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Tesis Doctoral

Optimización del crecimiento y laOptimización del crecimiento y lasupervivencia de juveniles de lasupervivencia de juveniles de la

langosta de agua dulce Cheraxlangosta de agua dulce Cheraxquadricarinatus mediante elquadricarinatus mediante el

mejoramiento del hábitatmejoramiento del hábitat

Viau, Verónica Elizabeth

2010-05-28

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Cita tipo APA:

Viau, Verónica Elizabeth. (2010-05-28). Optimización del crecimiento y la supervivencia dejuveniles de la langosta de agua dulce Cherax quadricarinatus mediante el mejoramiento delhábitat. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires.

Cita tipo Chicago:

Viau, Verónica Elizabeth. "Optimización del crecimiento y la supervivencia de juveniles de lalangosta de agua dulce Cherax quadricarinatus mediante el mejoramiento del hábitat".Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires. 2010-05-28.

UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES

Facultad de Ciencias Exactas y Naturales

Departamento de Biodiversidad y Biología Experimental

OPTIMIZACION DEL CRECIMIENTO Y LA SUPERVIVENCIA

DE JUVENILES DE LA LANGOSTA DE AGUA DULCE

Cherax quadricarinatus MEDIANTE EL

MEJORAMIENTO DEL HABITAT

Tesis presentada para optar al título de Doctor de la Universidad de Buenos Aires

en el área de Ciencias Biológicas

Lic. Verónica Elizabeth Viau

Director de tesis: Dr. Enrique M. Rodríguez

Consejero de Estudios: Dr. Enrique M. Rodríguez Lugar de trabajo: Laboratorio de Fisiología Animal Comparada, Departamento de Biodiversidad y

Biología Experimental, FCEyN, UBA.

Buenos Aires, 2010

2

Optimización del crecimiento y la supervivencia de juveniles de la langosta de agua dulce Cherax quadricarinatus mediante el mejoramiento del hábitat

La langosta de agua dulce Cherax quadricarinatus (Crustacea, Decapoda, Parastacidae),

originaria de los ríos del norte de Australia, ofrece grandes ventajas para la cría comercial,

siendo cultivada en varios países del mundo. En Argentina se la cultiva desde hace algunas

décadas, si bien no posee un clima óptimo para su cría, por lo cual se hace necesario

desarrollar estrategias compensatorias que maximicen la producción en criadero. En el

cultivo de esta especie, los primeros estadios de vida son esenciales para conseguir un buen

rendimiento en la producción final, siendo las fases de hatchery (juveniles tempranos de

hasta 1 gramo de peso corporal) y de nursery (juveniles avanzados de pre-engorde, de 1 a 5

gramos de peso corporal) de extrema importancia ya que durante éstas se presentan

elevadas tasas de mortalidad, siendo entonces necesario optimizar las condiciones

específicas de cultivo. En el presente trabajo se evaluaron diferentes tipos de sustratos,

refugios y fuentes de alimentación en el cultivo de juveniles tempranos y avanzados, a fin

de optimizar el crecimiento y la supervivencia. A partir de los resultados obtenidos, se

recomienda complejizar el hábitat, es decir, utilizar un sustrato que otorgue sostén y

resguardo durante la ecdisis (como piedras o canto rodado) y un refugio vertical (diseño

tipo torre) que optimice la disponibilidad de lugares de amparo, aprovechando toda la

columna de agua del acuario de cultivo; esta metodología demostró mejorar

significativamente la supervivencia y el crecimiento de los juveniles tempranos, que

resultaron ser los más susceptibles durante el cultivo. Además, utilizando un refugio

vertical durante esta fase del desarrollo, se podría incrementar la densidad de siembra, sin

afectar el crecimiento y la sobrevida de los juveniles. Por otro lado, la Artemia sp. como

fuente de alimentación resultó favorable para el crecimiento y sobrevida de los juveniles

tempranos, pudiendo reemplazar al costoso alimento balanceado que se utiliza actualmente

en los criaderos. Asimismo, la incorporación al cultivo de biofilm adherido a un sustrato

artificial, resultó beneficiosa para ambos tipos de juveniles cuando se lo administró como

fuente complementaria de alimento, manteniendo la calidad del agua y resultando en un

incremento en la sobrevida de los animales. Los avances obtenidos en la presente Tesis

podrían ser transferidos al ámbito productivo, a fin de ofrecer soluciones concretas a

problemas reales que manifiestan los mismos productores. Palabras claves: Cherax quadricarinatus, crecimiento, sustrato, refugio, hábitat, biofilm.

Optimize the growth and survival of juveniles of the freshwater crayfish Cherax

quadricarinatus throughout improving the habitat and food source

The freshwater crayfish Cherax quadricarinatus (Crustacea, Decapoda, Parastacidae),

native form northern Australia, presents very good conditions for its commercial culture,

which in fact takes place in several countries. This species is cultured in Argentina since

some decades ago, even when the climate is marginal for its culturing; therefore, some

compensatory strategies leading to maximize its production in farms should be developed.

Successful development of the first juvenile instars is a critical step to achieve a high final

yield, being both the hatchery (early juveniles having up to 1 g of body weight) and the

nursery (advanced, pre-growing juveniles up to 5 g of body weight) the most important

phases where both survival and growth are concerned. In this study, different kind of

substrates, refuges and feed sources were assayed, both on early and advanced juveniles, in

order to optimize their survival and growing A complex habitat, i.e., a substrate offering

support and protection during molting (such as little stones), and also vertical refuges

(tower design) that optimize the shielding sites throughout the entire column water, have

shown to be the best options for improving both survival and growth of early juveniles, the

more susceptible instars during the culture. Besides, by using vertical refuges, an

increment of juvenile density is possible, without affecting growth or survival. Concerning

feeding, cultured Artemia sp. produced good results, showed to be a good replacement for

the expensive pellet food commonly used in farms. Incorporation of biofilm to culture

tanks, added to an artificial substrate, result in benefit for both early and advanced

juveniles when administering as a complementary feed source; it is especially relevant for

maintain water quality, resulting in a higher juvenile survival. Strategies developed by this

Thesis could be transferred to the productive sector, since they represent practical solutions

to real problems claimed by farmers.

Keywords: Cherax quadricarinatus, growth, substrate, refuge, habitat, biofilm.

4

AGRADECIMIENTOS

Al Conicet, por su sistema de becas internas doctorales de iniciación y

perfeccionamiento que me permitió realizar este trabajo de investigación durante los

últimos 5 años, dando culminación a una primera y esencial etapa de formación.

A la Universidad de Buenos Aires por su apoyo constante a la investigación y por

brindarme una vez más la oportunidad de pertenecer a esta gran Casa de Estudios. Y

particularmente agradezco a la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, por haber sido el

lugar en el que desarrollé mis actividades científico-académicas con plena libertad y

satisfacción, otorgándome todos los conocimientos que hoy me permiten nuevamente

alcanzar la meta.

Al MINCyT y a Capes por haberme brindado durante los últimos dos años la

oportunidad de trabajar en el exterior, adquiriendo nuevos conocimientos con el objetivo

de implementarlos en mi trabajo de Tesis. Y también agradezco a todos los colegas

carcinólogos brasileros por su entera predisposición ante todas mis inquietudes.

A mi director de Tesis, Enrique Rodríguez, por permitirme una vez más

incorporarme y trabajar en su laboratorio.

A todos los integrantes del laboratorio (a los viejos, a los nuevos y a los de siempre)

que me acompañaron en este camino: Dani, Anu, Ale, Naty, Lili, Laurita, Jime, Mati,

Carito, Naty, Anita, Fer, Lia, Juan, Marco, Vane, Natacha y Flor. A estos locos lindos que

me dieron su apoyo y cariño día a día. Quienes confiaron en mí y en los que pude confiar

sin especular. Quienes me ayudaron siempre que lo necesité contando con su

predisposición permanente. Quienes me alentaron en los momentos difíciles y me

extendieron una mano de auxilio. Gracias a todos ustedes por hacer que el trabajo diario

sea placentero. Hoy puedo asegurar que gané grandes amigos en este camino recorrido.

Muchas gracias langostólogos!!!

A Dani, quiero agradecerle particularmente por haber estado presente siempre que

necesité una mano. Por su optimismo, buena onda y por contagiarnos día a día tanta

alegría. Gracias Mede! (se habrá terminado la tortura…o continuará?)

5

A Juan, agradezco enormemente la mano que me dio en esta última etapa de mi

Tesis. Espero que este comienzo de sus frutos….vamos por más!

A Toli, por la gran ayuda que me dió con la determinación de los microorganismos.

A todos los docentes y compañeros de la facultad por su colaboración, aportando

ideas y conocimiento durante esta etapa, ayudando a mi formación científica. Y a todos

aquellos que conocí durante estos años (docencia, investigación, cursos, congresos), que de

una u otra forma me acompañaron brindándome apoyo logístico y hasta placenteras charlas

y mateadas en los pasillos del 4° piso.

A Marce, por haber llegado juntos hasta el final de esta gran etapa de aprendizaje y

formación. Por haberme brindado ayuda y apoyo, encontrando una solución a muchos

problemas que para mí resultaban imposibles. Esta tesis te la debo en gran parte a vos!

Agradezco también el haberme enseñado una visión realista, concreta y práctica de lo

cotidiano, ayudándome muchas veces a encontrar una respuesta y superar momentos de

incertidumbre, tanto académicos como personales. Gracias por siempre Gordo!

Finalmente, agradezco a mis Seres queridos quienes siempre me apuntalaron y me

guiaron en este maravilloso mundo del conocimiento. Quienes me apoyaron en todas mis

decisiones sin cuestionamiento alguno. Quienes me brindaron indiscutidamente sustento

bancando mis tiempos. A esos seres incondicionales, a Mis Viejos, les digo nuevamente

Gracias Eternas!!!

Agradezco también, a mis hermanos, Gabi y Ro, y a Lili, a Caro, a Fran y Ali, a

Marcelo y Bety, y mi adorable “Enano”, quienes me acompañaron en este trayecto

brindándome apoyo absoluto.

Y a un ser muy especial, quien me acompañó durante toda mi carrera, quien

indagaba con curiosidad mis apuntes y mis libros, queriendo saber todo y sorprendiéndose

con cuanta anécdota le contara. Quien siguió de cerca mi investigación que me otorgó el

título de Licenciada, llorando desconsoladamente aquel inolvidable día; y que si hoy

estuviera presente volvería a repetirse. Cuánta falta me hicieron tus dulces mates en esta

etapa! Porque sé que estás y me acompañas día a día, porque sos una guía en mi vida.

Gracias Abu por haberme enseñado a ser “buena gente” y valorar lo cotidiano. Esta Tesis

también es para vos…

6

- ÍNDICE -

RESUMEN............................................................................................................................2

ABSTRACT ..........................................................................................................................3

AGRADECIMIENTOS .......................................................................................................4

INTRODUCCIÓN GENERAL .........................................................................................11

Breve introducción a la acuicultura...............................................................................12

Biología de Cherax quadricarinatus y su cultivo.........................................................16

Biología general.................................................................................................18

Ciclo de vida......................................................................................................22

Características principales que favorecen su cultivo….....................................23

Ciclo de producción en criadero........................................................................27

Problemática actual de su cultivo......................................................................35

Objetivo General...........................................................................................................38

CAPITULO I : Evaluación del tipo de sustrato y refugio para el cultivo de juveniles

tempranos y avanzados de Cherax quadricarinatus, bajo condiciones de laboratorio.

Introducción..................................................................................................................40

Objetivos.......................................................................................................................47

Hipótesis........................................................................................................................48

Evaluación del tipo de sustrato.......................................................................49

Materiales y Métodos............................................................................49

Resultados.............................................................................................53

Elección del tipo de sustrato...........................................................................58

Materiales y Métodos............................................................................58

Resultados.............................................................................................60

Evaluación del tipo de refugio........................................................................62

Materiales y Métodos............................................................................62

Resultados.............................................................................................65

Evaluación del tipo de refugio sobre la densidad de siembra.........................70

Materiales y Métodos............................................................................70

7

Resultados.............................................................................................72

Combinación de refugio y sustrato.................................................................76

Materiales y Métodos............................................................................76

Resultados.............................................................................................78

Evaluación de la distribución del alimento en el espacio...............................81

Materiales y Métodos............................................................................81

Resultados..............................................................................................83

Discusión.......................................................................................................................92

CAPITULO II : Evaluación de la fuente de alimento y su distribución en el espacio sobre

el crecimiento y supervivencia de juveniles de Cherax quadricarinatus, y sobre la calidad

del agua de cultivo bajo condiciones de laboratorio.

Intruducción................................................................................................................110

Objetivos.....................................................................................................................122

Hipótesis......................................................................................................................123

Evaluación del tipo de alimento...................................................................124

Materiales y Métodos..........................................................................124

Resultados...........................................................................................127

Evaluación del uso de biofilm en el cultivo..................................................130

Materiales y Métodos..........................................................................130

Resultados............................................................................................138

Discusión.....................................................................................................................160

Evaluación del tipo de alimento...................................................................160

Evaluación del uso de biofilm en el cultivo.................................................167

RESUMEN Y CONCLUSIONES.................................................................................178

BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................182

8

La contribución de la acuicultura al desarrollo rural es reconocida a nivel mundial.

Se trata de una interesante actividad productiva de alimentos

para comercializar en mercados internos y externos.

Presenta además, la oportunidad de generar empleo y economía de producción.

Dadas estas condiciones propicias y el interés demostrado en nuestro país

acerca de su desarrollo, serán esenciales el aporte

tanto del sector político como el de la comunidad científica

para brindar el apoyo necesario al potencial productor en diferentes aspectos;

ayudándolo a visualizar el camino para un desarrollo armónico de la actividad,

en su propio beneficio y en la seguridad de que sólo planificadamente

se arribará al objetivo deseado.

9

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10

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OPTIMIZE THE GROWTH AND SURVIVAL OF JUVENILES OF THE

FRESHWATER CRAYFISH Cherax quadricarinatus

THROUGHOUT IMPROVING THE HABITAT

- Lic. Verónica Elizabeth Viau -

11

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12

BREVE INTRODUCCIÓN A LA ACUICULTURA

Acuicultura se define como la producción, procesado y mercadeo de organismos

biológicos incluyendo peces, crustáceos, moluscos, anfibios y plantas, criados en

cautiverio en sistemas acuáticos manejados por el hombre (Bardach et al., 1972). El cultivo

de tales organismos es una actividad ancestral que actualmente se encuentra en pleno

desarrollo, siendo durante las últimas décadas la actividad de mayor crecimiento en

comparación con otros sectores de producción de alimentos (FAO, 2009). El éxito de esta

industria se basa en la selección de especies con características adecuadas y ventajosas

para la producción comercial.

En las últimas décadas se ha verificado una disminución en el consumo de carnes

rojas y blancas, debido a la aparición de enfermedades tales como la fiebre aftosa, “el mal

de la vaca loca” y la gripe aviar, entre otras. Se observa por otro lado una desvalorización

cultural de las mismas, así como una clara tendencia hacia el consumo de productos

alimenticios con menor tenor graso. Todos estos factores, condujeron en estos últimos 50

años a un gran incremento de la acuicultura mundial, debido a la fuerte demanda de

productos acuáticos, principalmente peces y crustáceos. Asimismo, las cifras informadas

en el último reporte publicado por la Organización de las Naciones Unidas para la

Agricultura y la Alimentación (FAO), indican que es factible que la demanda mundial de

productos acuáticos (pesqueros y acuícolas) continúe aumentando, siguiendo el patrón de

los últimos decenios.

Por otro lado, diversos estudios revelaron que la producción pesquera se encuentra

próxima a su rendimiento máximo sustentable, al mismo tiempo que la población mundial

13

continúa en constante crecimiento (FAO, 2009). Históricamente la pesca de captura

procuró una parte substancial del suministro de alimentos para consumo humano,

proporcionó empleo e ingresos a millones de personas en todo el mundo y desempeñó una

función importante en la economía de muchos países. Sin embargo, la pesca excesiva, la

modificación del hábitat como resultado de prácticas pesqueras destructivas y la captura

incidental de especies amenazadas durante las últimas décadas han convertido a la pesca en

la principal culpable de una crisis ecológica de dimensiones mundiales. El análisis del

comportamiento futuro estima que la población seguirá aumentando, generándose entonces

un consecuente aumento de la demanda de productos acuáticos, principalmente en pos de

cubrir los requerimientos proteicos básicos. Dado entonces que la extracción por

pesquerías habrá alcanzado su máximo, se espera que en el futuro la captura por pesca no

pueda suplir la intensa demanda de productos acuáticos generada por la población mundial

en constante crecimiento. Por consiguiente, este déficit deberá ser reemplazado por la

acuicultura, lo cual exigirá un radical incremento de su producción.

De acuerdo con la reciente información suministrada por la FAO (2009), las cifras

obtenidas han demostrado que la contribución de la acuicultura al suministro mundial de

pescado, crustáceos, moluscos y otros animales acuáticos ha seguido aumentando, pasando

de un 3,9 % de la producción total en peso (en términos de millones de toneladas) en 1970

a un 36,0 % en 2006. En el mismo periodo, el crecimiento de la producción acuícola fue

más rápido que el de la población, y así el suministro acuícola per cápita paso de los 0,7 kg

en 1970 a los 7,8 kg en 2006, lo cual supone un crecimiento medio anual del 7,0 %. En la

década de 1970, la acuicultura proporcionó alrededor del 6 % del pescado disponible para

el consumo humano; en 2006 esta cifra era del 47 %, hallándose por primera vez en

disposición de proporcionar la mitad del pescado consumido por la población humana

14

mundial. Asimismo, su contribución al suministro mundial de crustáceos ha crecido

rápidamente en la última década, y ha alcanzado el 42 % de la producción mundial en

2006. La mayor parte de la producción acuícola de pescado, crustáceos y moluscos

proviene de aguas continentales, contribuyendo en un 58 % a la producción total, mientras

que la producción marina contribuye en un 34 % y la producción de aguas salobres en un 8

% de la producción total en 2006 (FAO, 2009).

El incremento contundente de la acuicultura mundial en los últimos 50 años es un

reflejo de la vitalidad de esta industria en las sociedades del mundo. Desde una producción

de menos de un millón de toneladas a comienzos de la década de 1950, en 2006 se registró

una producción de 51,7 millones de toneladas con un valor de 78.800 millones de USD

(FAO, 2009). En países tales como China e Israel, en los cuales existe una acuicultura

desarrollada, normalmente se obtienen producciones de peces que superan las 5 toneladas

anuales por hectárea. Se ha registrado que en el 2006 China produjo el 67 % del total

mundial de la producción acuícola (FAO, 2009). Asimismo, dentro de los productos

derivados de la acuicultura, el camarón representa un elevado valor económico para las

economías regionales, debido a la elevada rentabilidad de su producción. En las últimas

décadas, el interés en su cultivo ha crecido en todo el mundo. En 2006, la acuicultura de

crustáceos ha proporcionado el 70 % de los camarones y langostinos producidos en el

mundo. Si bien los países asiáticos, como Tailandia, Filipinas, Singapur, Vietnam,

Indonesia e India, son los principales productores mundiales de este crustáceo, varios

países americanos han incrementado notoriamente su producción en los últimos años. A

fines de los 90, Ecuador y México alcanzaron una producción de alrededor de 132 mil

toneladas anuales. En el caso particular de Brasil, la producción de camarones ha

aumentado de 3.600 toneladas en 1997 a 90.000 toneladas en 2003, ubicándose como el

15

mayor productor del hemisferio occidental, y en sexto lugar a nivel mundial (Rocha et al.,

2004).

Por otro lado, la pesca y la acuicultura, bien de manera directa o indirecta,

desempeñan un papel fundamental en los medios de subsistencia de millones de personas

en todo el mundo. La acuicultura puede constituir un importante medio de subsistencia

para la población rural de escasos recursos, ya que permite generar ingresos mediante la

venta directa de productos acuáticos, así como mediante la elaboración y la prestación de

servicios auxiliares, resultando en una importante fuente de empleo y de ingresos. Sin

embargo, para generar un desarrollo sostenido del sector acuícola debe existir un soporte

tanto sociopolítico como científico que garanticen una rentabilidad de las inversiones y un

mayor rendimiento del esfuerzo producido por los acuicultores. La comprensión de la

acuicultura con una base científica es particularmente importante en regiones en las cuáles

el sector se encuentra en desarrollo. El flujo del conocimiento entre los científicos y los

acuicultores permitirá la elaboración de estrategias de manejo que ayudarán a los

acuicultores a superar los obstáculos que se produzcan, permitiendo así una sustentabilidad

económica del sector.

La Argentina es un país privilegiado debido a la inmensidad de sus riquezas

naturales, presentando una gran diversidad de recursos acuáticos dada por extensas áreas

ocupadas por lagunas, esteros, ríos, embalses, lagos naturales y artificiales, que lo hacen un

potencial productor acuícola. Si bien la riqueza de sus campos lo ha perfilado como un país

agrícola-ganadero por excelencia, la degradación progresiva de sus suelos debido al

constante desarrollo de monocultivos (principalmente soja), las sequías cada vez más

frecuentes debido al cambio climático global, y el hecho de que nos encontramos en un

16

momento de crisis para las actividades agrícolas tradicionales, hacen que el desarrollo

aplicado de las ciencias del agua dirigidas hacia la acuicultura pueda significar un

invalorable auxilio para las erosionadas economías regionales.

BIOLOGÍA DE LA ESPECIE Y SU CULTIVO

De las investigaciones en el ámbito mundial que se han realizado en torno al cultivo

de crustáceos decápodos, se ha puesto especial atención a las langostas de agua dulce que

pertenecen a tres familias: Cambaridae, Astacidae y Parastacidae, distribuyéndose las dos

primeras en el hemisferio norte, mientras que la última se restringe al hemisferio sur

(Ponce et al., 1999).

La familia Parastacidae contiene 14 géneros diferentes de los cuales 10 se

encuentran en Australia. Tres de ellos, Astacopsis, Euastacus y Cherax contienen las

especies de langostas de agua dulce más grandes en el mundo, siendo consecuentemente

atractivas para su desarrollo en acuicultura (Morrissy et al., 1990). Dentro del género

Cherax, solamente tres especies han sido evaluadas como candidatas para la producción: la

langosta “marrón” (Cherax tenuimanus), la “yabbie” (Cherax destructor) (Mills, 1989;

Morrissy et al., 1990) y la “red claw” (Cherax quadricarinatus), demostrando esta última

mejores condiciones que las anteriores.

Las investigaciones revelaron que la “red claw” es una especie que presenta un

rápido crecimiento en unos pocos meses de cultivo y tolera altas temperaturas y

relativamente bajas concentraciones de oxígeno disuelto, en relación a la langosta

“marrón”, la cual presenta un lento crecimiento anual y una estrecha tolerancia a las

17

condiciones ambientales. Además, tolera condiciones de cultivo a densidades de siembra

relativamente altas y se la considera como no excavadora, al contrario que la “yabbie”, la

cual presenta un importante comportamiento excavatorio y agresivo, permitiendo sólo su

cultivo a bajas densidades. Si bien la “yabbie” se cultiva extensamente en Australia, su

introducción está prohibida en muchos países del mundo, incluyendo Argentina, debido a

su marcado hábito excavador. Por tanto, las ventajas físicas y biológicas que presenta

entonces la “red claw”, frente a otras especies del mismo género, hicieron que fuera

considerada una excelente opción para la acuicultura, mostrándose como la especie de

langosta más promisoria para su cultivo.

En la actualidad, C. quadricarinatus se está cultivando no sólo en su lugar de

origen, Australia, sino también en Nueva Zelanda, el Sudeste Asiático, China, Israel,

África, América Central (Cuba y México), Sudamérica (Ecuador, Argentina y Uruguay,

entre otros) y Norteamérica (Estados Unidos) (Masser & Rouse, 1997; García-Guerrero et

al., 2003; Dirección de Acuicultura, 2004). Existe actualmente en la Argentina un gran

interés por la cría comercial de esta especie, sin bien la mayor parte de nuestro País no

presenta las condiciones climáticas óptimas para su cultivo. Desde hace más de una

década, el cultivo de esta langosta ha sido introducido en el país con explotaciones a baja y

mediana escala en las provincias de Mendoza, San Luis, Córdoba (Cuesta Blanca), Buenos

Aires, Entre Ríos, Santa Fe, Corrientes, Misiones y Tucumán. Sin embargo, su producción

no prosperó en las provincias con clima templado, debido a que las bajas temperaturas

registradas durante otoño e invierno han resultado desfavorables para el cultivo de la

especie.

18

Desde hace unos años están siendo desarrollados diversos estudios en el laboratorio

de Fisiología de Crustáceos, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de

Buenos Aires, a fin de desarrollar diversas estrategias que permitan enfrentar las

dificultades que presenta el cultivo de la especie, optimizando por consiguiente su

producción en nuestro país.

Biología general de Cherax quadricarinatus

La ubicación taxonómica de C. quadricarinatus de acuerdo con Hobb (1988) y

Brusca y Brusca (1990) es la siguiente:

Phylum: Artropoda

Subphylum: Crustacea

Clase: Malacostraca

Subclase: Eumalacostraca

Superorden: Eucarida

Orden: Decapoda

Suborden: Pleocyemata

Infraorden: Astacidea

Superfamilia: Parastacoidea

Familia: Parastacidae

Género: Cherax

Especie: Cherax quadricarinatus

La langosta de agua dulce C. quadricarinatus, también conocida como langosta de

“pinzas rojas” o “red claw”, por la presencia del red patch o mancha roja en la cara externa

de las quelas de los machos (Figura 1), es una especie nativa del norte de Australia, donde

el clima es tropical. Se distribuye en los sistemas fluviales de Queensland y en los ríos del

19

Territorio del Norte que desembocan en el Golfo de Carpentaria, así como en los ríos del

cabo Norte y de Nueva Guinea (Figura 2).

Figura 1. Ejemplares de la langosta de agua dulce Cherax quadricarinatus: A, Macho adulto con

red patch en la cara externa de la quela; B, Hembra ovígera (con huevos en el abdomen); C, juvenil

temprano; D y E, ejemplares adultos de talla comercial.

Figura 2. Mapa de Australia, indicando las regiones de distribución de la langosta de agua dulce

Cherax quadricarinatus: ríos de Queensland y Territorio del Norte que desembocan en el Golfo de

Carpentaria; y ríos del cabo Norte y de Nueva Guinea.

C D

A B

E

20

Se cultiva en su país de origen desde 1985, y las investigaciones destinadas a

conocer su potencial cultivo se iniciaron en Estados Unidos a partir de 1989, donde se

mostró un fuerte interés por el conocimiento de su biología y su aplicación a la industria

acuícola.

Las características anatómicas de la langosta C. quadricarinatus se muestran en la

Figura 3. De acuerdo con la información detallada sobre la biología de la especie

presentada en las publicaciones de Holdich y Lowery (1988) y Mills (1989), podemos

resumir el siguiente patrón corporal básico: el cuerpo se encuentra cubierto por un

exoesqueleto de quitina y carbonato de calcio que protege a los órganos internos, y

dividido en un cefalotórax (resultante de la fusión del tórax y céfalon) y un abdomen (o

pleon). El cefalotórax está armado en su extremo anterior con una fuerte y puntiaguda

prolongación llamada rostro (o rostrum), y posee como apéndices un par de quelípedos

ateriores y 4 pares de patas caminadoras, denominados pereiópodos (5 pares en total). Las

piezas bucales están conformadas por un par de mandíbulas y dos pares de maxilas

implicadas en la selección, trituración e ingesta del alimento. Los quelípedos en el macho

presentan robustas quelas y exhiben la mancha roja o red patch en su cara externa, carácter

sexual secundario considerado como una característica distintiva de la especie; mientras

que en la hembra las quelas son más pequeñas y dicho parche está ausente. No se conoce

aún con certeza la función del “red patch”, pero se piensa que está involucrado en el

comportamiento social y en el apareamiento, actuando como un potencial indicador del

estatus del individuo. La diferenciación sexual también puede observarse por la

localización de las aberturas genitales, ubicándose en la base del tercer par de pereiópodos

en las hembras y en la base del quinto par en los machos.

