasiado oscura para exami-narla con facilidad.



TÉCNICAS DE MEMBRANA

Otra técnica para examinar sangre y detectar

microfilarias es el uso de un filtro de membrana (Difil-

Test®;EVSCO Pharmaceuticals).Con este método, las

células sanguíneas se lisan de manera muy similar a loque ocurre en la prueba de Knott. Luego,en lugar de

que la muestra se concentre utilizando

centrifugación, la sangre lisada es forzada a través de

un filtro de membrana.A continuación, se toma el

filtro y se lo coloca sobre el portaobjetos del

microscopio debajo de un cubreobjetos para

examinarlo.La prueba puede ser muy sensible y

captura todas las microfilarias que se encuentran en

el mililitro de sangre sobre la membrana. Una vez

más, como con la técnica de Knott, las microfilarias se

pueden examinar con o sin tinción.

EQUIPOS PARA PRUEBA DE ANTÍGENOS

Las pruebas de antígenos por lo general son capaces

de discriminar entre infecciones por Dirofilaria

immitis y Dipetalonema reconditum, y esto hace que

la necesidad de diferenciación microscópica de estas

dos microfilarias que viven en la sangre sea menos

importante que hace unos años. Estas pruebas

pueden a veces dar resultados falso-negativos cuando

la carga de helmintos adultos de Dirofilaria immitis es

bastante baja pero también a veces cuando hay un

gran número de microfilarias circulando. Por lo tanto,

en los perros con historias desconocidas, siempre es

mejor realizar las pruebas para detección de

microfilarias y una prueba para detección de

antígenos. Debe recordarse también que alrededor del20% de los perros con Dirofilaria immitis tienen

infecciones "ocultas", es decir, infecciones sin

microfilarias circulantes. En estos casos y en los

perros que han estado recibiendo tratamientos

preventivos con avermectina, las pruebas para

detección de antígenos son las preferidas para

determinar si un perro tiene una infección por

Dirofilaria immitis.

FROTIS DE SANGRE TEÑIDA

Los frotis de sangre de rutina, teñidos por la mayoría

de los laboratorios, son capaces de revelar lapresencia de parásitos. Estos métodos son los más

confiables para diagnosticar babesiosis o

cytauxzoonosis, sin embargo, se están desarrollando

pruebas de antígenos para babesiosis que es probable

que suplanten al frotis de sangre de rutina con este

propósito. Estas pruebas también funcionarán bien

para la tripanosomiasis, sin embargo, con frecuencia

hay cantidad insuficiente de protozoos lo cual hace

que el diagnóstico sea difícil.




RASPAJE DE PIEL

Un raspaje de piel para detectar los ácaros de las es-

pecies Sarcoptes scabiei, Notoedres cati, o Demodex

se realiza mejor utilizando un bisturí y una pequeña

cantidad de aceite mineral (Figura 4.1).Para los Sar-

coptes y Notoedres,es necesario raspar bastante pro-

fundo tal vez sacando una pequeña cantidad de san-

gre del lugar donde se realiza el raspaje. Las costras a

veces pueden ser un poco gruesas y puede ser nece-

sario separarlas y romperlas en el portaobjetos me-

diante el uso de finos fórceps o un par de sondas den-

tales de acero inoxidable (Figura 4.2). Una vez que se

separa el material, se puede agregar un cubreobjetos y

examinar la preparación con el microscopio. Con fre-cuencia los ácaros estarán en movimiento, lo cual ha-

ce que sea relativamente fácil distinguirlos.

El método para examinar el material ceroso de los oí-

dos de animales con sospecha de ácaros de los oídos

es similar. Los adultos de Sarcoptes y Notoedres sonmucho más pequeños que los Otodectes, por lo tanto

es necesario buscar estos parásitos con un poco más

de cuidado.

FROTIS DE PIEL Y ASPIRADOS DE MÉDULAÓSEA

La tinción de células de la piel y aspirados de médula

ósea con Diff-Quik que se hace de rutina puede de-

mostrar los estadíos de amastigota de los tripanoso-

mas y Leishmania. La cuidadosa tinción de estas pre-

paraciones con Giemsa u otras tinciones hematológi-

cas mejorará la definición de los parásitos dentro de

la célula huésped en la cual se encuentran.


Capítulo 4: Muestras de tejido

Figura 4.1: Los materiales necesarios para realizar un raspajede piel son aceite mineral, fórceps, bisturí, portaobjetos para

microscopio y cubreobjetos.

Figura 4.2: Al realizar el raspaje de piel, puede ser necesario

raspar hasta que salga un poco de sangre del lugar donde serealiza el raspaje. Esto ocurre especialmente cuando se tratacon Sarcoptes scabei que viven a mayor profundidad. La hojadel bisturí se sumerge en el aceite mineral y luego se lo usapara raspar la piel. Algunas de las costras pueden ser bastanteduras y esto puede requerir que se las separe con los fórcepsantes de aplicar el cubreobjetos al portaobjetos con el material.



Parte II



Plan diagnósticoTomar una muestra de materia fecal para el exámen

simple de detección de huevos de parásitos. Se tomóuna pequeña porción de heces del recto y se realizóun análisis por flotación estacionaria con nitrato desodio.A los 10 minutos, se examinó la muestra y seencontró que contenía gran cantidad de huevos de T.Canis.

Diagnóstico: Toxocara canisSe podrían haber realizado varias otras pruebas quetambién habrían recuperado los huevos de T. Canis.Probablemente una prueba de flotación centrífugahabría recuperado los huevos en situaciones con bajos recuentos de huevos en las cuales la flotación es-tacionaria podría haber sido negativa. Por otro lado,con gran cantidad de huevos presentes,es probableque un frotis directo de las heces habría sido tan exi-toso como cualquiera de los métodos de concentra-ción para revelar la presencia de huevos.

ResultadoSe trató a la cachorra con prazicuantel / embonato depirantel / febantel (Drontal® Plus;Bayer) y eliminóuna gran cantidad de parásitos. El tratamiento ante-rior con embonato de pirantel probablemente habíalogrado eliminar la mayoría de los helmintos adultospresentes en ese momento,pero se esperaba que máshelmintos hubieran migrado y se hubieran desarrolla-

do en el intestino provenientes de sitios recluidos enel hígado y los pulmones donde habían estado aloja-dos desde antes del nacimiento de la cachorra. Seplanificó comenzar un tratamiento preventivo de ruti-na para Dirofilaria immitis que incluía el control deinfecciones por nematelmintos.Se informó a los dueños que había altas probabilida-des de que las áreas del patio donde había defecadola perra estuvieran contaminadas con grandes canti-dades de huevos de T. Canis. Habían comprado a la ca-chorrita como compañía para sus hijos,por lo tantose advirtió a los dueños sobre la necesidad de tratar de limpiar todo el lugar ya sea eliminando o tapandoel suelo contaminado o evitando de alguna forma el

acceso al lugar contaminado para reducir las posibili-dades de transmisión zoonótica.

Descripción. Perra de raza mestiza de dos

meses de vida.

Historia. Adoptada dos semanas antes de un

refugio local, la cachorra había recibido

vacunas iniciales y había sido desparasitada con

embonato de pirantel (Nemex®;Pfizer). La

cachorra había estado alerta y saludable, pero

durante los dos últimos días se había vuelto

letárgica y anoréxica y no se había observado

que defecara durante ese período.Las heces

observadas cerca del ano eran oscuras y

blandas; los dueños no observaron materia

fecal líquida.

Exámen físico. La cachorra estaba deprimida y,

a excepción de esto,su estado físico era bueno.

El recorrido de los intestinos se sentía

engrosado y era marcadamente palpable.Las

membranas mucosas aparecían un poco

pálidas, lo cual sugería una leve anemia.

Evaluación inicial. La historia de esta cachorra y

la presencia del recorrido de los intestinosengrosado llevaron al clínico a sospechar de

una infección por helmintos adquiridos en el

momento del nacimiento, los que se descartan

más típicamente son ancylostomas (gusanos

con forma de gancho), nematelmintos (gusanos

redondos) o ambos. El recorrido engrosado de

los intestinos sugería infección por

nematelmintos (Toxocara canis) pero la leve

anemia sugería infección por ancylostomas

(Ancylostoma caninum).

Diagnóstico presuntivo. Severa infección por

nemátodos,probablemente nematelmintos.

CASO 1


Capítulo 5: Parásitos detectados en las heces - Estudio de casos

Figura 5.1: El huevo de Toxocara canis es un buen huevo para usar como re f e rencia pa-ra re c o rdar por su tamaño; es apenas más grande que la longitud del eje longitudinaldel Ancylostoma caninum y tiene un diámetro que es casi igual a la longitud del ejelongitudinal de los huevos de Trichuris vulpis y Uncinaria stenocephala. Debajo de unobjetivo de 10X en la mayoría de los microscopios que se usan para diagnóstico, la dis-tancia a través del campo de visión es de aproximadamente 1,8 a 2 mm, o 1800 a 2000µm. El huevo de T. Canis tiene un diámetro aproximado de 80 µm (el de T. Cati tiene und i á m e t ro levemente menor, alrededor de 70 µm de diámetro), por lo tanto, debajo deun objetivo de 10X, entrarán entre 22 y 25 huevos de T. Canis en el campo de visión.Debajo del objetivo de 40X, el campo de visión es de aproximadamente 450 a 500 µm,por lo tanto solo alrededor de 6 de estos huevos entrarán en una línea a lo largo delcampo de visión. El otro buen marco de re f e rencia son los quistes de Giardia canis o

G. Cati. Estos quistes tienen una longitud aproximada de 10 µm o alrededor de un dé-cimo del diámetro de un huevo de T. Canis. Por lo tanto, debajo de un objetivo de 40X,se podrán ver 60 quistes de Giardia alineados a lo largo del campo de visión.




Plan diagnósticoEra necesario examinar al perro para detectar unapotencial infección por Dirofilaria immitis antes decomenzar la terapia preventiva. Como no se conocíala historia, se realizó un exámen fecal de rutina

utilizando el procedimiento de f lotación con azúcar.También se realizó un hemograma de rutina.El hemograma dio resultados normales y las pruebasde Dirofilaria immitis, antígenos y Knott dieronresultado negativo. El exámen de la materia fecalreveló huevos de Toxocara canis,Ancylostomacaninum, Uncinaria stenocephala,Trichuris vulpis y un huevo redondo con cáscara marrón gruesa y rugosa que se parecía un poco a T. Canis. El exámenmás detallado de la muestra y la comparación de loshuevos con imágenes de textos y de Internetrevelaron que era un huevo de Baylisascarisprocyonis.Baylisascaris procyonis es un parásitotípico de los mapaches, sin embargo se han

encontrado infecciones con las formas adultas de esteparásito en los perros, en especial en el Medio Oestede los Estados Unidos.

Diagnóstico: Baylisascaris procyonis y otrosnemátodos intestinalesBaylisascaris procyonis y otros nemátodos intestinalesUna vez más, al igual que con los huevos de T. Canisen el Caso 1, cualquiera de los métodos deconcentración utilizados de rutina probablementehabría revelado la infección en este perro. Sinembargo, las pruebas que utilizan nitrato de sodio,sulfato de zinc y sulfato de magnesio tienen la

desventaja de que los portaobjetos tienden a secarse y que la solución de flotación se cristaliza bastanterápido. Por lo tanto,es difícil conservar elportaobjetos durante mucho tiempo cuando seencuentra algo poco usual. En la mayoría de loshuevos de helminto (que no sean las tenias deDifilobotridios y muchos de los huevos detrematodos más grandes), el portaobjetos preparadopara la flotación con azúcar se puede examinar concuidado con frecuencia durante una semana despuésde haber sido preparado.Se necesita tener cuidadode mantener el portaobjetos en una cámara húmeda

Descripción. Macho cruza de Labrador Retriever y Pastor Alemán de aproximadamente

dos años.

Historia. Los dueños habían adoptado al perro

en un refugio en Illinois y lo habían llevado al

hospital veterinario para castrarlo con un

cupón que les había dado el refugio y para

comenzar con su programa de rutina para la

salud de la mascota. No se conocían más

antecedentes del perro.

Exámen físico. El perro parecía estar

perfectamente sano a excepción de algunascicatrices en la oreja derecha. Se observó que

tenía buen apetito y que la materia fecal era

normal. No presentaba signos de ácaros en los

oídos y la piel se veía normal. Una leve

gingivitis sugería que el perro necesitaba una

limpieza dental e iniciar cuidados dentales de

rutina.

Evaluación inicial. El perro era joven y sano,

pero tenía una historia virtualmente

desconocida.Los dueños quisieron iniciar los

cuidados de rutina para su mascota, incluso la

prevención de Dirofilaria immitis y las vacunas

de rutina. Los dueños tenían otros perros y se

sabía que cumplían bien con los tratamientos

recomendados y el cronograma de visitas para

las otras mascotas.

Diagnóstico presuntivo. Perro normal.

CASO 2

Figura 5.2: Huevo de Baylisascaris procyonis en heces de perro. Este huevo eslevemente más pequeño que los huevos de Toxocara canis y Toxascaris leonina, tieneuna cáscara marrón gruesa y por lo general se elimina con una célula simple. Elexterior rugoso de la cáscara del huevo no tiene un patrón como la cáscara de loshuevos de T. Canis y es rugoso y oscuro comparado con la cáscara del huevo de T.L e o n i n a .



y en el refrigerador cuando no se está examinando lamuestra.Es mejor dejar que la muestra y su recipientese calienten a temperatura ambiente antes delexámen porque de lo contrario la condensación sobreel cubreobjetos no permitirá al principio la

visualización del material debajo del cubreobjetos; sinembargo, esta condensación desaparecerá con unpoco de paciencia. Dichos portaobjetos, si soninmovilizados,pueden enviarse por correo para quelos examinen otros profesionales. Se debe recordar que si el portaobjetos está a temperatura ambientedurante mucho tiempo los huevos de ancylostomascomenzarán a desarrollarse.Al principio serán muy claros a medida que se forma la larva pero finalmentepueden romper la cáscara. Por lo tanto,si bien sepueden leer los portaobjetos durante varios días una vez que se han preparado, siempre es mejor examinarlos el mismo día que se los prepara si fueraposible.

ResultadoSe trató a los perros con fenbendazole (Panacur®;

Intervet) durante tres días,y esta droga eliminó todos

los nemátodos intestinales. Luego se le administró al

perro una dosis preventiva para Dirofilaria immitis. Se

controlaron las heces después de dos semanas de

tratamiento y no se encontraron huevos.

Baylisascaris procyonis ha sido responsable de graves

enfermedades neurológicas y muerte de varios niños

en los Estados Unidos. Se cree que estos casos han

estado relacionados con niños que habían contraído

grandes cantidades de huevos por contacto con suelo

contaminado con heces de mapache.También se ha

registrado enfermedad neurológica en más de 100

especies de aves y mamíferos que han ingerido los

huevos de este parásito. Los mapaches por lo general

defecan siempre en los mismos lugares que sedenominan "letrinas de mapache." Por lo tanto, la

enfermedad en los niños tiende a producirse cuando

han ingerido de alguna forma suelo de estos lugares o

han colocado objetos en ellos o se han puesto los

dedos en la boca y éstos han estado en contacto con

el suelo u otro cubre suelo presente en estos lugares.

A medida que aparecen más y más perros infectados,

la preocupación es que puede haber más casos de

infección de seres humanos por este parásito.El

perro, a diferencia del mapache, es un animal que

defeca en lugares indiscriminados y por esto causará

una mayor dispersión de los huevos en sus heces en

áreas más frecuentadas por personas.No se sabe conseguridad cómo los perros se infectan con este

parásito, pero se cree que se infectan al comer

roedores u otros animales que han ingerido los

huevos en forma parecida a la que se infectan los

mapaches adultos.

El huevo de B. Procyonis es tan resistente como los

de T. Canis,por lo tanto la limpieza completa del suelo

es una tarea muy difícil. Los huevos de estos parásitos

probablemente pueden sobrevivir en el suelo en la

mayoría de los climas durante varios años.





Descripción. Gata doméstica de pelo cortoesterilizada de tres años.

Historia. El dueño de la gata informó que su

mascota es una gata de interior-exterior sana.

Sin embargo, el dueño había encontrado gran

cantidad de esferas similares a semillas de

amapolas en la cama y mantas de la gata. El

dueño llevó a la gata y la gran cantidad de

objetos que parecían semillas al consultorio

para examinarlos y también proporcionó una

muestra de materia fecal para analizar. El dueño

explicó que salvo esto, la gata parecía normal y

sana.

Exámen físico. La gata parecía inteligente y

alerta y tenía buena disposición. El exámen

otoscópico reveló que los conductos auditivos

internos eran normales.Parecía que la gata

tenía un poco de alopecia en la espalda y

signos de suciedad de pulgas, si bien no se

encontraron pulgas.

Evaluación inicial. Parecía ser una gata normal

y sana sin ningún signo desfavorable de

infección o lesiones en la piel,a excepción de

un área pequeña en la espalda. Se pensó que la

gata podía estar llena de pulgas,si bien no se

vio ninguna y el dueño informó que tampoco

las había visto en su casa. La gata no estaba en

un programa de control de pulgas.

Diagnóstico presuntivo. El clínico sospechó

que la gata estaba infectada por una tenia y que

el material que parecía ser semillas eran

proglotidos secos. Otra posibilidad era que el

pequeño material que parecía ser semillas

representaba una forma de alguna planta o

insecto de vida libre que podría haber ingresado a la cama por accidente y no era un

agente causante de enfermedad.

CASO 3

Figura 5.3: Segmentossecos de Dipylidium ca-ninum que se parecen apequeñas semillas re-dondas de tamaño simi-lar al de las semillas desésamo. (La muestra esgentileza de la Dra.Jeanne Baines)

Plan diagnósticoSe preparó una flotación fecal estacionaria de rutina apartir de la muestra de materia fecal proporcionada.También se examinaron las "semillas".Algunas de las"semillas" se colocaron en una pequeña cantidad de

agua de la canilla.La flotación con nitrato de sodio arrojó resultados ne-gativos. El exámen de las "semillas" reveló esferas du-ras de color amarillo bastante difíciles de describir.Sin embargo, las semillas que se colocaron en agua seexpandieron lentamente y se desdoblaron presentán-dose como segmentos de tenia. El detallado exámende los segmentos reveló que eran segmentos de teniaDipylidium caninum, que se puede reconocer por lasesferas de huevos contenidas y los orificios lateralesreproductivos de a pares

Diagnóstico: Dipylidium caninumCon frecuencia las soluciones de flotación no diag-

nosticarán infecciones por tenia porque los huevosindividuales de la tenia y las esferas de huevos deDipylidium caninum son demasiado pesados para lamayoría de las soluciones, excepto la solución de azú-car, por lo tanto, los huevos no flotan sobre la superfi-cie del medio.En Canadá, en el norte del Medio Oeste de los Esta-dos Unidos y en algunas partes de Europa,existepreocupación por el hecho de que los gatos y perrospuedan estar diseminando huevos de tenia que enrealidad son huevos de Echinococcus multilocularis.Esta es una infección hepática zoonótica en los sereshumanos muy significativa que causará la muerte sino se la trata. El huésped final natural es típicamente

el zorro y el huésped intermedio es un pequeño roe-dor. Si los perros y gatos cazan, existe la posibilidadde que puedan infectarse con este parásito.Por lotanto, si se observan huevos de tenia en las heces pe-ro nunca se vieron segmentos de ésta, se debe sospe-char de que la infección sea por Echinococcus. Sibien el tratamiento de la gata será el mismo, E. Multi-locularis infecta a las personas pero Taenia taeniaefor-mis del gato casi nunca lo hace.

ResultadoSe trató a la gata sin complicaciones con prazicuan-

tel/embonato de pirantel (Drontal) para eliminar to-

das las tenias que pudieran estar presentes.También

se colocó a la gata en un programa mensual de pre-

vención de pulgas.Se informó al dueño que era pro-

bable que hubiera pulgas en la casa porque esta es

posiblemente la forma en que se infectó la gata.




Figura 5.4: Uno de los segmentos secos que ha sido re -

hidratado para mostrar el aspecto característico de D.C a n i n u m .

Figura 5.5: Primer plano del segmento de D. Caninum para

mostrar las esferas de huevos contenidas dentro del segmento.

Figura 5.6: Se ha aplastado el segmento para liberar lasesferas de huevos (cinco) dentro del área próxima al segmento.

Figura 5.7: Vista de una esfera de huevos simple utilizandom i c roscopía de contraste de interf e rencia diferencial paramostrar el aspecto de los organismos individuales hexacantosd e n t ro de las esferas de huevos.

Figura 5.8: Dos embriones hexacantos individuales de D.

Caninum en los cuales se evidencian los ganchos de las larv a s .




Descripción. Gato doméstico entero, de pelocorto, de cuatro años.

Historia. Este gato sano de interior-exterior fue

a la clínica para que se le realizará su chequeo

anual de rutina. El gato tomaba ivermectina

(Heartgard® para Gatos; Merial) para prevenir

infecciones por Dirofilaria immitis, ancylosto-

mas y nematelmintos y recibía fipronil (Frontli-

ne®; Merial) para el control de pulgas y garra-

patas. El gato estaba flaco y había perdido peso

desde su última visita hace un año.Estaba al día

con todas las vacunas necesarias.

Exámen físico. El animal se veía normal al exa-

minarlo. Las membranas mucosas estaban páli-

das y se sospechaba que pudiera estar un poco

anémico.

Evaluación inicial. Preocupaba la pérdida de

peso en este gato sano. La posible anemia tam-

bién se consideró preocupante debido a su po-

tencial asociación con alguna enfermedad gra-

ve relacionada con la pérdida de peso. Se le rea-

lizó un hemograma y un análisis de materia fe-

cal de rutina. Si no se encuentra nada anormal,

se le realizará una radiografía.

Diagnóstico presuntivo. Inexplicable pérdida

de peso, preocupación por un posible tumor u

otro síndrome subyacente relacionado con la

pérdida de peso y la anemia.

CASO 4

Plan diagnósticoSe realizó el hemograma y se encontró que el gatopresentaba anemia macrocítica con hemoglobina dis-minuida. El análisis de la materia fecal reveló huevosde lo que parecía ser un trematodo o céstodo difilo-

botridio. El exámen cuidadoso de los huevos presen-tes en las heces determinó que era un huevo de Spi-rometra mansonoides. Este huevo de tenia es morfoló-gicamente muy similar al huevo de trematodo pulmo-nar Paragonimus kellicotti, pero el huevo de Spirome-tra es por lo general levemente menos marrón y tieneuna cáscara un poco más fina.Además, con frecuenciael opérculo no aparece tan bien demarcado comoocurre con el Paragonimus.

Diagnóstico: Spirometra mansonoidesLos huevos de tenia Spirometra y Diphyllobothrium,conjuntamente con los trematodos Paragonimus kelli-cotti y Alaria marcianae, con frecuencia flotarán en

solución azucarada, pero también se romperán y/ocolapsarán en sí mismos, lo cual los hace en ciertaforma más difíciles de identificar. El problema es queestos son huevos relativamente pesados comparadoscon los huevos de los nemátodos más comunes (por ejemplo,Toxocara y Ancylostoma),y con frecuenciano flotarán en los medios de rutina que habitualmen-te hacen un trabajo excelente con los nemátodos máscomunes. Por desgracia, los rangos de Spiromentra y Paragonimus se superponen en gran parte de los Esta-dos Unidos y esto ayuda a que el diagnóstico sea unpoco más difícil.

ResultadoSe trató al gato con una inoculación subcutánea de

prazicuantel (Droncit®; Bayer) dada en 6X la dosis de

rutina para la especie Taenia y Dipylidium caninum.

Después del tratamiento,el gato mejoró considerable-

mente. Recuperó el peso perdido rápidamente y la re-

petición del hemograma arrojó valores normales.

Figura 5.9: El huevo de este céstodo, Spirometra mansonoides,se parece al huevo de un trematodo. En esta muestra, el opér-culo difícil de discernir se encuentra en el extremo más puntu-do del huevo. Algunas muestras parecerán ser más alarg a d a so tendrán extremos más similares en cuanto al tamaño. Los

huevos son similares en tamaño a los de las especies Parago-nimus y a veces se deberán examinar varias muestras antesde poder confirmar un diagnóstico.




Descripción. Gata doméstica de pelo corto dedos meses de vida.

Historia. Se llevó a esta gata a la clínica para re-

cibir las vacunas de rutina y para un chequeo

general. El dueño había notado que en los últi-

mos días las deposiciones de la gata eran blan-

das, pero no parecía que el animal tuviera algu-

na otra afección.

Exámen físico. La gata parecía normal y estaba

atenta y alerta. La temperatura corporal era un

poco elevada (39.5ºC). La palpación del abdo-

men reveló un recorrido intestinal que parecíaengrosado, pero no demasiado. Los exámenes

otoscópicos y oftalmoscópicos eran normales.

Se realizó un exámen de materia fecal de ru t i n a .

Evaluación inicial. Era una gata relativamente

normal con posible enfermedad intestinal in-

fecciosa de etiología desconocida. Había recibi-

do sus primeras vacunas y se la llevaba al vete-

rinario para que recibiera la segunda dosis de

las vacunas para rinotraqueitis viral felina

(FVR), panleucopenia (FPV) y calicivirus felino.

Debido al engrosamiento del recorrido intesti-

nal y las deposiciones líquidas se decidió reali-

zar un exámen de materia fecal de rutina.Tam-

bién se tomaron muestras para el cultivo bacte-

riano de las heces.

Diagnóstico presuntivo. Enteritis de etiología

desconocida.

CASO 5

Plan diagnósticoTanto el cultivo de bacterias de las heces como el he-m o grama completo arro j a ron resultados norm a l e s . S eexaminó una mu e s t ra de materia fecal por fl o t a c i ó ncentrífuga de azúcar y se encontra ron nu m e rosos ovo-

quistes pequeños presentes en la materia fe c a l . Se de-t e rminó que la gata eliminaba ovoquistes que era nm o r fo l ó gicamente indistinguibles de los de Tox o p l a s m ago n d i i .Los gatos pueden eliminar tres ovoquistes que son mu y pequeños e indistinguibl e s .Además de los ovo q u i s t e sde T. G o n d i i , los gatos también pueden eliminar ovo-quistes de Hammondia hammondi o Besnoitia darlingi .Como las infecciones por T. Gondii son lejos las más co-munes de estas especies que se encuentran en los ga-t o s , es más pro b able que los ovoquistes eliminadossean de T.G o n d i i .

Diagnóstico: Toxoplasma gondiiNo se consideró necesario realizar serología para tox o-plasmosis en esta gata porque pro b ablemente suminis-t raría poca info rmación adicional. No hay mu cha info r-mación sobre cuánta reacción cruzada existe entre lasp ruebas sero l ó gicas para estas tres especies en los dife-rentes ensayos utilizados para detectar anticuerpo al To-xoplasma en suero de gatos.A d e m á s , la gata pro b abl e-mente se había infectado hacía poco.Después de la in-gestión de ovo q u i s t e s , los gatos no los eliminan hastadespués de aproximadamente 3 semanas de haber con-t raído la infección y sólo eliminan ovoquistes dura n t eunos pocos días.La corta edad de esta gata indica quep ro b ablemente adquirió su infección por ingestión de

ovoquistes cuando tenía un mes de vida aprox i m a d a-mente y no por ingestión de un ratón o un pájaro infe c-t a d o s . Después de la ingestión de un huésped interm e-dio con bra d i z o i t o s , la gata comenzaría a eliminar ovo-quistes a los 3 o 4 días después de comerse el ra t ó n .

R e s u l t a d oSe info rmó a los dueños que la gata estaba infe c t a d a

con Toxoplasma gondii y eliminaba los ovoquistes en

las heces.Se les advirtió que tuvieran cuidado al elimi-

nar los desechos de la gata y que desinfe c t a ran los ele-

mentos que estuvieran en contacto con los desech o s

con agua muy caliente. Se recomendó que se alberg a raa la gata en la clínica durante los próximos días para

que las heces pudieran ser eliminadas del ambiente

con cuidado y para poder tomar mu e s t ras adicionales

de materia fecal para ve ri ficar que el resultado fuera ne-

g a t i vo antes de llevar la gata a su casa. La gata se quedó

en la clínica 4 días. Cuando su materia fecal reveló que

no había ovoquistes pre s e n t e s , se la mandó a su casa.

En la próxima visita, cuando la gata tenía 12 semanas

de vida, se la examinó cuidadosamente para detectar la

p resencia de signos de toxoplasmosis diseminada (por

e j e m p l o : fi e b re , cambios oftalmoscópicos, re c o rrido in-

testinal engrosado) y la gata estaba completamente nor-

m a l .

Figura 5.10: En el centro de esta imagen de una flota-ción con azúcar de heces de gato vista con objetivo de40X, se puede ver un ovoquiste simple no esporu l a d o

de Toxoplasma gondii. En las muestras de materia fe-cal que no son tan frescas, el esporoblasto central pue-de haberse dividido en dos esporoquistes separados.




Descripción. Gata Abisinia de un año.

Historia. La gata presentó períodos recurrentes

de materia fecal blanda a líquida durante los

últimos meses. Los reiterados exámenes de

flotación de materia fecal no han dado ningún

agente parásito y los cultivos de bacterias han

sido negativos. La gata recibe selamectin

(Revolution®;Pfizer) en forma mensual para el

control de Dirofilaria immitis,helmintos

intestinales y pulgas. La gata ha sido tratada en

dos ocasiones empíricamente por infecciones

intestinales entéricas,una vez con una tanda de

metronidazole y otra vez con amoxicilina, sinobtener ningún efecto. Se colocó a la gata en

un programa de dieta hipoalergénica

especialmente formulada, pero esto tampoco

mejoró los signos.

Exámen físico. La gata parece estar atenta,

alerta y aparentemente goza de buena salud. El

único signo parece ser los variados períodos de

materia fecal blanda a líquida que se presentan

esporádicamente.

Evaluación inicial. Esta es una causa continua

de preocupación para el cliente.Sin embargo,

la gata,de no ser por este signo,parece sana y

no tiene otros signos de enfermedad. Los

análisis de sangre realizados han arrojado

valores normales y nunca se informó que

tuviera fiebre durante las visitas.

CASO 6

Plan diagnósticoC o n t i nuar tratando al animal por las alergias y conside-rar la posible re fe rencia o consulta para desarrollar unafo rma de intervención que sea cura t i va .D u rante el ex á m e n , la gata defecó una pequeña canti-

dad de heces líquidas.Se preparó un frotis directo enuna pequeña cantidad de solución salina empleando es-te materi a l . Se notó que la mu e s t ra estaba llena de pe-queños organismos fl age l a d o s .

Diagnóstico: Infección por tricomonasLas infecciones por tricomonas no se detectarían enflotaciones de materia fe c a l ; los parásitos serían destru i-dos por la solución de flotación hiperosmótica y noflotarían a la superficie ya sea en la flotación estaciona-ria o en la flotación centrífuga. El frotis directo es la fo r-ma más fácil de hacer el diagnóstico porque cuando

los organismos se mu eve n , son fáciles de encontra r.

R e s u l t a d oSe trató la tricomoniasis con una tanda de metro n i d a z o-

le combinado con enro fl oxacina (Bay t ri l ® ; B aye r ) . D e s-

pués de 2 semanas, p a reció que la consistencia de las

heces mejoraba y en ge n e ral parecía que la gata estab a

c u ra d a . Una vez que la materia fecal se hizo más fi rm e ,

los organismos ya no se detectaron en los exámenes de

m a t e ria fecal re a l i z a d o s . Se mantuvo a la gata en su die-

ta hipoalergénica y esto también pareció ayudar a man-

tener la consistencia apropiada de la materia fe c a l . E l

c u l t i vo de materia fecal sería una posibilidad de ve ri fi-car que la gata seguía manteniendo va l o res negativo s .

Sin un trabajo muy cuidadoso, es casi imposible deter-

minar qué especie de tricomonas está causando la en-

fe rmedad en los gatos.Un grupo cree que el parásito es

una especies de Pe n t a t ri chomonas que se da en los se-

res humano y en los perro s . Más re c i e n t e m e n t e , se sugi-

rió que la tricomona que causa enfe rmedad en los ga-

tos es en realidad la Tri t ri chomonas fe t u s , el mismo or-

ganismo que causa ab o rtos en el ganado. Hasta hace

p o c o , se consideraban que estas tricomonas en los ga-

tos eran organismos comensales que no causaban en-

fe rmedades a los gatos, p e ro cuando los gatos desarro-

l l aban diarre a , los eliminaban en las heces y se podíand e t e c t a r.A h o ra parece que estos protozoos pueden ser

capaces de causar enfe rmedades por sí mismos.

Figura 5.11: Trofozóito de una tricomona visto bajo micro s c o p í ad i f e rencial de interf e rencia que muestra la membranaondulante, axostilo que se proyecta desde el extremo posterior

y una punta de los flagelos dirigidos anteriormente. En lasp reparaciones frescas, estos organismos se detectan conmayor facilidad por su movimiento al nadar.




Descripción. Hembra Beagle esterilizada de seisaños.

Historia. Esta perra ha sido un paciente regular

durante toda su vida y siempre ha estado sana

y feliz. Esta visita no es una excepción; la perra

parece estar normal sin ninguna queja.

Exámen físico. Normal; como se esperaba, esta

perra parece gozar de perfecta salud.

Evaluación inicial. La perra está sana, sin

ningún signo de enfermedad.

Diagnóstico presuntivo. Chequeo a los 6 años

normal.

CASO 7

Plan diagnósticoComo se tra t aba de un exámen anual de ru t i n a , se re a l i-zó un exámen de materia fecal y una prueba de antíge-no de Diro fi l a ria immitis que se realiza año por medio.La prueba de antígeno dio resultado negativo , p e ro la

flotación de materia fecal reveló nu m e rosos quistes deG i a rdia canis.

Diagnóstico: Giardia canisEl método utilizado para este diagnóstico fue una fl o t a-ción centrífuga de azúcar. Con la utilización de este mé-t o d o , con frecuencia se hace colapsar a los quistes o elcitoplasma de los organismos que están dentro delquiste puede re t ra e rse lejos de la pared del quiste enun ex t remo del quiste, dando la apariencia ge n e ral decuerpos concéntricos de un lado de un óvalo cl a ro .U nmedio más fácil y rápido de diagnóstico de quistes deG i a rdia es el uso del método de flotación con sulfa t ode zinc. Este es un método muy rápido porque las dos

c e n t rifugaciones son muy cortas y hay muy poco mate-rial para examinar en la mu e s t ra tomada con el loop.Utilizando este método, los quistes por lo ge n e ral noc o l a p s a n . Se debe re c o rdar que con la Giard i a , si el pe-rro tiene diarre a , existe una muy alta pro b abilidad deque los quistes no estarán presentes en las heces y queel diagnóstico tendrá que basarse en encontrar los tro-fozoitos en un frotis directo o mediante el uso de une n s ayo inmu n o absorbente vinculado a enzimas (ELISA)p a ra captura de antígenos o una prueba equivalente pa-ra captura de antíge n o s .No está cl a ro si anteri o rmente no se vio la infección osi el animal la adquirió re c i e n t e m e n t e . En cualquiera delos casos, la perra no parece tener ningún signo de la

i n fe c c i ó n .

R e s u l t a d oEl resultado se ve complicado por el hecho de que laG i a rdia canis es un agente potencialmente zoonótico. L o sdueños tienen nietos y querían tratar al perro . Se le admi-nistró fenbendazole (Panacur) en tandas de 3 días y se vo l v i e ron a analizar las heces a los 5 días del último tra t a-m i e n t o .Una vez más, las heces dieron resultado positivo .E n t o n c e s , se le dio una segunda tanda de tra t a m i e n t ocon fenbendazole que se extendió durante 5 días.A loscinco días del último tra t a m i e n t o , se vo l v i e ron a ex a m i-nar las heces del perro y el resultado fue negativo .

Pa rece que estos casos van y vienen durante períodosp rolongados y no está cl a ro como una buena inmu n i d a des re l a t i va para la prevención de la infe c c i ó n , si bien pa-rece ser bastante buena en relación con la prevención dela diarrea en los animales infe c t a d o s .Como se trata deuna potencial zoonosis,el tratamiento está más o menosindicado por la presencia del parásito.El pro blema esque puede llegar a ser casi imposible liberar al perro to-talmente de la infe c c i ó n ,ya sea porque las drogas no pro-ducen la eliminación total o porque el perro se re - i n fe c t ac o n s t a n t e m e n t e . Si los dueños están realmente pre o c u p a-dos por el potencial zoonótico,p ro b ablemente valdría lapena administrarle la vacuna que se ha desarrollado y que debe prevenir la infe c c i ó n .