21

Aunque las langostas tienen ojos pedunculados prominentes presentan una vista

poco desarrollada, siendo las antenas y anténulas los órganos sensoriales más importantes.

Las primeras son utilizadas principalmente como órganos táctiles, mientras que las

segundas son utilizadas principalmente como sensores químicos, particularmente en la

localización del alimento y en el censado de ciertos parámetros físico-químicos del agua,

tales como temperatura y salinidad.

El abdomen está compuesto por seis segmentos, de los cuales los cinco primeros

portan cada uno un par de apéndices nadadores o pleópodos, mientras que el sexto se

modifica formando los urópodos. Entre éstos últimos se ubica el telson, y ambas

estructuras en conjunto forman el abanico caudal, cuya función es proveer estabilidad

Quela

Anténula Antena

Rostro

Cefalotórax Abdomen (o pleon)

Urópodos Telson

Pleópodos

Pedúnculos oculares

Pereiópodoss

Figura 3. Esquema general de la anatomía externa en vista dorsal (izquierda) y ventral

(derecha) de Cherax quadricarinatus.

22

durante la natación. En la hembra ovígera, los pleópodos presentan numerosas setas que

con apariencia plumosa, que sirven como sustrato de fijación para los huevos fecundados.

Durante este periodo de incubación, los huevos permanecen aferrados a los pleópodos,

manteniendo la hembra el abdomen curvado para formar una “canastilla o cámara de

incubación”, a fin de proteger los huevos desovados hasta el momento de la eclosión.

El crecimiento de las langostas, al igual que en el resto de los crustáceos, implica el

cambio del exoesqueleto cuticular por uno nuevo mediante un proceso denominado muda o

ecdisis. Este proceso ocurre en etapas discretas y varía con la edad del organismo, siendo

más frecuente durante los primeros meses de vida. Inicialmente, los pequeños juveniles

mudan cada dos días; a medida que crecen el periodo de intermuda se va haciendo más

largo y cuando alcanzan la madurez sexual sólo mudan una o dos veces al año. La muda es

un proceso traumático, ya que se producen cambios tanto morfológicos como fisiológicos.

El exoesqueleto del animal recién mudado se mantiene blando durante varias horas

haciéndolo extremadamente vulnerable. La muerte es un evento muy frecuente durante este

periodo, pudiendo producirse durante el mismo momento de muda por causas inherentes al

animal o bien por causas externas, como ser alteraciones en alguno de los parámetros

físico-químicos del agua o canibalismo, que suele ser también importante en la posmuda

temprana, cuando el animal todavía está blando.

Ciclo de vida

La mayor ventaja que presenta el cultivo de langostas frente a otros crustáceos y

peces, se relaciona con su desarrollo directo, es decir, no existen estadios larvales de vida

libre; por el contrario, los individuos recién eclosionados son juveniles morfológicamente

23

semejantes a un adulto. Los huevos desovados y fecundados durante la cópula

permanecerán en el abdomen de la hembra durante todo el desarrollo embrionario La

incubación dura entre 6 a 10 semanas, periodo en el cual los pequeños organismos

atraviesan diversos estadios larvales en el interior de los huevos que la hembra ovígera, se

encarga de mantener cuidadosamente limpios y aireados, batiendo regularmente los

pleópodos para oxigenarlos. Al cabo de este periodo se produce la eclosión de los juveniles

(con un peso corporal promedio de 11 mg) quienes permanecen refugiados en el abdomen

y entre los pereiópodos de la madre durante 10 a 15 días posteriores a la eclosión. Durante

este lapso de tiempo, los pequeños juveniles realizan salidas exploratorias por los

alrededores de la hembra hasta lograr su completa independencia, que se verifica en el

estadío de juvenil III. A partir de este momento, los juveniles independizados comienzan a

alimentarse por su propia cuenta, buscando refugio en pequeños huecos en el sustrato

(piedras, hojas, ramas, etc.) para disminuir el riesgo de predación. En condiciones óptimas

de recursos (alimento y refugio) los juveniles mudan frecuentemente durante los primeros

meses de vida, alcanzando la madurez sexual durante el primer año de vida. La

reproducción ocurre durante los meses más cálidos del año, pudiendo conseguir múltiples

desoves (dos o más) por hembra durante las estaciones de primavera y verano.

Características principales de C. quadricarinatus que favorecen su cultivo:

A continuación se resumen las características más importantes y las condiciones

ambientales favorables que hacen de la langosta de agua dulce C. quadricarinatus una

especie potencialmente cultivable (Jones, 1997; Masser y Rouse, 1997; Dirección de

Acuicultura, 2004; Villarreal Colmenares y Naranjo Páramo, 2008):

24

Presenta un rápido crecimiento anual, alcanzando la talla comercial mínima (50

gramos) en aproximadamente 6 a 8 meses, bajo condiciones óptimas de cultivo. En su

hábitat natural, puede alcanzar un peso corporal de hasta 400 gramos, aunque en cautiverio

difícilmente supere los 250 - 300 gramos.

Presenta un alto porcentaje de carne útil, generando una producción en carne

comestible del 50 al 60 % de su peso corporal, concentrada en la cola (abdomen) y quelas.

El producto puede comercializarse en forma viva, cocida o congelada, dependiendo del

interés y la demanda de los consumidores.

En condiciones favorables de cultivo, alcanza la madurez sexual en el primer año

de vida. Su capacidad reproductiva es relativamente alta, presentando múltiples desoves

durante la estación reproductiva, consiguiendose así una producción de hasta tres o cuatro

camadas de juveniles por hembra y por año.

La fecundidad es elevada, comparada con otros crustáceos de la misma familia.

Cada hembra produce entre 100 a 1000 huevos por desove, dependiendo de su talla, edad y

estado sanitario. En general, los primeros desoves en las hembras jóvenes son de unas

pocas decenas de huevos, incrementándose el tamaño del desove con el tamaño de la

hembra, si bien la frecuencia de desoves tiende a disminuir con la edad. La incubación de

los huevos puede comprender de 6 a 10 semanas, dependiendo de la temperatura del agua

de cultivo (a menor temperatura mayor tiempo de incubación).

25

Presenta desarrollo directo, transcurriendo el estadio larval enteramente dentro del

huevo. El estadio que eclosiona es el primer juvenil (semejante morfológicamente al

adulto, pero sin madurez sexual).

Existe un cuidado parental que ejerce la hembra sobre los juveniles recién

eclosionados, durante un periodo de entre 10 y 15 días post-eclosión, en el cual los

juveniles se mantienen refugiados en la hembra hasta alcanzar su completa independencia.

Tal característica resulta beneficiosa frente a otros crustáceos cultivables carentes de ésta,

ya que minimiza las pérdidas por predación durante las primeras semanas de vida.

Pueden cavar en sustratos pedregosos y arenosos, o bien enterrarse en ellos para

refugiarse de potenciales predadores, aunque no realizan profundas cuevas como en el caso

de C. destructor. Comparada con otros crayfish, C. quadricarinatus es una especie de baja

agresividad, aunque puede observarse canibalismo desde sus primeras fases de vida,

particularmente si hay superpoblación o escasez de recursos, como ser alimento y/o

refugio.

Presentan un hábito alimentario omnívoro-detritívoro. Bajo condiciones de

cultivo, la especie acepta rápidamente una amplia variedad de alimentos. Si bien su

alimentación puede ser económica, el mercado actual muestra una tendencia hacia el

suministro de alimento de alta calidad, llevando al acuicultor a incluir dietas formuladas

(diseñadas para peces o camarones) de elevado costo de producción, generando por tanto

substanciales gastos de inversión.

26

No se han detectado enfermedades potencialmente serias para su cultivo, al

menos en nuestro país. Las más comunes, encontradas en el género Cherax, son las

infecciones causadas por bacterias, hongos, protozoarios, vermes (internos y externos)

y virus (Withnall, 2000). Estas enfermedades no tienen impacto sobre el ser humano.

Posee una alta tolerancia fisiológica a las condiciones ambientales de cautiverio,

particularmente a la temperatura, oxígeno disuelto y salinidad. Los parámetros físico-

químicos más apropiados para el cultivo de esta especie son los siguientes (resumido de

Boyd, 1982; Masser y Rouse, 1997; García Guerrero et al., 2003; Dirección de

Acuicultura, 2004; y Villarreal-Colmenares y Naranjo-Páramo, 2008):

(* ) Los adultos demuestran una muy buena tolerancia a concentraciones de oxígeno tan

bajas como 1 mg/litro, pero los juveniles son muy sensibles a bajas concentraciones,

mostrando efectos adversos. Es importante destacar que fuera de los límites recomendados

se producen efectos indeseados para el cultivo, como ser: la reducción tanto del

crecimiento como de la reproducción, y el incremento de la mortalidad.

Parámetro Valores recomendados Valores aceptables

Temperatura (ºC) 27 entre 22 y 32

Oxígeno disuelto (mg/l) mayor a 5 entre 1 y 4 *

Amonio total (mg/l) menor que 0,5 hasta 1,0

Nitritos (mg/l) menor que 0,3 hasta 0,5

pH entre 7 y 9 entre 6,5 y 9,3

Alcalinidad total (mg/l) mayor a 50 entre 15 y 300

Dureza total (mg/l) mayor a 50 entre 20 y 300

Salinidad (ups) menor a 6

27

Ciclo de producción en criadero

A continuación se describen brevemente las diferentes fases del cultivo de la

langosta C. quadricarinatus. La siguiente información se basa en las publicaciones de

Jones (1997), Masser y Rouse (1997), Dirección de Acuicultura (2004) y Villarreal-

Colmenares y Naranjo-Páramo (2008). Estas fases o etapas del cultivo se esquematizan en

la Figura 4.

ii .. Fase de Reproducción

Se lleva a cabo en estanques externos excavados durante los meses más cálidos del

año, cuando la temperatura del agua supera los 20 °C, comenzando en primavera y

finalizando al término del verano. Los estanques suelen ser rectangulares de grandes

dimensiones, aproximadamente 1600 m2 (80 x 20 m) o de mayores proporciones, con un

fondo de tierra, eventualmente recubierto con una membrana plástica. La profundidad del

agua varía entre 30 a 90 cm, requiriendo de un recambio continuo de agua, aireación

constante; como refugios para los animales, se utilizan generalmente ladrillos huecos.

En algunos criaderos, sobre todo en climas templados, los estanques de

reproductores se encuentran bajo techo, a fin de controlar mejor la temperatura y otras

variables ambientales. La densidad de siembra varía de acuerdo con el tipo de cultivo

empleado, requiriendo de menor cantidad de animales por metro cuadrado para un cultivo

extensivo (3 adultos / m2), e incrementando considerablemente el número si se desea

realizar un cultivo intensivo (33 adultos / m2). Se recomienda seleccionar los adultos

reproductores previamente a la siembra, en base a su tamaño (generalmente mayor a los 50

28

g de peso corporal), vigor y estado sanitario. La relación de sexos recomendada es de 3

hembras por cada macho.

La nutrición es muy importante, debiendo suministrar a los reproductores alimento

balanceado formulado (pellets) a una ración aproximadamente del 3 % de la biomasa.

También pueden incorporarse plantas acuáticas sumergibles, ya que los adultos presentan

un hábito alimentario detritívoro. La calidad del agua de cultivo debe monitorearse, aunque

no es necesario hacerlo frecuentemente debido a que los adultos presentan una elevada

tolerancia fisiológica a cambios ambientales. Periódicamente (cada 2 ó 3 semanas) los

estanques con reproductores deben ser monitoreados a fin de detectar la aparición de

hembras ovígeras, las cuales deben ser separadas y transferidas a nuevos tanques bajo

techo hasta la eclosión de los juveniles.

ii ii .. Fase de Hatchery (cría de juveniles tempranos)

En esta fase, las hembras ovígeras de los estanques externos de reproducción son

transferidas a tanques internos (bajo techo). Esta separación se realiza para evitar que una

vez eclosionados los juveniles tempranos, éstos sean canibalizados por los adultos que

ocupan los estanques de reproductores. Generalmente se agrupa a las hembras ovígeras en

los tanques de acuerdo con la similitud en el desarrollo de los huevos, desarrollo que puede

observarse a simple vista por la coloración que adquieren los huevos en el transcurso de los

días (variando desde verde oliva al comienzo del estadio embrionario hasta anaranjado al

finalizar el mismo). Los tanques internos de cría pueden ser rectangulares o circulares, de

dimensión variable de acuerdo con el espacio disponible bajo techo; generalmente son de

fibra de vidrio o cemento, con una profundidad de agua de 15 a 30 cm, que es

29

continuamente recambiada a través de un sistema de filtros especialmente diseñados,

aunque también se puede trabajar bajo un sistema cerrado (sin recirculación de agua)

controlando constantemente la calidad del agua. Se requiere siempre de aireación constante

y de una cantidad significativa de refugios para los juveniles, utilizando generalmente

ladrillos huecos, tubos de PVC y/o redes de tipo cebollera.

Luego de producida la eclosión de los juveniles, la hembra es retirada del tanque de

cría y devuelta al estanque de reproductores, a fin de evitar el canibalismo sobre la cría.

Eventualmente, la hembra ovígera es colocada en una trampa (vulgarmente denominada

“paridera”) que permite el escape de los juveniles hacia el resto del estanque. Los juveniles

tempranos son mantenidos en los tanques, alimentados con alimento formulado con alto

contenido proteico (cercano al 40 %) a una ración diaria del 20 al 30 % de la biomasa total.

Durante esta fase, el mantenimiento de la calidad del agua de cultivo es necesario e

importante para un correcto desarrollo de los individuos, debiendo realizarse monitoreos

semanales, ya que los juveniles tempranos responden negativamente a pequeños cambios

en los parámetros físico-químicos del agua.

Es común encontrar en el mismo tanque de cultivo individuos de tamaño

considerablemente mayor a otros, incluso dentro de la misma camada. Como el

canibalismo se exhibe desde temprana edad, es frecuente que los juveniles más grandes

preden sobre los más pequeños. Por ello, una vez que los juveniles tempranos alcanzan el

gramo de peso corporal son cosechados mediante la utilización de redes y transferidos a los

tanques de pre-engorde, donde transcurre la fase de nursery.

30

ii ii ii .. Fase de Nursery (pre-engorde de juveniles avanzados)

Durante esta fase se prepara a los juveniles avanzados para el posterior engorde en

los estanques externos de cultivo. La fase de nursery o de pre-engorde de juveniles se lleva

a cabo en tanques internos (bajo techo) bajo los mismos requerimientos estructurales que

los empleados durante la fase de hatchery, aunque los tanques utilizados suelen ser de

mayor dimensión. La densidad de siembra varía de acuerdo con el tipo de cultivo

empleado, siendo para un cultivo extensivo de 15 juveniles / m2, e incrementando su

número a 110 juveniles / m2 si se desea realizar un cultivo intensivo (aunque se

recomienda utilizar un máximo de 50 juveniles / m2 para conseguir una mayor

producción).

Durante el cultivo los juveniles son alimentados con una dieta formulada de alto

contenido proteico (mayor al 30%) a una ración de aproximadamente 10 al 15 % de la

biomasa total. El exceso de alimento produce deterioro de la calidad del agua, por lo que es

muy importante realizar un seguimiento semanal de los diversos parámetros físico-

químicos del agua de los tanques. Una vez que los juveniles alcanzan la talla apta para el

engorde (aproximadamente 5 gramos de peso corporal), son transferidos a estanques

externos para el engorde mediante la utilización de redes o manualmente.

iivv.. Fase de engorde

Los juveniles avanzados que alcanzaron los 5 gramos de peso corporal durante la

fase de nursery son transferidos a estanques externos, excavados en tierra y frecuentemente

fertilizados a fin de asegurarles la provisión natural de zooplancton. En general, esta fase

31

de engorde comprende de 6 a 8 meses, abarcando principalmente las estaciones de otoño e

invierno. Cuando las condiciones ambientales son adversas, este periodo se extiende unos

meses más.

Para esta fase se utilizan estanques rectangulares de grandes dimensiones,

aproximadamente 400 m2 (40 x 10 m) o aún mayores, con fondo de tierra eventualmente

recubierto con una membrana plástica; la profundidad del agua debe mantenerse entre 30 a

90 cm, requiriéndose un recambio continuo de agua, aireación constante y refugios para los

animales, para lo cual se utilizan comúnmente ladrillos huecos y/o redes de pesca. La

densidad de siembra varía de acuerdo con el tipo de cultivo empleado, siendo de 10

juveniles / m2 para un cultivo extensivo, y de hasta 100 juveniles / m2 para un cultivo

intensivo. Además del alimento natural, la dieta de los juveniles se complementa con

alimento balanceado formulado, con un contenido proteico del 25 al 30 %, menor al

utilizado durante las fases de hatchery y nursery, siendo la ración diaria del 5 al 10 % de la

biomasa total. Durante esta fase, no es necesario un seguimiento exhaustivo de la calidad

del agua de cultivo, como sí lo es para las fases previas, ya que los juveniles avanzados o

pre-adultos son más resistentes a los cambios ambientales. Al término de esta fase,

encontramos animales sexualmente maduros y que además alcanzaron la talla comercial

mínima de 50 gramos. La cosecha se realiza por medio de redes y/o manualmente, aunque

frecuentemente se utiliza el vaciado parcial o total de los tanques, así como de los refugios,

de manera de asegurarse la recolección total de los animales. Luego de la cosecha se

seleccionan, por un lado, los adultos de mayor tamaño (de aproximadamente 100 g) para

transferirlos a los estanques de reproducción, y por otro lado a los ejemplares de entre 50 a

100 gramos para su comercialización.

32

vv.. Fase de procesado y comercialización

Posteriormente a la cosecha en los estanques de engorde, se seleccionan a los

animales para su ulterior comercialización. Esta variedad de langosta australiana ha ganado

en la última década protagonismo en los restaurantes y hoteles de todo el mundo, debido a

su carne abundante, muy buena textura, excelente sabor y versatilidad para la preparación

de diferentes manjares.

En Argentina, la mayor parte de su producción se vende a intermediarios

mayoristas (como grandes cadenas de supermercados), aunque una parte apreciable se

vende directamente para el mercado gourmet (restaurantes y hoteles selectos, servicios de

catering y pescaderías con exhibición de exquisiteces), y en menor proporción a los

consumidores minoristas. Para el mercado interno, el producto puede prepararse según la

demanda, ofreciendo diversas alternativas: empaque vivo, congelado crudo y entero,

congelado previamente cocido, entero o solamente las colas, pelado, enlatado, etc. En

general, una gran proporción de las ventas internas son de langosta viva. Mientras que para

el mercado internacional no todos los países aceptan el empaque vivo, siendo éste el

producto de mayor calidad entre todos los existentes.

Dado que la demanda del mercado favorece a los animales grandes, la selección por

tallas se ha convertido en una práctica de rutina para algunos clientes. Basado en

condiciones de mercado y producción, la langosta se clasifica en varios tamaños (pequeño:

50-70 g; mediano: 70-90 g; grande: 90-120 g; y jumbo: mayor a 120 g). Generalmente los

ejemplares de mayor talla se venden a restaurantes de especialidades y hoteles selectos,

mientras que los animales de menor tamaño se venden a minoristas o se procesan para

33

extraer la carne abdominal o se mezclan con animales menores para las ventas en volumen.

Previo a la comercialización, las langostas pueden someterse a “baños” con sal que les

conferirá un mayor sabor.

Por otro lado, los adultos pueden venderse como animales ornamentales. El

relativamente gran tamaño que pueden adquirir, así como la coloración verde-azulina de su

caparazón o la presencia del red patch en los machos, lo convierten en un producto único

para los entusiastas del acuarismo.

34

Eclosión

Incubación

Fase de Reproducción

Apareamiento

Fase de Hatchery (juveniles tempranos)

Crecimiento

Fase de Nursery (juveniles avanzados)

Fase de Incubación

en hatcheries

Fase de Engorde

(pre-adultos)

Madurez sexual

Crecimiento

Procesado

Figura 4. Diagrama ilustrativo representando el ciclo de vida (negro) y el ciclo de producción en criadero (rojo) de Cherax quadricarinatus. Figura 4. Diagrama ilustrativo representando el ciclo de vida (flechas negras) y el ciclo de producción en criadero (flechas rojas) de Cherax quadricarinatus.

Cosecha

35

Problemática actual del cultivo de C. quadricarinatus

Con el desarrollo del cultivo de crustáceos en la industria acuícola, se emprendieron

en las últimas décadas una serie de investigaciones a fin de conocer los requerimientos

necesarios para el manejo de las especies cultivables, con el objetivo de maximizar su

producción. Por otro lado, la demanda de un producto de calidad exigió a los acuicultores

optimizar y estandarizar los procedimientos de cultivo, a fin de obtener ejemplares con un

mejor rendimiento, de manera sostenida y confiable.

En el cultivo de langostas, los primeros estadios de vida son esenciales para

conseguir un buen rendimiento en la producción final, siendo los procedimientos llevados

a cabo durante las fases de hatchery y de nursery de extrema importancia, teniendo en

cuenta las elevadas tasas de mortalidad que comúnmente se alcanzan durante estas etapas

(D’Abramo et al., 1985; Celada et al., 1989 y 1993; Gydemo y Westin, 1989; Jones, 1995;

Sáez-Royuela et al., 1995 y 1996; Barki et al., 1997; entre otros). El éxito del cultivo

durante estas fases, se ve afectado por numerosos factores incluyendo la adecuada

provisión de tanques de cultivo, la formulación de dietas específicas, el mantenimiento de

la calidad del agua y la provisión de un hábitat apropiado (sustrato y refugios). La densidad

de siembra también ha sido considerada una variable relevante a tener en cuenta en el

cultivo, especialmente para los sistemas intensivos en los cuales el objetivo es maximizar

el número de animales en un espacio limitado. Sin embargo, el efecto de congregar un alto

número de animales en un área confinada puede ocasionar efectos negativos, tales como

deterioro de la calidad del agua, estrés en los animales (que conduzca a la aparición de

enfermedades) y disminución en el crecimiento (Aiken y Waddy, 1992; Mills y McCloud,

1983; Morrissy, 1992; Morrissy et al., 1995; Verhoef y Austin; 1999 a, b; Jones y Ruscoe,

36

2000; Naranjo-Páramo et al., 2004; Barki et al., 2006, entre otros), así como un incremento

en la frecuencia de interacciones sociales agresivas entre los individuos (Aiken y Waddy,

1992). El impacto del factor social resulta especialmente importante, debido a que el

proceso de muda o ecdisis de los juveniles los hace altamente vulnerables al canibalismo.

Además, el comportamiento agresivo entre los individuos ha sido considerado un grave

problema para el cultivo, pudiendo resultar en la aparición de marcas, heridas en el cuerpo

o pérdida de las quelas, reduciéndose así su valor en el mercado (Holdich, 1993), mientras

que una baja en la supervivencia puede ocasionar importantes pérdidas en la producción.

Wickins y Lee (2002) reportaron que la inmovilización de las quelas de los animales

cultivados, así como la administración de drogas para disminuir el comportamiento

agresivo incrementaron el riesgo a enfermedades y disminuyeron el fitness de los

individuos; además de representar un intenso y costoso trabajo operacional. Este problema

es aún más pronunciado con especies bentónicas que no utilizan la columna de agua, sino

que están confinadas exclusivamente al uso del fondo del acuario o tanque de cultivo,

como naturalmente es el caso de C. quadricarinatus.

Por otro lado, la producción de juveniles de langosta no es en Australia un factor

limitante, a pesar de la elevada mortalidad que se genera durante los primeros meses de

cultivo, debido a que la producción de animales, tanto en el ambiente natural como en

criaderos, se da durante todo el año. La situación es diferente en países con clima

templado, como es el caso de Argentina, donde los juveniles se producen estacionalmente,

siendo su disponibilidad un factor limitante.

Bajo estas circunstancias, la baja supervivencia de los primeros estadios de vida es

una de las problemáticas principales que se presenta en el cultivo de langostas. Por

37

consiguiente, el conocimiento de las condiciones específicas y los procedimientos

adecuados que garanticen un óptimo desarrollo de las fases iniciales del cultivo resulta de

particular importancia para los acuicultores locales.

38

OBJETIVO GENERAL

El objetivo general de la presente Tesis Doctoral fue desarrollar metodologías que

permitan optimizar la sobreviva y el crecimiento de juveniles tempranos y avanzados de

Cherax quadricarinatus (correspondientes a las fases de hatchery y nursery en criadero,

respectivamente), a fin de mejorar la producción final. Se evaluó el uso de diferentes tipos

de sustratos y refugios, así como la fuente de alimentación.

Los avances obtenidos en el presente trabajo de investigación podrían ser

directamente transferidos y desarrollados al ámbito productivo, dado el gran interés que

presenta nuestro país por el cultivo de esta especie.

39

CCCAAAPPPIIITTTUUULLLOOO III

Evaluación del tipo de sustrato y refugio

para el cultivo de juveniles tempranos y avanzados

de Cherax quadricarinatus, bajo condiciones de laboratorio

40

INTRODUCCION

La importancia del hábitat para el cultivo

La cría de C. quadricarinatus a nivel mundial se inició en Australia y tiene una

historia de varias décadas. En sus orígenes, la acuicultura australiana de varias especies de

langostas de agua dulce (Cherax sp.) se desarrollaba con un mínimo manejo, sin la

necesidad de utilizar condiciones específicas y controladas para cada etapa de producción.

El desarrollo de los animales durante los primeros estadios de vida era realizado bajo la

presunción de que esta etapa requería de las mismas condiciones y prácticas de manejo

empleadas para los adultos. De esta manera, la producción de juveniles de C.

quadricarinatus era llevada a cabo en los mismos estanques externos de tierra donde eran

mantenidos los animales reproductores, siendo periódicamente cosechados mediante la

extracción de extensas redes, colocadas como “refugios” para que los juveniles evitaran el

ataque de predadores (como aves, sapos e insectos acuáticos) e incluso el canibalismo por

parte de los adultos reproductores sembrados en el mismo estanque. Sin embargo, este

sistema de cultivo y cosecha de juveniles implicaba una baja supervivencia final,

obteniendo apenas un 10 % de la cantidad inicial sembrada en los estanques de cultivo.

Con el desarrollo de la acuicultura en Australia, la comercialización de esta especie

se vio incrementada, generándose una mayor demanda de juveniles a fin de obtener una

mayor producción final de ejemplares. La necesidad de obtener juveniles de alta calidad,

de tamaño uniforme al momento de la cosecha y sin enfermedades, así como la posibilidad

de generar un stock lo suficientemente elevado para garantizar la disponibilidad posterior

de adultos que suplan la demanda del mercado, condujeron al desarrollo de procedimientos

41

de cultivo específicos para la cría y pre-engorde de juveniles. Como señalaron Verhoef y

Austin (1999 a y b), las primeras fases del ciclo de vida son las más adecuadas para la

intensificación del cultivo de C. quadricarinatus, así como de otras especies del género,

debido a que los juveniles pueden ser mantenidos a densidades relativamente altas con una

mínima demanda de espacio, a diferencia de lo que ocurre durante las fases de engorde y

de reproducción, en los cuales el espacio es un factor limitante para el desenvolvimiento de

los animales. Sin embargo, para que el cultivo intensivo de los juveniles sea viable, tanto el

crecimiento como la supervivencia necesitan ser maximizados, controlando entre otros

factores las condiciones ambientales del cultivo. Un ejemplo concreto se observa en el

cultivo de la langosta C. destructor, de comportamiento altamente agresivo y caníbal

(Mills y McCloud, 1983; Lake y Sokol, 1986). Estos comportamientos se encuentran

exacerbados debido a la alta densidad utilizada en su cultivo y a las elevadas tasas de muda

de los juveniles, resultando así una baja tasa de supervivencia que limita la producción

final de esta especie (Mills, 1978; Mills y McCloud, 1983; Mitchell y Collins, 1989;

Geddes et al., 1993).

De esta manera, el conocimiento de los requerimientos necesarios para un óptimo

crecimiento durante los primeros estadios de vida de la langosta de agua dulce C.

quadricarinatus en condiciones de cultivo, adquirió un especial interés para la industria

acuícola, especialmente el desarrollo de nuevas técnicas de manejo tanto durante la fase de

hatchery (hasta 1 gramo de peso corporal) como de nursery (o pre-engorde de juveniles

(hasta los 5 gramos de peso corporal como máximo).

Numerosos estudios, han demostrado que los primeros estadios de vida son

considerados los periodos más críticos en el ciclo de vida de muchos organismos

42

bentónicos, crustáceos en gran medida, debido a que los juveniles mudan frecuentemente

(hasta dos veces por semana en condiciones favorables), siendo altamente vulnerables

durante el evento de muda al ataque de predadores y co-específicos. En diferentes trabajos

realizados con larvas y juveniles tempranos de varias especies de crustáceos decápodos, se

ha reportado que las elevadas densidades de juveniles durante la estación de reclutamiento

crearían condiciones favorables al canibalismo, demostrado así la importancia de la

predación intra-específica sobre los primeros estadios de vida (Kurihara y Okamoto, 1987;

Fernández et al., 1993a, b; Perkins-Visser et al., 1996; Lovrich y Sainte-Marie, 1997;

Moksnes et al., 1997). En condiciones de cultivo, se observó que las interacciones sociales

entre individuos no sólo generan un impacto negativo en la supervivencia sino también en

el crecimiento de los mismos, tal como se observó en el cultivo de juveniles de la langosta

americana Homarus americanus (Cobb y Tamm, 1974, 1975; Cobb et al., 1982), en

machos adultos pequeños del camarón de agua dulce Macrobrachium rosenbergii (Karplus

et al., 1992 a, b), y en juveniles avanzados (mayores a los 2 gr de peso corporal) y adultos

de C. quadricarinatus (Karplus y Barki, 2004). En consecuencia, la elección de sustratos y

refugios que favorezcan la muda minimizando al mismo tiempo las interacciones sociales y

por ende la predación, se ha convertido en un ítem de gran importancia para el cultivo de

las especies de crayfish (Gaines y Roughgarden, 1987; Menge y Sutherland, 1987; Smith y

Herrnkind, 1992; Eggleston y Armstrong, 1995; Gosselin y Qian, 1996, 1997; Jones y

Ruscoe, 2001; Sáez-Royuela et al., 2001; Parnes y Sagi, 2002; Barki et al., 2006; Meager

et al., 2005; Viau y Rodríguez, 2009; entre otros).

Otros estudios realizados en crustáceos decápodos, mostraron que la inmovilización

o remoción de las quelas (las cuales juegan un rol fundamental en la regulación social del

crecimiento, debido a que la agresión es manifestada por medio de estos apéndices)

43

produjo tamaños más uniformes entre los individuos cultivados e incrementó la

supervivencia, reduciendo considerablemente los efectos negativos de las interacciones

sociales (Aiken y Young-Lai, 1979, 1981; Karplus et al., 1989, 1992a; Kendall et al.,

1982; Karplus y Barki, 2004). Esta metodología, que mostró ser efectiva para la

producción de animales bajo condiciones de laboratorio, resultaría sin embargo poco

factible y poco práctica a gran escala, es decir, en condiciones de criadero, ya que

generaría un importante incremento en los costos operacionales, al requerir de personal

entrenado para una correcta manipulación de los animales.

Una de las técnicas comúnmente empleada en acuicultura para mejorar la

abundancia y productividad de las especies acuáticas es la provisión de hábitats artificiales

(Mason, 1978; Mills, 1989; Du Boulay et al., 1993; Karplus et al., 1995; Steele et al.,

1997; Freitas y Petrere, 2001; Walker et al., 2002; entre otros) (Figura 5). Varios estudios

de laboratorio han reportado que la presencia de un sustrato y/o refugio resultó en un

incremento de la supervivencia y el crecimiento de varias especies cultivables,

especialmente durante las primeras etapas del desarrollo, permitiendo de esta manera un

aumento de la población cultivada debido principalmente a una reducción de la predación

(Forster 1970; Richards 1971; Smith y Sandifer, 1979; Van Olst et al., 1975; Mason, 1978;

Sokol, 1988; Mills, 1989, Polovina, 1991; Villagran, 1993; Karplus et al., 1995; Steele et

al., 1997; Jones y Ruscoe, 2001; Sáez-Royuela et al., 2001; Molony y Bird, 2005; Barki et

al., 2006; Meager et al., 2005; entre otros).

En el ambiente natural, el hábitat provee múltiples recursos para los animales,

incluyendo refugio, protección para evitar eventuales predadores, áreas de alimentación, de

reproducción y de desove. Estudios realizados en el ambiente natural de varias especies

44

bentónicas cultivables, demostraron que los juveniles suelen concentrarse frecuentemente

en microhábitats estructuralmente complejos, que proveen refugio a éstos; por ejemplo, al

Figura 5. Refugios utilizados en distintas etapas del cultivo de la langosta C.

quadricarinatus: A y B, ladrillos huecos con aberturas para juveniles de engorde y adultos

mantenidos en estanques externos; C, “parideras” para hembras ovígeras mantenidas en

piletas internas bajo techo, construídas con tubos de PVC y redes de tipo cebollera en cada

extremo, para evitar el escape, y provistas de un trozo telgopor como flotador; D, trozos de

redes o bolsas tipo cebolleras para juveniles tempranos y avanzados en fase de hatchery y

de nursery, respectivamente, criados en piletas internas bajo techo.

cangrejo Carcinus maenas se lo suele encontrar en bancos de mejillones (Klein-Breteler,

1976); el cangrejo azul Callinectes sapidus habita áreas donde abunda Zostera marina, una

planta acuática (Heck y Orth, 1980); la langosta americana H. americanus se refugia

A

D B

C

45

frecuentemente en áreas rocosas (Wahle y Steneck, 1991); la langosta marina Panulirus

argus suele situarse en ambientes con abundancia de macroalgas (Herrnkind y Butler,

1986), el camarón Penaeus merguiensis utiliza la zona marginal de los manglares como

hábitats de cría de juveniles (Robertson y Duke, 1987). Todos estos ejemplos sugieren que

estos hábitats de “cría” juegan un rol importante en la supervivencia y reclutamiento de la

población de juveniles, mediante la provisión de refugios que mitigan la presión por

predación. Asimismo, diferentes estadios de juveniles pueden utilizar diferentes hábitats de

“cría” y migrar entre éstos conforme van creciendo para conseguir los requerimientos

necesarios de refugio y alimento, resultando en uno o varios cambios ontogénicos del

hábitat (Smith y Herrnkind, 1992; Eggleston, 1995; Kenyon et al., 1995; Liu y Loneragan,

1997; Rallo y García-Arberas, 2002; Vance et al., 1996; Meager et al., 2003).

Estudios previos realizados con juveniles tempranos de C. quadricarinatus

cultivados en tanques de fibra de vidrio (Jones, 1990) indicaron que bajo condiciones no

controladas el canibalismo es frecuentemente alto y por lo tanto la sobrevida baja. A fin de

mejorar la producción, Jones (1995) simuló un ambiente similar al hábitat natural de la

especie, que consistió en un canal de conducción de una corriente de agua (“raceway”),

incorporando al mismo plantas acuáticas flotantes (Pistia stratiodes). Sin embargo, la

supervivencia resultó igualmente baja, cosechando sólo un 15 % de los juveniles

sembrados al cabo de 50 días de experimentación. Basado en estos resultados y en los de

otros ensayos, el mismo autor concluye que el canibalismo tiene un severo impacto durante

las fases tempranas del crecimiento, a menos que la disponibilidad y complejidad del

ambiente sea suficiente para permitir que la muda se realice con una mínima probabilidad

de encuentros intra-específicos.

46

Estudios realizados con diferentes especies de langostas demostraron que un

incremento en la complejidad del hábitat a través del agregado de refugios y/o sustratos

adecuados resultó en un aumento en la supervivencia de los animales, debido

principalmente a una disminución de las interacciones sociales, sugiriendo de esta manera

que un incremento en la estructura del ambiente resulta beneficioso para las poblaciones de

las especies cultivables (Flint y Goldman, 1977; Karplus et al., 1995; Kirjavainen y

Westman, 1999; Jones y Ruscoe, 2001; Molony y Bird, 2005; Meager et al., 2005; Barki et

al., 2006; Baird et al., 2006).

En consecuencia, la implementación de un sustrato y/o refugios con una importante

complejidad estructural, constituirían una herramienta primordial para el cultivo de

crustáceos. No obstante, encontrar el tipo de sustrato adecuado, así como el diseño de un

refugio óptimo que provea protección a los animales, resulta ser una tarea compleja, ya que

requiere la consideración de numerosos factores, como ser la aceptación por parte de la

especie cultivada, los costos de construcción, la disponibilidad de los materiales para su

obtención o fabricación, el deterioro de la calidad del agua ocasionado por una errónea

elección de un determinado sustrato y/o refugio, así como los posibles efectos perjudiciales

que éstos pueden tener sobre ciertos procedimientos de manejo (por ejemplo, limpieza o

cosecha de animales) (Fielder y Thome, 1990). Cada uno de estos factores debería ser

considerado al momento de seleccionar un refugio y/o un sustrato para el cultivo.

47

OBJETIVOS

Puntualmente, se plantean como objetivos particulares:

i. Determinar el tipo de sustrato que mejore el crecimiento y la supervivencia de los

juveniles tempranos y avanzados.

ii. Determinar el tipo de refugio que mejore el crecimiento y la supervivencia de los

juveniles tempranos y avanzados.

iii. Determinar el tipo de refugio que permita un incremento en la densidad de siembra,

sin alterar el crecimiento y la supervivencia de los juveniles.

iv. Evaluar el efecto conjunto de las mejores opciones de sustrato y refugio, a fin de

maximizar la productividad del cultivo.

48

HIPOTESIS

i. Los sustratos que presentan una estructura más compleja (como piedras y arena)

producen un incremento en el crecimiento y en la supervivencia de los juveniles, en

comparación con aquellos más simples (como vidrio).

ii. Los refugios verticales aumentan el crecimiento y la supervivencia de los juveniles,

en comparación con refugios no estratificados, brindando una mayor área de

resguardo.

iii. La presencia de refugios verticales admite una mayor densidad de juveniles sin

afectar su crecimiento y supervivencia, en comparación con refugios no

estratificados.

iv. La combinación de las mejores opciones de sustrato y refugio, resultantes de los

objetivos anteriores, resultará en un efecto potenciado que mejorará el crecimiento

y la supervivencia de los juveniles, en comparación con cada uno de esos factores

por separado.

49

Evaluación del tipo de sustrato

MATERIALES Y METODOS

Con el fin de obtener un sustrato que mejore el cultivo de los juveniles tanto

tempranos como avanzados, se evaluó la eficiencia de diferentes tipos de sustratos

colocados sobre el fondo de los acuarios de vidrio utilizados para el cultivo. Tales sustratos

fueron los siguientes: a) vidrio (sin sustrato agregado), b) piedras, c) arena y d) malla de

plástico de tipo red de mosquitero (Figura 6).

Los acuarios de vidrio son comúnmente utilizados en laboratorio, tanto para

experimentación como para reproducción y producción de langostas, debido a su fácil

limpieza y mantenimiento; mientras que en criadero se utilizan frecuentemente piletas o

estanques de fibra de vidrio por su bajo precio, larga duración y fácil manejo e instalación.

Sin embargo, la textura de ambos materiales es similar, ya que la fibra de vidrio es un

material elaborado con vidrio hilado (obtenido al pasar vidrio fundido a través de un tamiz

especial, que luego de solidificar adquiere una consistencia suficientemente flexible para

poder entretejerlo y formar una malla). De esta manera, el sustrato de vidrio fue

considerado en el presente ensayo como grupo control, sin el agregado de ningún otro

sustrato.

Por otro lado, tanto la arena como las piedras fueron elegidas sobre la base de que

ambos tipos de sustratos se encuentran habitualmente presentes en el hábitat natural de la

langosta. Finalmente, como una alternativa práctica, se seleccionó la red de tipo

50

mosquetero adherida al fondo del acuario, brindando así una superficie rugosa que permita

un soporte para los juveniles, principalmente durante la ecdisis, pero evitando que éstos

puedan enterrarse, como puede ocurrir con la arena y las piedras. Asimismo, este tipo de

material es de bajo costo, maleable y de fácil limpieza, pudiendo ser potencialmente

utilizable para el cultivo de langostas.

Figura 6. Diferentes tipos de sustratos colocados sobre el fondo de los acuarios de vidrio utilizados

para el cultivo: vidrio (sin sustrato agregado), piedras, arena y malla de plástico de tipo red de

mosquitero (de izquierda a derecha).

Se utilizaron dos tamaños diferentes de juveniles de C. quadricarinatus

representativos de dos estadios del ciclo de vida que poseen particular importancia en el

manejo de un criadero, como se mencionó anteriormente en la Introducción: juveniles

tempranos, en fase de hatchery (mantenidos en el mismo estanque de eclosión, hasta

alcanzar un tamaño de 1 g como máximo) y juveniles avanzados, en fase de nursery

(transferidos a una segunda serie de estanques aptos para el pre-engorde a densidad

controlada, hasta que los juveniles alcancen los 5 g de peso, como máximo). Los juveniles

tempranos fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles de eclosión reciente

y sincrónica en laboratorio, a partir de varias hembras ovígeras, mientras que los juveniles

avanzados fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles de laboratorio

mantenidos como stock.

51

El experimento fue llevado a cabo en acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de

fondo) con la presencia del sustrato correspondiente. En el caso del grupo control, se

utilizó el mismo fondo del acuario de vidrio. Para el caso del sustrato “piedras”, se utilizó

canto rodado de aproximadamente 0,5 cm de diámetro. Para el caso del sustrato “arena”, se

adicionó un espesor de aproximadamente 0,5 cm de arena previamente hervida. Para el

sustrato “malla de plástico” se utilizó red plástica de mosquitero, adherida mediante un

pegamento no tóxico al fondo del acuario. Los acuarios fueron llenados con 8 litros de

agua declorada y aireación constante. Dos veces por semana se realizó un recambio total

del agua y limpieza de los mismos. La temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el

fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). En cada acuario se agregaron refugios consistentes

en tubos de PVC de ¾ pulgadas y 1 pulgada de diámetro, para los juveniles tempranos y

avanzados respectivamente. Finalmente, se asignaron a cada tipo de sustrato (tratamiento)

doce juveniles tempranos o diez juveniles avanzados a una densidad de 133 y 111

individuos / m2 respectivamente, de acuerdo con las densidades utilizadas previamente por

otros autores (Jones 1995; Masser y Rouse 1997; Verhoek y Austin, 1999 a, b). Todos los

tratamientos fueron ensayados por cuadruplicado.

Los animales fueron alimentados diariamente ad libitum con alimento balanceado

(TetraColor®), cuya composición nutricional es: 50,4 % proteína total, 4,8 % grasa, 9,3 %

cenizas totales, 26,3 % fibra dietaria, 6,9 % pérdida por desecación, 2,3 % hidratos de

carbono y un valor energético de 254 Kcal / 100 g (Chaulet et al., 2008); utilizado en

estudios previos con adultos de C. quadricarinatus (Cahansky et al., 2008). Para ambos

grupos de juveniles, la duración del experimento fue de 30 días. Al término del mismo, se

registró la supervivencia contabilizando los animales vivos, así como el peso corporal de

cada animal mediante balanza digital (precisión de + 0,1 mg). Se consideró el peso

52

húmedo, colocando a cada juvenil sobre un papel de toalla para remover el exceso de agua.

Con el fin de disminuir el estrés debido a la manipulación por parte del experimentador, no

se realizaron mediciones de peso corporal durante el transcurso del ensayo. A partir de la

determinación del peso corporal, se calcularon los siguientes índices de crecimiento:

Ganancia en peso (%) = ((Pf – Pi)/Pi) x 100

Tasa específica de crecimiento o TEC (%/día) = ((Ln Pf – Ln Pi)/ T) x 100

Donde Pf y Pi corresponden al peso final e inicial, respectivamente, y T al tiempo en días

transcurrido desde el inicio del experimento.

Para cada sustrato ensayado, se determinaron los siguientes parámetros químicos

indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno disuelto (Digital Oxygen Meter,

precisión de + 0,1 mg / L), pH (Jenco Model 6350, precisión de + 0,01), amonio (Wiener®

kit), dureza total, alcalinidad y nitritos (ambos medidos con kits de Acuanalítica®). Las

determinaciones se correspondieron a muestras de agua recolectadas inmediatamente antes

y después del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo, para ambas fases de

crecimiento, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros

mencionados.

Los índices de crecimiento y la supervivencia fueron analizados mediante un

análisis de varianza (ANOVA) de una vía. Para el análisis de la supervivencia se utilizó la

transformación arcoseno de la raíz cuadrada para transformar los datos y validar así los

supuestos de igualdad de varianzas y normalidad. Los parámetros de calidad de agua se

analizaron mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo de

medición y tratamiento como factores. En todos los casos la igualdad de varianzas fue

verificada mediante el test de Levene, y normalidad por método gráfico. Cuando se

53

detectaron diferencias significativas se utilizó un test paramétrico de comparaciones

múltiples a posteriori (test de Tuckey). El nivel de significación utilizado para el análisis

fue del 5 %.

RESULTADOS

Los valores medios de peso corporal inicial y final, así como la supervivencia al

término del ensayo, se muestran en las Tablas 1 y 2, para los juveniles tempranos y

avanzados respectivamente, mientras que la ganancia en peso y la tasa específica de

crecimiento se muestran en las Figuras 7 y 8.

Los juveniles tempranos mantenidos en el sustrato piedras presentaron una

supervivencia significativamente mayor (P<0,05) que el grupo control, mientras que los

sustratos arena y red mostraron valores intermedios (Tabla 1). Por otro lado, los juveniles

tempranos cultivados en los sustratos piedras y arena exhibieron valores significativamente

mayores (P<0,01) para la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento, con

respecto del grupo control (vidrio), mientras que el sustrato de red causó un efecto

intermedio (Tabla 1 y Figura 7).

Tabla 1. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles tempranos cultivados en diferentes tipos de sustratos durante 30 días. Sustrato Peso inicial Peso final Supervivencia (mg) (mg) (%) Vidrio 18,06±0,02 52,91±6,92 43,75±2,08 a Piedras 18,08±0,01 110,56±12,62 58,33±2,40 b Arena 18,07±0,01 98,99±7,22 50,00±3,40 a,b Red 18,09±0,01 72,25±8,95 45,84±2,40 a,b Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).

54

Figura 7. Valores medios finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento

(TEC) para juveniles tempranos cultivados en diferentes tipos de sustratos durante 30 días.

Las columnas representan la media y la barras verticales el error estándar. Letras distintas

(a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,01).

En el caso de los juveniles avanzados no se detectaron, al cabo de 30 días de

experimentación, diferencias estadísticamente significativas (P>0,05) entre los diferentes

sustratos en relación a la supervivencia (Tabla 2). En todos los casos, los juveniles

exhibieron una alta tasa de supervivencia (mayor al 70 %). El peso medio final, la ganancia

en peso y la tasa específica de crecimiento no mostraron diferencias estadísticamente

significativas (P>0,05) entre los diferentes sustratos, registrándose sin embargo la misma

Vidrio Piedras Arena Red

TEC

(%/d

ía)

0

1

2

3

4

5

6

7

a

b b

a, b

Vidrio Piedras Arena Red

Gan

anci

a en

pes

o (%

)

0

100

200

300

400

500

600

700

a

b

b

a, b

55

tendencia que para los juveniles tempranos, es decir, los mayores valores para los sustratos

piedras y arena (Tabla 2 y Figura 8).

Tabla 2. Valores medios (± ES) para peso (inicial y final) y supervivencia para juveniles avanzados cultivados en diferentes tipos de sustratos durante un periodo de 30 días.

Sustrato Peso inicial Peso final Supervivencia (g) (g) (%) Vidrio 1,06 ± 0,02 1,79 ± 0,11 72,50 ± 4,79 Piedras 1,05 ± 0,01 2,11 ± 0,08 90,00 ± 4,08 Arena 1,07 ± 0,02 2,03 ± 0,07 85,00 ± 6,45 Red 1,06 ± 0,01 1,99 ± 0,10 80,00 ± 4,08

Figura 8. Valores medios finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) para juveniles avanzados cultivados en diferentes tipos de sustratos durante 30 días. Las columnas representan la media y la barras verticales el error estándar.

Vidrio Piedras Arena Red

Gan

anci

a en

pes

o (%

)

0

20

40

60

80

100

120

Vidrio Piedras Arena Red

TEC

(%/d

ía)

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

56

Los parámetros de calidad de agua no variaron significativamente (P>0,05) entre

los diferentes tiempos de medición y tratamientos para ninguna de las categorías de

juveniles (Tablas 3 y 4 para juveniles tempranos y avanzados, respectivamente), mostrando

valores que se ubican dentro de los límites aceptados para el cultivo de varias especies de

“crayfish” (Boyd, 1982; Hutchings y Villareal-Colmenares, 1996; Jones, 1997; Masser y

Rouse, 1997; Barki et al., 2001; Meade et al., 2002; Naranjo-Páramo et al., 2004).

Tabla 3. Valores medios (± ES) obtenidos para los parámetros químicos del agua,

correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del

recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.

Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3

-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio

(mg/l NH4+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4

+).

Sustrato

pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos

disuelto

Vidrio AR 7,65±0,04 5,4±0,5 35±3,1 100,6±2,3 0,002±0,001 0,02±0,008

DR 7,55±0,08 5,9±0,4 35±2,2 99,7±2,4 ND 0,0±0,0

Piedras AR 7,59±0,05 5,1±0,3 30±3,9 99,5±4,5 0,0025±0,002 0,015±0,007

DR 7,61±0,09 5,6±0,3 35±3,1 102,5±3,2 ND 0,0±0,0

Arena AR 7,71±0,08 5,7±0,6 35±4,5 101,3±3,8 0,002±0,001 0,02±0,01

DR 7,58±0,1 6,1±0,4 35±1,8 100,0±2,9 ND 0,0±0,0

Red

AR

7,58±0,06

5,2±0,6

35±2,7

98,8±3,6

0,003±0,002

0,01±0,005

DR

7,51±0,1

5,5±0,2

35±3,4

105,2±4,2

ND

0,0±0,0

57

Tabla 4. Valores medios (± ES) obtenidos para los parámetros químicos del agua,

correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del

recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles avanzados.

Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3

-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio

(mg/l NH4+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4

+).

Sustrato

pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos

disuelto

Vidrio AR 7,47±0,05 5,3±0,4 30±2,7 102,0±4,4 0,0015±0,001 0,01±0,006

DR 7,63±0,06 5,5±0,3 35±3,0 100,4±3,6 ND 0,0±0,0

Piedras AR 7,52±0,08 4,9±0,3 30±3,2 100,4±2,6 0,003±0,0015 0,025±0,01

DR 7,54±0,1 5,8±0,4 35±2,5 99,6±3,3 ND 0,0±0,0

Arena AR 7,45±0,05 5,0±0,2 35±3,6 105,5±4,2 0,002±0,001 0,02±0,007

DR 7,58±0,1 5,3±0,3 35±2,4 102,1±2,8 ND 0,0±0,0

Red

AR

7,50±0,04

5,2±0,5

30±2,9

108,4±3,1

0,0025±0,002

0,015±0,005

DR

7,61±0,07

5,6±0,3

35±3,2

99,2±4,3

ND 0,0±0,0

58

Elección del tipo de sustrato

MATERIALES Y METODOS

Con el objetivo de analizar si los juveniles de C. quadricarinatus muestran algún

tipo de preferencia por un determinado sustrato, se realizaron ensayos de elección, tanto

con juveniles tempranos como avanzados. Para esto, se dispuso de un acuario de vidrio

circular (25 cm de diámetro, conteniendo 3 litros de agua declorada) cuyo fondo se dividió

en cuatro secciones iguales, en cada una de las cuales se colocó un sustrato diferente:

vidrio, piedras, arena o red, es decir, los mismos sustratos utilizados en el ensayo anterior.

Inicialmente, 10 juveniles tempranos y 10 juveniles avanzados, seleccionados al

azar de un pool de animales provenientes del stock de laboratorio, fueron ensayados

individualmente. Adicionalmente, 10 juveniles tempranos procedentes de cada uno de los

sustratos ensayados en el experimento anterior (“Evaluación del tipo de sustrato”) fueron

retirados al cabo del mismo y ensayados individualmente. Previamente al inicio del

experimento, cada juvenil fue colocado durante un día en la arena experimental, a fin de

permitir su aclimatación al dispositivo experimental. Luego de este período de

aclimatación, se dio comienzo a la filmación durante un periodo de 24 horas, ubicando

inicialmente al juvenil en el centro del dispositivo. Durante el periodo de filmación los

animales no fueron alimentados.

El movimiento de cada animal en la arena experimental fue grabado utilizando una

cámara Webcam (Genius®) posicionada directamente por sobre el centro del acuario y

59

conectada a una computadora. Para la visualización de las imágenes se utilizó el programa

Active Webcam (software utilizado para cámaras de seguridad), estandarizado a 3

fotos/minuto. El dispositivo, especialmente diseñado para el experimento (Figura 9), fue

colocado en una habitación cerrada manteniendo la temperatura en 25 2 °C y el

fotoperíodo en 14:10 (luz : oscuridad). Durante el periodo de luz, se utilizó luz blanca

proveniente de una lámpara ubicada por encima del acuario y acoplada a un timer. Se

dispuso además de una fuente de luz infrarroja (Leds IR de 10 mW y 940 nm de longitud

de onda) ubicada alrededor de la cámara webcam, que permaneció encendida durante las

24 horas, de modo que durante el periodo de oscuridad, los leds de luz infrarroja

permitiesen la iluminación necesaria para que las imágenes obtenidas de la filmación

pudiesen visualizarse correctamente para su posterior análisis.

Figura 9. Esquema del dispositivo de filmación utilizado para el ensayo de elección de

sustrato. La toma de imágenes se realizó colocando una Webcam suspendida de un trípode

(no se muestra) por sobre el centro de la arena experimental, la cual fue dividida en cuatro

secciones iguales, cada una conteniendo un sustrato diferente: vidrio, red, piedras o arena.

Webcam

Leds IR

Arena

experimental

USB

60

El tiempo total consumido en cada sustrato durante 24 horas de grabación fue

calculado para cada juvenil, disponiendo de un registro de 4320 fotos tomadas durante 24

horas de filmación (3 fotos / minuto). A partir de éstas, se contabilizó el número de veces

(fotos) que el individuo se encontraba en cada uno de los sustratos de la arena

experimental. Luego, el número total de veces (fotos) en cada sustrato se relativizó a

tiempo (en horas) para un periodo de 24 horas. Es importante aclarar, que la frecuencia en

la toma de imágenes se determinó a partir de observaciones directas realizadas previamente

al ensayo, a fin de ajustar el número óptimo de fotografías que mejor represente el

comportamiento de los juveniles. Finalmente, los valores medios obtenidos fueron

expresados como frecuencias absolutas y analizadas mediante un test X2 para evaluar la

elección o preferencia de sustrato.

RESULTADOS

Tanto los juveniles tempranos como avanzados pertenecientes al stock del

laboratorio revelaron una marcada elección por las piedras, en comparación con el resto de

los sustratos (P<0,01, Figura 10).