Figura 5.12: Quistes de Giardia canis recuperados en unaflotación centrífuga con sulfato de zinc.




Descripción. Cinco gatos domésticos de pelocorto de nueve semanas de vida.

Historia. El dueño informó que la camada de

gatitos había recibido las vacunas según el

cronograma, se había observado que tenían

nematelmintos y habían sido tratados con

pracicuantel / embonato de pirantel (Drontal).

Durante la última semana, los gatitos

desarrollaron heces blandas y uno de los cinco

diarrea bastante grave.

Exámen físico. La temperatura y la frecuencia

respiratoria de los gatos estaban dentro de loslímites normales.El gato que había tenido

diarrea estaba un poco deshidratado. Las heces

que habían sido eliminadas no contenían

ningún rastro de sangre y eran de color

bastante claro.

Evaluación inicial. Los signos coincidían con

diarrea del intestino delgado. El color claro de

las heces indicaba que no había sangrado o

hemorragia significativos de la mucosa en el

intestino delgado.Todos los gatos habían sido

vacunados contra el virus de la panleucopenia.

Diagnóstico presuntivo. Posible gastroenteritis.

Se tomaron muestras de materia fecal para

detectar la presencia de quistes de Giardia y

ovoquistes de Isospora.

CASO 8

Plan diagnósticoUn frotis directo de las heces del gato con el peor casode diarrea no mostró contacto con ningún quiste deG i a rdia fe l i s . Un análisis con flotación de azúcar reve l óque no había ovoquistes de Isospora pre s e n t e s , si bien

se identifi c a ron ovoquistes muy pequeños que concor-d aban con un diagnóstico de Cry p t o s p o ridium fe l i s . S eremitió a un lab o ra t o rio una mu e s t ra de materia fe c a lde cada gato para realizar más pruebas de detecciónde cri p t o s p o ridiosis a fin de ve ri ficar el diag n ó s t i c o .

Diagnóstico: Cryptosporidium felisLos ovoquistes vistos en la flotación de azúcar eran pe-queños y parecían flotar debajo de la solución de azú-c a r, justo por debajo del cubre o b j e t o s .Al ex a m i n a r l o scon el micro s c o p i o , los ovoquistes parecían tener unl eve color ro s a d o .Al usar el objetivo de 10X, los ovo-quistes aparecían como pequeños puntos de color ro s a

s o b re el port a o b j e t o s . Después de aprox i m a d a m e n t e15 minu t o s , los ovoquistes colapsarán y se harán re l a t i- vamente difíciles de re c o n o c e r.El lab o ra t o rio info rmó que todas las mu e s t ras de mate-ria fecal dieron resultado positivo para el antígeno deC ry p t o s p o ri d i u m . Por lo tanto, e ra pro b able que loscinco gatos eliminaran ovocitos en las heces.

R e s u l t a d oNo hay ningún tratamiento que detenga la eliminaciónde los ovoquistes de Cry p t o s p o ridium en las heces ded i ve rsos huéspedes;por lo tanto, la única terapia quepodría aplicarse a los gatos era un tratamiento comple-

m e n t a ri o .Al gato deshidratado se le administra ron lí-quidos y a los demás el dueño los monitoreó de cerc ap a ra ve ri ficar que no desarro l l a ran también signos ded e s h i d ra t a c i ó n . Se tomó una mu e s t ra de materia fe c a lde los otros cinco gatos adultos que vivían en la mismacasa y se encontró que eran negativos para el antíge n ode Cry p t o s p o ri d i u m . Las mu e s t ras de materia fecal to-madas de los cinco gatitos a las dos semanas de su pri-m e ra visita fueron normales y no contenían ovo q u i s t e so antíge n o .Se info rmó a los dueños que este era un agente poten-cialmente zoonótico, si bien no se conoce qué tan co-mún es la transmisión del parásito felino a los seres hu-m a n o s . Se sugi rió a los dueños que limpiaran con fre-

cuencia el lugar donde los animales hacían sus deposi-ciones y que se lava ran las manos re g u l a rm e n t e . Se se-ñaló que existía poco ri e s go de que los ovoquistes pre-s e n t a ran un potencial de transmisión de la enfe rm e d a d

a los otros gatos adultos que vivíanen la misma casa a menos que tu- v i e ran algún tra s t o rno inmu n o s u-p resor subyacente y se sabía que to-dos los gatos adultos estaban sanos.Figura 5.13: Los ovoquistes de Cryptosporidium canis,

C. Felis, C. Parvum y C. Hominis son morf o l ó g i c a m e n-te indistinguibles. Puede verse que los ovoquistes enlas flotaciones de azúcar tienen una coloración leve-mente rosada causada por la aberración esférica pre-sente en la mayoría de las lentes de bajo costo que seusan en los microscopios de diagnóstico. Con la óptica

de alta corrección presente en la mayoría de los mi-c roscopios que se usan para investigación, esta colo-ración rosada tiende a desapare c e r.

Figura 5.14: Esta es una imagen de dosovoquistes obtenida con una lente de100X de inmersión en aceite ym i c roscopía de interf e re n c i a

d i f e rencial para mostrar lose s p o rozoitos y el cuerpo re s i d u a lp resente dentro de cada ovoquiste.




Descripción. Gato doméstico intacto, de pelolargo, de cuatro años.

Historia. El gato es un cazador sano de interior

/ exterior que se va de la casa con frecuencia

por varios días, y generalmente vuelve con "tro-

feos" como por ejemplo pequeños cadáveres

de animales que parecen terminar al pie de la

cama. El dueño religiosamente le aplica fipronil

(Frontline) todos los meses y no le ha visto ga-

rrapatas, si bien son comunes en la zona.El ga-

to ha sido un paciente bastante regular que

consulta al veterinario anual o semi-anualmente

y que el año pasado había sido tratado por loque parecía ser la herida de una mordedura. Es-

ta vez, el dueño ha notado el desarrollo de una

tos que va empeorando progresivamente.Los

signos eran relativamente inocuos al principio,

con las ocasionales toses y estornudos. Sin em-

bargo, estos signos habían empeorado progresi-

vamente y ahora estaban acompañados de una

secreción nasal muco purulenta en algunas

ocasiones.

Exámen físico. El gato tenía un áspero ruido

pulmonar y estaba disneico.Alrededor de la na-

riz tenía costras por la secreción.La temperatu-

ra no era significativamente elevada y el gato

solo presentaba signos mínimos de malestar.

Evaluación inicial. Un frotis del material teñido

con Diff-Quik reveló un gran número de neu-

trófilos con bacterias sumergidas y varios eosi-

nófilos. La experiencia había mostrado que los

gatos en esta zona y con estos antecedentes

podían a veces estar infectados por Metas-

trongyliadae.

Diagnóstico presuntivo. Neumonitis verminosacon potencial infección bacteriana secundaria.

CASO 9

Plan diagnósticoSe sacaron imágenes ra d i o gr á ficas de tórax que mostra-ban una marcada infi l t ración intersticial difusa de losp u l m o n e s . Se preparó un aparato de Baermann paraexaminar las heces y dos horas después, se observa ro n

mu chas larvas activa s . Se identifi c a ron las larvas comol a rvas de A e l u ro s t o n gylus ab s t rusus por la cola con es-pina dors a l .

Diagnóstico: Aelurostrongylus abstrususEl A e l u ro s t ro n gylus es uno de los pocos nemátodos larva que se encuentran en las heces de un gato y el úni-co que es común encontra r. Cuando se encuentran larva s , un rápido exámen de la espina de la larva con fre-cuencia confi rma la identifi c a c i ó n .

R e s u l t a d o

Se trató al gato con fenbendazole (Panacur) durante 5días y también se le dio enro fl oxacina (Bay t ril) parat ratar la infección bacteriana concurre n t e . Dos sema-nas después del tra t a m i e n t o , la técnica con el embudode Baermann reveló que todavía había larvas pre s e n t e sen la materia fe c a l . Se pensó que tal vez éstas eran larvas que todavía estaban madurando a partir de los huevos en el tejido, por lo tanto se detuvo el tratamiento y se examinó una segunda mu e s t ra a las dos semanasque dio resultado negativo para las larva s . Una ra d i o gra-fía de seguimiento a los 6 meses y otro análisis con em-budo de Baermann no reve l a ron signos de la infe c c i ó na n t e ri o r.

Figura 5.16: Radiografía de los pulmones del gato que muestralos infiltrados parchados intersticiales que son característicosde las infecciones muy fuertes con este parásito.

Figura 5.15: Larvas recuperadas del embudo de Baermann. Es-tas larvas tienden a ser altamente móviles y fáciles de re c u p e-rar con el método de Baermann. Las larvas están caracteriza-

das por su largo esófago y el típico extremo de la cola en for-ma de gancho.




Descripción. Galgo Irlandés macho,intacto, deseis años.

Historia. Este perro vive en una gran explota-

ción agropecuaria, se le permite vagar libre-

mente por la explotación y siempre vuelve a la

casa por la noche y duerme en la sala de estar.

Inicialmente se notó que el perro roncaba un

poco cuando dormía y luego pareció desarro-

llar una tos significativa.Si bien seguía activo y

continuaba roncando, parecía que cada vez es-

taba menos activo que antes. El perro había es-

tado constantemente en un programa de pre-

vención de Dirofilaria immitis desde su naci-miento y hace 6 meses se le realizó un análisis

de materia fecal de rutina que dio resultados

negativos para huevos y quistes de parásitos.

Exámen físico. El perro estaba atento, alerta y

jugaba activamente. No presentaba fiebre y el

hemograma completo y los análisis bioquími-

cos eran relativamente normales.Se notó que el

perro jadeaba y se decidió examinarlo median-

te una broncoscopía.

Evaluación inicial. Se anestesió al perro y se lo

examinó con el broncoscopio. Se detectaron

nódulos en las diversas bifurcaciones de la tra-

quea y los bronquios, algunos de estos nódulos

tenían más de un centímetro de diámetro. Se

estimó que había probablemente más de 50 de

estos nódulos que se podían ver con el bron-

coscopio. Se extrajeron varios nódulos;uno se

envió para un análisis histopatológico y otro se

examinó groseramente en solución salina.Se

determinó que el nódulo que se examinó gro-

seramente era una masa de pequeños helmin-

tos en movi-

miento.

Diagnósticopresuntivo.Filaroides os-

leri

CASO 10

Plan diagnósticoE nviar el nódulo ex t raído para realizar un análisis histo-p a t o l ó gi c o .

Diagnóstico: Filaroides osleriDespués de descubrir los nódulos, se realizó unexámen de materia fecal por flotación centrifuga cons u l fato de zinc que resultó positivo para grandes canti-dades de larvas de Fi l a roides osleri . La flotación fe c a lrealizada previamente había sido una flotación estacio-n a ria con nitrato de sodio y se asumió que esto hab í acausado que no se detectaran las larva s .

R e s u l t a d oSe administró al perro fenbendazole (Panacur) dura n t e10 días.Al mismo tiempo, se ex t ra j e ron la mayoría delos nódulos por escisión utilizando el bro n c o s c o p i o .

Después de tres semanas,una flotación centrífuga cons u l fato de zinc reveló que todavía había gran cantidadde larvas en las heces. Como el tratamiento con fe n-bendazole no pudo eliminar la infe c c i ó n , esto llevó aun segundo tratamiento con leva m i s o l e . O t ra fl o t a c i ó ncentrífuga con sulfato de zinc de las heces del perro alas tres semanas de haber concluido el tratamiento vo l- vió a revelar larvas en las heces. Una segunda tanda del evamisole eliminó el parásito de las heces del perro .

Figura 5.18: Nódulo de F. Osleriextraído por resección durante lavisualización con un tuboe n d o t r a q u e a l .

Figura 5.17: Larva de Fila-roides osleri (también co-nocida como Oslerus osleri)recuperada de una flotación

centrífuga con sulfato dezinc. Estas larvas no sonmuy activas y por lo generalno se recupera ninguna delos embudos de Baerm a n n .

Figura 5.19: Corte histológico a través de un

nódulo cortado que muestra secciones a travésde la gran cantidad de helmintos enro s c a d o sd e n t ro del nódulo.




Descripción. Labrador Retriever macho, intac-to, de 6 meses de vida.

Historia. Se presentó un cachorro sano con dia-

rrea. Casi desde el nacimiento había recibido

tratamiento preventivo para Dirofilaria immitis.

Exámen físico. No hubo hallazgos significati-

vos; el hemograma completo y los análisis bio-

químicos fueron normales. Un exámen de ruti-

na de la materia fecal utilizando el método de

flotación centrífuga con sulfato de zinc reveló

larvas en las heces.

Evaluación inicial. La causa de la diarrea era

una infección por Strongyloides stercoralis.Se

identificaron larvas en las heces por la forma

del esófago y la presencia de un gran primor-

dio genital.

Diagnóstico presuntivo. Infección por Strongy-

loides stercoralis

CASO 11

Plan diagnósticoEl hecho de que este perro era positivo para S. S t e rc o-ra l i s , que la infección se transmite tanto por penetra-ción a través de la piel como por vía de infección tra n s-m a m a ria y que el perro había sido adquirido re c i e n t e-

mente a un gran criador de cach o rros donde vivía eníntimo contacto con mu chos otros perros sugería quela infección podría estar presente en otros cach o rro sdel mismo cri a d e ro . Se contactó al ve t e ri n a rio del cri a-d e ro quien pro p o rcionó heces de algunos de los otro sp e rro s . Estas mu e s t ras fecales se ex a m i n a ron con la téc-nica del embudo de Baermann para aumentar la sensi-bilidad del diag n ó s t i c o . Con el uso del método del em-budo de Baerm a n n , cinco de siete mu e s t ras fecales quef u e ron examinadas provenientes de perros de todas lasedades y de dos camadas dife rentes dieron positivo pa-ra la infe c c i ó n .

Diagnóstico: Infección por Strongyloidesstercoralis en este cachorro y otros prove-nientes del mismo criadero

R e s u l t a d oEn el momento de la visita a la cl í n i c a , se trató al perro

con una inoculación subcutánea terapéutica de ive r-

m e c t i n a . Una mu e s t ra de materia fecal tomada dos se-

manas después del tratamiento y examinada con el em-

budo de Baermann no contenía larva s .

Después de que todas las mu e s t ras fecales del cri a d e ro

también mostra ron la presencia de larvas de Stro n gy l o i-des sterc o ra l i s , todos los perros del establecimiento fue-

ron tratados con una dosis terapéutica de ive rm e c t i n a .

Dos semanas después del tra t a m i e n t o , se tomó un con-

junto adicional de mu e s t ras fecales que se ex a m i n a ro n

p a ra detectar la presencia de larvas utilizando el méto-

do del embudo de Baerm a n n . En este momento, se en-

contró que las heces de todos los perros eran negativa s

p a ra larva s .

La necesidad de tratamiento se vio incrementada por el

h e cho de que el S. S t e rc o ralis es un conocido patóge n o

zoonótico que se puede transmitir a los seres humanos.

Por lo tanto,e ra esencial que los dueños y el cri a d e ro

fuente estuvieran conscientes del potencial zoonóticode este parásito.Los estadíos en el suelo tienen una vida

re l a t i vamente cort a ,por lo tanto una buena y minu c i o s a

limpieza del entorno y el secado de todo el suelo o los

c o rrales era muy pro b able que limpiara el predio de to-

da larva potencialmente amenazadora en el entorn o .

Figura 5.20: Esta es la larva de primer estadío, rabditiforme deS t rongyloides stercoralis. Las características que cabe desta-car son el corto esófago que tiene tres porciones distintivas, elespacio bucal alineado con la cutícula y el primordio genital detamaño muy grande que se da entre el intestino y la pared del

cuerpo ventral justo posterior al cuerpo medio. Las larvas sonbastante móviles y se las puede recuperar con un embudo deB a e rm a n n .




Descripción. Gato doméstico intacto, de pelocorto, de seis años.

Historia. Este gato de interior-exterior reciente-

mente desarrolló una diarrea que consistía en

mezclas de heces mucosas con sangre.Estos

signos habían persistido durante aproximada-

mente una semana.El gato tenía antecedentes

de obstrucción y había estado sometido a una

dieta especial para disolución de cristales de es-

truvita. El dueño sospechaba que el gato seguía

siendo un cazador ávido.

Exámen físico. El gato estaba un poco letárgico y deprimido.Tal vez mostró un leve aumento

de la temperatura rectal. Los análisis de sangre

y clínicos eran relativamente normales,con un

posible aumento en la deshidrogenasa láctica

(DHL) y leve elevación en el número de leuco-

citos circulantes.

Evaluación inicial. El exámen de las heces por

flotación reveló unos pocos quistes de Giardia

felis. En el frotis directo de las heces se vieron

pequeños nemátodos. Los helmintos parecían

bastante grandes,de 1 a 2 mm de longitud,y no

se parecían a las larvas de Aelurostrongylus abs-

trusus, Metrastrongylidae de los gatos.

Diagnóstico presuntivo. Infección por un nemá-

todo, presentación sugestiva de especies de

Strongyloides,con gran número de larvas que

se eliminaban con las heces. El gato comenzó a

recibir fenbendazole durante 10 días.

CASO 12

Plan diagnósticoSe consultó sobre los helmintos re c u p e rados de lamu e s t ra fe c a l .

Diagnóstico: Trichinella spiralis

R e s u l t a d oSe completó la tanda de 10 días con fe n b e n d a z o l e . C o-

mo se esperab a , la diarrea cedió a medida que la fa s e

intestinal de la infección desapare c i ó . Sin embargo , re-

s u l t aba incierto si el fenbendazole habría impedido la

m i gración de pre - l a rvas a los músculos del gato.Ap rox i-

madamente a las tres semanas de la pre s e n t a c i ó n , el ga-

to pareció tener una moderada eosinofilia que desapa-

reció tra n s c u rrido otro mes. Casi al mismo tiempo, e l

gato pareció mostrar signos de comportamiento err á t i-

c o , b rotes de hipera c t i v i d a d , ocultamiento y períodosa p a rentemente muy largos con la mirada fija en el espa-

c i o .