Asimismo, los juveniles tempranos que participaron en el primer experimento

(“Evaluación del tipo de sustrato”), en el cual fueron previamente expuestos durante 30

días a algún sustrato en particular (ya sea piedras, arena, red o vidrio) exhibieron una

significativa preferencia (P<0,01) por las piedras (Figura 11).

61

Figura 10. Tiempo medio de permanencia (horas) para juveniles tempranos y avanzados, en cada uno de los sustratos de la arena experimental (piedras, arena, red o vidrio) durante 24 horas de filmación. Las barras verticales representan el error estándar. Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,01) entre los sustratos para una misma fase de crecimiento.

Figura 11. Tiempo medio de permanencia (horas) para juveniles tempranos previamente mantenidos durante 30 días en piedras, arena, red o vidrio (eje x). Las columnas representan el tiempo medio de permanencia en cada sustrato de la arena experimental durante las 24 horas de filmación y las barras muestran el error estándar. Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,01) para un mismo sustrato.

b

b

Vidrio Piedras Arena Red

Tie

mpo

de

perm

anen

cia

(hs)

0

4

8

12

16

20

24

Vidrio Piedras Arena Red

Arena experimental:

a

a

a a

b

b

b b

b

b b

b

b b

b b

Juv. Tempranos Juv. Avanzados

Tie

mpo

de

perm

anen

cia

(hs)

0

4

8

12

16

20

24 Vidrio Piedras Arena Red

a a

b

b b

b

b b

62

Evaluación del tipo de refugio

MATERIALES Y METODOS

Debido a que durante los primeros meses de vida la mortalidad de los juveniles es

elevada, causando importantes pérdidas en la producción, se planteó como objetivo

encontrar un refugio que optimizara el cultivo de los juveniles durante las primeras fases

del crecimiento, principalmente en términos de supervivencia. Para esto, se evaluaron

cuatro tipos de refugios: a) tubos cilíndricos de PVC distribuidos al azar en el fondo del

acuario, b) tubos cilíndricos de PVC unidos entre sí, horizontal y verticalmente, formando

una “torre” revestida por una malla de plástico de tipo mosquitero, c) red plástica de tipo

cebollera formando un diseño en forma de “roseta”, ubicada dentro de un cilindro de malla

de plástico de tipo mosquitero, y d) combinación de refugios: tubos de PVC distribuidos al

azar en el fondo del acuario + torres + rosetas + redes de tipo cebollera dispuestas al azar

en la columna de agua. A este último grupo se lo denominó grupo mixto.

En el tratamiento a), se utilizaron tubos de PVC de ¾ pulgadas y 1 pulgada de

diámetro, para juveniles tempranos y avanzados respectivamente. En el tratamiento b), se

emplearon 40 tubos de PVC (de ¾ pulgadas de diámetro para juveniles tempranos y de 1

pulgada para juveniles avanzados) unidos entre sí para formar una torre de 5 filas x 8

columnas, recubierta por una tela de plástico de tipo mosquitero. A esta última se le

confeccionaron aberturas para permitir el ingreso de los animales a los tubos de PVC

ubicados en el interior de la misma. Las aberturas mostraron un tamaño de poro de 1,5 cm

y de 3 cm, para juveniles tempranos y avanzados, respectivamente. Tanto los tubos de

63

PVC como las aberturas de la red exhibieron una disposición alternada entre sí, teniendo

en cuenta ciertas consideraciones previamente presentadas por Barki et al. (2006) para

juveniles pre-adultos (16 gr) de C. quadricarinatus. En el tratamiento c), se colocó un par

de rosetas dentro de un cilindro de 12 cm de diámetro, armado con tela de plástico de tipo

mosquitero con un tamaño de poro igual al mencionado en el tratamiento b) para cada tipo

de juvenil. En el grupo mixto d), se incorporaron todos los refugios anteriormente

mencionados (Figura 12).

Los grupos experimentales b y c tuvieron como finalidad aumentar la

disponibilidad de refugios en la columna de agua, proveyendo sustratos verticales a fin de

disminuir la competencia intraespecífica por los sitios de resguardo. La tela de plástico

utilizada como cobertura de tales refugios verticales permitió (a modo de “gradas”) el

acceso de los juveniles a los estratos más elevados de los mismos. Por otro lado, el grupo

mixto (d) tuvo como finalidad enriquecer el hábitat, proveyendo una variedad de refugios.

Figura 12. Refugios: A. Tubos de PVC; B. Torre; C. Roseta; D. Combinación de refugios.

B A

C D

64

El ensayo se llevó a cabo con juveniles tempranos y avanzados. Los juveniles

tempranos fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles de eclosión reciente

y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras, mientras que los juveniles avanzados

fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles mantenidos en stock en el

laboratorio.

Se utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo) con la presencia

del refugio correspondiente. En cada acuario se adicionaron: para el tratamiento a) 30

tubos de PVC; para los grupos b) y c) dos torres y dos cilindros, respectivamente; mientras

que para el grupo d) se agregaron una torre, un cilindro, tubos de PVC y redes de tipo

cebollera en exceso. Cada torre contó con un total 30 compartimientos (tubos de PVC)

disponibles como refugio. Los acuarios fueron llenados con 8 litros de agua declorada y

fueron provistos de aireación constante. La temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el

fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). Dos veces por semana se realizó un recambio total

del agua y limpieza de los mismos. En cada acuario se agregaron doce juveniles tempranos

y diez juveniles avanzados a una densidad de 133 y 111 individuos / m2, respectivamente.

Todos los grupos experimentales fueron ensayados por cuadruplicado.

Los animales fueron alimentados diariamente ad libitum con alimento balanceado

(TetraColor®). El ensayo comprendió una duración total de 30 días, al cabo del cual se

registró la supervivencia contabilizando los animales vivos, así como el peso corporal de

cada animal (considerando el peso húmedo, como se detalló anteriormente) mediante

balanza digital (precisión de + 0,1 mg). A partir de la determinación del peso corporal, se

calculó la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento (TEC), mediante los

algoritmos detallados previamente en el presente Capítulo (ver “Efecto del sustrato”).

65

Para cada refugio ensayado, se determinaron los siguientes parámetros químicos

indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno disuelto, pH, amonio, dureza total,

alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos de medición y metodologías

anteriormente mencionados en el presente Capítulo (ver “Efecto del sustrato”). Las

determinaciones se correspondieron a muestras de agua recolectadas inmediatamente antes

y después del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo, para ambas fases de

crecimiento, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros

mencionados.

Tanto los índices de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de

crecimiento) como la supervivencia fueron analizados mediante un análisis de varianza

(ANOVA) de una vía. Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación

arcoseno de la raíz cuadrada para transformar los datos y validar así los supuestos de

igualdad de varianzas y normalidad. Los parámetros de calidad de agua se analizaron

mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo y tratamiento como

factores. En todos los casos la igualdad de varianzas fue verificada mediante el test de

Levene, y normalidad por método gráfico. Cuando se detectaron diferencias significativas

se utilizó un test paramétrico de comparaciones múltiples a posteriori (test de Tuckey). El

nivel de significación usado para el análisis fue del 5 %.

RESULTADOS

Los valores medios obtenidos para el peso corporal inicial y final, así como la

supervivencia al término del ensayo se muestran en las Tablas 5 y 6, para juveniles

66

tempranos y avanzados respectivamente. La ganancia en peso y la tasa específica de

crecimiento se muestran en las Figuras 13 y 14.

Se observó que la supervivencia de los juveniles tempranos fue afectada por el tipo

de refugio utilizado en los acuarios de cultivo. La supervivencia al finalizar del ensayo fue

significativamente mayor (P<0,01) en el grupo mixto, con respecto al resto de los grupos

experimentales. La supervivencia en el grupo b) (torres) resultó a su vez significativamente

mayor (P<0,05) con respecto al grupo a) (tubos de PVC); mientras que el grupo c) (rosetas)

exhibió un valor intermedio (Tabla 5).

Con respecto a la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento de los

juveniles tempranos, se observó que aquellos mantenidos en acuarios de vidrio que

contenían tubos de PVC como refugio, exhibieron valores significativamente menores

(P<0,01) respecto del resto de los refugios ensayados (roseta, torre y grupo mixto), no

encontrándose diferencias significativas entre éstos últimos para ninguno de los índices

crecimiento (Figura 13).

Tabla 5. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles

tempranos cultivados en acuario con diferentes tipos de refugios durante 30 días. Refugio Peso inicial Peso final Supervivencia

(mg) (mg) (%)

PVC 19,98 ± 0,83 66,18 ± 9,79 45,84 ± 2,41 a

Roseta 19,84 ± 0,80 122,10 ± 16,12 56,25 ± 3,40 a, b

Torre 19,69 ± 0,79 117,87 ± 9,67 64,58 ± 3,99 b

Mixto 19,78 ± 0,77 153,92 ± 26,35 79,16 ± 2,41 c

Letras distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).

67

Figura 13. Valores finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) para

juveniles tempranos mantenidos en acuarios con diferentes tipos de refugios durante 30

días. Las columnas representan la media y la barras verticales el error estándar. Letras

distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).

En cuanto a la supervivencia de los juveniles avanzados, el grupo mixto sólo difirió

significativamente (P<0,01) del grupo a) (PVC), siendo mayor a éste; mientras que los

grupos torre y roseta mostraron un efecto intermedio (Tabla 6). Con respecto a la ganancia

en peso y la tasa específica de crecimiento de los juveniles, no se observaron diferencias

significativas (P>0,05) entre los diferentes tipos de refugios evaluados (Figura 14).

PVC Roseta Torre Mixto

TE

C (%

/día

)

0

1

2

3

4

5

6

7

8

a

b b

b

Gan

anci

a en

pes

o (%

)

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

a

b

b

b

68

Tabla 6. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles

avanzados cultivados en acuario con diferentes tipos de refugios durante 30 días. Refugio Peso inicial Peso final Supervivencia (g) (g) (%)

PVC 1,11 ± 0,05 1,87 ± 0,13 75,00 ± 2,89 a

Roseta 1,08 ± 0,08 2,02 ± 0,09 85,00 ± 5,00 a, b

Torre 1,10 ± 0,05 1,99 ± 0,07 87,50 ± 2,50 a, b

Mixto 1,09 ± 0,06 2,15 ± 0,18 92,50 ± 2,50 b

Letras distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).

Figura 14. Valores finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC)

para juveniles avanzados mantenidos en acuarios con diferentes tipos de refugios durante

30 días. Las columnas representan la media y la barras verticales el error estándar.

Gan

anci

a en

pes

o (%

)

0

20

40

60

80

100

120

140

PVC Roseta Torre Mixto

TE

C (%

/día

)

0

1

2

3

69

Los parámetros de calidad de agua no variaron significativamente (P>0,05) entre

los diferentes tiempos de medición y tratamientos para cada fase de crecimiento,

mostrando valores que se ubican dentro de los límites aceptados para el cultivo de la

especie (Tablas 7 y 8).

Tabla 7. Valores medios (± ES) obtenidos para los parámetros químicos del agua, correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.

Tabla 8. Valores medios (± ES) obtenidos para los parámetros químicos del agua, correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles avanzados.

Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio (mg/l

NH4+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4

+)

Refugio pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos

disuelto

PVC AR 7,48±0,06 5,2±0,4 30±3,9 100,4±4,2 0,002±0,0015 0,01±0,005

DR 7,53±0,08 5,9±0,5 35±4,2 99,5±3,3 ND 0,0±0,0

Roseta AR 7,44±0,07 5,3±0,5 35±2,5 102,5±3,6 0,0015±0,001 0,005±0,003

DR 7,58±0,1 5,6±0,3 35±3,3 107,2±2,4 ND 0,0±0,0

Torre AR 7,51±0,04 5,4±0,2 35±3,5 99,7±5,4 0,0025±0,002 0,015±0,01

DR 7,50±0,06 5,3±0,6 35±2,7 104,0±3,9 ND 0,0±0,0

Mixto

AR

7,45±0,08

5,5±0,3

30±2,9

104,1±4,7

0,003±0,002

0,01±0,008

DR

7,49±0,05

5,7±0,4

35±3,1

100,2±3,8

ND

0,0±0,0

Refugio pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos

disuelto

PVC AR 7,43±0,03 5,1±0,6 35±3,7 99,6±5,7 0,002±0,0015 0,01±0,01

DR 7,48±0,05 5,6±0,5 35±5,1 106,2±3,5 ND 0,0±0,0

Roseta AR 7,48±0,05 5,5±0,3 30±3,1 100,7±4,2 0,0025±0,002 0,02±0,01

DR 7,51±0,06 5,9±0,2 35±2,7 102,4±3,1 ND 0,0±0,0

Torre AR 7,47±0,04 5,2±0,5 30±2,6 102,3±3,5 0,002±0,001 0,01±0,008

DR 7,54±0,09 5,5±0,3 35±4,3 100,8±4,6 ND 0,0±0,0

Mixto

AR

7,53±0,07

5,0±0,4

30±3,5

100,0±5,1

0,0015±0,001

0,015±0,01

DR 7,56±0,05 5,7±0,4 35±3,1 99,6±4,8 ND 0,0±0,0

70

Evaluación del tipo de refugio sobre la densidad de siembra

MATERIALES Y METODOS

Con el fin de evaluar si los refugios ensayados previamente permiten sembrar a una

mayor densidad sin alterar el crecimiento y sobrevida de los juveniles tempranos, se

ensayaron tres diferentes densidades de cultivo: 1) 133 juveniles / m2 (N = 12), 2) 223

juveniles / m2 (N = 20), y 3) 333 juveniles / m2 (N = 30).

Los refugios ensayados fueron: a) tubos cilíndricos de PVC distribuidos al azar en

el fondo del acuario, b) tubos cilíndricos de PVC unidos entre sí, horizontal y

verticalmente, formando una “torre” revestida por una malla de plástico de tipo

mosquitero, c) red plástica de tipo cebollera formando un diseño en forma de “roseta”,

ubicada dentro de un cilindro de malla de plástico de tipo mosquitero. El diseño y

disposición de cada refugio fue el mismo que el utilizado previamente (ver “Evaluación del

tipo de refugio”, en este Capítulo). Para todos los casos, se utilizó un fondo de vidrio.

El ensayo se llevó a cabo con juveniles tempranos, seleccionados al azar a partir de

un pool de juveniles de eclosión reciente y sincrónica en laboratorio, a partir de varias

hembras ovígeras. Se utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo) con la

presencia del refugio correspondiente. En cada acuario se adicionaron: para del grupo a),

30 tubos de PVC individuales al azar en el fondo del mismo; mientras que para los grupos

b) y c), dos torres y dos cilindros con rosetas, respectivamente. Cada torre contó con un

total 30 compartimientos (tubos de PVC) disponibles como refugio para los animales. Los

71

acuarios contuvieron 8 litros de agua declorada y contaron con aireación constante. La

temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). Dos

veces por semana se realizó un recambio total del agua de los acuarios y limpieza de los

mismos.

Cada refugio fue ensayado a tres densidades de siembra, incorporando en cada

acuario un número variable de juveniles según corresponda. Para la densidad de 133

juveniles / m2 se agregaron doce juveniles en cada acuario; para la densidad de 223

juveniles / m2 se adicionaron 20 juveniles; mientras que para la densidad de 333 juveniles /

m2 se incorporaron 30 juveniles. Todos los grupos experimentales fueron ensayados por

cuadruplicado. Los animales fueron alimentados diariamente ad libitum con alimento

balanceado (TetraColor®). Al cabo de 30 días, se registró la supervivencia contabilizando

los animales vivos, así como el peso corporal húmedo de cada animal, mediante balanza

digital (precisión de + 0,1 mg). A partir de la determinación del peso corporal, se calculó la

ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento, según se mencionó anteriormente en

este mismo Capítulo.

Para cada combinación de refugio y densidad ensayada, se determinaron los

siguientes parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno

disuelto, pH, amonio, dureza total, alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos

de medición y metodologías anteriormente mencionados en el presente Capítulo. Las

determinaciones se correspondieron a muestras de agua recolectadas inmediatamente antes

y después del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo, de modo de estimar

la máxima variación posible de los parámetros mencionados.

72

Tanto los datos de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de crecimiento)

como los de supervivencia fueron analizados mediante contrastes de interacción (LSD

test). Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz

cuadrada para transformar los datos. Los parámetros de calidad de agua se analizaron

mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo de medición y

tratamiento como factores. Se verificó el cumplimiento de los supuestos de igualdad de

varianzas mediante el test de Levene, y normalidad por método gráfico. El nivel de

significación utilizado para el análisis fue del 5 %.

RESULTADOS

En cuanto a la supervivencia, se observó que el grupo a) (tubos de PVC) mostró

diferencias significativas (P<0,05) entre las tres densidades de cultivo, registrándose el

máximo valor a la menor densidad ensayada. Por el contrario, para el refugio torre la

supervivencia al cabo de 30 días no difirió significativamente (P>0,05) entre las

densidades ensayadas; mientras que el refugio rosetas sólo mostró diferencias (P<0,05)

entre la mínima y la máxima densidad, observándose un valor intermedio para la densidad

media (Tabla 11).

Por otro lado, se observó que la supervivencia al cabo de 30 días fue

significativamente mayor para el refugio torre respecto del grupo a) (tubos de PVC) para

las diferentes densidades de siembra ensayadas; mientras que el refugio en forma de roseta

varió de este último a las densidades intermedia y máxima. En cambio, entre ambos

73

refugios verticales no se detectaron diferencias estadísticamente significativas para cada

densidad tratada (Tabla 11).

Tabla 11. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles

tempranos cultivados a distintas densidades de siembra en diferentes refugios durante un

periodo de 30 días.

Refugio Densidad Peso inicial Peso final Supervivencia (mg) (mg) (%)

PVC 133 20,58±0,54 65,59±8,08 47,91±3,86 a

223 20,68±0,65 41,34±4,00 36,25±2,39 b

333 20,57±0,60 31,94±2,32 25,83±1,60 c

Roseta 133 20,63±0,61 113,21±9,08 58,33±5,89 a,d

223 20,66±0,70 83,48±6,05 51,25±2,39 d,e,f

333 20,68±0,63 64,92±4,55 44,99±2,15 f

Torre 133 20,59±0,57 117,09±9,85 62,50±5,38 d,g

223 20,66±0,62 87,87±4,39 58,75±2,39 e,g

333 20,59±0,61 68,75±5,50 53,33±3,60 f,g

Letras distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).

Del análisis de los resultados de crecimiento, se observó que independientemente

del tipo de refugio utilizado, la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento de los

juveniles disminuyeron significativamente (P<0,05) al aumentar la densidad de siembra,

registrando el máximo valor a la mínima densidad ensayada (133 juveniles / m2). Sin

embargo, el crecimiento a las densidades intermedia (222 juveniles / m2) y máxima (333

juveniles / m2) fue similar al cabo de 30 días, para los tres tipos de refugios ensayados. Por

otro lado, se vio que independientemente de la densidad de siembra ensayada, los índices

74

de crecimiento considerados resultaron significativamente mayores (P<0,05) cuando se

utilizó un sustrato vertical (torre o roseta), en comparación con el grupo a) (tubos de PVC),

mientras que a ninguna densidad se detectaron diferencias significativas (P<0,05) entre

ambos refugios verticales (Figura 16).

Figura 16. Valores medios finales de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento

(TEC), para juveniles tempranos mantenidos durante 30 días a diferentes densidades en

acuarios con distintos tipos de refugios. Las columnas representan la media y la barras

verticales el error estándar. Letras distintas indican diferencias estadísticamente

significativas (P< 0,05). Columnas rellenas con: líneas oblicuas verdes = 133 juveniles/m2;

puntos rojos = 223 juveniles/m2; y líneas oblicuas azules = 333 juveniles/m2.

Gan

anci

a en

pes

o (m

g)

0

100

200

300

400

500

600

a

c c

b

a,d d

b

d d

PVC Roseta Torre

TEC

(%/d

ía)

0

1

2

3

4

5

6

7

a

c c

b

b

a,d

d

c,d

d

75

Los parámetros de calidad de agua no mostraron diferencias significativas entre los

tiempos de medición y grupos experimentales, sin embargo los valores de amonio y nitrito

mostraron un incremento con la densidad de siembra (Tabla 12), aunque no excedieron los

límites recomendables para el cultivo (Jones, 1997, Boyd, 1982, entre otros).

Tabla 12. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua,

correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del

recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.

Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3

-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio (mg/l NH4

+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4+).

Refugio pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos

disuelto

PVC

133 AR 7,52±0,06 5,4±0,5 35±2,3 101,2±5,3 0,002±0,001 0,02±0,01

DR 7,46±0,07 5,7±0,3 35±3,7 98,6±4,5 ND 0,0±0,0

223 AR 7,49±0,05 5,1±0,3 30±4,1 105,6±4,8 0,015±0,01 0,04±0,03

DR 7,50±0,03 5,4±0,6 35±3,2 102,4±2,6 ND 0,0±0,0

333 AR 7,45±0,04 4,6±0,4 35±3,7 103,4±6,1 0,045±0,02 0,06±0,04

DR 7,48±0,05 5,8±0,7 35±4,5 97,7±3,2 ND 0,0±0,0

Roseta

133 AR 7,50±0,03 5,7±0,4 30±2,9 99,8±7,2 0,001±0,001 0,02±0,01

DR 7,52±0,04 5,6±0,5 35±4,5 102,3±4,3 ND 0,0±0,0

223 AR 7,51±0,08 5,3±0,2 35±4,6 105,2±4,3 0,025±0,01 0,03±0,02

DR 7,48±0,05 5,4±0,3 35±3,1 104,5±5,1 ND 0,0±0,0

333 AR 7,44±0,07 5,1±0,5 30±3,2 107,3±5,4 0,04±0,02 0,05±0,03

DR 7,52±0,06 5,5±0,6 35±4,8 99,3±2,8 ND 0,0±0,0

Torre

133 AR 7,48±0,04 5,4±0,6 35±3,1 105,3±3,2 0,002±0,001 0,02±0,01

DR 7,52±0,07 5,7±0,4 35±4,7 99,4±3,4 ND 0,0±0,0

223 AR 7,49±0,06 5,0±0,4 30±2,4 102,5±4,9 0,02±0,01 0,035±0,02

DR 7,56±0,05 5,9±0,3 35±3,6 103,9±2,5 ND 0,0±0,0

333 AR 7,55±0,08 4,7±0,5 30±5,3 99,6±2,7 0,045±0,03 0,06±0,03

DR 7,51±0,03 5,2±0,7 35±2,5 100,3±4,1 ND 0,0±0,0

76

Combinación de refugio y sustrato

MATERIALES Y METODOS

En el presente ensayo se combinaron el refugio y el sustrato que mostraron, en los

ensayos anteriores, los mejores resultados en cuanto al crecimiento y supervivencia de los

juveniles tempranos, a fin de evaluar si la combinación de ambos factores producía un

aumento aún mayor en ambas variables mencionadas. Cabe destacar que el presente

experimento no se realizó en juveniles avanzados debido a que no se encontraron

diferencias estadísticamente significativas entre los grupos experimentales en ninguno de

los ensayos anteriores (“Refugio” y “Sustrato”), ya sea en cuanto a la sobrevida o los

índices de crecimiento.

De los ensayos previos, se desprende que el uso de “piedras” como sustrato y el

agregado de “torres” como refugio, ambos por separado, optimizaron en los acuarios de

cultivo el crecimiento de los juveniles tempranos, en comparación con el resto de los

sustratos y refugios estudiados. De esta manera, se ensayaron los siguientes tratamientos:

a) piedras como sustrato y tubos cilíndricos de PVC unidos entre sí formando una torre

cubierta por una malla de plástico como refugio (grupo TP); b) piedras como sustrato y

tubos cilíndricos de PVC individuales distribuidos al azar en el fondo del acuario como

refugio (grupo PP); y c) vidrio como sustrato y tubos cilíndricos de PVC unidos entre sí

formando una torre cubierta por una malla de plástico como refugio (grupo TV). El diseño

de las torres utilizadas en los tratamientos a) y c) fue el mismo que se utilizó en el ensayo

previamente descrito.

77

Se dispuso de acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo) con la presencia

del refugio y sustrato correspondiente. En el caso del grupo TV, se utilizó el mismo fondo

del acuario de vidrio; mientras que los grupos TP y PP, se utilizó canto rodado de

aproximadamente 0,5 cm de diámetro cubriendo el fondo del acuario. En cuanto a los

refugios, para el grupo PP se agregaron al azar 30 tubos de PVC individuales; mientras que

para los grupos TV y TP, se adicionaron dos torres por acuario. Cada torre contó con un

total 30 compartimientos (tubos de PVC) disponibles como refugio para los animales. Los

acuarios contuvieron 8 litros de agua declorada y contaron con aireación constante. La

temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). Dos

veces por semana se realizó un recambio total del agua de los acuarios y limpieza de los

mismos.

Se utilizaron juveniles tempranos (aproximadamente 20 mg de peso corporal),

provenientes del stock de laboratorio. En cada acuario, se colocaron doce juveniles a una

densidad de 133 individuos / m2. Todos los grupos experimentales fueron ensayados por

cuadruplicado. Los animales fueron alimentados diariamente ad libitum con alimento

balanceado (TetraColor®). Al cabo de 30 días de ensayo, se registró la supervivencia

contabilizando los animales vivos, y el peso corporal de cada animal (considerando el peso

húmedo) mediante balanza digital (precisión de + 0,1 mg). A partir de la determinación del

peso corporal, se calculó la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento (TEC),

como se detalló anteriormente.

Para cada combinación de sustrato y refugio ensayada, se determinaron los

siguientes parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno

disuelto, pH, amonio, dureza total, alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos

78

de medición y metodologías anteriormente mencionados en el presente Capítulo. Las

determinaciones se correspondieron a muestras de agua recolectadas inmediatamente antes

y después del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo, para ambas fases de

crecimiento, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros

mencionados.

Para el análisis de los datos se procedió de la misma manera que en el ensayo

anteriormente descrito, utilizando los mismos modelos estadísticos (ANOVA de una vía)

para la ganancia en peso, tasa específica de crecimiento y supervivencia; y (ANOVA de

dos vías) para los parámetros de calidad de agua, con tiempo y tratamiento como factores.

Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz

cuadrada para transformar los datos. En todos los casos se verificó el cumplimiento de los

supuestos. Cuando se detectaron diferencias significativas se utilizó un test paramétrico de

comparaciones múltiples a posteriori (test de Tuckey), utilizando para el análisis un nivel

de significación del 5 %.

RESULTADOS

Los juveniles tempranos mantenidos durante 30 días en acuarios que contenían

torres como refugio y piedras como sustrato (grupo TP), exhibieron valores

significativamente mayores (P<0,05) tanto para la supervivencia (Tabla 9), como para

ambos índices de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de crecimiento, Figura

15), en comparación con el resto de los tratamientos, en los cuáles o bien se utilizó vidrio

como sustrato o bien PVC como refugio (grupos TV y PP, respectivamente).

79

Tabla 9. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles

tempranos mantenidos durante 30 días en diferentes combinaciones de sustrato y refugio. Sustrato Peso inicial Peso final Supervivencia Refugio (mg) (mg) (%)

Torres+Piedras (TP) 20,84±0,75 169,13±12,32 81,25±3,99 a Torres+Vidrio (TV) 21,04±0,73 123,85±9,20 66,66±3,41 b PVC+Piedras (PP) 21,08±0,55 118,71±8,82 56,25±3,40 b Letras distintas indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).

Figura 15. Valores medios de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) de juveniles tempranos mantenidos durante 30 días en diferentes combinaciones de sustrato y refugio (TP: Torres+Piedras; TV: Torres+Vidrio; PP: PVC+Piedras). Las columnas representan la media y las barras verticales el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (P<0,05) entre los tratamientos.