A los seis meses,el gato desarrolló pro blemas de elimi-

nación uri n a ria re c u rre n t e s . Se encontró que el pro bl e-

ma se debía a la continua acumulación de cálculos de

e s t ruvita dentro de la vejiga a pesar del régimen con

dieta especial. Las ra d i o grafías reve l a ron que los cálcu-

los eran re l a t i vamente grandes y necesitaban ser ex t i r-

pados quirúrgi c a m e n t e . Se decidió esterilizar al gato al

mismo tiempo que se le ex t i r p aban los cálculos.Ta m-

bién se decidió que las secciones histológicas de los

músculos serían examinadas para ve ri ficar el éxito de la

t e rapia con fe n b e n d a z o l e .La histopatología realizada sobre el tejido muscular ex-

t raído en la cirugía reveló la presencia de unos pocos

quistes típicos de Tri chinella dentro de los músculos

del gato.El hecho de que el gato no tuviera otros sig-

nos de infección sugi rió que no había necesidad de se-

guir administrando ningún otro tratamiento para la in-

fe c c i ó n .

Figura 5.22: (Derecha) Hembra adulta de T. Spiralis re c u p e r a-da de las heces. Se puede notar que el helminto contiene el tí-

pico esófago esticosoma hacia el extremo anterior (a la iz-q u i e rda) y que tiene el cuerpo lleno de pequeñas pre - l a rv a sdesde el nivel del cuerpo medio hacia la cola (a la derecha).

Figura 5.21 (Derecha) Macho adulto de Trichinella Spira-lis recuperado de las heces. El macho también tiene unesófago esticosoma que se puede ver que se extiendedesde la cabeza (hacia la izquierda) y vuelve hacia la mi-tad del cuerpo. El macho no tiene espículas como muchosnemátodos pero, en cambio, tiene un par de grandes es-

t ructuras similares a papilas que le ayudan a agarrar a lahembra durante la copulación (una de estas se puede veren el extremo posterior hacia la dere c h a )




Figura 5.23. Sección que atraviesa el músculo de un gato ymuestra una célula del músculo infectada con larva de T.Spiralis de primer estadío.




Descripción. Gata doméstica esterilizada,de pe-lo corto,de dos años.

Historia. Hacía sólo dos meses que los dueños

de la gata se habían mudado de Ann Arbor, Mi-

chigan a Seattle,Washington. La gata ha desarro-

llado una grave tos, tiene disnea y anorexia y

ha perdido peso durante las dos últimas sema-

nas.

Exámen físico. Se encontró que la gata tenía ás-

peros ruidos pulmonares. No parecía haber

compromiso de las vías respiratorias superio-

res. Un hemograma reveló un número de eosi-nófilos levemente elevado, pero de no ser por

esto, el análisis era normal.

Evaluación inicial. Neumonitis verminosa, más

probablemente Dirofilaria immitis.

Diagnóstico presuntivo. Enfermedad por Dirofi-

laria immitis.

CASO 13

Plan diagnósticoEn base a los signos, a la Diro fi l a ria immitis se la pusoen una posición bastante alta en la lista de descart e .Por lo tanto, se re a l i z a ron pruebas de antígenos y anti-cuerpos de la Diro fi l a ria immitis y ambas dieron re s u l-

tados negativos para ésta.El exámen fecal reveló la pre-sencia de huevos de nematelmintos, h u evos de capila-ria Eucoleus aero p h i l u s , y huevos de trematodo Pa rago-n i mus ke l l i c o t t i .Se tomó la decisión de sacar ra d i o grafías para ve ri fi c a r la presencia de P. Kellicotti en los pulmones y para ve-ri ficar que el gato no tuviera Diro fi l a ria immitis. No see s p e raba que la infección por E.A e rophilus pro d u j e raningún signo que concord a ra con los cambios ra d i o-gr á fi c o s .

Diagnóstico: Paragonimus kellicotti

R e s u l t a d oLas ra d i o grafías reve l a ron una lesión cavitacional en ellóbulo infe rior dere cho del pulmón. Se observó tam-bién consolidación de los pulmones como lo indica-ban las opacidades inters t i c i a l e s . Se esperaba que la ga-ta se hubiera infectado cuando todavía vivía en Mich i-g a n . Se consideró que el pro gre s i vo empeoramiento delos signos era la reacción dentro de los pulmones a losh u evos depositados dentro de los tejidos.Se decidió que se trataría a la gata con pra z i c u a n t e l( D roncit) para los trematodos de pulmón y se adminis-tró prazicuantel durante tres días en una dosis de 50m g / k g . Se tomaron ra d i o grafías una semana después

del tratamiento y las lesiones parecían haber empeora-d o , p re s u m i blemente debido a que los helmintos den-t ro del nódulo habían mu e rt o .Dos semanas más tard e ,la gata inició una tanda de 7 días de fenbendazole (Pa-nacur) en una dosis de 50 mg/kg con la intención deeliminar la infección por capilaria y asegurar la mu e rt ede los trematodos de pulmón.Un exámen de materia fecal y las ra d i o grafías sacadasdos meses después de la presentación inicial no reve l a-ron signos de infección por trematodos de pulmón.

Figura 5.24. Huevo de Paragonimus kellicotti. Nóteseel opérculo y el bulto abopercular o estructura con for-ma de espina en el extremo opuesto del huevo.




Figura 5.25. Radiografía (vista ventral) que muestra múltiplesinfiltrados emparchados en el lóbulo inferior derecho, uno delos cuales es cavitario.

Figura 5.26. Radiografía (vista lateral) que muestra extenso infiltrado conuna lesión de la cavidad en el lóbulo inferior derecho. La lesión de lacavidad probablemente contiene un par de trematodos adultos. El

infiltrado se debe probablemente a una reacción a los huevos en el tejido.




Plan diagnósticoSe decidió que se trataría al perro y que se examina-ría la orina para volver a detectar la presencia de huevos dentro de un mes.

Diagnóstico: Pearsonema plica

ResultadoSe le prescribió un tratamiento de 10 días de fenben-dazole administrado en gránulos con el alimento endosis de 50 mg/kg de peso corporal. Se produjo otroperíodo aparente de obstrucción que nuevamente re-quirió el pasaje de un catéter para proporcionar ali-

vio al animal.A partir de entonces el perro no mostrómás signos.El exámen de orina después de un mesno reveló huevos del nemátodo capillaria.

Descripción. Caniche macho intacto de cinco

años.

Historia. El dueño había notado que el perro

hacía fuerza cuando orinaba y que eliminaba al-

gunas gotas de sangre en la orina.También notó

que orinaba con mayor frecuencia y que comía

menos durante las últimas semanas.

Exámen físico.El perro parecía gozar de buenasalud en general y tenía una temperatura rectal

que apenas superaba la normal.Era evidente

que el animal no se sentía cómodo con la pal-

pación y que tenía la vejiga distendida e hin-

chada.La palpación de la vejiga reveló que el

perro sentía dolor. Se le suministró un sedante

y se pasó un catéter urinario sin resultados que

produjo un volumen de orina. No parecía tener

ningún signo significativo de urolitos y se deci-

dió que una radiografía no era garantía.

Evaluación inicial. Se notó que la orina conte-

nía varios glóbulos rojos y unos pocos glóbulosblancos.El exámen del sedimento reveló una

gran cantidad de huevos del nemátodo capilla-

ria, Pearsonema plica.

Diagnóstico presuntivo. Se decidió que el pe-

rro sufría una obstrucción uretral como efecto

secundario de una cistitis estéril que probable-

mente era el resultado de una infección de la

pared de la vejiga con Pearsonema plica.

CASO 14

Capítulo 6: Parásitos detectados en las heces—Estudio de casos

Figura 6.1. Huevo del nemátodo capillaria Pearsonema plica, que

es uno de los pocos huevos que se encuentran en la orina de losp e rros. La especie que se encuentra en los gatos por lo general seconsidera que es Pearsonema feliscati.




Plan diagnósticoSe realizaron radiografías y análisis de sangre. Lasradiografías del corazón y los pulmones revelaronagrandamiento de las cavidades derechas del corazón,la arteria pulmonar principal y las arteriaspulmonares en los lóbulos del pulmón.También seobservó obstrucción y engrosamiento de las arteriaspulmonares.La prueba de antígenos para Dirofilariaimmitis dio resultado positivo y había un grannúmero de microfilarias presentes en las películassanguíneas que habían sido preparadas para realizar los hemogramas. La hemólisis de la sangre sugeríasíndrome de vena cava y la ecografía reveló lapresencia de helmintos en la vena cava inferior.

Diagnóstico: Síndrome de vena cava(Infección por Dirofilaria immitis)

ResultadoDada la gravedad del diagnóstico de síndrome de vena cava,se decidió que la única forma de salvar alperro era con una intervención quirúrgica paraextraer la mayor cantidad posible de helmintos.Sesedó al perro y con anestesia local se le realizó unaflebotomía en la vena yugular. Se extrajeron loshelmintos con pinzas de cocodrilo. Se monitoreócuidadosamente al perro durante los días siguientes y

se recuperó bien. Después de un mes,se lo trató condiclorhidrato de melarsomina (Immiticide®;Merial)que toleró muy bien. Luego se le administró unadosis preventiva de rutina para Dirofilaria immitis.Este caso fue sorprendente porque el perro vivía enun área donde no se considera que haya Dirofilariaimmitis. Probablemente el perro se infectó en otrolugar antes de llegar al refugio donde fue adoptado yaque la infección es de larga duración.

Descripción. Beagle macho intacto de cuatro

años.

Historia. El perro presentaba una grave enfer-

medad respiratoria. Los primeros signos que

notaron los dueños estaban relacionados con

que el animal se cansaba rápido cuando hacía

ejercicio. El estado del perro empeoraba pro-

gresivamente y había tenido dos episodios de

síncope. Este animal había sido adoptado en

un refugio cuando tenía aproximadamente un

año y desde entonces siempre había vivido en

el norte de Colorado.No había visitado al vete-

rinario recientemente y había recibido las vacu-

nas contra la rabia en un programa de servicio

comunitario.

Exámen físico. El perro presentaba tos severa y

molestias respiratorias. En la cavidad abdominal

se evidenció ascitis.Las muestras de sangre pre-

sentaron signos de hemólisis.

Evaluación inicial. El perro presentaba dolor agudo con significativa cardiopatía en las cavi-

dades derechas.

Diagnóstico presuntivo. Insuficiencia cardíaca

congestiva.

CASO 15

Capítulo 7: Parásitos detectados en la sangre—Estudio de casos

Figura 7.1. Microfilaria de Dirofilaria immitis teñida conG i e m s a .




Descripción. Cachorro de Labrador Retriever de 5 meses de vida

Historia. Este cachorro nació normal, pero a co-

mienzos de la décima semana de vida desarro-

lló una parálisis de las extremidades traseras

que continuó avanzando. Parecía que también

las extremidades delanteras estaban un poco

afectadas y el cachorro llego al punto en que

apenas se podía mover. Uno de los otros ca-

chorros de la camada murió al poco tiempo de

nacer, pero los demás cachorros de la camada

no mostraron signos de infección. La madre pa-

recía normal.

Exámen físico. El cachorro estaba despierto y

alerta sin signos aparentes de dolor. Presentaba

contractura de las articulaciones tanto en las

extremidades traseras como delanteras.

Evaluación inicial. La presentación era contrac-

tura de las articulaciones probablemente como

resultado de una poliradiculitis.

Diagnóstico presuntivo. El cuadro era bastante

representativo de la presentación clínica de la

neosporosis neonatal.

CASO 16

Plan diagnósticoPa ra confi rm a r,se tomaron mu e s t ras de suero y se lase nvió a un lab o ra t o rio de diag n ó s t i c o .

Diagnóstico: Infección por Neospora cani-n i u m

R e s u l t a d oComo se esperab a , los resultados de la serología confi r-

m a ron el diagnóstico cl í n i c o .Ya se había pre p a rado a

los dueños para un diagnóstico de neosporosis y se les

s u gi rió la eutanasia.Se sacri ficó al animal. Se solicitó

p resentar al cach o rro para una necropsia y los dueños

e s t u v i e ron de acuerd o . La histopatología reveló la pre-

sencia de organismos dentro de las fi b ras nerv i o s a s .

Se info rmó a los dueños que los casos de infe c c i ó n

neonatal por Neospora caninum pasan de la madre alos cach o rros durante re i t e rados embara z o s . Por lo tan-

t o , se sugi rió esterilizar a la hembra para que no vo l v i e-

ra a tener cría por miedo a tener una repetición de los

signos observados en este cach o rro .

Figura 7.2. Lo más pro-bable es que este ca-c h o rro de Labrador Re-triever se haya infectadoen el útero con Neospo-ra caninum. Los signosson evidencia de lascontracturas de las ex-

t remidades que ocurre ncuando se dañan losn e rvios en el perro enc recimiento. Los venda-jes en los pies indicanque se intentó pro t e g e ral perro de las abrasio-nes cuando intentabac a m i n a r.

Figura 7.3. Corte a través del músculo quemuestra un quiste en una célula muscular.

Figura 7.4. Micrografía electrónica de los organismos en una célula de

Schwann que muestra el daño causado a la vaina de mielina (La imagenes gentileza del desaparecido Profesor John Cummings).




Descripción. Mastín macho entero de cuatromeses de vida.

Historia. Este perro de 18 kg que vivía en Okla-

homa hacía dos semanas que estaba inapetente

cuando los dueños hicieron la consulta con el

veterinario.Durante este tiempo el perro había

hecho materia fecal blanda y había perdido casi

un kilo de peso corporal.Se había tratado al pe-

rro con varias tandas de antibióticos entre ellos

enrofloxacina, trimetoprima-sulfa y cloranfeni-

col. El perro estaba al día con todas las vacunas

y había recibido prednisona durante 3 días jus-

to antes de la presentación.

Exámen físico. El perro estaba flaco y presenta-

ba una leve linfoadenopatía. Tenía fiebre leve

(40ºC). Se encontró anemia no regenerativa mo-

derada que era normocrómica y normocítica y

también una leve linfopenia. No se detectaron

parásitos en el análisis de materia fecal.

Evaluación inicial. Se tomaron aspirados con

aguja fina de un nódulo linfático poplíteo

agrandado. Los frotis realizados con los aspira-

dos se tiñeron con tinción de Wright-Giemsa.

Los frotis contenían linfocitos maduros y linfo-

blastos desparramados. Había numerosos orga-

nismos extracelulares identificados como trofo-

zoitos de Trypanosoma cruzi por ser fusiformes

y tener cinetoplasto posterior grande, núcleo

central y membrana ondulante.

Diagnóstico presuntivo. Infección por Trypano-

soma cruzi.

CASO 17

Plan diagnósticoSe ve ri ficó la infección mediante dos pruebas adiciona-l e s : aislación de cultivos celulares de organismos prove-n i entes de aspirados de nódulos linfáticos adicionales y se-rología utilizando una prueba de anticuerpos con fl u o re s-

cencia indire c t a .Ambas pruebas ve ri fi c a ron el resultado dela observación inicial realizada en el aspirado teñido.

Diagnóstico: Trypanosoma cruzi

R e s u l t a d oDebido a la mala prognosis para tratar esta infección en

los perro s , se sugi rió que el dueño considera ra la posibi-

lidad de sacri ficar a este animal. Esta fue la decisión del

dueño y también se obtuvo la autorización para re a l i z a r

una necropsia y un exámen patológico al perro . E l

exámen histológico de los dive rsos tejidos mu s c u l a re s ,

i n cluso el cora z ó n , reveló grandes cantidades de estadíosa m a s t i gota de los organismos presentes en los tejidos.

Por lo ge n e ra l , las infecciones en los seres humanos se

a d q u i e ren cuando una persona frota las heces de los

grandes insectos triatomidas que se alimentan de sangre

en la picadura causada por el art r ó p o d o .En los perro s ,

se cree que la infección puede adquiri rse por la inge s-

tión de los mismos insectos.Cuando los insectos se

aplastan en la boca del perro , los organismos iniciarán la

i n fección penetrando en la mucosa bucal.Los estadíos

t ri p o m a s t i gotas en la sangre de los perros son dire c t a-

mente infecciosos para otros huéspedes, i n cluso las per-

s o n a s ;por lo tanto la manipulación de la sangre de ani-

males potencialmente infectados se debe realizar cuida-dosamente para evitar pinch a rse con las ag u j a s . En la

m ayoría de los casos crónicos, los estadíos en el torre n t e

sanguíneo son bastante ra ro s ; la transmisión por estadíos

en la sangre por lo ge n e ral sería un pro blema en los pe-

rros dadores de sangre y se los debe analizar para detec-

tar esta potencial infe c c i ó n .

Figura 7.5. La película de sangre con tin-ción de Giemsa muestra tres tripomasti-gotas de Trypanosoma cruzi, que, a dife-rencia de los de tripanosomas africanos,tienden a tener forma de "C" en lugar def o rma de "S" cuando se los ve en pelícu-las de sangre. La tripomastigota de T.c ruzi tiene un cinetoplasto muy grande enel extremo posterior que parece sobre s a-lir en el citoplasma y las formas divididasno se observan dentro de la sangre .




Figura 7.6. La preparación con tinción de Giemsa muestra losestadíos promastigota de T. cruzi que se obtienen en cultivo.

Figura 7.7. Este corte histológico a través del tejido muscularmuestra dos nidos de amastigotas dentro de las fibrasmusculares.




Descripción. Pastor Alemán macho entero decuatro años.

Historia. El perro había pasado los últimos seis

meses en Grecia con la familia de su dueño.

Desde que volvió a su casa,mostraba signos de

anorexia,pérdida progresiva de peso y depre-

sión. Mientras estuvo en Grecia, el perro estuvo

sano, había visitado al veterinario para una con-

sulta de rutina y le habían administrado trata-

miento preventivo para Dirofilaria immitis.Ade-

más, recibía una dosis mensual de imidaclopri-

da (Advantage®;Bayer) para la prevención de

pulgas. El perro vivía principalmente adentrode la casa, sólo salía en ocasiones para realizar

caminatas por el campo con la familia. El due-

ño informó que la consistencia de la materia fe-

cal y la frecuencia de la defecación y micción

eran normales.

Exámen físico. Se notó que el perro tenía fie-

bre (temperatura rectal 40.5ºC) y membranas

mucosas pálidas.Al palparlo se observó que te-

nía el bazo agrandado. No se observaron lesio-

nes dérmicas. Se encontró que el hematocrito

era 28%.

Evaluación inicial. Dado el antecedente del via-

je y los signos, parecía que había una enferme-

dad sistémica que podría estar relacionada con

diversos agentes infecciosos como Leishmania,

especie Ehrlichia,especie Rickettsia o Babesia.

Diagnóstico presuntivo. Enfermedad infecciosa

potencialmente relacionada con uno o varios

agentes infecciosos que podrían haber sido ad-

quiridos en Grecia

CASO 18

Plan diagnósticoSe pre p a ra ron frotis de sangre y se los tiñó con tinciónde Diff-Quik y W ri g h t / G i e m s a . Se tomaron mu e s t ras des u e ro y se las presentó para obtener la serología parae h r l i chiosis y ri ckettsiosis canina. Se decidió que para

seguir trabajando en la leishmaniosis se esperarían losresultados de las pruebas para estas otras dos infe c c i o-n e s .El frotis de sangre reveló merozoitos de Babesia ca-nis en los glóbulos ro j o s . Después de va rios días, se en-t re g a ron los resultados de la serología y el perro re s u l t óser sero l ó gicamente negativo para las otras infe c c i o n e s .

Diagnóstico: Babesia canis

R e s u l t a d oSe inició el tratamiento utilizando dipropionato de imi-

docarb (Imizol®; S ch e ring-Plough para Salud A n i m a l )

en una dosis subcutánea de 6,6 mg/kg. El tra t a m i e n t ose repitió a las dos semanas (se re a l i z a ron dos tra t a-

mientos en total).Al mes del primer tra t a m i e n t o , se vo l-

v i e ron a examinar las películas de sangre y no se ev i-

d e n c i a ron organismos en los frotis de sangre .Al mes

del tra t a m i e n t o , el bazo seguía un poco agrandado pero

el hematocrito estaba dentro de los va l o res límite nor-

m a l e s .

Debido a los signos pre s e n t e s , también se sospechó de

leishmaniasis como causa potencial o infección conco-

mitante en este caso.A los 2 meses, la enfe rmedad del

p e rro había mejorado notoriamente pero se decidió

que sería mejor ve ri ficar si el perro era negativo para

L e i s h m a n i a . Por lo tanto, se tomó una mu e s t ra de suero

y se la envió a un lab o ra t o rio comercial (Heska Corp.,

Fo rt Collins, C O ) . Los resultados del análisis reve l a ro n

que el perro no tenía anticuerpos para Leishmania.A

los seis meses del tratamiento para Babesia canis,el pe-

rro no tenía ningún signo que pudiera estar re l a c i o n a-

do con cualquiera de los patóge n o s .

Figura 7.8. Película de sangre continción de Giemsa que muestra un

glóbulo rojo con un par de mero z o i t o sde Babesia canis con forma de lágrimaen una célula.




Descripción. Gato Siamés de cinco años.

Historia. El gato presentaba una enfermedad

de duración desconocida. El dueño informó

que su gato había desaparecido durante varios

días y que había aparecido bastante enfermo.

Después de haberlo cuidado durante dos días

sin lograr mejoría,el dueño llevó al gato a la clí-

nica. Era un animal de interior-exterior que vi-

vía en los suburbios del sur de Arkansas.

Exámen físico. El gato estaba deprimido y tenía

una temperatura rectal de 37.5ºC.Al ingresar a

la clínica, presentaba severa ascitis e ictericia y molestias respiratorias relativamente graves.Los

ensayos ELISA realizados en el lugar dieron re-

sultado negativo para el Virus de la Inmunodefi-

ciencia Felina y el Virus de la Leucemia Felina.

La material fecal parecía normal,pero hacía va-

rios días que el gato no comía. La orina era de

color marrón oscuro. El hematocrito era 22%.

Se prepararon y tiñeron portaobjetos con san-

gre. Los glóbulos rojos contenían elementos

identificados en ese momento como Haemo-

bartonella.

Evaluación inicial. Se inició la administración

endovenosa de solución de lactato sódico com-

puesta y al gato se le colocó una inyección sub-

cutánea de enrofloxacina.

Diagnóstico presuntivo. Infección sistémica, he-

mobartonelosis, o tal vez enfermedad sistémica

por aparato digestivo perforado o trauma .

CASO 19

Plan diagnósticoM o n i t o rear y estab i l i z a r.

Diagnóstico: Cytauxzoon felis

Las infecciones por Cytauxzoon felis transmitidas por las garrapatas,que es un organismo que existe natu-

ralmente en los gatos monteses sin signos de enfer-

medad declarada,con frecuencia resultan fatales para

los gatos domésticos. Sin embargo,algunos gatos do-

mésticos han sobrevivido a la infección y algunos de

estos gatos sobrevivientes han recibido tratamiento

(por ejemplo con dipropionato de imidocarb [Imizol]

o antibióticos) mientras que otros no recibieron nin-

gún tratamiento.Se cree que las aislaciones pueden

diferir en cuanto al grado de virulencia.

Los estadíos anulares muy pequeños de Cytauxzoon

presentes en los glóbulos rojos de los gatos son bas-

tante pequeños en comparación con los de Babesiacanis de los perros.Se parecen a la forma más peque-

ña de babesiosis canina,Babesia gibsoni.Por desgra-

cia, los gatos que sucumben a una enfermedad grave

causada por citauxzoonosis con frecuencia no pre-

sentan estadíos en los glóbulos rojos; los estadíos en

los macrófagos que ocluyen los vasos sanguíneos ocu-

rren antes del asentamiento de la mayoría de los esta-

díos en los glóbulos rojos.Una biopsia de médula

ósea o de un nódulo linfático tal vez podría ayudar a

mejorar el diagnóstico de infección con la identifica-

ción de los macrófagos hipertrofiados.

Figura 7.9. Película de sangre teñida que

muestra varios glóbulos ro j o sparasitados por los pequeños tro f o z o i t o sde Cytauxzoon felis con forma anular.




R e s u l t a d oEl gato empeoraba rápidamente. Se le administró líquido

por vía endovenosa pero siguió desarrollando molestias

re s p i ra t o rias cada vez más seve ra s . El gato mu rió a las

48 horas de haber ingresado al hospital.Se realizó una

n e c ropsia y el hígado, los pulmones, los riñones y el ba-zo apare c i e ron conge s t i o n a d o s . Se env i a ron mu e s t ras de

tejido de estos órganos a un lab o ra t o rio de diagnóstico

p a ra poder determinar la causa de la mu e rt e .La histopa-

tología reveló oclusión de todos los vasos en los órg a n o s

p resentados con células altamente agrandadas que con-

tenían nu m e rosos merozoitos del agente causal, C y t a u x-

zoon fe l i s .Al examinar nu evamente la película de sangreteñida se vio que los organismos presentes eran C. fe l i s ,

y no Haemobartonella fe l i s .

Figura 7.10. Corte a través del tejido pulmonar del gato. La ima-gen muestra un corte longitudinal de un vaso sanguíneo que tie-ne el lumen completamente obstruido por los grandes macrófa-gos hipertrofiados parasitados por C. felis.

Figura 7.11. Corte a través del tejido pulmonar del gato. Laimagen muestra un corte a través de un vaso obstruido conlos mismos estadíos presentes en el corte longitudinal en laFigura 7.10.




Plan diagnósticoRealizar un análisis de materia fecal, una ecografía y una prueba de antígenos fecales para los virus.

Diagnóstico: Heterobilharzia americanaUna vez que se ha realizado el diagnóstico, el exámen

exhaustivo de las heces mediante la simple sedimen-

tación posterior a la dilución en solución salina reve-

la una gran cantidad de huevos de esta especie de

trematodo.

Se trató a la perra como paciente interno con praci-

cuantel en una dosis elevada de 50 mg/kg (10 veces

la dosis utilizada típicamente para tratar parásitos in-

testinales).La perra toleró bien el tratamiento y a las

6 semanas aproximadamente había retornado a su

comportamiento y a su peso normales.El hecho de

que ahora la perra viviera en la ciudad significaba

que probablemente no sería susceptible a repetir la

infección por nadar en ríos pantanosos con cercaria

infecciosa .

ResultadoNo se diagnosticaron virus y no se detectaron parási-tos mediante la prueba de flotación estacionaria. Serealizó una flotación con sulfato de zinc para buscar Giardia,pero no se encontraron organismos. De ma-nera similar, las pruebas de antígenos para Giardia y Cryptosporidium fueron negativas. La ecografía reve-ló recorridos intestinales levemente engrosados. Sibien la perra había estado bajo tratamiento preventivo mensual de rutina para Dirofilaria immitis que po-

Descripción. Hembra de cinco años,cazadora

de mapaches,esterilizada.

Historia.Aproximadamente tres semanas antes

de visitar la clínica, la perra comenzó con dia-

rrea. Salvo este síntoma y la pérdida de peso

durante el ultimo mes, estaba sana. La perra

recibe un tratamiento preventivo de rutina para

Dirofilaria immitis y usa collares para pulgas

que le cambian mensualmente. La perra se mu-

dó recientemente de la zona rural de Louisiana

a Nueva Orleans.

Exámen físico. La perra parecía normal salvo

que se veía levemente delgada.Al palparla, se

notó un recorrido intestinal un poco engrosado

y fibrosis en el hígado.Parece haber una leve

eosinofilia según el hemograma y parece que la

orina contiene proteína incrementada.

Evaluación inicial. Parece que la perra tiene en-

teritis de etiología desconocida.

Diagnóstico presuntivo. Enteritis causada por

virus (parvovirus, coronavirus),bacterias (coli-

bacilosis, salmonelosis),parásitos (Trichuris tri-

chiura,ancylostomas,heteroesquistosomosis) y

toxinas (cuerpos extraños, plomo, zinc), gas-

troenteritis hemorrágica, invaginación intesti-

nal, enfermedad sistémica (insuficiencia renal o

cardíaca)

CASO 20

Capítulo 8: Parásitos detectados en muestras de tejido— Estudio de casos

Figura 8.1. Corte histológico a través de una muestra de biop-sia de hígado que presenta dos huevos de trematodo Hetero b i l-h a rzia americana en el tejido hepático.

Figura 8.2. Corte histológico a través de un vaso en la muestrade biopsia del hígado que exhibe un corte transversal a través

de un macho adulto enroscado alrededor de un helminto hem-bra más delgado. Las áreas más oscuras dentro del helmintoson el intestino.



dría haber eliminado otras infecciones por nemato-dos, se le administró pracicuantel / embonato de pi-rantel / febantel (Drontal Tablets Plus).El estado de la perra no cambia y la diarrea y la pérdi-da de peso parecen empeorar. Por lo tanto,se realiza

una laparotomía exploratoria.Al abrir la cavidad abdo-minal, se nota que el hígado está firme y veteado. Setoma una muestra del hígado para realizar una biop-sia. Se observan objetos pequeños y elongados con

forma de gusano en las venas mesentéricas y se tomauno de éstos objetos.El exámen del material de la biopsia revela huevos deltrematodo esquistosomático, Heterobilharzia america-na, en los tejidos hepáticos.Además, se observa que el

objeto que parecía un gusano recuperado de la venamesentérica es un par adulto de trematodos.


Figura 8.3. Macho y hembra adultos de H. americana (teñidos de rojo) recuperados de una vena mesentérica. El macho,más grande y con cuerpo más grueso, retiene a la hembra más delgada dentro de su canal ginofórico.

Figura 8.4. Huevo de H. americana recuperado con el métodode sedimentación fecal. Obsérvese que el huevo contiene unmiracidio completamente desarrollado y que si se lo colocaraen agua en lugar de solución salina podría desovar. La

imagen es gentileza del Dr. J. Flowers, North Carolina StateU n i v e r s i t y, Raleigh, NC.




Descripción. Gato doméstico entero, de pelocorto, de nueve años.

Historia. El gato, originariamente de Oklahoma,

visitó al veterinario por alopecia en el pabellón

auditivo.

Exámen físico. El gato presentaba alopecia en

aproximadamente dos tercios del pabellón in-

terno y un tercio del pabellón externo en am-

bos oídos.También presentaba una moderada

descamación alrededor de los márgenes de los

pabellones en ambos oídos. En todos los de-

más aspectos, el gato parecía relativamente nor-mal. Un análisis de materia fecal de rutina no

mostró ningún estadío parásito detectable. El

gato había estado recibiendo ivermectina.

(Heartgard para Gatos) como tratamiento pre-

ventivo para Dirofilaria immitis y una dosis re-

gular de imidacloprid (Advantage) para el con-

trol de pulgas.

Evaluación inicial. Se consideró que el gato pre-

sentaba una afección dérmica que coincidía

con dermatofitosis, sarna o leishmaniasis.

Diagnóstico presuntivo. Dermatitis infecciosa

posiblemente causada por dermatofitos (Mi-

crosporum o Trichophyton), sarna (notoédrica

o demodéctica), o leishmaniasis.

CASO 21

Plan diagnósticoSe trató al gato por las tres afe c c i o n e s . Se ex a m i n a ro nlos oídos del gato con una lámpara de Wood y no seo b s e rvó fl u o re s c e n c i a . Se ex t ra j e ron pelos de la zonap e ri f é rica a la lesión para realizar un cultivo de hongo s

con un medio de prueba para derm a t o fitos que dio re-sultado negativo cuando se lo examinó a los 6 días. S eencontró que los raspajes de piel pre p a rados en aceitem i n e ral no contenían garrapatas Notoedres ni Demo-d ex . Un frotis de raspaje de piel con tinción de W ri g h t -Giemsa reveló nu m e rosas células con fo rmas amastigo-tas lo cual llevó a diagnosticar leishmaniasis.

Diagnóstico: Leishmania mexicana

R e s u l t a d oEl diagnóstico de leishmaniasis se hizo en base a fro t i s

teñidos de las lesiones de los oídos.La leishmaniasis vis-c e ral se considera ra ra en los gatos, por lo tanto se con-

sideró que era una infección cutánea por Leishmania

m ex i c a n a . Las opciones potenciales de tra t a m i e n t o

e ran eliminar quirúrgicamente el pabellón de ambos oí-

dos o realizar una terapia ex p e rimental con una tanda

de seis semanas de itra c o n a z o l e . El dueño eligió re a l i z a r

la escisión de los pab e l l o n e s . La eliminación quirúrgi c a

del tejido afectado no presentó complicaciones y el ga-

to se curó sin re c u rrencia de las lesiones.

La infección en el gato causó preocupación por el po-

tencial de transmisión zoonótica al dueño o al pers o n a l

del hospital.Esto tendría que ocurrir a través de la

t ransmisión directa de los organismos a una lesión o

h e rida ab i e rta en la piel de la persona que manipula al

g a t o . Si bien se consideró que el ri e s go era pequeño, s e

pensó que era posible que las lesiones no desapare c e-

rían espontáneamente y que la amenaza estaría pre s e n-

t e .Por lo tanto,se consideró que tratarlo era la única

o p c i ó n .

Figura 8.5. Este macrófago en una preparación de la piel continción de Giemsa muestra un macrófago lleno del estadíoamastigota de Leishmania mexicanum. Morfológicamente, las

f o rmas amastigotas no se pueden distinguir de las otrasespecies de Leishmania y cuando están en los macrófagos nose pueden distinguir de las de Trypanosoma cru z i .




Descripción.Terrier de Norwich macho,entero,de siete años.

Historia. El perro recientemente había presen-

tado alopecia en la cara y en la parte posterior

de las rodillas de las patas traseras.También se

notó pérdida de pelo en las orejas. Esto ocurría

desde hacía varios meses. El perro parecía estar

un poco pruriginoso, pero no en exceso. No ha

habido cambios significativos en la dieta ni

cambios en la casa donde vive el perro. El pe-

rro está al día con las vacunas y recibe el trata-

miento preventivo de 6 meses de duración para

Dirofilaria immitis todos los veranos. Hace dosaños, tuvo un problema de pulgas, pero el uso

de milbemicina oxima / lufenuron (Sentinel®;

Novartis) en el tratamiento para la prevención

de Dirofilaria immitis controló el problema de

las pulgas.Un exámen de material fecal realiza-

do en la última visita,hace 6 meses, dio resulta-

dos negativos para todos los parásitos.

Exámen físico. El perro estaba atento, alerta y

normal al palparlo.Se observó alopecia en el

hocico y en la parte de atrás de las rodillas.

Las orejas parecían tener las puntas inflamadas.

El exámen con lámpara de Wood no reveló

fluorescencia.

Evaluación inicial. Infección dermatológica: los

potenciales diferenciales incluyen demodicosis,

sarna sarcóptica,dermatofitosis.

Diagnóstico presuntivo. Lesiones dermatológi-

cas que concuerdan con infección por derma-

tofitos o garrapatas.

CASO 22

Plan diagnósticoSe realizaron raspajes de piel para obtener un diag-

nóstico. Los raspajes se tiñeron con tinción de Diff-

Quik y Gram. Los raspajes también se desmenuzaron

en aceite mineral usando agujas finas sobre el por-

taobjetos antes de colocar un cubreobjetos sobre elmaterial para examinarlo.

Diagnóstico: Sarcoptes scabiei

ResultadoSe encontraron garrapatas Sarcoptes scabiei (se reco-

nocen por su forma redondeada y pretarsos largos y

no segmentados) en los raspajes de piel. Se trató al

perro con una inoculación subcutánea de ivermecti-

na (200 µg/kg).Al mes, las lesiones habían mejorado

significativamente y el perro inició un tratamientopreventivo para Dirofilaria immitis con una dosis

mensual de selamectina (Revolution).A los seis me-

ses, el perro ya no presentaba lesiones y los raspajes

de piel tomados en ese momento dieron resultado ne-

gativo para garrapatas.

Figura 8.7. Macho adulto de garrapata Sarcoptes scabieirecuperada en un raspaje de piel.

Figura 8.6. Hembra adulta de garrapata Sarcoptes scabieirecuperada en un raspaje de piel. Se notan bien las grandesespinas en el cuerpo.




Descripción. Gata doméstica de pelo corto, es-terilizada, de ocho años.

Historia. La gata había sido adoptada en un re-

fugio de animales hacía dos meses y tenía pro-

blemas de micción inadecuada en la casa. Se

la llevó a la clínica para consultar sobre cómo

minimizar el problema de micción.Se realizó

un exámen físico de rutina.

Exámen físico. La gata parecía normal y su pelo

estaba en buen estado.Tenía los nódulos linfáti-

cos inguinales agrandados y en el muslo trasero

derecho se sintió algo que parecía ser un perdi-gón; sin embargo, la falta de lesiones sugirió

que era una herida vieja. El reflejo auricular-pe-

dio era positivo y tenía los oídos llenos de una

suciedad fina de color gris amarronado que su-

gería la presencia de garrapatas.

Evaluación inicial. Gata normal con problemas

de conducta relacionados con la micción.Se

consideró que la lesión por el perdigón no re-

quería ningún tratamiento.El reflejo auricular-

pedio y la presencia de cera sugerían una alta

probabilidad de garrapatas en los oídos.