Gan

anci

a en

pes

o (%

)

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

a

b b

TP TV PP

TEC

(%/d

ía)

0

1

2

3

4

5

6

7

8a

b b

80

Los parámetros de calidad de agua no variaron significativamente (P>0,05) entre

los diferentes tiempos de medición y tratamientos, mostrando valores dentro de los límites

aceptados para el cultivo (Tabla 10).

Tabla 10. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua, correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.

TP: Torres+Piedras; TV: Torres+Vidrio; PP: PVC+Piedras. Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad

(mg/l HCO3-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio (mg/l NH4

+); nitritos (ppm NO2); ND: no

detectable (≤ 0,001 mg/l NH4+).

Sustrato pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos Refugio disuelto

TP

AR 7,55±0,06 5,4±0,5 35±4,6 102,2±5,3 0,002±0,001 0,025±0,015

DR 7,51±0,04 5,6±0,4 30±5,4 101,2±3,5 ND 0,0±0,0

TV AR 7,49±0,05 5,8±0,3 30±3,8 105,6±4,8 0,0015±0,001 0,02±0,01

DR 7,54±0,03 5,5±0,2 35±4,2 99,4±3,6 ND 0,0±0,0

PP AR 7,53±0,04 5,2±0,6 35±2,5 108,3±6,1 0,003±0,002 0,015±0,008

DR 7,49±0,03 5,7±0,3 35±5,7 103,8±3,7 ND 0,0±0,0

81

Evaluación de la distribución del alimento en el espacio

Durante los ensayos previos se observó que parte del alimento incorporado al azar

en los acuarios de cultivo muchas veces quedaba depositado en el fondo del mismo

confundido con el sustrato, como ocurrió cuando se utilizaron piedras (en el cual el

alimento se situaba en los espacios presentes entre las mismas, siendo de difícil acceso o

no localizado por los juveniles), generando en consecuencia una pérdida de alimento. Estas

observaciones realizadas a pequeña escala se reproducen también durante el cultivo a gran

escala que se lleva a cabo en los criaderos.

MATERIALES Y METODOS

Con el fin de evitar pérdidas del alimento en los acuarios de cultivo, y por ende

minimizar los costos de producción, se evaluaron los siguientes tratamientos: a)

incorporación del alimento al azar (de manera dispersa) en acuario con fondo de vidrio, y

b) incorporación del alimento en un único comedero (base plástica circular) dispuesto en el

centro del acuario con fondo de vidrio, c) incorporación del alimento al azar (de manera

dispersa) en acuario con fondo de piedras, y d) incorporación del alimento en un único

comedero (base plástica circular) dispuesto en el centro del acuario con fondo de piedras.

Para el experimento se utilizaron juveniles tempranos de C. quadricarinatus

(cercanos a los 20 mg de peso corporal), seleccionados al azar a partir de un pool de

juveniles de eclosión reciente y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras de

laboratorio. A partir de los resultados obtenidos en el ensayo previo, realizado con

82

diferentes tipos de dietas, se seleccionó el alimento formulado (TetraColor®) como fuente

de alimento para el presente experimento, debido a que produce un buen crecimiento y

sobrevida de los juveniles tempranos, al igual que la dieta con Artemia sp., pero a

diferencia de ésta última no es necesario producirla diariamente. Además, los nauplii de

Artemia se adicionan vivos, por lo que no se justifica testear el efecto de su distribución

espacial, a menos que fuera incorporada en estado no fresco (por ejemplo, congelado).

Se utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo), conteniendo 8

litros de agua declorada y aireación constante. La temperatura fue mantenida en 25 2 °C

y el fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). En cada acuario se agregaron doce juveniles

tempranos (a una densidad de 133 individuos / m2) y 12 tubos de PVC de ¾ pulgadas

como refugio. Dos veces por semana se realizó un recambio total del agua y limpieza de

los acuarios. En cada acuario se adicionó diariamente un 10 % de la biomasa en alimento,

administrado en dos tandas (un 5 % por la mañana y otro 5 % por la tarde). Todos los

tratamientos fueron ensayados por cuadruplicado. La duración del experimento fue de 30

días, al cabo del cual se registró la supervivencia contabilizando los animales vivos, y el

peso corporal húmedo de cada animal mediante balanza digital (precisión de + 0,1 mg). A

partir de la determinación del peso corporal, se calcularon la ganancia en peso y la tasa

específica de crecimiento, según se detalla para los ensayos anteriores.

Para cada tratamiento, se determinaron los siguientes parámetros químicos

indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno disuelto, pH, amonio, dureza total,

alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos de medición y metodología

previamente detallados. Las determinaciones se correspondieron a muestras de agua

recolectadas inmediatamente antes y después del recambio de agua y limpieza de los

83

acuarios de cultivo, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros

mencionados.

Los datos de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de crecimiento) y

supervivencia fueron analizados mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías,

siendo los factores el sustrato y la administración del alimento. Para el análisis de la

supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz cuadrada para transformar los

datos, y validar así los supuestos de igualdad de varianzas y normalidad. Los parámetros de

calidad de agua se analizaron mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con

tiempo de medición y tratamiento como factores. En todos los casos la igualdad de

varianzas fue verificada mediante el test de Levene, y normalidad por método gráfico.

Cuando se detectaron diferencias significativas se utilizó un test paramétrico de

comparaciones múltiples a posteriori (test de Tuckey). El nivel de significación utilizado

para el análisis fue del 5 %.

RESULTADOS

Los valores medios obtenidos para el peso (inicial y final) y supervivencia para

ambos tratamientos se muestran en la Tabla 11. La supervivencia no mostró diferencias

estadísticamente significativas entre las dos formas de administrar el alimento para cada

uno de los sustratos ensayados. Sin embargo, en los acuarios con fondo de piedras en los

que el alimento fue administrado en un comedero se registró una supervivencia final

significativamente mayor respecto de ambos tratamientos con fondo de vidrio (Tabla 11).

84

Tabla 11. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia para juveniles tempranos

alimentados al azar o en comedero en dos sustratos diferentes (vidrio y piedras).

Distribución Sustrato Peso inicial Peso final Supervivencia del alimento (mg) (mg) (%)

Al azar Vidrio 19,32±0,33 58,37±4,60 44,45±2,78 a Piedras 19,31±0,32 100,75±6,71 61,45±5,56 b, c

Comedero Vidrio 19,24±0,15 62,55±2,52 55,55±2,78 a, b

Piedras 19,37±0,11 133,04±8,16 69,45±2,78 c Letras distintas indican diferencias significativas (P< 0,05).

Los juveniles mantenidos durante 30 días en acuarios con fondo de piedras en los

que el alimento fue administrado en un comedero, mostraron valores significativamente

mayores para la ganancia en peso y tasa específica de crecimiento con respecto al resto de

los tratamientos. En el caso de los acuarios con fondo de vidrio no se detectaron

diferencias significativas en dichos parámetros entre ambas formas de administración del

alimento (Figura 16).

Los parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de los acuarios de

cultivo no mostraron diferencias significativas (P>0,05) entre los tiempos de medición y

los tratamientos, aunque los valores registrados para amonio y nitritos fueron levemente

menores en los acuarios con presencia de comederos respecto de los valores registrados

cuando la incorporación del alimento fue al azar. Sin embargo, todos los valores se

ubicados dentro del rango aceptable para el cultivo de la especie (Tabla 12).

85

Figura 16. Valores medios de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) de

juveniles tempranos mantenidos durante 30 días en acuarios con agregado de alimento al

azar o en comedero, Las columnas representan la media y las barras verticales el error

estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (P<0,05) entre tratamientos.

Gan

an

cia e

n p

eso

(%

)

0

100

200

300

400

500

600

700 Vidrio Piedras

a

b

a

c

Azar Comedero

TE

C (%

/día

)

0

1

2

3

4

5

6

7

a

b

a

c

86

Tabla 12. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua,

correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del

recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.

Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3

-); dureza (mg/l CaCO3); amonio (mg/l NH4+);

nitritos (ppm NO2). ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4+).

Distribución

del alimento pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos

Sustrato disuelto

Al azar AR 7,52±0,05 5,3±0,4 30±4,6 102,5±3,4 0,002±0,002 0,02±0,01

Vidrio DR 7,46±0,07 5,7±0,3 35±3,7 98,6±4,5 ND 0,0±0,0

Al azar AR 7,48±0,03 5,0±0,4 35±3,7 100,7±4,1 0,0025±0,002 0,03±0,02

Piedras DR 7,50±0,03 5,4±0,6 35±3,2 102,4±2,6 ND 0,0±0,0

Comedero AR 7,44±0,06 5,6±0,5 35±2,9 105,3±3,9 0,001±0,001 0,01±0,007

Vidrio DR 7,48±0,05 5,8±0,7 35±4,5 97,7±3,2 ND 0,0±0,0

Comedero AR 7,55±0,04 5,5±0,3 30±4,3 99,6±4,8 0,0015±0,001

0,01±0,01

Piedras DR 7,52±0,04 5,6±0,5 35±4,5 102,3±4,3 ND 0,0±0,0

87

De los resultados obtenidos en el ensayo previo quedó demostrado que la

incorporación del alimento en un comedero en presencia de un sustrato pedregoso produce

mejoras significativas en el crecimiento de los juveniles tempranos, respecto del agregado

al azar, es decir, de manera dispersa en el acuario. En el siguiente ensayo se evaluó si el

agregado de varios comederos, así como la complejización de su estructura produce

mejoras en el cultivo, respecto de la incorporación de un único y simple comedero.

MATERIALES Y METODOS

Se evaluaron los siguientes tratamientos: a) incorporación del alimento en un único

comedero de base plástica circular, b) incorporación del alimento en varios comederos de

base plástica circular, y c) incorporación del alimento en varios comederos de base plástica

circular a los que se les incorporó el refugio.

En el tratamiento a) se utilizó un único comedero circular dispuesto en el centro del

acuario (tal como en el ensayo previo); mientras que en el grupo b) se adicionaron al

acuario tres comederos circulares equidistantes entre sí. En ambos casos, se agregaron 12

tubos de PVC de ¾ pulgadas como refugios, distribuidos al azar en el acuario de cultivo.

En el caso del grupo c), se incorporaron tres comederos con la misma distribución que en

b), pero en este caso a cada comedero se le anexaron 4 tubos de PVC equidistantemente

distribuidos, de modo que cada comedero contó con sus propios refugios (Figura 17).

Las condiciones experimentales fueron las mismas que para el ensayo anterior: se

utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo), con 8 litros de agua

declorada y aireación constante. La temperatura se mantuvo en 25 2 °C y fotoperiodo en

88

14:10 (luz : oscuridad). Dos veces por semana se realizó un recambio total del agua y

limpieza de los acuarios. Todos los acuarios contaron con un fondo de piedras como

sustrato. En cada acuario se agregaron doce juveniles tempranos (a una densidad de 133

individuos / m2), de eclosión reciente y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras de

laboratorio. Los animales fueron diariamente alimentados con alimento formulado

(TetraColor®) a una ración del 10 % de la biomasa, administrada en dos tandas (un 5 % por

la mañana y otro 5 % por la tarde). Todos los tratamientos fueron ensayados por

cuadruplicado. Al cabo de 30 días se registró la supervivencia, contabilizando los animales

vivos, así como el peso corporal húmedo de cada animal. A partir de la determinación del

peso corporal, se calcularon la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento según

se detalla para los ensayos anteriores.

Figura 17. Comederos circulares de base plástica utilizados para el ensayo: A, un único

comedero central; B, tres comederos distribuidos equidistantemente entre sí; C, tres

comederos distribuidos equidistantemente entre sí a los que se les incorporó el refugio.

Para cada dieta ensayada, se determinaron: oxígeno disuelto, pH, amonio, dureza

total, alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos de medición y metodología

que para los ensayos previos. Las determinaciones se correspondieron a muestras de agua

recolectadas inmediatamente antes y después del recambio de agua y limpieza de los

A B C

89

acuarios de cultivo, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros

mencionados.

Los datos de crecimiento (ganancia en peso y tasa específica de crecimiento) y

supervivencia fueron analizados mediante un análisis de varianza (ANOVA) de una vía.

Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz

cuadrada para transformar los datos, y validar así los supuestos de igualdad de varianzas y

normalidad. Los parámetros de calidad de agua se analizaron mediante un análisis de

varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo de medición y tratamiento como factores. En

todos los casos la igualdad de varianzas fue verificada mediante el test de Levene, y

normalidad por método gráfico. Cuando se detectaron diferencias significativas se utilizó

un test paramétrico de comparaciones múltiples a posteriori (test de Tuckey). El nivel de

significación utilizado para el análisis fue del 5 %.

RESULTADOS

No se observaron diferencias estadísticamente significativas entre los diferentes

grupos experimentales, ni con respecto a la sobrevida de los juveniles (Tabla 13), ni con

respecto a ambos índices de crecimiento (Figura 18), demostrando que tanto un incremento

en el número de comederos por acuario así como la complejización del comedero

(mediante el ensamblado del refugio al mismo) no producen mejoras en el crecimiento y/o

sobrevida de los animales, con respecto a la incorporación de un único y simple comedero.

90

Tabla 13. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia para juveniles

tempranos mantenidos en acuarios con diferentes tipos de comederos (en cuanto a cantidad

y complejidad): 1C, un comedero; 3C, tres comederos; 3CR, tres comederos con refugio

ensamblado. Distribución Peso inicial Peso final Supervivencia del alimento (mg) (mg) (%)

1C 19,24±0,15 62,55±2,52 55,55±2,78 3C 19,34±0,22 52,71±3,01 58,33±4,81 3CR 19,25±0,44 56,63±3,89 61,11±2,78

Figura 18. Valores medios de

ganancia en peso y tasa

específica de crecimiento (TEC)

de juveniles tempranos

mantenidos durante 30 días en

acuarios con diferentes tipos de

comederos (en cuanto a cantidad

y complejidad): 1C, un

comedero; 3C, tres comederos;

3CR, tres comederos con refugio

ensamblado. Las columnas

representan la media y las barras

verticales el error estándar.

Gan

anci

a en

pes

o (%

)

0

50

100

150

200

250

300

SGR

(%/d

ía)

0

1

2

3

4

5

TE

C (

%/d

ía)

1C

3C

3CR

91

Los parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de los acuarios de

cultivo no mostraron diferencias significativas (P>0,05) entre los tiempos de medición y

los tratamientos, exhibiendo valores dentro del rango aceptable para el cultivo de la especie

(Tabla 14).

Tabla 14. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua,

correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del

recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos. 1C, un

comedero; 3C, tres comederos; 3CR, tres comederos con refugio ensamblado.

Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3

-); dureza (mg/l CaCO3); amonio (mg/l NH4+);

nitritos (ppm NO2). ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4+).

Distribución

pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos del alimento

disuelto

1C AR 7,45±0,05 5,6±0,5 30±3,8 100,3±4,4 0,002±0,001 0,02±0,01

DR 7,49±0,02 5,9±0,2 30±4,5 105,4±5,1 ND 0,0±0,0

3C AR 7,52±0,06 5,0±0,4 35±4,6 102,1±3,7 0,003±0,002 0,01±0,01

DR 7,48±0,03 5,3±0,5 30±5,2 99,4±4,5 ND 0,0±0,0

3CR AR 7,55±0,04 5,4±0,6 35±3,7 104,3±4,9 0,003±0,001 0,02±0,01

DR 7,51±0,05 5,5±0,3 35±3,4 100,7±3,8 ND 0,0±0,0

92

DISCUSION

Evaluación del tipo de sustrato y refugio para el cultivo de juveniles tempranos y

avanzados bajo condiciones de laboratorio

De los resultados obtenidos en el presente trabajo, se observó que la utilización

tanto de un sustrato como de un refugio adecuado (seleccionados a partir de varios

ensayados) resultó en un incremento significativo del crecimiento y sobrevida de los

juveniles tempranos, mientras que no se detectó un sustrato o refugio que fuese

particularmente mejor que otro, para el cultivo de los juveniles avanzados. De esta manera,

quedó demostrado que la fase temprana del crecimiento (correspondiente a la fase de

hatchery en criadero) resultó ser la más crítica para el cultivo, requiriendo de la aplicación

de estrategias de manejo que permitan un mayor cuidado de los juveniles, siendo el hábitat

un factor relevante que provee las condiciones adecuadas para el cultivo de los mismos.

Estudios previos realizados con C. quadricarinatus y otras especies del género, han

mostrado la importancia de proveer sustratos y/o refugios apropiados para los animales

durante las diferentes fases del cultivo, principalmente durante los primeros estadios de

vida, considerados los periodos más críticos en el ciclo de vida, debido a que los juveniles

mudan frecuentemente siendo altamente vulnerables durante la ecdisis al ataque de

predadores y co-específicos. Por ejemplo, Sokol (1988) observó que el agregado de un

sustrato y/o refugio apropiado al cultivo de la langosta C. destructor mejoró la

supervivencia y el crecimiento de los individuos. Masser y Rouse (1997) indicaron que los

juveniles de C. quadricarinatus durante las primeras fases del cultivo tienden a ejecutar

canibalismo, haciéndose necesaria la provisión de sustratos y refugios donde puedan

93

asentarse y disminuir así tal evento, aumentando por ende la producción. Karplus et al.

(1995) testeó diferentes tipos de refugios (como ser tubos de PVC, canto rodado y bandejas

“porta huevos” superpuestas) en juveniles pre-adultos de C. quadricarinatus, resultando

este último refugio significativamente favorable para la producción ya que brinda una

mayor superficie de resguardo. Un trabajo similar (Jones y Ruscoe, 2001), mostró que la

provisión y el tipo de refugio que se utilice en el cultivo de dicha especie durante la fase de

engorde, tiene una influencia significativa sobre la producción de los animales. Este

estudio mostró que la producción fue limitada cuando no se adicionó ningún tipo de

refugio al cultivo, principalmente causada por un elevado canibalismo; y que la adición de

diferentes tipos de refugios (neumáticos, hojas simples o elevadas de cemento, tubos de

PVC y manojos de redes utilizadas para el cultivo de ostras), produjo un impacto

significativamente positivo en la supervivencia, principalmente este último refugio. Por

otro lado, Molony y Bird (2005) mostraron que el agregado de sustratos artificiales a un

reservorio de agua natural en el sudoeste de Australia, incrementó la abundancia de la

langosta C. tenuimanus mediante una reducción en el impacto de su principal predador,

Perca fluviatilis (Perciforme), el cual habita la misma área generando una importante

mortalidad de los juveniles de langosta. Del mismo modo, otros estudios realizados en C.

quadricarinatus (Du Boulay et al., 1993), y en otras especies del género Cherax (Mills,

1989; Carroll, 1981), así como en varias especies de crustáceos bentónicos revelaron una

clara dependencia de la supervivencia en relación al tipo y disponibilidad del sustrato y

refugio ofrecidos al cultivo (Van Olst et al., 1975; Mason, 1978; Eggleston y Lipcius,

1992; Geddes et al., 1993; Ingerson, 1995; Sáez-Royuela et al., 2001).

Si bien el número y frecuencia de mudas de los juveniles tempranos no pudieron ser

monitoreados debido a que los pequeños caparazones mudados se mezclaban con algunos

94

de los sustratos, como ser piedras y arena, se observó una mayor ganancia en peso y una

mayor tasa específica de crecimiento en tales sustratos, con respecto al grupo que no

presentaba ningún sustrato adicional, es decir, que sólo contaba con el fondo de vidrio de

los acuarios. Dado que el proceso de muda se ve facilitado cuando el animal puede

afirmarse a algún sustrato para poder traccionar y desprenderse del exoesqueleto a ser

mudado, es lícito plantear que los valores más altos de ganancia en peso y tasa específica

de crecimiento registrados en los sustratos piedras y arena podrían atribuirse a una mayor

frecuencia de ecdisis comparada con el grupo sin sustrato agregado. Jones (1995) reportó

que bajo buenas condiciones de cultivo, dadas por la presencia de refugios, los juveniles de

la langosta C. quadricarinatus mudaban y crecían más rápidamente que aquellos

mantenidos en acuarios sin la presencia de los mismos. Si bien estas condiciones

ambientales resultaron favorables para el crecimiento de los animales condujeron, sin

embargo, a un mayor canibalismo ya que durante la ecdisis los animales son

considerablemente más vulnerables quedando expuestos al ataque de predadores;

evidenciando de esta manera, que la presencia de un refugio (en este caso plantas acuáticas

flotantes) produjo un buen crecimiento pero una supervivencia relativamente baja (66%).

Estas observaciones coinciden con los resultados obtenidos en el presente trabajo, en

donde si bien el sustrato piedras resultó ser el más apto en cuanto generó beneficios para el

desarrollo de los juveniles tempranos, exhibió un porcentaje de sobrevida relativamente

bajo (58,33 %) en términos de producción, debido probablemente a una elevada tasa de

canibalismo como consecuencia del continuo crecimiento de los juveniles.

En el sustrato piedras, así como en la arena, se observó una marcada

heterogeneidad en el tamaño y peso corporal de los juveniles durante el transcurso del

ensayo, resultando en el dominio de unos pocos individuos de gran tamaño sobre aquellos

95

de menor talla. Esta disparidad en el tamaño condujo a un incremento del canibalismo de

los juveniles dominantes sobre los subordinados más pequeños, y a una competencia

desigual por los recursos, como ser refugio y alimento. Teniendo en cuenta este hecho,

resulta entendible que el mayor crecimiento observado en dichos sustratos haya estado

asociado a una considerable mortalidad por canibalismo. Aun así, en el caso de las piedras

la supervivencia fue significativamente mayor a la registrada en el grupo con fondo de

vidrio, probablemente debido a que las piedras sirvieron de refugio para los juveniles de

menor tamaño; de hecho en reiteradas ocasiones se encontraron a estos animales enterrados

o cubiertos por las piedras. Jones (1990, 1995) encontró claras evidencias de una marcada

diferenciación durante el crecimiento de los juveniles de C. quadricarinatus, observando la

existencia de animales dominantes y subordinados en el mismo tanque de cultivo. De

hecho, Barki et al. (2006) observó que juveniles pre-adultos (8,8 ± 1,5 gr) de C.

quadricarinatus exhibían una baja tasa de crecimiento cuando eran mantenidos con

individuos de mayor tamaño (23,1 ± 5,3 gr), mientras que la tasa de crecimiento

aumentaba cuando eran cultivados en acuarios con ejemplares de la misma talla. Karplus y

Barki (2004) cuantificaron una reducción del 50 % en la tasa de crecimiento de juveniles

avanzados (2,0 ± 0,3 gr) de C. quadricarinatus mantenidos junto con individuos de mayor

tamaño (3,5 ± 0,3 gr). En concordancia con estos resultados, Ahvenharju y Ruohonen

(2007) observaron que cuando se cultivaban individuos de diferentes tamaños de la

langosta Pacifastacus leniusculus en un mismo tanque de cultivo, las interacciones

agonistas aumentaban significativamente en comparación con un cultivo conformado por

individuos de talla similar. Estos mismos autores reportaron que el crecimiento de los

individuos disminuía cuando eran cultivados grupalmente, en comparación con un cultivo

individual, al igual que lo observado por Jonsson y Edsman (1998) para la misma especie.

Por su parte, Sáez-Royuela et al. (2001) indicaron un aumento en la diferencia del tamaño

96

corporal y en la competencia por recursos durante el transcurso del ensayo con juveniles de

la langosta de pinzas blancas Austropotamobius pallipes, observando un marcado

comportamiento agresivo y un mayor canibalismo. Asimismo, otros autores observaron un

incremento en las interacciones agresivas entre los juveniles de varias especies de crayfish

(Procambarus clarkii, Figler et al., 1999, y P. leniusculus, Ranta y Lindström, 1992) por la

disponibilidad de recursos, resultando en una diferencia importante en el tamaño corporal.

Estudios realizados en C. quadricarinatus (Du Boulay et al., 1993), C. destructor (Geddes

et al., 1988, 1993) y C. tenuimanus (Morrissy et al., 1995), mostraron que en sistemas de

cultivo individual el crecimiento de los animales era mayor al obtenido en un cultivo

grupal o comunitario, debido a las interacciones que se establecen entre los individuos,

llevando a la presencia de organismos dominantes de gran talla y subordinados más

pequeños, estos últimos más vulnerables al canibalismo y con una tasa de crecimiento

reducida. Viau et al. (2007), evaluaron el contenido de reservas energéticas de juveniles

avanzados (1,0 ± 0,2 gr) de C. quadricarinatus mantenidos en cultivo grupal o individual.

Observaron que los individuos sometidos a un cultivo grupal mostraron niveles

significativamente mayores de glucosa en hemolinfa, mientras que aquellos mantenidos

individualmente revelaron un aumento significativo del glucógeno hepatopancreático.

Asimismo, el cultivo grupal mostró una mayor heterogeneidad en cuanto a tamaño y peso

corporal, mientras que la supervivencia del cultivo individual fue significativamente mayor

alcanzando un valor del 100% luego de 16 semanas de ensayo. Estos autores también

observaron que en el cultivo grupal la pérdida de quelas fue un evento frecuente debido a

las frecuentes disputas entre los individuos, mientras que el cultivo individual no registró

pérdida de quelas para ningún ejemplar ensayado durante todo el ensayo; concluyendo que

el cultivo grupal genera un importante estrés a los animales cultivados, asociado a una

mayor densidad y a una elevada competencia intraespecífica por los recursos. Otros

97

autores, Karplus et al. (1995) y Karplus y Barki (2004), observaron que la provisión de

sustratos o refugios al cultivo comunal de C. quadricarinatus resultó en un patrón de

crecimiento más uniforme, sugiriendo que la provisión de un hábitat artificial minimiza las

interacciones sociales debido a que disminuye la probabilidad de un contacto físico entre

los animales cultivados. En concordancia, Sokol (1988) observó que el agregado de un

sustrato y/o refugios apropiados al cultivo de la langosta C. destructor ayuda a reducir las

interacciones agresivas entre los individuos, mejorando su supervivencia y crecimiento,

probablemente mediante la reducción de los efectos de inhibición ejercidos por individuos

dominantes.

En la naturaleza, C. quadricarinatus y otras langostas australianas de agua dulce

suelen encontrarse en fondos rocosos o arenosos, así como en zonas con presencia de

vegetación acuática y ramas caídas en el agua, provenientes de los arbustos y/o plantas que

crecen en la orilla de los cuerpos de agua. Varios autores reportaron que los juveniles

prefieren las márgenes de los ríos, utilizando las piedras y la arena como refugio para

protegerse de ataques de co-específicos y de otros predadores (Jones y Ruscoe, 2001;

Molony y Bird, 2005); estos sustratos cumplen también un rol importante en la provisión

de sitios de resguardo durante la ecdisis, cuando los individuos son especialmente

vulnerables (Lowery, 1988; Fielder y Thorne, 1990; Smallridge, 1994, Gherardi, 2002).

En el presente estudio, tanto los juveniles tempranos como avanzados, mostraron una

marcada preferencia por las piedras respecto del resto de los sustratos ofrecidos,

evidenciando una respuesta comportamental hacia la elección de un sustrato similar al

encontrado en la naturaleza. Durante el ensayo se observó que, en la mayoría de los casos,

los juveniles tempranos hacían un hueco para enterrarse entre las piedras (dentro de la

arena experimental de elección de sustratos), permaneciendo inmóviles durante horas. En

98

varias filmaciones se observó que estos juveniles permanecieron por un periodo de hasta 5

horas enterrados entre las piedras, al cabo del cual realizaban una salida exploratoria breve

por la arena experimental y luego retornaban nuevamente a las piedras haciendo un hueco

entre las mismas y permaneciendo inmóviles por varias horas más, realizando

posteriormente una nueva salida exploratoria. Este ciclo se observó durante las 24 horas de

filmación en varios de los juveniles ensayados. En cambio, para los juveniles avanzados, si

bien mostraron también una marcada elección por las piedras, no exhibieron tiempos de

permanencia tan largos en este sustrato, sino que realizaban salidas más frecuentes por toda

la arena experimental alternadas con momentos de inactividad en las piedras, donde

también realizaban huecos a modo de refugio. Al parecer, estas observaciones indicarían

que las piedras estarían cumpliendo un rol importante en la actividad de los juveniles,

actuando como sitios de descanso. Por otro lado, el hecho de que los juveniles realizaran

huecos entre las piedras para cubrirse o esconderse entre éstas, revelaría que dicho sustrato

estaría actuando como un refugio para los animales.