Diagnóstico presuntivo. Problemas de conducta

y potencial invasión de garrapatas en el oído.

CASO 23

Plan diagnósticoPreparación para una potencial infección urinaria;

exámen de los oídos para detectar garrapatas.

Diagnóstico: Otodectes cynotis

ResultadoEl exámen otoscópico reveló cientos de garrapatas en

cada oído. Esto también se pudo verificar colocando

una pequeña cantidad del material sobre un portaob-

jetos y examinándolo con un microscopio. Se le lim-

piaron los oídos masajeando con 1 mL de aceite mi-

neral en cada canal auditivo y un hisopo. Luego se tra-

tó la afección mediante la aplicación de ivermectina

(ACAREXX®;Blue Ridge Pharmaceuticals/IDEXX La-

boratories) en cada oído.

Los estudios para detectar una potencial infecciónurinaria no revelaron infección subyacente .La mic-

ción mejoró con la incorporación de más cajas sanita-

rias, sin embargo,si bien el problema se redujo, no

terminó. Luego el tratamiento comenzó a determi-

nar si el gato tenía aversión al sustrato o a la ubica-

ción o preferencia por algún sustrato. El dueño mos-

tró muchos deseos de pasar por las diversas pruebas

hasta rectificar el problema.

Figura 8.9. Garrapata hembra adulta O. cynotis recuperada conun hisopo para oídos.

Figura 8.8. Huevos de Otodectes cynotis recuperados del canalauditivo en la limpieza con hisopos. Dentro del cascarón delos huevos, pueden verse las garrapatas en desarro l l o .




Descripción. Perra cruza de cuatro años.Historia. Esta perra era miembro activo regular

de la casa en el sur de Wisconsin. Con frecuen-

cia acompañaba a la familia a los parques loca-

les y a campamentos y excursiones en canoa.

La perra había viajado mucho, había realizado

distintos viajes a varios estados del sur, había

hecho varios viajes largos a las montañas de

Colorado y había caminado mucho por el Sen-

dero de los Apalaches.La perra recibe atención

veterinaria de rutina y se le administra milbemi-

cina oxima / lufenuron (Sentinel) y fipronil

(Frontline) regularmente desde que nació.Una

semana antes, la perra había desarrollado unaprotuberancia en el lado interno de la pata de-

lantera izquierda. La lesión de la pata delantera

se convirtió en una pápula que se rompió.Los

dueños pensaban que veían algo que parecía

un hilo blanco o una parte de un tendón en la

herida. La perra no parece tener ningún otro

signo de infección.

Exámen físico. La perra parecía tener buena sa-

lud, no presentaba signos de infección generali-

zada. No tenía fiebre y no hubo hallazgos signi-

ficativos en el hemograma o en el panel de aná-

lisis bioquímicos.

Evaluación inicial. La perra presentaba una le-

sión en el codillo que podía coincidir con un

trauma o algún tipo de lesión del tubo de dre-

naje. Se decidió realizar tinciones con Diff-Quik

y Gram en el lugar de la lesión. El exámen del

portaobjetos reveló la presencia de algunos

neutrófilos polimorfonucleares (PMN) y eosinó-

filos y unos pocos cocos gram negativos.Tam-

bién se observaron algunas estructuras largas

con forma de gusano de aproximadamente 600

µm de longitud.

Diagnóstico presuntivo. Dracunculus,Dirofilaria

immitis, rhabditis u otro parásito nemátodo que

vive en la piel.

CASO 24

Plan diagnósticoExaminar las larvas para obtener detallesmorfológicos.Las larvas también se pueden examinar en preparaciones frescas con solución salina; laslarvas de Dracunculus deben tener una cola larga que

termina bien en punta.

Diagnóstico: Dracunculus insignis

ResultadoSe decidió que la cirugía sería el mejor tratamientopara eliminar el gusano.Se anestesió a la perra y sehizo una incisión quirúrgica a lo largo del área delextremo libre del gusano. Con una cuidadosadisección fue posible eliminar todo el gusano. Lapreocupación inicial era que el gusano iba a requerir una incisión muy extendida que causaría una cicatriz

significativa.Por suerte, el gusano estaba replegadoen sí mismo varias veces, lo cuál permitió que laextracción resultara sencilla.Una segunda preocupación potencial era laposibilidad de que hubiera más de un gusano dentrode la perra. No se observó un segundo gusano en ellugar de la incisión, pero existía la preocupación deque pudiera haber gusanos presentes en otros tejidos.No se le administró Ivermectina porque se cree quetiene muy poco efecto en los adultos de este parásito.Se informó a los dueños que la perra se habíainfectado por la ingestión de agua con copépodos deeste nemátodo,que se encuentran típicamente en lasnutrias y otros carnívoros.Existía poco o ningún

riesgo de que los dueños hubieran adquirido elmismo parásito de manera similar.

Figura 8.11. Larva de D. insignis extraída del líquido re c u p e r a d ode alrededor del área donde salía el gusano de los tejidos de lapata.

Figura 8.10. Pata de un perro con una hembra de Dracunculusinsignis saliente.




Descripción. Labrador Retriever color chocola-te, macho, intacto, de 4 años.

Historia. Se examinó a este perro del sur de

Vermont como parte de un exámen de salud de

rutina. El perro recibía tratamiento preventivo

de rutina para Dirofilaria immitis y los análisis

anteriores de materia fecal habían dado resulta-

dos negativos.Si bien era por lo general una

mascota de interior, a veces tenía acceso a los

terrenos que rodeaban la casa, que se encuen-

tra en el límite de la ciudad.

Exámen físico. El perro parece estar sano y enbuen estado físico. D u rante el exámen físico se le

sacó una garrapata de la base del oído dere ch o .

En todo lo demás, el perro parecía norm a l .

Evaluación inicial. Invasión de garrapatas.

Diagnóstico presuntivo. Ixodes dammini (o Ixo-

des scapularis).

CASO 25

Plan diagnósticoSe identificó a la garrapata como un adulto del géne-ro Ixodes mediante la identificación de la ranura pre-anal que es característica de este género. Surgen trespeguntas en relación con la presencia de la garrapata.

Primera pregunta, la garrapata aislada ¿es una especiede Ixodes dammini o alguna otra especie de Ixodes,como por ejemplo, Ixodes cookei, que es menos pro-bable que actúe como vector de la enfermedad de Ly-me? Segunda,la garrapata, ¿alberga al agente de la en-fermedad de Lyme,Borrelia burgdorferi? Tercera, lagarrapata ¿está lo suficientemente congestionada co-mo para haber transmitido el agente al perro? Por precaución,se comenzó a administrar al perro unatanda de tetraciclina.También se recomendó darle fi-pronil (Frontline) para el control de las garrapatas.Seenvió la garrapata a un laboratorio de diagnóstico lo-cal para su identificación específica y para determinar mediante reacción en cadena de la polimerasa si esta-

ba infectada con espiroquetas.

Figura 8.12. Hembra adulta de ga-rrapata Ixodes dammini (Ixodes

scapularis) que se ha alimentadodurante dos días.

Figura 8.13. Hembra adulta de ga-rrapata Ixodes dammini que se haalimentado durante cuatro días.

Figura 8.14. Hembra adulta de garrapata Ixodesdammini que se ha alimentado durante seisdías.



Diagnóstico: Ixodes dammini (Ixodes scapu-laris) A diferencia de los seres humanos,que por lo generalse infectan con la enfermedad de Lyme por medio delas garrapatas en estadíos ninfales, resulta típico que

los perros se infecten con el agente de las garrapatasen estadío adulto. Si bien existen casos de transmisióntransovárica de la hembra a los huevos, dichas trans-misiones son raras y los estadíos de larva casi nuncase infectan con el agente.Sólo cuando las larvas se ali-mentan de un roedor infectado adquieren la infecciónque luego está presente en los estadíos ninfales y adultos. La garrapata tiene que permanecer adheridaal huésped durante más de 24 y hasta 48 horas paraque las espiroquetas se abran camino en las glándulassalivales, a través de la picadura de garrapata y lleguenal perro. Por lo tanto,si se sacan las garrapatas el mis-

mo día que se adquirieron, las probabilidades detransmisión al perro son mínimas. Se debe tener cui-dado de no aplastar la garrapata al sacarla porque sino se pueden liberar las espiroquetas y entrar a la he-rida causada por la picadura.

ResultadoEl laboratorio confirmó que la garrapata era de la es-pecie Ixodes scapularis y que era positiva para elagente de la enfermedad de Lyme.El gran tamaño dela garrapata en el momento que se la extrajo sugeríaque había estado en el perro y se había alimentado almenos durante varios días y que habría tenido tiempode transmitir el agente al perro.Por lo tanto, la tandade antibióticos era probablemente la acción correcta.


Figura 8.15. Ninfa no alimentada de I.dammini. Este es el estadío queusualmente transmite la enfermedad deLyme a los seres humanos.

Figura 8.16. Ninfa no alimentada de I.dammini; vista ventral para mostrar laranura pre-anal.

Figura 8.17. Larva de I. dammini re c i é nsalida y la cáscara de su huevo. La ranurap re-anal no se puede ver en esta vista dorsalde la larv a .




Descripción. Gato doméstico entero, de pelocorto, de cuatro años.

Historia. Los dueños notaron una inflamación

debajo de la mandíbula derecha del gato.

Exámen físico. El gato parece responder total-

mente a la manipulación.No hay signos de do-

lor en el lugar de la inflamación. La inflamación

parece firme y tiene un poco más de 1 cm de

diámetro. Un minucioso exámen de la lesión re-

vela un pequeño orificio en la piel cercano al

centro de la lesión.

Diagnóstico presuntivo. Posible cuerpo extraño

o miasis.

CASO 26

Plan diagnósticoEscisión

Diagnóstico: Especie Cuterebra

Este caso ocurrió en el norte de Arizona y casos simi-lares ocurren en gran parte de toda Norteamérica. Enel noreste de los Estado Unidos, las infecciones esta-cionarias ocurren principalmente entre Agosto y Sep-tiembre. Las lesiones se pueden presentar como eneste caso o como una enfermedad sistémica más grave. Parece haber tres formas principales de presenta-ción: una tos transitoria posiblemente relacionadacon la migración de las larvas a través de los pulmo-nes, el desarrollo de la larva madura en un mosquitoen la piel o la desgraciada migración de la larva al sis-tema nervioso, por ejemplo el cerebro o la médula es-pinal. Ocasionalmente, se han sacado larvas de la cavi-dad nasal o de la órbita del ojo.

ResultadoDespués de aplicar anestesia local, se hace una pe-

queña incisión en el lugar del orificio sobre la piel. En

este momento, se observó que había un organismo vi-

vo ubicado ahí adentro.El organismo era muy proba-

blemente una larva de una especie de Cuterebra. Con

cuidado se sacó la larva del tejido. Por el gran tama-

ño y las grandes espinas negras se identificó a la larva

como Cuterebra.Se lavó la herida pero no se indicó

ningún otro tratamiento.

Figura 8.19. Larva extraída del género Cuterebra. Lal a rva se identifica por su gran tamaño, las hileras deespinas negras y, si se le examina con cuidado ele x t remo posterior, por los característicos espiráculos

(no se pueden ver en esta ilustración con estam a g n i f i c a c i ó n ) .

Figura 8.18. Lesión en la quijada de un gato de la cual

se extrajo una larva de Cutere b r a . .



Parte III



-A-Amastigota, estadíos: Estadío en el ciclo de vida de

muchos protozoos tripanosomas que están formados

por una célula redondeada u oval con un núcleo,el ci-

netoplasto, y un cuerpo basal pero que no tienen un

flagelo que fluya libre.

Antígenos, pruebas de: Pruebas diagnósticas que de-

tectan los antígeno de ciertos parásitos cuando están

presentes en una muestra de materia fecal o sangre.

Actualmente se cuenta con inmunoensayos de fase

sólida y ensayos inmunoabsorbentes vinculados a en-

zimas (ELISA) para Cryptosporidium y Giardia que se

utilizan en muestras de materia fecal. En el caso de

muestras de sangre, se cuenta con kits para pruebas

de antígenos para Dirofilaria immitis con el objetivo

de determinar si un perro tiene infección por Dirofila-

ria immitis.

Aspirados de médula ósea: Pequeños volúmenes de

médula ósea extraídos de la pelvis o el esternón con

anestesia general o local que se examinan con un mi-

croscopio para identificar las anormalidades en las cé-

lulas sanguíneas en desarrollo.

Axoestilo: Estructura elongada con forma de tubo o varilla de soporte que pasa a través del eje longitudi-

nal de algunos protozoos flagelados,como por ejem-

plo las tricomonas. Puede ser simple o múltiple, fila-

mentoso o rígido y con frecuencia proyecta el extre-

mo posterior hacia afuera.

-B-Baermann, aparato de: Este método se usa para diag-

nosticar infecciones causadas por nematodos en las

cuales aparecen larvas,en lugar de huevos,en las he-ces. El dispositivo consta de un embudo unido a un

trozo de tubo de goma con un clamp; la materia fecal

se coloca sobre una gasa o colador de té y se la sus-

pende en el agua dentro del embudo.Las larvas salen

de las heces y se asientan en el fondo del tubo,donde

se pueden juntar colocando una gota de la punta so-

bre un portaobjetos o centrifugando el contenido en

un tubo de centrífuga.

Bradizoitos: Pequeñas formas de Toxoplasma gondii si-

milares a una coma que se encuentran en grupos en-

cerrados en un pseudoquiste. Los bradizoitos, a dife-

rencia de los taquizoitos, tienen tendencia a ser resis-tentes a la digestión de pepsinas y a contener glucó-

geno almacenado.

-C-Copépodos: Pequeños artrópodos crustáceos acuáti-

cos que sirven como huésped intermedio para los pa-

rásitos de Diphyllobothrium, Dracunculus,y otros pa-

rásitos.

Cultivo de materia fecal: Método diagnóstico para la

detección de protozoos en el cual se inocula el medio

de cultivo con hisopados fecales. Existe un kit comer-

cial para realizar la prueba y detectar tricomonas utili-

zando sobres con medio de cultivo para cultivar trico-

monas a temperatura ambiente.

-D-Diff-Quik, tinciones: Tinciones de tipo Giemsa con

una metodología simplificada que permite una prepa-

ración más rápida de un producto terminado para su

exámen.

-E-Ensayo inmunoabsorbente vinculado a enzimas (ELI-

SA): Inmunoensayo que se realiza utilizando un anti-

cuerpo rotulado con un marcador de enzimas para

diagnosticar parasitosis. Según cómo esté configurado

el test, el ensayo se puede utilizar para detectar antí-

genos o anticuerpos,circulantes, a parásitos específi-

cos en la sangre de un animal. En parasitología veteri-

naria, se cuenta con kits comerciales para el ensayo

ELISA para el diagnóstico de Cryptosporidium y Giar-

dia en materia fecal. En los laboratorios comerciales

se utilizan ensayos ELISA para la detección de anti-

cuerpos y para evaluar si los animales han estado ex-

puestos a Leishmania,Toxoplasma, u otras Dirofilariaimmitis y también muchos otros parásitos.

Esporoblasto: Esporoquiste inmaduro de un parásito

coccidio.

Esporoquiste: Estadío en el ciclo de vida de diversos

trematodos que se desarrolla a partir de un huevo. Por

desgracia, el mismo término se utiliza para describir

las etapas de diagnóstico de la especie Sarcocystis

que se eliminan con las heces de los carnívoros y que

representan los estadíos producidos dentro del ovo-

quiste de un protozoo apicomplejo.

Esporozoito: Estadío en el ciclo de vida de algunos

protozoos apicomplejos (por ejemplo, Plasmodium)


Glosario de Términos



que resulta de las divisiones por reducción que ocu-

rren dentro del ovoquiste y que constituye el estadío

infeccioso que se produce por la fusión de gametos.

-F-Filariforme, esófago: Forma de esófago que se en-

cuentra en los nematodos que no está dividida en tres

secciones distinguibles. Este tipo de esófago presente

en las larvas metastrongiloides lleva este nombre por

el tipo de esófago que se encuentra en los nematodos

filaroides. (Comparar con Rabditiforme, esófago).

Flagelos: Apéndices con forma de látigo de los proto-

zoos utilizados para motilidad en la superficie. Los

zoólogos con frecuencia llaman a la estructura de las

células de protozoo "ondulipodium" para diferenciarlade los flagelos de las células de las bacterias que son

estructuras morfológicamentes bastante diferentes.

Flotación estacionaria, métodos de: Método de diag-

nóstico en el cual los huevos y quistes de parásitos se

hacen flotar a la superficie de un medio líquido y lue-

go se examinan con un microscopio. La solución debe

tener una densidad boyante superior a la de los hue-

vos pero inferior a la de otros materiales que puedan

estar presentes en las heces para que ocurra la separa-

ción (es ideal una gravedad específica de 1,2).Entre

los reactivos comunes que se utilizan están la sal demesa (salmuera), el sulfato de zinc, el sulfato de mag-

nesio y el nitrato de sodio. El proceso se puede reali-

zar utilizando materiales que se tengan en la clínica o

el laboratorio o adquiriendo un kit comercial.

Flotación, métodos de: Cualquiera de varios procedi-

mientos utilizados para concentrar los huevos de pa-

rásitos para una detección más confiable que el

exámen directo de las muestras de materia fecal.Se

utiliza un líquido con una gravedad específica lo sufi-

cientemente alta (~1,180 o superior) para hacer que

los huevos floten a la superficie.Ver también Flota-

ción con sulfato de zinc,Flotación estacionaria y Flo-tación centrífuga de azúcar.

Flotación centrífuga de azúcar: Método de diagnósti-

co comúnmente utilizado para detectar huevos y quis-

tes de parásitos en una muestra de materia fecal. Se

suspende la muestra de materia fecal en agua, la mez-

cla acuosa se pasa por un tamiz de fieltro y se centrí-

fuga. Luego, el pellet se vuelve a suspender en una

solución de azúcar con una gravedad específica de

aproximadamente 1,3. Se coloca un cubreobjetos so-

bre el tubo de la centrífuga y se vuelve a centrifugar.

Finalmente, se retira el cubreobjetos y se lo coloca en

un portaobjetos para microscopio para examinarlo.

Flotación con nitrato de sodio: Método diagnóstico

para visualizar los huevos de parásitos en una muestra

de materia fecal.Es la misma técnica que para la flota-

ción con sulfato de zinc,pero se utiliza nitrato de so-

dio en lugar de usar sulfato de zinc.Ver Flotación con

sulfato de zinc.

Flotación con sulfato de magnesio: Método diagnósti-

co para visualizar los huevos de parásitos en una

muestra de materia fecal.Es la misma técnica que pa-

ra la flotación con sulfato de zinc, pero se utiliza sulfa-

to de magnesio (sales de Epsom),una alternativa muy

económica,en lugar de usar sulfato de zinc.Ver Flota-

ción con sulfato de zinc.

Flotación con sulfato de zinc: Método diagnóstico rá-

pido y relativamente sencillo para visualizar los hue-

vos y quistes de parásitos en una muestra de materia

fecal. Se suspende la muestra en agua,se la filtra a tra-

vés de una gasa, se la centrifuga, se la vuelve a suspen-der en solución de sulfato de zinc y se la vuelve a

centrifugar. Se utiliza un loop de alambre para tomar

la capa de la superficie que se coloca en un portaob-

jetos y se examina con un microscopio para detectar

huevos o quistes de protozoos.

Frotis de materia fecal: Técnica de diagnóstico básica

en la cual una pequeña cantidad de heces se despa-

rrama suavemente en una gota de solución salina so-

bre un portaobjetos para microscopio.

Frotis de piel: Técnica de diagnóstico básica en lacual se desparraman las células de la piel en un por-

taobjeto para microscopio para ser examinadas. La tin-

ción con Giemsa u otras tinciones hematológicas pue-

den mejorar la visualización de los parásitos,como

por ejemplo los estadíos amastigotas de los tripanoso-

mas y Leishmania.

Frotis de sangre: Se coloca una pequeña muestra de

sangre en un portaobjetos para estudiarla con un mi-

croscopio. Por lo general, se seca la sangre en el por-

taobjetos y luego se la fija y tiñe utilizando varios mé-

todos diferentes. En un frotis de sangre "delgado", el

objetivo es dispersar la sangre con el borde de otroportaobjetos de modo tal que el frotis tenga sólo una

célula de espesor.

Frotis directo de materia fecal: Técnica de diagnóstico

básica en la cual una pequeña cantidad de heces se

desparrama suavemente en una gota de solución sali-

na sobre un portaobjetos para microscopio.

-G-

Giemsa, tinción: Compuesto de azul de metileno-eosi-na y azul de metileno utilizado para la tinción diferen-

cial de los frotis de sangre.




-H-Hemograma: Registro escrito o gráfico de los recuen-

tos de células sanguíneas.

Hidrómetro: Instrumento utilizado para determinar la

gravedad específica de un líquido.

-K-Knott, técnica de: Técnica de diagnóstico para análisis

de sangre a fin de detectar microfilarias en base al he-

cho de que las soluciones hipo-osmóticas causarán la

lisis de los glóbulos rojos sin afectar a las microfila-

rias. Por lo general se utiliza formol al 2% para lisar los

glóbulos rojos y fijar las microfilarias para su posterior exámen.Luego se centrifuga la muestra y se puede

agregar tinción con azul de metileno para hacer que

las microfilarias sean más fáciles de visualizar.

-M-Membrana, técnicas de: Técnica de diagnóstico para

examinar muestras de sangre para la detección de mi-

crofilarias. Se lisan las células sanguíneas como en la

técnica de Knott, pero en lugar de usar centrifuga-ción, la sangre lisada se hace pasar por un filtro de

membrana.Luego se coloca el filtro en un portaobje-

tos y se lo examina con un microscopio.

Merozoitos: Estadío en el ciclo de vida de algunos

Protozoos (por ejemplo,Plasmodium) que se desarro-

llan a partir de un esporozoito.

Microfilarias: Estadío previo a la larva de los parásitos

nematodos (Filarioideas) que se encuentran en la san-

gre y los tejidos.

Miracidio: Larva ciliada de primer estadío de un tre-matodo. Estadío que sale de los huevos.

Montaje húmedo: Técnica de diagnóstico básica en la

cual se coloca una gota de sangre en un portaobjetos

y se la examina con un microscopio.El montaje hú-

medo es un medio rápido para diagnosticar infeccio-

nes por tripanosomas o nematodos filarioides si hay

estadíos suficientes circulando en la sangre en el mo-

mento de realizar el exámen.

Muestras fijadas: Muestras tratadas con un conservan-

te, como por ejemplo formol, para su conservación.

-O-Ovoquiste: Estadío en el ciclo de vida de un protozoo

apicomplejo caracterizado por un zigota encapsulado

que representa la fusión de un macrogameto y un mi-crogameto.

Opérculo: Estructura con forma de tapa o cubierta.

-P-Proglotis: Segmento del cuerpo de una tenia.

-R-Rabditiforme, esófago: Forma de esófago que se en-

cu e n t ra en los nematodos en los cuales hay tres porc i o-

nes bien distinguidas, una porción anterior mu s c u l a r,

una porción media más delgada y un bulbo cerca de la

unión con el intestino. Esta fo rma lleva el nombre de

los nematodos rabditoides de vida libre ya que todos

éstos por lo ge n e ral poseen este tipo de esófago .

Raspaje de piel: Se realiza un raspaje de piel para ob-

tener una muestra para la detección de parásitos ex-

ternos como por ejemplo las garrapatas de las espe-

cies Sarcoptes scabei, Notoedres cati y Demodex.Se

obtiene la muestra utilizando un bisturí y una peque-

ña cantidad de aceite mineral y luego se examina el

material con un microscopio. El material ceroso de

los oídos se puede examinar de la misma forma para

detectar garrapatas de los oídos.

Romanovsky, tinción: Tinción con azul de metileno-

eosina utilizada para frotis de sangre.

-S-Sedimentación con ácido / acetato etílico, : Método

diagnóstico en el cual se prepara una mezcla aguada a

partir de heces frescas, se centrífuga y se suspende en

una solución ácida (por lo general HCl diluído).Se

agrega acetato etílico y, después de volver a centrifu-

gar, se examina el sedimento final con un microscopio

para detectar parásitos.Ver también Sedimentación,

ensayos de.

Sedimentación con formol / acetato etílico: Este mé-

todo es similar a la sedimentación con ácido / acetato

etílico, pero sustituye la solución de ácido por el for-

mol.Ver también Sedimentación con ácido / acetatoetílico y Sedimentación,ensayos de.




Sedimentación, ensayos de: Método de diagnóstico

para detectar huevos de parásitos en una muestra de

materia fecal. Los ensayos de sedimentación se utili-

zan muy poco en medicina veterinaria;se prefieren

los métodos de flotación porque detectan en forma

efectiva los parásitos más comunes en los perros y ga-tos y porque los ensayos de sedimentación requieren

el exámen de una mayor cantidad de materia fecal.En

los ensayos de sedimentación con ácido / acetato etíli-

co y formol / acetato etílico se prepara una mezcla

acuosa que luego se pasa por un tamiz,se centrífuga,

decanta y mezcla con el ácido o la solución de for-

mol. Se agrega acetato etílico al tubo que se vuelve a

centrifugar y se examina el sedimento con un micros-

copio.

-T-Tripoamastigota, estadíos: Estadío en el ciclo de vida

de ciertos protozoos tripanosomatoides caracterizado

por un cuerpo esbelto y elongado con un cinetoplas-

to, membrana ondulante en toda la longitud del cuer-

po, y un flagelo que emerge del lateral del cuerpo.

Trofozoitos: Estadío de alimentación móvil y activo de

un protozoo.

-V-Vermiforme: Que se parece a un gusano tanto por la

forma como por el movimiento.




Ash LR, Orihel TC. Parasites: A Guide to Laboratory

Procedures and Identification. Chicago:ASCP Press,

1987; 328 páginas. Es un excelente libro de métodos, sin embargo, contempla principalmente a los

parásitos de los seres humanos.

Ash LR, Orihel TC. Atlas of Human Parasitology, 4th

ed. Chicago:ASCP Press, 1997; 410 páginas. Atlas de

parasitología humana con hermosas ilustraciones,

proporciona también una introducción a cada

parásito y a los métodos de diagnóstico.

Bowman DD.Georgis’ Parasitology for

Veterinarians, 8th ed. Philadelphia:WB Saunders,

2002; 408 páginas. Texto general sobre parasitología

veterinaria que abarca los parásitos tanto de

animales grandes como pequeños.

Hendrix CM. Diagnostic Veterinary Parasitology,

2nd ed. St. Louis: Mosby, 1998; 321 páginas. Este libro

presenta una excelente y concisa descripción de los

métodos de diagnóstico para los parásitos de los

animales.

Foreyt WJ. Veterinary Parasitology, Reference

Manual, 5th ed.Ames, IA: Iowa State University Press,

2001; 244 páginas. Excelente guía de parasitología y

diagnóstico veterinario; contiene información

importante sobre parásitos exóticos.

Garcia,LS.Diagnostic Medical Parasitology, 4th ed.

Washington, DC:ASM Press,2001; 1092 páginas.

Excelente y detallada fuente bibliográfica sobre

parásitos y métodos de laboratorio para

laboratorios de parasitología en seres humanos.

Sloss MW, Kemp RL, Zajac AM. Veterinary Clinical

Parasitology, 6th ed.Ames, IA: Iowa State University

Press, 1994; 208 páginas. Ningún parasitólogo o

médico veterinario puede trabajar sin este práctico

manual.Pronto se publicará una edición aún

mejor con nuevos colores.


Bibliografía sugerida



Capítulo 1:Figura 1.1. Los materiales necesarios para realizar

un frotis directo son: cubreobjetos de22 x 22 mm (o de 18 x18 mm), unportaobjetos para microscopio,un aplicador, heces y solución salina.Siempre es mejor hacer la preparacióncon solución salina en lugar de agua,de modo que los trofozoitos vivospermanecerán viables y móviles.

Figura 1.2. Al preparar el frotis directo,es importante colocar una pequeña

cantidad de solución salina en elportaobjetos y luego agregar unapequeña cantidad de heces, más omenos del tamaño del extremo del apli-cador, aproximadamente 2 mm2. Luegose mezclan las heces con la soluciónsalina y se las desparrama hasta formar una mezcla relativamente clara (A).Sihay sólidos presentes, especialmentecomún cuando se administra a los anima-les, alimento seco, se pueden apartar concuidado los sólidos a un costado de lagota con el borde del cubreobjetos antes

de bajar el cubreobjetos sobre lapreparación (B).

Figura 1.3. Ya sea que se use sulfato de zinc o demagnesio,o nitrato de sodio, siempre esmejor verificar la gravedad específicacon un hidrómetro. El nitrato de sodio sepuede adquirir seco en una cantidadpre-medida para flotacionesestacionarias. El sulfato de zinc se pue-de a d q u i rir líquido con una gravedade s p e c í fica de 1,18. El sulfato de magnesioprobablemente sea la solución para

flotación más económica,pero algunassales de Epsom (si bien están graduadaspara alimentos y aprobadas para usar como laxante) pueden estar levementedescoloridas o pueden contener algunossólidos cuando están presente ensoluciones de gravedad específica 1,2; laelección de otra marca con frecuenciaresolverá estos problemas. (A)Este hidrómetro tiene una escala de1,000 (gravedad específica del agua) a1,220. (B) En esta imagen, el menisco see n c u e n t ra en 1,200, e n t re los números 80

(1,180) y 20 (1,220). Este hidrómetrosería inapropiado para verificar una solu-

ción azucarada pesada.

Figura 1.4. Al tomar la muestra de la parte superior

del tubo de la centrífuga, se lo debeempujar con cuidado hacia abajo en

forma recta a través de la parte superior

del líquido y luego se debe tirar en fo rm a

recta hacia arriba. En ocasiones,el

material que se encuentra en la parte

superior del tubo puede ser tan espeso

que se parece más a un barro que a un

menisco.En estos casos, parte del

material se puede trasladar del lateral del

loop al portaobjetos.

Figura 1.5. Cuando se traslada el loop al

portaobjetos del microscopio, se lo pue

de examinar como la simple y pequeña

porción tomada con el loop o debajo de

un cubreobjetos.La observación de una

o dos porciones tomadas con el loop

tiene la ventaja de que la muestra no se

desparrama debajo de una superficie

más grande como ocurre con el

cubreobjetos. La desventaja de

examinar la porción tomada con el loop

es que se puede secar si el examinador

tarda demasiado durante la observación.

Figura 1.6. El loop utilizado para tomar una muestra

de la parte superior de un tubo es más

fino que el loop típico que se utiliza en

microbiología y tiene un diámetro un

poco más grande. Es importante que el

loop sea de alambre resistente a la llama,

de lo contrario se derretirá.

La colocación del loop sobre la llama

parece ayudarlo a tomar la muestra del

menisco del tubo de la centrífuga.

En ocasiones,el loop acumulará una

costra de material seco producto de los

restos de heces y la colocación sobre lallama que se puede quebrar con cuidado

y sacar del alambre con el extremo de

un aplicador.

Figura 1.7. El Fecalyzer es un dispositivo de

flotación estacionaria que ha sido

desarrollado para la toma y el

procesamiento de muestras de materia

fecal.La parte interna se puede usar para

tomar una porción de las heces del tamaño

apropiado mediante la inserción del

extremo en las heces. Luego se puede

colocar la muestra en el recipiente

exterior y se la lleva a la clínica.

En el momento de examinar la muestra,


Índice de Figuras



se puede agregar medio de flotación y

mezclar la muestra girando el accesorio

de inserción dentro del soporte. Luego

se llena el accesorio de inserción con

solución de flotación de modo tal que se

forme un menisco positivo. Un tamizcolocado en el accesorio de inserción

evita que las grandes partículas floten en

la superficie. Luego se coloca un

cubreobjetos de 22 x 22 mm en la parte

superior del tubo y se lo deja reposar de

5 a 10 minutos. Por último,se retira el

cubreobjetos y se coloca en un

portaobjetos para microscopio para

determinar qué parásitos han flotado a la

superficie.

Figura 1.8. El Ovassay es un dispositivo para

recolección y procesamiento de materia

fecal que se utiliza para realizar unaflotación de materia fecal estacionaria.El

dispositivo interno se puede usar para

tomar una mu e s t ra del tamaño apro p i a d o

clavándolo en las heces. Luego,

el accesorio de inserción se puede

colocar en el soporte y llevar a la clínica.

En el momento de procesar la muestra,

se puede agregar medio de flotación al

tubo y mezclar las heces girando el

accesorio de inserción dentro del

soporte.

A continuación,se llena el accesorio deinserción con medio de flotación de

modo tal que se forme un menisco

positivo. Se coloca un cubreobjetos de

22 x 22 mm sobre el menisco y se lo deja

reposar de 5 a 10 minutos. Por último,se

re t i ra el cubreobjetos y se lo traslada a un

portaobjetos para microscopio para

identificar aquellos parásitos que han

flotado a la superficie.

Figura 1.9. Cuando se prepara el azúcar para la

flotación, por lo general se necesitan

aproximadamente 900 gr. cada 700 ml.de agua ( aproximadamente 1300 gr./l).

Será necesario agregar el azúcar lenta-

mente y disolverla revolviendo. Con fre-

cuencia se puede entibiar el agua para

ayudar en la disolución del azúcar, pero

se la debe enfriar antes de verificar la

gravedad específica con un hidrómetro.

A algunos les resulta muy útil preparar la

solución de azúcar en un hervidor doble

igual que cuando se hace caramelo. Es

cuando el producto se ha enfriado

agregar una pequeña cantidad de formol

(10 ml/l) para evitar que el moho crezcaen el medio.

Figura 1.10. Mezclar las heces en un vaso pequeño y

luego volcarlas sobre una gasa para

eliminar los sólidos antes de revolver y

mezclar con el azúcar. Algunos técnicos

pasan por alto la etapa de tamizado,pero

si esto se hace, los sólidos en la muestra

final pueden hacer que resulte muy difícil de examinar bajo el microscopio.

Figura 1.11. Una vez que se decantó el agua del

sedimento tamizado y centrifugado, se

debe agregar solución de azúcar

(aproximadamente 3 a 4 ml.) y el

sedimento debe quedar suspendido en la

solución de azúcar. Es importante que se

mezcle bien la muestra y esto resulta

más fácil si se usan dos aplicadores. Se

puede usar un mezclador Vortex si los

aplicadores están insertados en las

muestras,pero se puede generar grancantidad de burbujas de aire si no se

tiene cuidado.

Figura 1.12. Una vez que la centrífuga se detiene por

completo, se puede levantar el

cubreobjetos directamente de la parte

superior del tubo.

Figura 1.13. El cubreobjetos se debe colocar con

cuidado sobre un portaobjetos para

capturar la menor cantidad de burbujas

de aire que sea posible.

Figura 1.14. Cuando el acetato etílico se mezcla con

el agua fecal,el formol o la mezcla de

ácidos y luego se centrifuga, se formará

una capa entre el solvente orgánico y la

fase acuosa.Es necesario desalojar esta

obstrucción con un aplicador antes de

decantar el tubo.Se debe tener cuidado

al desalojar el material de las paredes del

tubo de modo tal que no vuelva a caer

en el pellet cuando decante.Si el pellet

está en alcohol ácido,probablemente sea

deseable volver a suspenderlo en aguaantes de colocarlo en un portaobjetos;

de lo contrario, tiende a no formar un

lodo sino que se desparrama

rápidamente a los bordes del

portaobjetos y se sale.

Figura 1.15. Este dispositivo consta de un embudo

unido a un tubo de goma por medio de

un clamp.La materia fecal se coloca

sobre un trozo de gasa o un colador de

té y se la suspende sobre agua en el

embudo. Las larvas salen de las heces y

pasan al agua. Con el tiempo, las larvasse asentarán en el fondo del tubo y se las

podrá recolectar ya sea colocando un




gotero en la punta que gotee a un

portaobjetos o centrifugando el

contenido en un tubo de centrífuga y

examinando el sedimento.

Figura 1.16. Este es un ejemplo de un inmunoensayo

de fase sólida diseñado para usar conuna sola muestra (ProSpecT® Giar-

dia/Cryptosporidium Formato Rápido).

La prueba es similar a las desarrolladas

para detectar diversos antígenos y anti-

cuerpos en muestras de sangre o suero.

Las heces diluídas se aplican a la

membrana y, luego, después de una

serie de pasos, ocurrirá un cambio

colorimétrico en la membrana con

manchas que se oscurecerán si el

antígeno está presente en las heces.

Dichas pruebas han sido desarrolladaspara detectar los antígenos de Giardia y

Cryptosporidium.

La foto es gentileza de REMEL Inc.