Así como el agregado de piedras como sustrato a los acuarios de cultivo produjo

mejoras en el desarrollo de los juveniles tempranos de C. quadricarinatus, la incorporación

de refugios artificiales también resultó beneficiosa para el cultivo de estos juveniles. En el

presente estudio, se observó que la adición de refugios verticales a los acuarios produjo un

incremento significativo en el crecimiento y supervivencia de los juveniles tempranos

respecto de los refugios comúnmente utilizados en criaderos, como ser los tubos cilíndricos

de PVC dispuestos en el fondo de los recipientes o tanques de cultivo, pudiendo deberse

principalmente a que los refugios verticales ofrecen una mayor cantidad de sitios de

resguardo, consiguiendo que los animales ocupen tanto el fondo del acuario como una

parte significativa de la columna de agua. De hecho, el grupo que contó con tubos de PVC

99

como refugio, exhibió una mayor competencia por los sitios de refugio individuales

dispuestos en el fondo del acuario, en correspondencia con un mayor comportamiento

agresivo y canibalismo durante el ensayo, explicando así la baja tasa de supervivencia

obtenida para este grupo con respecto a los refugios verticales.

Estos resultados coinciden con lo reportado por otros autores. Jones (1997)

manifestó que el agregado de plantas acuáticas flotantes al cultivo de juveniles de C.

quadricarinatus, a modo de macrófitas sumergidas, generó una mayor disponibilidad de

sitios de resguardo en la columna de agua, los cuales eran utilizados por los juveniles como

refugio para evitar la predación. Jones y Ruscoe (2001) testearon diferentes tipos de

refugios en pre-adultos de C. quadricarinatus, obteniendo mejores resultados con aquellos

refugios que presentaban una mayor área disponible para albergar a los animales. Por su

parte, Mitchell et al. (1994), evaluaron el uso de trampas basadas en cámaras de múltiples

niveles a fin de colectar ejemplares de C. destructor en su ambiente natural. Estos autores

observaron que todos los niveles eran rápidamente colonizados por los animales, incluso

de diferentes tamaños entre sí. Este mismo dispositivo fue utilizado en la langosta

americana Homarus americanus resultando en un comportamiento similar al observado

con C. destructor (Sheehy, 1976), demostrando que la incorporación de refugios

artificiales verticales brinda una mayor área disponible, resultando eficaz para albergar a

los individuos.

El hecho de que C. quadricarinatus sea una especie bentónica lleva a que

normalmente sólo utilice el fondo del acuario quedando desaprovechada la columna de

agua, en cuanto a posible hábitat. La provisión de sustratos verticales, en particular el

diseño en torre, ha demostrado ser una interesante herramienta que brinda la posibilidad de

100

ampliar el hábitat de los juveniles, mejorando así tanto su supervivencia como su tasa de

crecimiento. En los acuarios que presentaban torres o rosetas como refugios, se observó a

los juveniles trepados a la red plástica que cubría a los mismos, consiguiendo de esta

manera ocupar toda la superficie disponible de dichos refugios. En el caso de las torres

(con la presencia de compartimientos individuales), los juveniles ocuparon todos los

niveles del mismo, incluso los estratos más elevados, mientras que en las rosetas (con la

presencia de compartimientos indefinidos, dado por las características estructurales del

material que lo conforma) se encontraban distribuidos aleatoriamente por toda su

superficie. En el caso del grupo mixto, el cual estuvo conformado por una variedad de

refugios (torres, rosetas, redes, tubos de PVC), se registró un crecimiento similar aunque la

supervivencia fue significativamente mayor al de ambos refugios verticales arriba

mencionados, indicando que tanto la disponibilidad de refugios como la complejidad del

ambiente, principalmente cuando los juveniles son tempranos y vulnerables, son factores

importantes para conseguir una buena producción final de juveniles aptos para el engorde.

Jones y Ruscoe (2001) demostraron que incrementando la complejidad del hábitat

mediante la provisión de refugios se obtuvieron mejoras en la supervivencia y producción

de individuos pre-adultos de C. quadricarinatus (mayores a 10 gramos de peso corporal)

debido a una mayor capacidad para separar a los animales entre sí. De todos los refugios

ensayados por estos autores, los que mostraron mejores resultados fueron aquellos que

presentaron una mayor área disponible. Del mismo modo, varios autores sostienen que la

existencia de un hábitat complejo estaría minimizando las interacciones sociales entre los

individuos. Por ejemplo, Baird et al. (2006) mostró que la estructura del hábitat influye en

las interacciones agonistas en la langosta C. destructor (15 gr de peso corporal),

observando que el número de interacciones agresivas y el tiempo total que los animales

101

emplean interactuando, disminuyeron cuando la estructura del ambiente fue más compleja.

Otro estudio realizado en la langosta O. propinquus también reveló el mismo efecto,

mostrando una reducción de las interacciones entre los animales al complejizar el ambiente

donde habitan (Corkum y Cronin, 2004). Meager et al. (2005), mediante un estudio de

selección de hábitat realizado con juveniles del camarón Penaeus merguiensis,

demostraron que un hábitat más complejo es seleccionado frente a otros con una estructura

más simple, ya que ofrece una mayor protección a posibles ataques de predadores. Otros

estudios realizados con juveniles de C. quadricarinatus y C. destructor en fase de engorde

(animales mayores a 5 gr de peso corporal), demostraron que un incremento en la

complejidad del hábitat a través del agregado de refugios y/o sustratos, resultó en una

mejora en la supervivencia del cultivo debido a una disminución de las interacciones

sociales entre los individuos, sugiriendo que un aumento en la estructura del ambiente

distrae en mayor medida a los animales de la presencia de co-específicos o bien bloquea el

contacto entre ellos (Jones y Ruscoe, 2001; Barki et al., 2006; Baird et al., 2006).

Sin embargo, la provisión de un hábitat complejo para los animales cultivables será

factible siempre que sea relativamente fácil de implementar y reducida en costos. Además,

los refugios utilizados no deberán interferir o dificultar la cosecha de los animales, ni

incrementar los tiempos operacionales. En el presente estudio, si bien la incorporación de

una variedad de refugios al cultivo (representada por el grupo mixto) mostró una mejora

significativa en la sobrevida de los juveniles en comparación con el resto de los refugios

ensayados (incluso los refugios verticales), el tiempo consumido durante la limpieza y la

cosecha final de los juveniles fue mucho mayor respecto del tiempo que demandaron los

otros refugios. Asimismo, comparando entre sí a los refugios verticales (torre y roseta), el

diseño en torre mostró ser más práctico que las rosetas, en las cuales los juveniles se

102

distribuyeron por entre los pequeños huecos formados por las redes, debiendo manipular

las mismas con cuidado de no dañar a ningún juvenil, dificultándose por tanto la

recolección de los pequeños animales.

Una manera de complejizar el ambiente, teniendo en cuenta las consideraciones

arriba mencionadas, fue combinar el sustrato con el refugio que generaron mejoras en el

desarrollo de los juveniles tempranos. De esta manera, resultó que de la incorporación al

acuario de cultivo de piedras como sustrato y torres como refugio, se consiguió un

crecimiento y supervivencia significativamente mayor que cuando se ensayaron tales

componentes por separado. La combinación mencionada de hecho representó una

complejización del ambiente que mejoró la performance de los animales sin complicar las

tareas operacionales de limpieza y cosecha. Un estudio realizado en el camarón

Litopenaeus vannamei, mostró que la incorporación de arena y redes dispuestas

verticalmente a modo de refugio en los tanques de cultivo produjeron un incremento

significativo en la producción de los animales, tanto en el crecimiento como en la

supervivencia de los mismos, en comparación con los tanque que solamente contenían

arena (Bratvold y Browdy, 2001).

Por otro lado, el establecimiento de jerarquías que se verifica desde temprana edad

(consistente en la diferenciación de individuos dominantes y subordinados, según se

discutió en párrafos precedentes), obliga en principio a que el cultivo de los juveniles de

langosta pueda realizarse sólo a densidades relativamente bajas, a fin de evitar grandes

pérdidas por canibalismo, o bien obliga a los productores a realizar biometrías y cosechas

frecuentes a fin de redistribuir a los animales por clases de tamaño, evitando el canibalismo

debido a la heterogeneidad de tallas. En este sentido, se observó que la utilización de un

103

sustrato vertical permite una mayor capacidad de carga, pudiendo aumentar la densidad de

siembra sin alterar el crecimiento de los juveniles tempranos. De igual modo, Jones (1997)

demostró que la incorporación de plantas acuáticas al cultivo de juveniles de C.

quadricarinatus proporcionó una mayor disponibilidad de refugios (con respecto a los

tubos de plástico y a las tiras de fibra de vidrio corrugado ubicados en el fondo de los

tanques de cultivo), ya que estas plantas presentaban un complejo sistema de raíces

disponible en toda la columna de agua, permitiendo una mayor capacidad de carga y por

ende una mayor densidad de siembra. Parnes y Sagi (2002), observaron que la utilización

de manojos de finas tiras de material plástico simulando algas marinas en los acuarios de

cultivo de juveniles recién eclosionados de C. quadricarinatus incrementaba la producción

de dicho estadio ya que generaba una mayor área disponible para los animales, pudiendo

así intensificar el cultivo. Sin embargo, estos tipos natural de refugios resultaron poco

prácticos ya que la compleja estructura que forman tanto las raíces como las enmarañadas

tiras dificultaba considerablemente la cosecha de los pequeños juveniles, incrementando

notoriamente los tiempos operacionales.

Por otro lado, diversos estudios demostraron que la densidad afecta el crecimiento

de C. quadricarinatus durante todos los estadios de vida, limitando su cultivo, ya sea

durante la fase de hatchery (Barki y Karplus, 2004), durante la fase de nursery (Naranjo-

Páramo et al., 2004), o durante la fase de engorde y reproducción (Pinto y Rouse, 1996;

Jones y Ruscoe, 2000). En el presente estudio, se observó que cuando se utilizaron tubos

de PVC como refugio dispuestos en el fondo del acuario, tanto el crecimiento como la

supervivencia disminuyeron significativamente con el incremento de la densidad. Sin

embargo, en el caso particular de los sustratos verticales no se observó tal relación,

principalmente en el diseño en torre, indicando una vez más los beneficios de la utilización

104

de un refugio que permita aprovechar la columna de agua como hábitat, brindando una

mayor superficie disponible para el resguardo de los juveniles y disminuyendo las

interacciones entre los mismos.

Por otro lado, de los ensayos realizados en el presente Capítulo se observó que

cuando se utilizaron piedras como sustrato, parte del alimento administrado en los acuarios

permanecía atrapado en los espacios formados por las piedras, sin ser consumido por los

animales cultivados, generando en consecuencia una pérdida de alimento. Se sabe que el

alimento suplementado implica un gran costo de inversión para los criaderos, debido

principalmente a su exigencia nutricional. Por tal motivo, el desperdicio de alimento en los

sistemas de cultivo debe ser mínimo, a fin de reducir los costos. A estos efectos, deben

considerarse varios factores, como el exceso de alimento administrado, el deterioro de la

calidad del agua que repercute negativamente sobre el alimento suplementado

descomponiéndolo rápidamente, y la disponibilidad efectiva del mismo para los animales.

Todos estos factores hacen que parte del alimento suministrado no sea consumido por los

organismos cultivados, derivando en una producción menos eficiente.

El exceso de alimento puede controlarse ajustando la ración requerida mediante

continuas biometrías de los animales, en los diferentes tanques de cultivo. Asimismo, la

calidad del agua puede mantenerse y ajustarse a través del registro constante de los

diversos parámetros físico-químicos del agua. En cambio, la disponibilidad del alimento

puede ser un inconveniente para el cultivo cuando los acuarios presentan una determinada

topografía o sustrato que dificulta la localización del mismo por los animales. En el

presente trabajo se observó, como se mencionó anteriormente, que cuando se agregaban a

los acuarios de cultivo piedras o arena como sustratos, una fracción del alimento

105

suministrado quedaba oculta entre las piedras o la arena, permaneciendo allí sin ser

consumida por los juveniles. Esto no sólo ocasionó una pérdida de alimento sino también

un potencial deterioro de la calidad del agua, generando una complicación para el cultivo.

Una manera de solventar este problema es confinando el alimento a un espacio

determinado como ser un comedero, de manera de evitar tales pérdidas sin afectar el

crecimiento y la sobrevida de los animales cultivados.

De los resultados obtenidos en este trabajo, se concluye que en presencia de un

sustrato pedregoso, la incorporación del alimento en un comedero resultó beneficioso para

el crecimiento de los juveniles, observándose un incremento significativo de los índices de

crecimiento (tanto de la ganancia en peso como de la tasa específica de crecimiento)

respecto de la incorporación de alimento al azar, aunque no se observó ninguna diferencia

en la supervivencia entre ambas formas de administración. En el caso de los acuarios con

fondo de vidrio, el efecto de la distribución espacial del alimento no fue relevante ni para

el crecimiento ni para la sobrevida de los juveniles tempranos. Un trabajo realizado por

Barki et al. (1997) con juveniles recién eclosionados de C. quadricarinatus demostró que

tanto el alimento disperso como el acumulado en un sector determinado del acuario,

produjeron un efecto similar sobre el crecimiento y supervivencia, si bien los autores no

hacen mención al sustrato utilizado, informando solamente la provisión de refugios a los

tanques de cría de los juveniles. Sin embargo, este estudio reveló también un marcado

efecto de competencia por el alimento confinado en un sector del tanque, que quedó

evidenciado por un incremento significativo en las interacciones sociales luego de

acumular el alimento en un espacio limitado.

106

Si bien en el presente trabajo de investigación no se cuantificó la ocurrencia de

interacciones intraespecíficas durante el periodo experimental, se observó a lo largo del

ensayo el comportamiento social de los juveniles luego del agregado del alimento. En el

caso del alimento suministrado dentro de en un comedero, se percibió un aumento en las

interacciones entre los juveniles, observándose fuertes disputas entre dos o más individuos

por el acceso al mismo. Sin embargo, tales interacciones fueron disminuyendo con los días

de experimentación, observando luego de la primer semana la aparición de pautas

comportamentales que se conservaron hasta el final del ensayo. Tales pautas evidenciaron

el establecimiento de un patrón jerárquico entre los juveniles de un mismo acuario, que

consistió en que los individuos de mayor tamaño o “dominantes” fuesen los primeros en

ingresar al comedero, inmediatamente después del agregado del alimento, tomando

posesión del mismo y defendiendo el recurso nutritivo, mientras que los más pequeños o

“subordinados” permanecían alrededor del mismo o en sus propios refugios.

Inmediatamente después de que los mayores se retiraban con su ración de alimento, los

más pequeños ingresaban al comedero para alimentarse. También se observó, en reiteradas

oportunidades, que los juveniles subordinados se mantenían en la proximidad del

comedero a la espera de algún fragmento de alimento proveniente del mismo.

Coincidentemente, Barki et al. (1997) observaron que el alimento acumulado en un

determinado espacio del acuario de cultivo era esparcido como resultado de la intensa

competencia y los fragmentos eran acarreados por los juveniles de C. quadricarinatus

hacia los refugios.

Raramente se observó a varios juveniles ingresar al mismo tiempo en el comedero,

y menos aún si éstos presentaban una marcada diferencia de tamaño. Asimismo, en muy

pocas ocasiones se observó a un mismo individuo o a unos pocos permanecer en el

107

comedero por largo tiempo. En general, se advirtió que los juveniles, tanto dominantes

como subordinados, tomaban una porción de alimento del comedero y se retiraban a sus

respectivos refugios (tubos de PVC) a fin de evitar enfrentamientos con co-específicos, por

lo que finalmente el comedero no resultó una fuente de alimentación monopolizada por

unos pocos ejemplares. Estas observaciones coinciden con lo registrado en otros estudios

realizados con diversas especies cultivables. Por ejemplo, en el camarón de agua dulce M.

rosenbergii, se vio que los machos dominantes de mayor tamaño tenían prioridad para

acceder a una fuente de alimento acumulada en un espacio limitado (Barki et al., 1992). En

los juveniles de la langosta Pacifastacus leniusculus, los individuos de mayor tamaño

ocuparon los refugios más cercanos a la fuente de alimento y los menores los más alejados

(Ranta y Lindström, 1992).

De esta manera, tanto en los acuarios con un sustrato pedregoso como en aquellos

con fondo liso (vidrio), los juveniles tempranos obtenían el alimento directamente del

comedero o de la periferia de éste, sin necesidad de realizar salidas exploratorias por todo

el acuario en busca del alimento. Mientras que cuando el alimento era suministrado

azarosamente, los animales eran obligados a recorrer todo el acuario a fin de conseguir

suficiente alimento. Esta última condición fue particularmente desventajosa cuando se

utilizó un sustrato pedregoso en los acuarios de cultivo. Como se mencionó anteriormente,

el agregado de piedras como sustrato ocasionaba que una fracción del alimento

suministrado permaneciera oculta entre las piedras, sin ser encontrada y por ende

consumida por los juveniles. El hecho de agregar un comedero a estos acuarios eliminó

este inconveniente, ya que los animales obtuvieron el alimento directamente del comedero,

siendo además consumido en su totalidad. Este mayor consumo indujo probablemente un

incremento significativo en el crecimiento de los juveniles, respecto de aquellos que

108

recibieron el alimento disperso en el acuario. En cuanto a los acuarios de vidrio, no se

obtuvieron ventajas con la incorporación de un comedero, probablemente debido a que en

dicho sustrato no quedaban encubiertos los fragmentos de alimento, siendo éste perceptible

y disponible para los juveniles.

En cuanto al agregado de una mayor cantidad de comederos al acuario de cultivo, o

la complejización del comedero con la incorporación del refugio al mismo, no se

observaron ventajas con respecto a la utilización de un único comedero central. El efecto

de ambas alternativas sobre el crecimiento y supervivencia de los juveniles tempranos fue

marginal. Por lo cual, de acuerdo con estos resultados y a los fines prácticos, la adición de

un único comedero sería suficiente para favorecer la producción del cultivo. De todas

maneras, es importante remarcar que estos resultados deberán ser comprobados a mayor

escala, en la cual probablemente la incorporación de comederos adicionales resulte

necesaria de acuerdo a las dimensiones que posean los tanques de cultivo.

Resumiendo, de acuerdo con los resultados obtenidos en la presente Tesis, se

concluye que cuando se utiliza algún sustrato que pueda atrapar alimento, como en el caso

de las piedras, resulta conveniente la incorporación de un comedero a los sistemas de

cultivo. Se ha visto que esta incorporación trae beneficios directos en cuanto al crecimiento

de los organismos cultivados, al garantizar la disponibilidad de alimento y reducir el

esfuerzo de alimentación. Finalmente y a los fines prácticos, esta metodología puede ser

fácil y directamente aplicada al cultivo a mayor escala, contribuyendo positivamente en la

producción y en la inversión del emprendimiento acuícola.

109

CCCAAAPPPIIITTTUUULLLOOO IIIIII

Evaluación de la fuente de alimento

y su distribución en el espacio sobre el

crecimiento y supervivencia de juveniles

de Cherax quadricarinatus, y sobre la calidad

del agua de cultivo bajo condiciones de laboratorio

110

INTRODUCCION

La importancia de la fuente de alimentación para el cultivo

Tal como se demostró en el Capítulo I, ciertos componentes del medio ambiente

(como el sustrato y el refugio), resultan variables esenciales para un correcto desarrollo de

los organismos cultivables, especialmente durante la fase inicial del crecimiento o fase de

hatchery; aunque existen otras variables importantes que determinan su producción, como

ser la alimentación.

Una producción aceptable de adultos del género Cherax puede conseguirse

mediante el suministro de alimento de origen tanto animal como vegetal, ya que los adultos

de esta especie suelen ser omnívoros-detritívoros (Anon, 1979; Mills y McCloud, 1983;

Morrissy, 1979). Sin embargo, los juveniles presentan una preferencia alimentaria

diferente, requiriendo de mayores niveles de proteína en la dieta, que suele ser de origen

animal (Westman et al., 1986; Ackerfors et al., 1987; Jones, 1995; Masser y Rouse, 1997;

entre otros). Esto se debe principalmente a que los juveniles se encuentran en una fase de

crecimiento exponencial, por lo que requieren una mayor cantidad de proteína para la

formación de los tejidos. A medida que los juveniles crecen, sus requerimientos proteicos

disminuyen modificándose además su comportamiento alimentario, ya que adoptan una

alimentación más detritívora, incorporando así una mayor cantidad de vegetales,

cambiando su metabolismo y derivando parte de la energía del alimento hacia nuevas

funciones, como ser la reproducción.

111

Hasta hace una década atrás, el cultivo de la langosta se realizaba de manera

extensiva y semi-intensiva, utilizando sistemas de producción con una baja dependencia de

alimentos formulados (Huner et al., 1984). Sin embargo, la gran demanda del mercado y la

expectativa de una buena compensación económica impulsaron a buscar métodos

intensivos de producción. Verhoef y Austin (1999a), tal como se mencionó en el Capítulo

I, propusieron que en un corto plazo los primeros estadios son los más apropiados para

intensificar el cultivo, debiendo prestarse especial atención a la supervivencia y

crecimiento durante las fases de hatchery y de nursery. Por consiguiente, la identificación

de dietas apropiadas que suplan los requerimientos nutricionales de los organismos, es un

factor clave para alcanzar un óptimo crecimiento de los juveniles durante tales fases del

cultivo.

Varios grupos de investigación se han dedicado a estudiar los requerimientos

nutricionales específicos para las diversas especies de langostas de importancia comercial,

orientándose hacia la formulación de dietas óptimas para el crecimiento de cada fase del

ciclo de vida. Según Guillaume (1997) y Tacon y Akiyama (1997), para producir una dieta

balanceada es necesario establecer el mínimo nivel de proteína que provea los aminoácidos

esenciales para un buen desarrollo de los organismos cultivados. Si bien han sido escasos

hasta el momento los intentos de encontrar una dieta óptima para el cultivo de langostas,

minimizando al mismo tiempo el costo de los insumos, existen algunos reportes de especial

interés. De acuerdo con diversos estudios realizados en juveniles tempranos y avanzados

de C. quadricarinatus y C. tenuimanus se encontró que las dietas con una composición

cercana al 40 % de proteína cruda resultaron en elevadas tasas de crecimiento (Morrissy,

1989; Villarreal-Colmenares, 1989, 1996; Keefe y Rouse, 1999; Campaña-Torres et al.,

2003;), aunque otros estudios revelaron que un porcentaje de aproximadamente 35 % de

112

proteína cruda es suficiente para sostener niveles adecuados de crecimiento durante las

primeras etapas del cultivo de C. quadricarinatus (Jones, 1995; Meade y Watts, 1995;

Jones et al., 1996a; Villarreal-Colmenares, 2002; Cortés-Jacinto et al., 2003; Thompson et

al., 2004, 2005). Más aún, se conseguían resultados óptimos cuando ese porcentaje de

proteína estaba dado por una mezcla de ingredientes de origen animal y vegetal (Campaña-

Torres et al., 2005, 2006; Álvarez et al., 2007; Muzinic et al., 2004; Gutiérrez y

Rodríguez, 2010).

En ausencia de una dieta comercial (pellets) formulada exclusivamente para red

claw, muchos productores se han visto obligados a optar por alimentos de baja calidad, con

menos del 15 % de proteína, diseñados para aves de corral y que no cubren los

requerimientos nutricionales de las langostas, o bien por alimentos de alta calidad, con más

del 35 % de proteína, diseñados para el cultivo de otras especies acuáticas, tales como

langostino, camarón, trucha, etc. (Villarreal-Colmenares, 2000). Si bien se optó, en general

por este último tipo de alimento para conseguir una buena producción de langostas, su

elevado precio constituyó el mayor costo de inversión del cultivo, representando entre el

50 y 70 % de los costos totales de producción, incrementándose aún más en cultivos

intensivos. Es conocido el hecho de que la alimentación es el insumo más costoso en el

cultivo de crustáceos (Akiyama y Chwang, 1989; Wee, 1992; Villarreal-Colmenares, 1995;

Chamberlain, 1996; D́Abramo y Sheen, 1996; Shiau, 1998; Tacon, 1999). En estudios

realizados en camarones se determinó que apenas entre el 15 y 30 % del alimento

balanceado en forma de ración es convertido en biomasa por los animales cultivados,

quedando el resto en forma de sedimentos en los estanques de cultivo (Boyd, 2003).

113

La utilización de plantas acuáticas vasculares o macrófitas ha sido una interesante

alternativa en acuicultura, constituyendo una valiosa fuente de nutrientes para especies

tanto omnívoras como herbívoras. En general, las macrófitas acuáticas presentan un alto

contenido de agua (aproximadamente entre 75 – 95 %) y suelen ser recursos pobres en

proteínas y lípidos (entre 0,7 – 3,5 % de proteína, sobre peso fresco), pero son

consideradas como un buen recurso para la provisión de carbohidratos digeribles y

minerales (tales como calcio, potasio, magnesio y elementos traza), aportando además

considerables cantidades de fibra cruda (Boyd y Scarsbrook, 1975; Little, 1979; Edwards,

1980). Varios autores han documentado los beneficios nutricionales de la incorporación de

plantas acuáticas a la dieta de crustáceos (Huner, 1984; Hessen y Skurdal, 1986; Harpaz y

Schmalbach, 1986; Celada et al., 1989), sugiriendo que dicho material vegetal fresco

podría proveer elementos nutricionales no disponibles en la materia animal proveniente del

zooplancton. Los mismos autores han reportado que los mejores resultados se consiguen

utilizando el material vegetal en su estado fresco, entero o picado, en general como

alimento suplementario a una dieta balanceada. Los efectos indirectos de la utilización de

plantas acuáticas también han sido reportados. Así, un estudio realizado con juveniles de

C. quadricarinatus mostró que el agregado de una planta acuática flotante (Pistia

stratiodes, conocida comúnmente como lechuga de agua), si bien no contribuyó de manera

directa a un buen crecimiento y supervivencia de los animales juveniles (Jones, 1995),

presentó ventajas para el sistema de cultivo en relación al mantenimiento de la calidad del

agua.

Alternativamente, los acuicultores han considerado entre las opciones de

alimentación al fitoplancton (microalgas), y al zooplancton (rotíferos, copépodos, Artemia

114

sp., cladóceros, oligoquetos, entre otros) (Figura 19). Estos ítems representan un alimento

vivo para las especies cultivables (peces, crustáceos y moluscos), destacándose en general

por su, facilidad de cultivo y su importante aporte nutricional. La mayoría de las algas

unicelulares que conforman el fitoplancton poseen elevados niveles de proteínas (40 a 80

% de proteína cruda sobre peso seco, dependiendo de la especie) (Tacon, 1989), siendo

empleadas adicionalmente como agentes controladores de la calidad de agua en los

sistemas de cultivo. Sin embargo, aunque se han perfeccionado las técnicas para el cultivo

de microalgas, la investigación científica ha sido limitada en cuanto a las estrategias de

alimentación con estos microorganismos y al aporte nutricional efectivo que los mismos

otorgarían al cultivo de crustáceos; resultando su utilización un método poco empleado

hasta ahora en la producción a gran escala con fines comerciales.