Figura 1.17. Este es un ensayo ELISA que se ha usado

de rutina para detectar antígenos de

Cryptosporidium en materia fecal

(ProSpecT® Cryptosporidium Ensayo de

Microplacas;hay un ensayo similar para

Giardia).El costo de las placas hace que

la prueba sea muy cara, por lo tanto sólo

se utiliza de rutina en laboratorios de

diagnóstico centralizados. Por lo general

la muestra se analiza con una muestra decontrol positiva y negativa.

Los resultados se pueden leer

visualmente o mediante el uso de un

lector de ELISA. En la prueba mostrada

(A), las cubetas positivas se ponen de

color amarillo al finalizar la prueba y las

negativas quedan transparentes.

La intensidad del color se puede utilizar

como una aproximación para la

intensidad de la infección.Las fotos son

gentileza de REMEL Inc.

Figura 1.18. Hasta hace poco tiempo, no existían métodos que se aplicaran de rutina al

cultivo de organismos en un consultorio

veterinario. El desarrollo y la aplicación

del ensayo en sobres para detectar

infecciones por tricomonas en los gatos

parece ser un método que se puede usar

con mayor frecuencia.Este método se

desarrolló originalmente para el cultivo

de tricomonas de transmisión sexual del

tracto urogenital de ganado vacuno y de

seres humanos,sin embargo el kit para

ganado vacuno parece funcionar para el

cultivo de las tricomonas presentes enlas heces de los gatos. La foto es ge n t i l e z a

de BioMed Diagnostics, Inc.

Capítulo 2:Figura 2.1 La sedimentación centrífuga simple

seguida del exámen del sedimento des-

pués de la decantación,por lo general,proporcionará la mejor posibilidad de

éxito en la recuperación e identificación

de parásitos.

Capítulo 3:Figura 3.1. La colocación de una pequeña gota de

sangre sobre un portaobjetos es un mé

todo excelente para encontrar

microfilarias si están presentes,

cualquiera sea la cantidad. No hay nadamás reconfortante que preparar los

portaobjetos y ver microfilarias

reptantes.También es una forma bastante

buena de distinguir las microfilarias de

Dirofilaria immitis (que se muestran en

la figura) de las de Dipetalonema

reconditum;éstas últimas son capaces de

impulsarse con facilidad en la sangre

mientras que las microfilarias de

Dirofilaria immitis tienden sólo a

m ove rs e . Un hallazgo aún más intere s a n t e

es encontrar algo como un tripanosoma

en una de estas preparaciones.

Figura 3.2. Se transfiere 1 ml. de sangre, ya sea

fresca, tratada con ácido edético (EDTA)

o con heparina,a 10 ml de formol al 2%,

lo cual hace que se lisen los glóbulos ro j o s .

Figura 3.3. Una vez que se ha dejado reposar la

muestra durante 5 a 10 minutos para

permitir que los glóbulos rojos se lisen y

para darle tiempo a las microfilarias para

que el formol las fije, se centrifuga el

tubo para recolectar los glóbulosblancos y las microfilarias en el pellet.

Con frecuencia se agrega una pequeña

cantidad de tinción de metileno al pellet

para ayudar en la visualización de las

microfilarias.

Figura 3.4. El pellet se puede examinar sin tinción y

las microfilarias se pueden identificar

como estructuras delgadas similares a un

cabello con colas en punta. De hecho, se

puede realizar el análisis sin usar formol

y las microfilarias aún estarán reptando

si la pre p a ración se examina rápidamenteuna vez que se ha formado el pellet.

Originalmente,esta prueba se desarrolló




para mirar las muestras transcurridos

varios días y hasta semanas después de

haber sido tomadas en el campo y la

tinción se agregaba de modo tal que los

diversos tipos de microfilarias que se

presentan comúnmente en los seres hu-manos pudieran ser distinguidos.

Figura 3.5. Con la tinción de azul de metileno

agre g a d a , los nu m e rosos núcleos dentro

de las microfilarias fijadas están teñidos

de azul haciendo que sea más fácil

identificar las microfilarias. Se debe tener

cuidado de no agregar demasiada

tinción, de lo contrario la muestra será

demasiado oscura para examinarla con

facilidad.

Capítulo 4:Figura 4.1. Los materiales necesarios para realizar

un raspaje de piel son aceite mineral,

fórceps,bisturí, portaobjetos para

microscopio y cubreobjetos.

Figura 4.2. Al realizar el raspaje de piel, puede ser

necesario raspar hasta que salga un poco

de sangre del lugar donde se realiza el

raspaje. Esto ocurre especialmentecuando se trata de Sarcoptes scabei,

parásito que vive a mayor profundidad.

La hoja del bisturí se sumerge en el

aceite mineral y luego se lo usa para

raspar la piel. Algunas de las costras

pueden ser bastante duras y esto puede

requerir que se las separe con los

fórceps antes de aplicar el cubreobjetos

al portaobjetos con el material.

Capítulo 5:Figura 5.1. El huevo de Toxocara canis es un buen

huevo para usar como referencia para

recordar por su tamaño; es apenas más

grande que la longitud del eje

longitudinal del Ancylostoma caninum y

tiene un diámetro que es casi igual a la

longitud del eje longitudinal de los

huevos de Trichuris vulpis y Uncinaria

stenocephala.Debajo de un objetivo de

10X que tiene la mayoría de los

microscopios que se usan para

diagnóstico, la distancia a través delcampo de visión es de aproximadamente

1,8 a 2 mm,o 1800 a 2000 µm.El huevo

de T. Canis tiene un diámetro

aproximado de 80 µm (el de T. Cati tiene

un diámetro levemente menor, alrededor

de 70 µm de diámetro), por lo tanto,

debajo de un objetivo de 10X, entrarán

entre 22 y 25 huevos de T. Canis en elcampo de visión. Debajo del objetivo de

40X, el campo de visión es de

aproximadamente 450 a 500 µm, por lo

tanto sólo alrededor de 6 de estos

huevos entrarán en una línea a lo largo

del campo de visión. El otro buen marco

de referencia son los quistes de Giardia

canis o G.cati. Estos quistes tienen una

longitud aproximada de 10 µm o

alrededor de un décimo del diámetro de

un huevo de T. canis. Por lo tanto, debajo

de un objetivo de 40X, se podrán ver 60

quistes de Giardia alineados a lo largodel campo de visión.

Figura 5.2. Huevo de Baylisascaris procyonis en

heces de perro.Este huevo es levemente

más pequeño que los huevos de

Toxocara canis y Toxascaris leonina,

tiene una cáscara marrón gruesa y por lo

general se elimina con una célula simple.

El exterior rugoso de la cáscara del

huevo no tiene un patrón como la

cáscara de los huevos de T. canis y es

rugoso y oscuro comparado con lacáscara del huevo de T. leonina.

Figura 5.3. Segmentos secos de Dipylidium caninum

que se parecen a pequeñas semillas

redondas de tamaño similar al de las

semillas de sésamo. (La muestra es

gentileza de la Dra. Jeanne Baines)

Figura 5.4. Uno de los segmentos secos que ha sido

re-hidratado para mostrar el aspecto

característico de D.Caninum.

Figura 5.5. Primer plano del segmento deD.Caninum para mostrar las esferas de

huevos contenidas dentro del segmento.

Figura 5.6. Se ha aplastado el segmento para liberar

las esferas de huevos (cinco) dentro del

área próxima al segmento.

Figura 5.7. Vista de una esfera de huevos simple

utilizando microscopía de contraste de

interferencia diferencial para mostrar el

aspecto de los organismos individuales

h exacantos dentro de las esfe ras de huevo s .

Figura 5.8. Dos embriones hexacantos individuales

de D.Caninum en los cuales se




evidencian los ganchos de las larvas.

Figura 5.9. El huevo de este cestodo, Spirometra

mansonoides, se parece al huevo de un

trematodo.En esta muestra,el opérculo

difícil de discernir se encuentra en elextremo más puntudo del huevo.

Algunas muestras parecerán ser más

alargadas o tendrán extremos más

similares en cuanto al tamaño.

Los huevos son similares en tamaño a los

de las especies Paragonimus y a veces

se deberán examinar varias muestras

antes de poder confi rmar un diag n ó s t i c o .

Figura 5.10. En el centro de esta imagen de una

flotación con azúcar de heces de gato

vista con objetivo de 40X, se puede ver

un solo ovoquiste de Toxoplasma gondiisin esporulaciones.En las muestras de

materia fecal que no son tan frescas, el

esporoblasto central puede haberse

dividido en dos esporoquistes separados.

Figura 5.11. Trofozoito de una tricomona visto bajo

microscopía diferencial de interferencia

que muestra la membrana ondulante,

axoestilo que se proyecta desde el

extremo posterior y una punta de los

flagelos dirigidos anteriormente. En las

preparaciones frescas, estos organismosse detectan con mayor facilidad por su

movimiento al nadar.

Figura 5.12. Quistes de Giardia canis recuperados en

una flotación centrífuga con sulfato de

zinc.

Figura 5.13. Los ovoquistes de Cryptosporidium

canis,C. Felis, C.Parvum y C. Hominis

son morfológicamente indistinguibles.

Puede verse que los ovoquistes en las

flotaciones de azúcar tienen una

coloración levemente rosada causadapor la aberración esférica presente en la

mayoría de las lentes de bajo costo que

se usan en los microscopios de

diagnóstico.Con la óptica de alta

corrección presente en la mayoría de los

microscopios que se usan para

investigación, esta coloración rosada

tiende a desaparecer.

Figura 5.14. Esta es una imagen de dos ovoquistes

obtenida con una lente de 100X de

inmersión de aceite y microscopía de

interferencia diferencial para mostrar losesporozoitos y el cuerpo residual

presente dentro de cada ovoquiste.

Figura 5.15. Larvas recuperadas del embudo

de Baermann.Estas larvas tienden a ser

altamente móviles y fáciles de recuperar

con el método de Baermann. Las larvas

están caracterizadas por su largo esófago

y el típico extremo de la cola en formade gancho.

Figura 5.16. Radiografía de los pulmones del gato

que muestra los infiltrados parchados

intersticiales que son característicos de

las infecciones muy fuertes con este

parásito.

Figura 5.17. Larva de Filaroides osleri (también

conocida como Oslerus osleri)

recuperada de una flotación centrífuga

con sulfato de zinc. Estas larvas no son

muy activas y por lo general no serecupera ninguna de los embudos de

Baermann.

Figura 5.18. Nódulo de F. Osleri extraído por

resección durante la visualización con

un tubo endotraqueal.

Figura 5.19. Corte histológico a través de un nódulo

cortado que muestra secciones a través

de la gran cantidad de helmintos

enroscados dentro del nódulo.

Figura 5.20. Esta es la larva de primer estadío,

rabditiforme de Strongyloides stercoralis.

Las características que cabe destacar son

el corto esófago que tiene tres porciones

distintivas,el espacio bucal alineado con

la cutícula y el primordio genital de

tamaño muy grande que se da entre el

intestino y la pared del cuerpo ventral

justo posterior al cuerpo medio.

Las larvas son bastante móviles y se las

puede recuperar con un embudo de

Baermann.

Figura 5.21 Macho adulto de Trichinella Spiralis

recuperado de las heces.El macho

también tiene un esófago esticosoma

que se puede ver que se extiende desde

la cabeza (hacia la izquierda) y vuelve

hacia la mitad del cuerpo. El macho no

tiene espículas como muchos

nemátodos pero, en cambio,tiene un par

de grandes estructuras similares a

papilas que le ayudan a agarrar a la

hembra durante la copulación (una de

estas se puede ver en el extremo

posterior hacia la derecha)

Figura 5.22. Hembra adulta de T. Spiralis recuperada




de las heces.Se puede notar que el

helminto contiene el típico esófago

esticosoma hacia el extremo anterior (a

la izquierda) y que tiene el cuerpo lleno

de pequeñas pre-larvas desde el nivel del

cuerpo medio hacia la cola (a la dere ch a ) .

Figura 5.23. Sección que atraviesa el músculo de un

gato y muestra una célula del músculo

infectada con larva de T. Spiralis de

primer estadío.

Figura 5.24. Huevo de Paragonimus kellicotti. Nótese

el opérculo y el bulto abvopercular o

estructura con forma de espina en el

extremo opuesto del huevo.

Figura 5.25. Radiografía (vista ventral) que muestra

múltiples infiltrados emparchados en ellóbulo inferior derecho, uno de los

cuales es cavitario.

Figura 5.26. Radiografía (vista lateral) que muestra

extenso infiltrado con una lesión de la

cavidad en el lóbulo inferior derecho. La

lesión de la cavidad probablemente con

tiene un par de trematodos adultos.

El infiltrado se debe probablemente a

una reacción a los huevos en el tejido.

Capítulo 6:Figura 6.1. Huevo del nemátodo Capillaria

pearsonema plica,que es uno de los

pocos huevos que se encuentran en la

orina de los perros.La especie que se

encuentra en los gatos por lo general se

considera que es Pearsonema feliscati.

Capítulo 7:Figura 7.1. Microfilaria de Dirofilaria immitis

teñida con Giemsa.

Figura 7.2. Lo más probable es que este cachorro de

Labrador Retriever se haya infectado en

el útero con Neospora caninum.Los

signos son evidencia de las contracturas

de las extremidades que ocurren cuando

se dañan los nervios en el perro en

crecimiento.Los vendajes en los pies

indican que se intentó proteger al perro

de las ab rasiones cuando intentaba caminar.

Figura 7.3. Corte a través del músculo que muestra

un quiste en una célula muscular.

Figura 7.4. Micrografía electrónica de los

organismos en una célula de Schwann

que muestra el daño causado a la vaina

de mielina.

Figura 7.5. La película de sangre con tinción de

Giemsa muestra tres tripomastigotas de

Trypanosoma cruzi,que, a diferencia de

los de tripanosomas africanos, tienden a

tener forma de "C" en lugar de forma de

"S" cuando se los ve en películas de

sangre.La tripomastigota de T. cruzi tiene

un cinetoplasto muy grande en el

extremo posterior que parece sobresalir

en el citoplasma y las formas divididas

no se observan dentro de la sangre.

Figura 7.6. La preparación con tinción de Giemsa

muestra los estadíos promastigota de T.

cruzi que se obtienen en cultivo.

Figura 7.7. Este corte histológico a través del tejido

muscular muestra dos nidos de

am a s t i gotas dentro de las fi b ras mu s c u l a re s .

Figura 7.8. Película de sangre con tinción de

Giemsa que muestra un glóbulo rojo con

un par de merozoitos de Babesia canis

con forma de lágrima en una célula.

Figura 7.9. Película de sangre teñida que muestra

varios glóbulos rojos parasitados por los

pequeños trofozoitos de Cytauxzoon

felis con forma anular.

Figura 7.10. Corte a través del tejido pulmonar del

gato. La imagen muestra un corte

longitudinal de un vaso sanguíneo que

tiene el lumen completamente obstruído

por los grandes macrófagos

hipertrofiados parasitados por C. felis.

Figura 7.11. Corte a través del tejido pulmonar del

gato. La imagen muestra un corte a

través de un vaso obstruído con los

mismos estadíos presentes en el corte

longitudinal en la Figura 7.10.

Capítulo 8:Figura 8.1. Corte histológico a través de una

muestra de biopsia de hígado que

presenta dos huevos de trematodoHeterobilharzia americana en el tejido

hepático.




Figura 8.2. Corte histológico a través de un vaso en

la muestra de biopsia del hígado que

exhibe un corte transversal a través de

un macho adulto enroscado alrededor de

un helminto hembra más delgado.Las

áreas más oscuras dentro del helmintoson el intestino.

Figura 8.3. Macho y hembra adultos de

H. americana (teñidos de rojo)

recuperados de una vena mesentérica.El

macho, más grande y con cuerpo más

grueso, retiene a la hembra más delgada

dentro de su canal ginofórico.

Figura 8.4. Huevo de H.americana recuperado con

el método de sedimentación fecal.

Obsérvese que el huevo contiene un

miracidio completamente desarrollado y que si se lo colocara en agua en lugar de

solución salina podría desovar.

Figura 8.5. Este macrófago en una preparación de

piel con tinción de Giemsa muestra un

macrófago lleno del estadío amastigota

de Leishmania mexicanum.

Morfológicamente, las formas

amastigotas no se pueden distinguir de

las otras especies de Leishmania y cuando

están en los macrófagos no se pueden

distinguir de las de Trypanosoma cruzi.

Figura 8.6. Hembra adulta de garrapata Sarcoptes

scabiei recuperada en un raspaje de piel.

Se notan bien las grandes espinas en el

cuerpo.

Figura 8.7. Macho adulto de garrapata Sarcoptes

scabiei recuperada en un raspaje de piel.

Figura 8.8. Huevos de Otodectes cynotis

recuperados del canal auditivo en la lim

pieza con hisopos. Dentro del cascarón

de los huevos,pueden verse lasgarrapatas en desarrollo.

Figura 8.9. Garrapata hembra adulta O. cynotis

recuperada con un hisopo para oídos.

Figura 8.10. Pata de un perro con una hembra de

Dracunculus insignis saliente.

Figura 8.11. Larva de D. insignis extraída del líquido

recuperado de alrededor del área donde

salía el gusano de los tejidos de la pata.

Figura 8.12. Hembra adulta de garrapata Ixodesdammini (Ixodes scapularis) que se ha

alimentado durante dos días.

Figura 8.13. Hembra adulta de garrapata Ixodes

dammini que se ha alimentado durante

cuatro días.

Figura 8.14. Hembra adulta de garrapata Ixodes

dammini que se ha alimentado duranteseis días.

Figura 8.15. Ninfa no alimentada de I. dammini. Este

es el estadío que usualmente transmite la

e n fe rmedad de Lyme a los seres humanos.

Figura 8.16. Ninfa no alimentada de I. dammini; vista

ventral para mostrar la ranura pre-anal.

Figura 8.17. Larva de I.dammini recién salida y la

cáscara de su huevo. La ranura pre-anal

no se puede ver en esta vista dorsal de la

larva.

Figura 8.18. Lesión en la quijada de un gato de la

cual se extrajo una larva de Cuterebra.

Figura 8.19. Larva extraída del género Cuterebra.La

larva se identifica por su gran tamaño,

las hileras de espinas negras y, si se le

examina con cuidado el extremo

posterior, por los característicos

espiráculos (no se pueden ver en esta

ilustración con esta magnificación)


parasitología - diagnósticos en perros y gatos

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parasitosis y

sangre y tejido para

sangre y cultivos

detectar los huevos

piel y aspirados