Varios estudios indicaron que los organismos invertebrados que forman parte del

zooplancton natural, constituyen un valioso recurso de nutrientes para el cultivo de

diversas especies acuáticas, siendo una fuente importante de proteínas, lípidos, ácidos

grasos, aminoácidos esenciales, minerales, vitaminas y pigmentos carotenoides,

utilizándose en muchos casos como un valioso complemento nutricional para el desarrollo

larvario de peces y crustáceos (Watanabe et al., 1983; Simpson et al., 1983).

En particular, tanto los copépodos como los rotíferos han demostrado ser una

sustancial fuente de nutrición en el cultivo de muchos peces marinos, principalmente

durante los estadios larvales (May, 1974; Fukusho, 1989). Una ventaja que presentan los

nauplii de los copépodos, es que poseen un tamaño tal (100 a 300 μm) que permite a las

pequeñas larvas de peces y crustáceos ingerirlos cuando todavía no pueden ingerir, por

ejemplo, nauplii de Artemia (tamaño medio de 500 μm). Dentro de los microcrustáceos de

115

importancia en acuicultura se destacan también los cladóceros, principalmente los géneros

Daphnia y Moina, debido al alto contenido nutricional que representan como alimento y a

las facilidades para su cultivo. Un trabajo realizado con juveniles de C. quadricarinatus

mostró que la administración de zooplancton, conformado principalmente por copépodos y

cladóceros, produjo un buen crecimiento de los animales en relación a una dieta formulada,

aunque la supervivencia final fue baja (Jones, 1995). Asimismo, la eficiencia del

zooplancton como alimento fue demostrada en un estudio realizado con juveniles de la

langosta de agua dulce P. clarkii (Brown et al., 1992).

Artemia spp. también es considerada un excelente alimento vivo para acuicultura,

debido a su rápido desarrollo, y al elevado valor nutritivo que presentan tanto los nauplii

recién eclosionados como los adultos, ambos utilizados como alimento para diferentes

estadios del ciclo de vida de peces y crustáceos. De los recursos nutricionales que posee la

Artemia (proteínas, lípidos, minerales, vitaminas, etc.), se destacan los ácidos grasos y

aminoácidos esenciales aportados por los nauplii. Numerosos reportes indicaron que la

incorporación de Artemia como alimento principal, ya sea como nauplius o adulto, fresco o

congelado, resultó en una mejora del crecimiento y sobrevida para diferentes etapas del

cultivo de varias especies de crustáceos, entre las cuales se encuentran las langostas (Jones,

1995; Massers y Rouse, 1997; Verhoef et al., 1998). Por otro lado, varios estudios

documentaron que la Artemia adulta juega un rol importante en la inducción de la

maduración ovárica, estimulando la actividad reproductiva y mejorando la calidad del

desove de camarones en cultivo (Lavens et. al., 1986; Browdy, 1989; Bray y Lawrence,

1990; Naessens et. al., 1997; Wouters et. al., 1997).

116

Una ventaja que presentan algunos de los microorganismos mencionados (como

Artemia, cladóceros y rotíderos) es que en condiciones adversas produce quistes o huevos

de resistencia, los cuales en condiciones favorables se hidratan y continúan su desarrollo

hasta eclosionar como nauplius. Esta capacidad ha convertido a teles microorganismos en

uno de los recursos de alimentación más importantes en acuicultura, pues los quistes

pueden conservarse y almacenarse durante varios años, facilitando enormemente su

comercialización como alimento. Sin embrago, la Artemia ha sido la única opción

desarrollada para el cultivo a gran escala. Además, la metodología empleada para llevar a

cabo su producción masiva es más sencilla que las técnicas utilizadas para el cultivo de

rotíferos y copépodos. Por esta razón, tales microorganismos no son considerados hasta la

actualidad como posibles substitutos de la Artemia.

Figura 19. Se muestran imágenes de producción de microalgas a gran escala (A y B), y de los

principales microorganismos utilizados en acuicultura como alimento para animales cultivables

(peces, crustáceos, moluscos), como: clorofíceas (C), cianobacterias filamentosas (D), diatomeas

(E), euglénidos (F), rotíferos (G), Artemia (H), cladóceros (I) y copépodos (J).

A B C E D

F J I H G

117

Diversos trabajos han revelado que la abundancia y calidad de los organismos que

conforman el zooplancton dependen de su nutrición, y que la adecuada elección de una

especie de microalga, levadura u otro microorganismo como alimento de aquellos depende

de la composición química, temperatura, fotoperíodo, calidad de agua y tipo de cultivo en

el cuál estén comprometidas estas especies de microorganismos (Fogg, 1975; Watanabe et

al., 1983; Hirata et al., 1985; entre otros). Además del control de los parámetros

mencionados, es necesario considerar que, para el establecimiento de un sistema de

producción masivo de alimento vivo, es importante el manejo de las técnicas de

aislamiento, purificación y mantenimiento de cepas, así como el conocimiento de la

fisiología, ciclo de vida, bioquímica, etc. de las especies involucradas, para determinar su

factibilidad de cultivo. Por tanto, a pesar de que la producción de zooplancton vivo (ya sea

Artemia, rotíferos, copépodos, cladóceros u otros) suele ser menos costosa que la

elaboración masiva de alimento formulado de elevada calidad y valor nutricional, su

producción requiere de varias etapas y cuidados especiales, resultando su implementación

poco frecuente en los criaderos de crustáceos.

En cambio, en un ecosistema natural acuático, la continuidad de las diversas

especies que lo componen depende del equilibrio establecido entre los diferentes niveles de

la trama trófica. Así, el desarrollo y supervivencia de larvas, juveniles y adultos de peces,

crustáceos y moluscos depende de la presencia de organismos que conforman el

fitoplancton y el zooplancton, cuyo desarrollo depende de la presencia de los nutrientes

adecuados. En reiteradas ocasiones se observó que, en su ambiente natural, el zooplancton

es uno de los mayores componentes de la dieta de los juveniles de langosta (Tcherkashina,

1977; Brown et al., 1992; Momot, 1995). Loya-Javellana et al. (1994) estudió la ontogenia

del estómago de C. quadricarinatus concluyendo que, en base a la dentición del molinillo

118

gástrico presente en estos animales, los juveniles pequeños (menores a 100 mg de peso

corporal) se encuentran morfológicamente equipados para consumir tanto detritos como

zooplancton. O’Brien (1995) encontró que pequeñas partículas de materia orgánica en

descomposición, provenientes de detritos, constituyen el mayor componente de la dieta de

C. tenuimanus, para un amplio intervalo de tallas. Estos resultados concuerdan con lo

reportado para P. vannamei para el cual el crecimiento puede incrementarse con el

agregado de material orgánico en suspensión (Leber y Pruder, 1988; Moss et al., 1992;

Moss, 1995). Otros estudios mostraron que C. destructor puede utilizar nutrientes

“relativamente no disponibles” en sedimentos enriquecidos con materia orgánica, mediante

un proceso selectivo de ingestión de tales sedimentos (Jones y De Silva, 1997; Jones et al.,

2002).

Durante los últimos años, varios estudios han dirigido su atención a la utilización de

ciertos métodos ancestrales de alimentación alternativa, en pos de reemplazar a las

costosas dietas comerciales, así como al cultivo del zooplancton utilizado como alimento

en el cultivo de crustáceos. Tales prácticas ancestrales se basan en estimular la producción

natural de comunidades de microorganismos presentes en los cuerpos de agua, con el

objetivo de utilizarlos como fuente de alimento para los organismos cultivados,

aumentando así su productividad con un mínimo costo de producción.

A la comunidad de microorganismos presente en un cuerpo de agua se la denomina

biofilm. Dicha compleja comunidad está compuesta por microorganismos autótrofos y

heterótrofos tales como: bacterias, algas, protistas, hongos y animales invertebrados

(rotíferos, copépodos, cladóceros, nematodes, etc.), asociados a una matriz extracelular

119

secretada principalmente por las bacterias (Figura 20). Dicha matriz está compuesta por

polisacáridos, proteínas, ácidos nucleicos y otros polímeros, así como por los productos

concentrados de su propio metabolismo (Allison, 1998; Ramesh et al., 1999; Davey y

O’Toole, 2000). La composición bioquímica del biofilm ha sido ampliamente estudiada

por varios autores (Christensen, 1989; Christensen y Characklis, 1990; Applegate y Bryers,

1991; Nielsen et al., 1997; Cooksey, 1992; entre otros). Para la formación del biofilm se

requiere de una superficie sumergible donde pueda desarrollarse la matriz orgánica

mencionada, dando lugar a una sucesión de microorganismos que permanecerán adheridos

a esa matriz. Los microorganismos que componen el biofilm están involucrados en la

transferencia de materia orgánica a lo largo de la cadena alimentaria y en diversos ciclos

biogeoquímicos, especialmente en el ciclo del nitrógeno, siendo de extrema importancia en

los ecosistemas acuáticos (Decho, 1990; Meyer-Reil, 1994).

En los sistemas de producción acuícola, la utilización de las comunidades naturales

de microorganismos puede generar una serie de importantes beneficios económicos y

ambientales, incrementando la dieta de los animales a través de la productividad natural de

los estanques de cultivo y mejorando la calidad de los cuerpos de agua (McIntosh et al.,

2000; Browdy et al., 2001; Moss, 2002; Samocha et al., 2004, entre otros). En la

actualidad, varios estudios realizados con diferentes organismos (principalmente

crustáceos y peces) demostraron los beneficios que pueden aportar el biofilm a los sistemas

de cultivo, produciendo mejoras tanto en el crecimiento y la sobrevida de los animales

(Stoner y Zimmerman, 1988; Thompson et al., 2002; McAbee et al., 2003; Ballester et al.,

2003, 2004 y 2007; Wasielesky et al., 2006; Abreu et al., 2007; Fernandes da Silva et al.,

2008, entre otros) como en las propiedades fisico-químicas del agua utilizada,

120

favoreciendo así un óptimo desarrollo de las especies cultivables (Bratvold y Browdy,

2001; Thompson et al., 2002; Ballester et al., 2004; Wasielesky et al., 2006, entre otros).

Figura 20. (A) Invernadero (Greenhouse) utilizado para el cultivo de juveniles de camarones de F.

vannamei en presencia de biofilm. (B) Biofilm formado sobre un sustrato artificial. Se muestran

imágenes de algunos microorganismos que lo constituyen: (C) cianobacteria filamentosa, (D)

rotífero, (E) ciliado, (F) nematode, (entre otros).

Diversas investigaciones demostraron que los microorganismos presentes en el

biofilm proveen nutrientes esenciales (proteínas, lípidos, ácidos grasos escenciales,

aminoácidos, minerales y vitaminas, como se mencionó previamente) que los hacen una

importante fuente de alimento complementaria para los animales cultivados (Thompson et

al., 2002). En este sentido, Abreu et al. (2007) demostró que el biofilm puede suplir más

A

C E

B

D F

121

del 70 % del nitrógeno utilizado por el camarón F. paulensis, confirmando que gran parte

del nitrógeno requerido por los juveniles de esta especie puede ser sustituido por los

microorganismos del biofilm.

Mediante la utilización del biofilm como fuente de alimentación alternativa podrían

reemplazarse entonces, al menos parcialmente, las costosas dietas comerciales formuladas

que se utilizan comunmente en los sistemas de cultivo, disminuyendo así los costos de

alimentación en un criadero. Por otro lado, esta metodología resulta más sencilla y

económica que la producción de monocultivos de fitoplancton o zooplancton,

anteriormente detallada. Son claros, entonces, los beneficios que podría aportar el biofilm a

la industria acuícola, tanto para el mejoramiento de las condiciones de cultivo como para

reducir los costos de producción. A pesar de la extensa exploración realizada en diferentes

especies de crustáceos, principalmente en camarones, aún no ha sido desarrollada ninguna

investigación sobre el uso de biofilm en especies de crayfish, a excepción de un único

estudio realizado en C. destructor, aunque sin resultados definitivos (Jones et al., 2002).

Por lo cual, el presente trabajo de investigación podría resultar un aporte original al cultivo

de los primeros estadios de C. quadricarinatus.

122

OBJETIVOS

Puntualmente, se plantean como objetivos particulares:

i. Evaluar el uso de diferentes dietas naturales (Artemia y plantas acuáticas) sobre el

crecimiento y la supervivencia de los juveniles, a fin de reemplazar el costoso

alimento balanceado comúnmente utilizado en el cultivo.

ii. Evaluar la contribución del biofilm adherido a un sustrato artificial sobre el

crecimiento y la supervivencia de los juveniles, así como al mantenimiento de la

calidad de agua en los acuarios de cultivo.

Los resultados obtenidos podrían ser directamente transferidos al ámbito

productivo, a fin de mejorar la producción global minimizando los costos de producción.

123

HIPOTESIS

i. La utilización de Artemia y de plantas acuáticas generan un crecimiento y una

supervivencia de los juveniles cultivados similar al producido por una dieta de alta

calidad nutritiva a base de alimento balanceado.

ii. La utilización del biofilm adherido a un sustrato artificial, contribuye al

crecimiento y a la supervivencia de los juveniles de manera similar a una dieta a

base de alimento balanceado; y al mantenimiento de la calidad del agua del

cultivo.

124

Evaluación del tipo de alimento

MATERIALES Y METODOS

Con el fin de obtener una dieta eficiente para incrementar el crecimiento de los

juveniles tempranos, se evaluaron tres tipos de dietas, administradas individualmente o en

combinación: a) zooplancton fresco (monocultivo de Artemia sp.), b) alimento balanceado

formulado (TetraColor®), c) planta acuática (Elodea sp.), d) Artemia sp.y alimento

balanceado formulado, e) Artemia sp. y Elodea sp., f) alimento balanceado formulado y

Elodea sp., y g) ayuno.

El alimento balanceado formulado (Figura 19) consistió en alimento comercial de

elevada calidad y costo, comúnmente utilizado para el cultivo de peces ornamentales

(TetraColor®), cuya composición nutricional es: 50,4 % proteína total, 4,8 % grasa, 9,3 %

cenizas totales, 26,3 % fibra dietaria, 6,9 % pérdida por desecación, 2,3 % hidratos de

carbono y un valor energético de 254 Kcal / 100 g (Chaulet et al., 2008). Este alimento fue

utilizado en estudios previos con C. quadricarinatus (Cahansky et al., 2008) mostrando

una buena aceptación y resultando en un buen crecimiento de los animales.

Tanto la Artemia sp. como la Elodea sp.(Figura 21), fueron suministradas cada día

en forma fresca. Para la obtención de la primera, se cultivaron diariamente quistes de

Artemia sp., a una densidad de 5000 quistes / litro en un recipiente de vidrio con agua

salina (20 ‰), manteniéndose una temperatura de aproximadamente 24 ºC, iluminación y

aireación constantes durante un periodo de 24 horas. Una vez eclosionados, los nauplii de

125

Artemia fueron retirados del recipiente e inmediatamente incorporados a los acuarios de

cultivo.

La Elodea empleada en el presente ensayo (Elodea canadensis) es una planta

flotante comúnmente utilizada como vegetación de acuario, debido a la presencia de largos

tallos con gran cantidad de hojas, pudiendo servir no sólo como fuente de alimento, sino

también como refugio para algunos animales. La misma fue incorporada en el fondo de los

acuarios de cultivo, en trozos pequeños, a fin de evaluar su efecto como fuente única o

complementaria de alimento para los juveniles.

Figura 21. Dietas utilizadas para el ensayo: A, Elodea canadensis; B, Artemia sp.(nauplii);

C, Alimento balanceado formulado (TetraColor®).

Para el experimento se utilizaron juveniles tempranos de C. quadricarinatus

(cercanos a los 20 mg de peso corporal), seleccionados al azar a partir de un pool de

juveniles de eclosión reciente y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras. Se

utilizaron acuarios de vidrio (900 cm2 de superficie de fondo) con 8 litros de agua

declorada y aireación constante. Dos veces por semana se realizó un recambio total del

agua y limpieza de los mismos. La temperatura fue mantenida en 25 2 °C y el

A B C

126

fotoperiodo en 14:10 (luz : oscuridad). En cada acuario se agregaron doce juveniles

tempranos (a una densidad de 133 individuos/ m2) y tubos de PVC de ¾ pulgadas de

diámetro como refugio. Todas las dietas fueron administradas diariamente ad libitum, de

manera dispersa en el acuario, removiendo los restos no consumidos cada mañana, antes de

la incorporación de la nueva fracción de alimento. Todos los tratamientos fueron

ensayados por cuadruplicado. La duración del experimento fue de 30 días, al cabo del cual

se registró la supervivencia contabilizando los animales vivos, y el peso corporal de cada

animal (considerando el peso húmedo, como se detalló en el Capítulo I) mediante balanza

digital (precisión de + 0,1 mg). A partir de la determinación del peso corporal, se

calcularon la ganancia en peso y la tasa específica de crecimiento, tal como se mencionó

en el Capítulo I.

Para cada dieta ensayada, se determinaron los siguientes parámetros químicos

indicadores de la calidad del agua de cultivo: oxígeno disuelto, pH, amonio, dureza total,

alcalinidad y nitritos, utilizando los mismos dispositivos de medición y metodología

detalladas en el Capítulo I. Las determinaciones se correspondieron a muestras de agua

recolectadas inmediatamente antes y después del recambio de agua y limpieza de los

acuarios de cultivo, de modo de estimar la máxima variación posible de los parámetros

mencionados.

Los índices de crecimiento y la supervivencia fueron analizados mediante un

análisis de varianza (ANOVA) de una vía. Para el análisis de la supervivencia se utilizó la

transformación arcoseno de la raíz cuadrada para transformar los datos y validar así los

supuestos de igualdad de varianzas y normalidad. Los parámetros de calidad de agua se

analizaron mediante un análisis de varianza (ANOVA) de dos vías, con tiempo de

127

medición y tratamiento como factores. En todos los casos la igualdad de varianzas fue

verificada mediante el test de Levene, y normalidad por método gráfico. Cuando se

detectaron diferencias significativas se utilizó un test paramétrico de comparaciones

múltiples a posteriori (test de Tuckey). El nivel de significación utilizado para el análisis

fue del 5 %.

RESULTADOS

La supervivencia al término del ensayo resultó significativamente mayor para los

juveniles alimentados con Artemia, alimento formulado, y la combinación de estas dos

dietas (Tabla 15). En el caso del grupo al que se le administró Elodea como única fuente

de alimento, la supervivencia exhibió un valor muy por debajo del resto de los grupos (10

%), no encontrándose diferencias significativas con el grupo ayunado. Sin embargo,

cuando la Elodea fue administrada junto con Artemia o alimento formulado, los valores de

sobrevida fueron similares a los obtenidos con ambas dietas puras (Tabla 15).

Los valores medios de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento de los

juveniles tempranos alimentados con las distintas dietas se muestran en la Figura 22. No se

encontraron diferencias significativas (P>0,05) entre las diferentes dietas, para ninguno de

los índices de crecimiento. Se observa, sin embargo, una clara tendencia de disminución

del crecimiento en las mismas dietas (Elodea sola y ayuno) que mostraron una disminución

significativa de la supervivencia.

128

Tabla 15. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final), y supervivencia de juveniles

tempranos alimentados con diferentes tipos de dietas durante 30 días. Alimento Peso inicial Peso final Supervivencia (mg) (mg) (%) Artemia (1) 20,69±0,24 61,23±1,79 66,67±3,33 a

Formulado (2) 20,70±0,26 61,82±4,31 46,67±3,33 a Elodea (3) 20,73±0,22 51,36±2,20 10,00±5,77 b (1) + (2) 20,64±0,33 59,22±3,34 60,00±5,77 a (1) + (3) 20,74±0,18 55,21±5,24 53,33±8,82 a (2) + (3) 20,68±0,48 56,19±2,13 40,00±5,77 a Ayuno 20,66±0,54 49,87±3,98 6,67±3,33 b

Figura 22. Valores medios finales (± ES) de ganancia en peso y tasa específica de crecimiento

(TEC) de juveniles tempranos alimentados durante 30 días con diferentes tipos de dietas: 1,

Artemia; 2, formulado; 3, Elodea; y sus respectivas combinaciones. Las columnas representan la

media y la barras verticales el error estándar. No se detectaron diferencias significativas (P>0,05)

entre tratamientos.

Gan

anci

a en

pes

o (%

)

0

50

100

150

200

250

SGR

(%/d

ía)

0

1

2

3

4

5

1 2 3 1+2 1+3 2+3 Ayuno

TE

C (

%/d

ía)

129

Los parámetros químicos indicadores de la calidad del agua de los acuarios de

cultivo no mostraron diferencias estadísticamente significativas (P>0,05) entre los tiempos

de medición y los tratamientos, registrando valores ubicados dentro del rango aceptable

para el cultivo de la especie (Tabla 16).

Tabla 16. Valores medios (± ES) obtenidos de los parámetros químicos del agua,

correspondientes a muestras recolectadas inmediatamente antes (AR) y después (DR) del

recambio de agua y limpieza de los acuarios de cultivo de juveniles tempranos.

Oxígeno disuelto (mg/l O2); alcalinidad (mg/l HCO3

-); dureza (mg/l equivalentes CaCO3); amonio

(mg/l NH4+); nitritos (ppm NO2); ND: no detectable (≤ 0,001 mg/l NH4

+).

Dieta pH Oxígeno Alcalinidad Dureza Amonio Nitritos

disuelto

Artemia (1)

AR 7,42±0,04 5,4±0,3 30±3,2 97,6±4,6 0,002±0,001 0,01±0,008

DR 7,46±0,07 5,7±0,3 35±3,7 98,6±4,5 ND 0,0±0,0

Formulado (2)

AR 7,43±0,05 4,9±0,4 30±2,6 100,6±3,8 0,003±0,002 0,025±0,01

DR 7,50±0,03 5,4±0,6 35±3,2 102,4±2,6 ND 0,0±0,0

Elodea (3)

AR 7,44±0,03 5,7±0,5 35±3,9 105,4±5,3 0,0015±0,001 0,01±0,01

DR 7,48±0,05 5,8±0,7 35±4,5 97,7±3,2 ND 0,0±0,0

(1) + (2) AR 7,47±0,04 5,2±0,3 30±2,5 99,3±4,2 0,002±0,0015 0,02±0,015

DR 7,52±0,04 5,6±0,5 35±4,5 102,3±4,3 ND 0,0±0,0

(1) + (3) AR 7,53±0,05 5,6±0,6 30±4,2 102,2±4,7 0,001±0,001 0,01±0,006

DR 7,48±0,05 5,4±0,3 35±3,1 104,5±5,1 ND 0,0±0,0

(2) + (3) AR 7,51±0,08 5,4±0,2 30±3,6 100,7±2,8 0,0025±0,001 0,02±0,02

DR 7,52±0,06 5,5±0,6 35±4,8 99,3±2,8 ND 0,0±0,0

Ayuno AR 7,45±0,04 4,7±0,6 35±3,1 98,4±5,6 0,003±0,0015 0,04±0,02

DR 7,52±0,07 5,7±0,4 35±4,7 99,4±3,4 ND 0,0±0,0

130

Evaluación del uso de biofilm en el cultivo

MATERIALES Y METODOS

Los ensayos correspondientes a esta Sección se llevaron a cabo en el Bioterio

Central de la Facultad de Cs. Exactas y Naturales, UBA, durante los meses de verano (de

diciembre a febrero). Con el fin de evaluar la utilización del biofilm como sistema

alternativo y/o complementario de alimentación y mantenimiento de la calidad de agua en

los sistemas de cultivo de la langosta C. quadricarinatus, principalmente durante las

primeras fases de crecimiento (juveniles tempranos y avanzados) se llevaron a cabo los

siguientes tratamientos, todos ellos realizados por triplicado:

B: sustrato artificial con presencia de biofilm

B+A: sustrato artificial con presencia de biofilm y agregado de alimento balanceado

A: sustrato artificial sin presencia de biofilm (“agua clara”) y agregado de alimento

balanceado

Se procedió en una primera etapa, de aproximadamente 30 días, a inducir la

formación del biofilm. Para esto, se utilizaron acuarios de vidrio (2400 cm2 de superficie

de fondo) conteniendo 50 litros de agua declorada, con aireación constante. Se trabajó en

un sistema cerrado (sin flujo continuo ni renovación de agua), con temperatura y

fotoperiodo naturales, de aproximadamente 25 ± 2 ºC y 14:10 (luz : oscuridad),

respectivamente. Como sustrato artificial, se agregaron a cada acuario 4 tiras de tela de

polietileno del tipo red de mosquitero, de 50 cm x 27 cm de ancho y alto respectivamente,

131

y con un tamaño de poro de 1 mm. Las tiras fueron fijadas a una soga en la parte superior y

a una plomada en la parte inferior para mantenerlas verticalmente en la columna de agua

(Figura 23). Para la formación del biofilm, se adicionó 10 litros de un inóculo inicial rico

en microorganismos (aproximadamente 15 % del volumen de agua adicionada por acuario)

proveniente de un cuerpo de agua natural, y el agregado diario de una pequeña porción de

alimento comercial para langostas (TetraColor®) como fuente de nitrógeno y fósforo. Este

alimento fue adicionado por la mañana y retirado por la tarde para evitar su

descomposición.

Una vez desarrollado el biofilm sobre el sustrato artificial (tela de polietileno) se

procedió a una segunda etapa de bioensayos con animales. Estos bioensayos, se llevaron a

cabo tanto con juveniles tempranos (en un rango entre 20 y 200 mg de peso corporal) como

avanzados (en un rango entre 1 y 2 g de peso corporal) de C. quadricarinatus. Los

juveniles tempranos fueron seleccionados al azar a partir de un pool de juveniles de

eclosión reciente y sincrónica, a partir de varias hembras ovígeras, mientras que los

juveniles avanzados fueron seleccionados al azar a partir del stock de laboratorio.

Para esta segunda etapa se trabajó en las mismas condiciones que para la etapa

previa de formación del biofilm, utilizando acuarios de vidrio (2400 cm2 de superficie de

fondo) conteniendo 60 litros de agua declorada con aireación constante (sin inóculo

adicional), bajo sistema cerrado (sin flujo continuo ni renovación de agua) con temperatura

y fotoperiodo naturales, de aproximadamente 25 ± 2 ºC y 14:10 (luz : oscuridad),

respectivamente. En cada uno de los acuario pertenecientes a los tratamientos B y B+A se

incorporaron 4 tiras de tela de polietileno con biofilm formado durante la etapa previa; en

132

el caso del tratamiento A se adicionaron 4 tiras de tela de polietileno sin biofilm. En todos

los acuarios se incorporaron 32 juveniles tempranos o 26 juveniles avanzados

(correspondiendo a una densidad de 133 y 111 animales / m2, respectivamente). Además,

se agregaron como refugio tubos de PVC de 1 y 11/2 pulgada de diámetro para juveniles

tempranos y avanzados, respectivamente. En cada acuario perteneciente al tratamiento

B+A o A, se adicionó un comedero cilíndrico de base plástica al que se le ensambló un

tubo de PVC verticalmente por el cual se incorporó el alimento (Figura 23). Los animales

fueron alimentados con alimento comercial formulado (TetraColor®) en una ración del 10

% de la biomasa total, con una frecuencia de 4 veces por semana. Por otro lado, las tiras

utilizadas como sustrato artificial y los tubos de PVC dispuestos como refugios en el

tratamiento A, fueron retirados y lavados con solución clorada durante 24 horas tres veces

por semana para evitar la formación del biofilm.

Figura 23. A y B, acuarios utilizados para la formación del biofilm sobre un sustrato

artificial (tela de polietileno), y posterior desarrollo de bioensayos con juveniles tempranos

y avanzados de C. quadricarinatus. C, se muestra el biofilm formado sobre el sustrato

artificial (tela de polietileno). D, comederos adicionados a los acuarios de cultivo utilizados

para la incorporación del alimento balanceado.

A B

C

D

133

Para los tratamientos B y B+A, se recolectaron semanalmente de cada acuario

muestras de las tiras de tela de polietileno para la determinación del peso seco, la

concentración de clorofila a y también para caracterizar los microorganismos encontrados

en el biofilm (adherido a dicha tela), con el fin de monitorear el desarrollo del mismo

durante el transcurso del ensayo. Adicionalmente, para todos los grupos experimentales se

tomaron semanalmente de cada acuario muestras de agua para la posterior determinación

de diversos parámetros químicos a fin de evaluar la influencia del biofilm en el

mantenimiento de la calidad del agua de cultivo. Al cabo de 30 días de ensayo, se registró

la supervivencia contabilizando los animales vivos, y el peso corporal húmedo de cada

animal mediante balanza digital (precisión de + 0,1 mg), colocando previamente a cada

juvenil sobre un papel de toalla para remover el exceso de agua. A partir de la

determinación del peso corporal, se calculó la ganancia en peso y la tasa específica de

crecimiento (TEC) para cada tratamiento, al igual que en las secciones previas. Por otro

lado, al término del ensayo se seleccionaron al azar 15 juveniles tempranos y 15 juveniles

avanzados de cada uno de los tratamientos, para la determinación del contenido estomacal,

con el objetivo de determinar si hubo consumo de biofilm. Los juveniles provenientes del

tratamiento sin biofilm (A) fueron utilizados como control.

Recolección y análisis del biofilm adherido al sustrato artificial.

Semanalmente, de cada acuario se retiró una tira de 2 cm de ancho de tela de

polietileno (sustrato artificial) con biofilm. Inmediatamente retirada del acuario, cada tira

fue recortada en tres partes de 2 cm x 2 cm cada una, de las cuales una parte fue utilizada

para la determinación del peso seco, otra para la cuantificación de la concentración de

134

clorofila a, y una tercera para la identificación de los microorganismos presentes en el

biofilm, como bacterias, algas, protistas y animales invertebrados (rotíferos, nematodes,

entre otros).

Para la determinación del peso seco, cada porción de tela de polietileno de 2 x 2 cm

fue colocada en un trozo de papel de aluminio y guardada en estufa a 60 ºC durante un

periodo de 24 horas, al cabo del cual fue pesada mediante balanza digital (precisión de +

0,1 mg). Se procedió luego a retirar el biofilm adherido a la tela mediante el raspado con

un cepillo de cerdas suaves. Una vez removido todo el biofilm, la tela fue colocada en un

trozo de papel de aluminio, guardada nuevamente en estufa a 60 ºC durante 24 horas, y

posteriormente pesada. La diferencia entre ambas mediciones fue considerada como el

peso seco del biofilm.

Para la determinación del contenido de clorofila a, de cada porción de tela de

polietileno de 2 cm x 2 cm se procedió a retirar el biofilm adherido utilizando un cepillo de

cerdas suaves, a fin de evitar la ruptura del material biológico. La muestra obtenida de la

remoción del biofilm fue filtrada mediante un filtro de micro fibra de vidrio tipo GF/F (0,7

µm de tamaño de poro y 47 mm de diámetro, Muntkell®) colocado dentro de un embudo

Büchner ensamblado a un kitasato conectado a la canilla por medio de una bomba de

vacío. Posteriormente, el filtro (conteniendo la muestra filtrada) fue cortado en pequeños

trozos y colocado en un frasco de vidrio conteniendo 8 ml de etanol a 60º (utilizado como

solvente de extracción de clorofila) y guardado en heladera en oscuridad total durante 24

horas. La concentración de clorofila a fue determinada a través del método

espectrofotométrico, realizando una primera lectura a 665 y a 750 nm, y luego del

agregado a la cubeta de una gota de HCl 0,1N se leyó nuevamente la absorbancia a ambas

135

longitudes de onda, a fin de corregir la lectura por feopigmentos. Para el cálculo de la

concentración de clorofila a fueron utilizadas las ecuaciones propuestas por Marker et al.

(1980), a saber:

[Clorofila a] = F * [(Abs1665 – Abs1750) – (Abs2665 – Abs2750)] * k * v

donde:

Abs1 = es la absorbancia antes de acidificar

Abs2 = es la absorbancia después de acidificar

F = 2,43 para el etanol

k = coeficiente de absorción específica, con un valor de 11,2 para el etanol

v = volumen de extracción, con un valor de 8 ml

La concentración de clorofila a se expresó como µg / cm2, relativizando a la

superficie utilizada para su medición.

Para la identificación de los microorganismos, de cada porción de tela de

polietileno de 2 cm x 2 cm se procedió a retirar el biofilm adherido utilizando un cepillo de

cerdas suaves, hasta remoción completa. La muestra de biofilm obtenida por raspado, fue

colocada en un frasco de vidrio con 20 ml de agua destilada y preservada en formol al 4%.

Posteriormente, con una pipeta Pasteur se tomó una alícuota del material y se la colocó

sobre un portaobjeto, cubriéndola con un cubreobjeto. Cada muestra fue observada bajo

microscopio binocular (Nikon SMZ 645) y recorrida en su totalidad, identificando los

principales microorganismos presentes en la muestra. Los organismos de tamaños mayores

fueron observados con un aumento de 40X y 100X (nematodes, rotíferos y ciliados)

136

mientras que los de menor tamaño se observaron con un aumento de 400X (algas,

cianobacterias, diatomeas y pequeños flagelados).

Resulta importante aclarar que el objetivo del presente ensayo no fue estudiar la

composición detallada de la comunidad perifítica que conforma el biofilm adherido al

sustrato artificial (tela de polietileno). Por tanto, simplemente se identificaron los grandes

grupos de microorganismos presente en el mismo, sin realizar una determinación de otros

niveles taxonómicos que requieren del uso de claves taxonómicas.

Análisis del contenido estomacal

Una vez concluido el ensayo, se seleccionaron 5 juveniles al azar de cada acuario

para la determinación del contenido estomacal, resultando un total de 15 juveniles por

tratamiento. Para ello, cada juvenil seleccionado fue crioanestesiado y disecado bajo lupa

binocular. Para extraer el estómago se separó el cefalotórax con pinzas de disección

adecuadas al tamaño de cada animal, se retiró el hepatopáncreas quedando expuesto el

estómago, el cual fue rápidamente disecado. El mismo fue colocado en una caja de petri

con unas gotas de agua destilada, y luego cortado y aplastado para extraer el contenido.

Finalmente, con una pipeta Pasteur se tomó todo el material o una alícuota de éste,

dependiendo del tamaño del estómago, colocando la muestra sobre un portaobjeto y

cubriéndola con un cubreobjeto, para poder observarla bajo microscopio binocular (Nikon

SMZ 645). Cada muestra fue recorrida en su totalidad, identificando los microorganismos a

nivel de grandes grupos, al igual que para las observaciones de las muestras de biofilm.

Los organismos de tamaños mayores fueron observados con un aumento de 40X y 100X

(nematodes, rotíferos y ciliados) mientras que los de menor tamaño se observaron con un

137

aumento de 400X (algas, cianobacterias, diatomeas y pequeños flagelados). Las estructuras

no identificadas o que plantearon dudas al momento de la observación fueron fotografiadas

con una cámara digital Canon A 85 para su posterior confirmación.

Análisis de parámetros físico-químicos de calidad de agua

Semanalmente, se registraron en cada acuario de cultivo la temperatura del agua

(termómetro de mercurio, precisión + 0,5 ºC), el pH (DigimitedTM pHmetro digital,

precisión + 0,01) y el oxígeno disuelto (DigimitedTM oxímetro, precisión + 0,01).

Asimismo, una vez por semana se recolectó agua de cada acuario en frascos de vidrio para

el posterior análisis en el laboratorio de los siguientes parámetros químicos indicadores de

la calidad del agua: alcalinidad, dureza, amonio y nitritos.

Por otro lado, cada 15 días se recolectaron 20 ml de agua de cada acuario para la

determinación de clorofila a. Para ello, cada muestra de agua recolectada fue filtrada

mediante un filtro de micro fibra de vidrio tipo GF/F (0,7 µm de tamaño de poro y 47 mm

de diámetro, Muntkell®), tal como se mencionó anteriormente. Posteriormente el filtro

(conteniendo la muestra filtrada) fue cortado en pequeños trozos y colocado en un frasco

de vidrio conteniendo 8 ml de etanol a 60º (utilizado como solvente de extracción de

clorofila) y guardado en heladera en oscuridad total durante 24 horas. La concentración de

clorofila a fue determinada a través del método espectrofotométrico, utilizando las

ecuaciones propuestas por Marker et al. (1980), previamente mencionadas. En este caso, la

concentración de clorofila a se expresó como µg / litro, relativizando al volumen de agua

utilizado para su medición.

138

Análisis estadístico

Para el análisis de los parámetros de crecimiento (ganancia en peso y tasa

específica de crecimiento) y supervivencia se utilizó un análisis de varianza (ANOVA) de

una vía. Para el análisis de la supervivencia se utilizó la transformación arcoseno de la raíz

cuadrada. Para el análisis estadístico del peso seco del biofilm, concentración de clorofila

a (tanto del biofilm como del agua de cultivo) y de los parámetros físico-químicos del agua

se utilizó un análisis de varianza (ANOVA) de dos factores (tiempo de medición y

tratamiento). En todos los casos se comprobaron los supuestos del ANOVA, verificando

gráficamente la normalidad de los datos y la homocedasticidad mediante el test de Levene.

En caso que no se cumpliera la homocedacia se transformaron los datos hasta verificar su

cumplimiento. Cuando la interacción resultó significativa se analizaron los efectos simples,

mientras que en los casos en que fue no significativa se procedió al análisis de los efectos

principales. En todos casos, cuando se detectaron diferencias significativas se utilizó un

test paramétrico de comparaciones múltiples (test de Tuckey). El nivel de significación

utilizado para el análisis fue del 5 %.

RESULTADOS

Juveniles tempranos

Para los juveniles tempranos, los parámetros de crecimiento (ganancia en peso y

tasa específica de crecimiento) variaron significativamente entre los tratamientos, siendo

mayores en los grupos con agregado de alimento (Figura 24). Sin embargo, la

supervivencia fue significativamente mayor (P<0,05) en aquellos tratamientos con

139

presencia de biofilm (exhibiendo en ambos casos valores mayores al 80 %), y registrando

una elevada mortalidad final en el grupo en el que sólo se administró alimento (grupo A,

sin biofilm) (Tabla 17). Al día 15, se observó en los acuarios pertenecientes a este último

grupo una importante mortandad, llegando al 25 % en dos de ellos. En este mismo

tratamiento, se observó durante la segunda semana del ensayo, una elevada concentración

de amonio y nitritos en el agua de cultivo, debiendo proceder al recambio total de la misma

para evitar una mayor mortalidad de juveniles durante los días posteriores.

Tabla 17. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles tempranos cultivados en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de sustrato artificial con biofilm durante 30 días. Tratamiento Peso inicial Peso final Supervivencia (mg) (mg) (%) B 100,67±2,73 213,95±09,69 81,39±7,35

a

B+A 100,53±2,49 371,49±17,57 90,28±3,67 a

A 101,19±1,34 324,96±43,77 44,45±7,73 b Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).

Figura 24. Valores medios finales para la ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) de juveniles tempranos mantenidos durante 30 días en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de sustrato artificial con biofilm. Las columnas representan la media y las barras verticales el error estándar. Letras distintas indican diferencias significativas (P<0,05).

Gan

anci

a en

pes

o (%

)

0

50

100

150

200

250

300

a

b

b

TEC

(%/d

ía)

0

1

2

3

4

5

a

b b

B B+A A

140

El peso seco del biofilm adherido al sustrato artificial (tela de polietileno) no

mostró variación (P>0,05) ni entre los tratamientos ni entre tiempos de recolección,

manteniéndose constantes durante el transcurso del ensayo (Figura 25). Sin embargo,

durante todo el ensayo las porciones de tela de polietileno recolectadas del grupo B

exhibieron una coloración menos intensa respecto de las del grupo B+A (Figura 26).

Figura 25. Valores medios del peso seco del biofilm adherido al sustrato artificial (tela de

polietileno) durante 30 días de ensayo. B: sustrato artificial con presencia de biofilm; B+A:

sustrato artificial con presencia de biofilm y agregado de alimento balanceado.

Figura 26. Porciones de tela de polietileno recolectadas de los acuarios de cultivo pertenecientes a los siguientes tratamientos (de izquierda a derecha): B+A (biofilm + alimento balanceado); B (biofilm); A (alimento balanceado, sin biofilm).

Días0 7 15 21 30

Pes

o se

co (

mg)

0

2

4

6

8

10 B B+A

141

La concentración de clorofila a presente en el biofilm, no varió entre los

tratamientos pero si mostró diferencias significativas entre los tiempos de recolección,

registrando un máximo (P<0,05) al día 7 respecto del inicio (día 0) para ambos grupos

experimentales (B y B+A), y disminuyendo luego gradualmente hasta el final del ensayo

(Figura 27).

Figura 27. Valores medios obtenidos para la concentración de clorofila a presente en el

biofilm adherido a un sustrato artificial (tela de polietileno), durante un periodo de 30 días.

B (biofilm); B+A (biofilm + alimento balanceado).

En cambio, la concentración de clorofila a presente en el agua de cultivo mostró un

incremento gradual durante el transcurso del ensayo, haciéndose recién significativa la

diferencia con respecto al valor inicial hacia el final del mismo. Para el tratamiento en el

cual se agregó sustrato artificial sin biofilm (grupo A), la concentración de clorofila a en el

agua de cultivo fue significativamente menor durante la primera semana del ensayo,

aumentando gradualmente hasta alcanzar un valor próximo al de los grupos con biofilm

hacia el día 15, al cabo del cual se renovó el agua de los acuarios de cultivo, retomando en

0 7 15 21 30

Días

Clo

rofil

a (u

g/cm

2 )

0

2

4

6

8

10

12BB+A

Clo

rofil

a a

(µg/

cm2 )

142

consecuencia un valor cercano al inicial (Figura 28). Sin embargo, cabe destacar que los

valores registrados en todos los casos estuvieron muy por debajo de los obtenidos para el

biofilm adherido al sustrato artificial (arriba mencionado).

Figura 28. Valores medios obtenidos para la concentración de clorofila a presente en el

agua de cultivo, durante un periodo de 30 días. B (biofilm); B+A (biofilm + alimento

balanceado); A (alimento balanceado, sin biofilm).

En cuanto a la composición de microorganismos presentes en el biofilm adherido al

sustrato artificial, si bien no se realizó un análisis cuantitativo para determinar su

abundancia, durante las dos primeras semanas se observaron solamente chlorophytas

(principalmente Oedogonium sp., perteneciente a la clase Chlorophyceae), xanthophytas

(exclusivamente Characiopsis sp., perteneciente a la clase Xanthophyceae), diatomeas

pennadas, cianobacterias filamentosas y agrupadas (estas últimas en menor grado), algunos

flagelados y bacterias. A partir del día 15 comenzaron a observarse ciliados (pertenecientes

Días

0 15 30

Clo

rofil

a en

agu

a (u

g/m

l)

0,00

0,02

0,04

0,06

0,08

0,10

0,12

0,14

0,16

0,18BB+AA

Clo

rofil

a a

(µg/

L)

143

principalmente al grupo vorticellidos), nematodes, rotíferos y unos pocos gastrotricos

(Figura 29).

El análisis del contenido estomacal mostró que los juveniles tempranos consumen

el biofilm adherido al sustrato artificial, observando chlorophytas (Oedogonium sp.),

xanthophytas (Characiopsis sp.), diatomeas pennadas, cianobacterias filamentosas,

ciliados (principalmente vorticellidos) y en algunos casos rotíferos (Figura 28). Todos los

ítems observados en el contenido estomacal de los juveniles se correspondieron con la

composición de microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial de

ambos tratamientos (B y B+A), a excepción de los nematodes, que no fueron encontrados

en ningún estómago observado. En el caso particular del grupo A (sin biofilm), el

contenido estomacal de algunos juveniles reveló la presencia de unos pocos ejemplares de

clorophytas (Oedogonium sp.) y xanthophytas (Characiopsis sp.). En ningún caso se

observó ningún otro ítem registrado para el biofilm, como ser diatomeas, cianobacterias,

protistas ó animales invertebrados. Por otro lado, durante la disección de los juveniles se

observó que aquellos animales que fueron mantenidos en presencia de biofilm (con o sin

alimento balanceado) exhibieron estómagos (e incluso intestinos) con una coloración verde

intensa producto del consumo del biofilm, a diferencia de los juveniles alimentados

únicamente con alimento balanceado cuyos estómagos presentaron una coloración marrón

característica del consumo de dicho alimento formulado (Figura 29).

144

Figura 29. A-I : microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial. J-M : microorganismos presentes en el contenido estomacal de juveniles tempranos alimentados con biofilm. A, D y H: cianobacterias filamentosas; B y L: rotífero; C y J: Characiopsis sp.; D y M: Oedogonium sp.; I y K: diatomeas; E: cianobacteria agregada; G, cialiado (vorticellido); F: nematode. N: estómagos de juveniles tempranos alimentados con biofilm (izquierda) o alimento balanceado (derecha).

N

A

D

B C

E F

G H I

J K L M

145

En lo que respecta a la calidad del agua de cultivo, cada parámetro analizado

exhibió una respuesta diferente, según se indica en la Figura 30. La temperatura fue similar

en todos los acuarios, fluctuando entre los 27,8 y 21,5 ºC con un valor medio de 24,27 +

2,50 ºC. El pH fue similar entre los tratamientos con presencia de biofilm (obteniendo una

media de 8,53 ± 0,18 para B+A, y de 8,34 ± 0,18 para B), mientras que para el tratamiento

sin biofilm (grupo A) fue significativamente menor (P<0,05) que en los otros dos

tratamientos (7,97 ± 0,09) durante todo el desarrollo del ensayo. Los acuarios con

presencia de biofilm exhibieron valores de oxígeno disuelto significativamente mayores

(P<0,05) que para aquellos sin biofilm, alcanzando un valor medio de 7,48 + 0,28 mg/l O2

para B+A, y de 7,19 + 0,24 mg/l O2 para B. Para este último tratamiento (sin biofilm) se

registró una disminución significativa de oxígeno disuelto durante la segunda semana del

ensayo, correspondiéndose con el incremento en las concentraciones de amonio y nitritos.

Luego de proceder al recambio del agua de cultivo de tales acuarios, se alcanzó un valor

cercano al inicial (6,87+ 0,07). Tanto la alcalinidad como la dureza del agua (Figuras 31)

mostraron valores similares entre los tratamientos con presencia de biofilm, observando un

patrón similar durante todo el ensayo (registrando un valor promedio para la alcalinidad de

21,00 + 1,13 mg/l HCO3 para B+A; y de 21,33 + 0,62 mg/l HCO3 para B; y para la dureza

del agua de 88,5 + 7,02 mg/l equivales de CaCO3 para B+A; y de 111 + 6,49 mg/l

equivales de CaCO3 para B). Durante la segunda semana el tratamiento sin biofilm (grupo

A) presentó valores significativamente mayores de alcalinidad (28,33 + 1,67 mg/l HCO3) y

dureza del agua (120 + 5 mg/l CaCO3), con respecto a los registrados para los tratamientos

con presencia de biofilm. Luego del recambio del agua de cultivo de los acuarios, se

alcanzaron nuevamente los valores iniciales (23,33+ 1,77 mg/l HCO3 y 95 + 2,89 mg/l

CaCO3, respectivamente), siendo similares a los obtenidos para los grupos con biofilm.

146

Figura 30. Valores registrados durante 30 días para la temperatura, pH y oxígeno disuelto del agua de cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial.

Días

Tem

pera

tura

(ºC

)

20

22

24

26

28

30BB+AA

Días

pH

7,0

7,5

8,0

8,5

9,0

9,5

Días

0 7 15 21 30

Oxí

geno

dis

uelto

(mg/

l)

5

6

7

8

9

147

Figura 31. Valores registrados durante 30 días para la alcalinidad y la dureza del agua de cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial.

Las concentraciones de amonio y nitritos en los acuarios con presencia de biofilm

(Figura 32) fueron bajas y se mantuvieron estables durante todo el ensayo, sin mostrar

variaciones significativas (P> 0,05) ni entre ambos tratamientos ni entre tiempos de

medición. En todos los casos, se obtuvieron valores por debajo del límite máximo aceptado

Días

0 7 15 21 30

Alc

alin

idad

(m

g/l H

CO

3)

10

15

20

25

30

35 BB+AA

Días

0 7 15 21 30

Dur

eza

(mg/

l CaC

O3)

60

80

100

120

140

148

para el cultivo, registrando un valor promedio para el amonio de 0,009 + 0,003 mg/l NH4+

para B+A; y de 0,006 + 0,003 mg/l NH4+ para B; y para los nitritos de 0,011 + 0,003 ppm

NO2 para B+A; y de 0,0073 + 0,0012 ppm NO2 para B.

En cambio, para los acuarios sin biofilm (Figura 32) las concentraciones de amonio

y nitritos mostraron un incremento significativo durante las dos primeras semanas,

alcanzando valores máximos de 0,61 + 0,08 mg/l NH4+ y 0,25 + 0,00 ppm NO2,

respectivamente, excediendo ampliamente en ambos casos el límite recomendable para el

cultivo de la especie (Jones, 1997; Boyd, 1982). Como se mencionó anteriormente, durante

la segunda semana de ensayo se produjo una mortalidad elevada en tales acuarios, por lo

cual se realizó un recambio total del agua de cultivo a fin de evitar una mayor mortandad

de los animales. Durante la tercera semana, posteriormente al recambio de agua, la

concentración de amonio alcanzó un valor próximo al inicial (0,011 + 0,04 mg/l NH4+),

pero durante la última semana del ensayo se detectó nuevamente un incremento

significativo en los niveles por encima del valor aceptado para el cultivo, siendo asimismo

significativamente mayor a los registrados para los tratamientos con biofilm. En cuanto a la

concentración de nitritos, a pesar del recambio de agua de los acuarios durante la segunda

semana del ensayo, se observó que si bien su valor disminuyó considerablemente durante

la tercera semana (0,065 + 0,05 ppm NO2), éste se mantuvo por encima del límite aceptado

para el cultivo, incrementándose aún más durante la última semana del ensayo, alcanzando

valores similares a los del día 15 (0,20 + 0,05 ppm NO2).

149

Figura 32. Valores registrados durante 30 días para la concentración de amonio y nitritos

del agua de cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de sustrato

artificial con biofilm.

Días

Nitr

itos

(ppm

NO

2)

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30BB+AA

Días

0 7 15 21 30

Am

onio

(m

g/l)

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

150

Juveniles avanzados

Para los juveniles avanzados, si bien los valores registrados para la ganancia en

peso y la tasa específica de crecimiento (Figura 33) fueron mayores en los grupos que

recibieron alimento balanceado (A y B+A), las diferencias no resultaron significativas

(P>0,05) con respecto al grupo que sólo recibió biofilm (B). En cuanto a la supervivencia,

fue significativamente mayor en aquellos tratamientos con presencia de biofilm adherido al

sustrato artificial (B y B+A), obteniendo en ambos casos valores elevados (Tabla 18).

Tabla 18. Valores medios (± ES) de peso (inicial y final) y supervivencia de juveniles

avanzados cultivados en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de sustrato

artificial con biofilm durante 30 días. Tratamiento Peso inicial Peso final Supervivencia (g) (g) (%) B 0,90±0,02 1,09±0,04 90,74±1,86

a

B+A 0,91±0,02 1,45±0,12 79,63±1,85 a

A 0,92±0,01 1,33±0,14 59,26±8,07 b Letras distintas (a, b) indican diferencias estadísticamente significativas (P< 0,05).

Por otro lado, el peso seco del biofilm adherido al sustrato artificial (Figura 34) no

mostró diferencias estadísticamente significativas (P>0,05) ni entre los tratamientos ni

entre tiempos de medición, manteniéndose constante durante el transcurso del ensayo.

151

Figura 33. Valores medios finales para la ganancia en peso y tasa específica de crecimiento (TEC) de juveniles avanzados mantenidos durante 30 días en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial. Las columnas representan la media y las barras verticales el error estándar.

Figura 34. Valores medios del peso seco del biofilm desarrollado en un sustrato artificial durante 30 días. B: biofilm; B+A: biofilm+alimento balanceado.

Días0 7 15 21 30

Pes

o se

co (

gr)

0,002

0,003

0,004

0,005

0,006

0,007

0,008

B+A B

B B+A A

Gan

anci

a en

pes

o (%

)

0

10

20

30

40

50

60

70

80

B B+A A

SGR

(%/d

ía)

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

2,0

TE

C (

%/d

ía)

B B+A A

152

La concentración de clorofila a, presente tanto en el biofilm adherido al sustrato

artificial como en el agua de cultivo no varió entre los tratamientos B y B+A, pero si

mostró diferencias significativas (P<0,01) entre los tiempos de recolección (Figura 35).

Para ambos tratamientos, se observó que la concentración de clorofila a presente en el

biofilm adherido al sustrato artificial disminuyó significativamente a partir del día 15,

manteniéndose luego constante hasta el final del ensayo. En cambio, la concentración de

clorofila a presente en el agua de cultivo registró un incremento significativo recién hacia

el final del ensayo. Para el tratamiento sin biofilm (grupo A), la concentración de clorofila

a en el agua de cultivo mostró valores cercanos a cero durante todo el transcurso del

ensayo, siendo en todos los casos significativamente menor (P<0,05) a los valores

registrados para los grupos con biofilm (Figura 35).

Figura 35. Valores medios obtenidos para la concentración de clorofila a presente en el biofilm adherido al sustrato artificial (arriba) y en el agua de cultivo (abajo), durante un periodo de 30 días.

Días0 15 30

Clo

rofil

a a

(ug

/l)

0,00

0,04

0,08

0,12

0,16

0,20

0,24 B+A B A

Días

Clo

rofil

a a

(u

g/c

m2 )

0

2

4

6

8

10

12

Clo

rofil

a a

(µg/

cm2 )

Clo

rofil

a a

(µg/

L)

153

En cuanto a la composición de microorganismos presentes en el biofilm adherido al

sustrato artificial, se observó el mismo patrón que para los juveniles tempranos, siendo

dominado durante las dos primeras semanas del ensayo por chlorophytas (principalmente

Oedogonium sp.), xanthophytas (exclusivamente Characiopsis sp.), diatomes pennadas,

cianobacterias filamentosas y agrupadas (estas últimas en menor grado), algunos

flagelados y bacterias. A partir del día 15 comenzaron a observarse ciliados (pertenecientes

principalmente al grupo vorticellidos), nematodes, rotíferos y unos pocos gastrotricos

(Figura 36).

El análisis del contenido estomacal de los juveniles avanzados reveló un consumo

activo no selectivo sobre el biofilm, al igual que para los juveniles tempranos. Se

observaron principalmente chlorophytas (Oedogonium sp.), xanthophytas (Characiopsis

sp.), diatomeas, cianobacterias filamentosas y ciliados (principalmente vorticellidos).

Asimismo, en el estómago de los juveniles avanzados se observaron ejemplares de

nematodes, que no habían sido encontrados en el estómago de los juveniles tempranos, y

una mayor cantidad de rotíferos que la observada para estos últimos (Figura 36). La

cantidad de rotíferos y nematodes encontrada varió entre los estómagos analizados,

registrándose hasta tres de cada uno de estos ítems por estómago (en algunos casos habían

sido consumidos enteros y en otros casos, porciones de éstos). Todos los ítems observados

en el contenido estomacal de los juveniles se correspondieron con la composición de

microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial de ambos

tratamientos (B y B+A). Para el grupo A (sin biofilm), el contenido estomacal de varios

juveniles presentó algunas clorophytas (Oedogonium sp.), xanthophytas (Characiopsis

sp.), diatomeas y cianobacterias filamentosas; sin embargo la presencia de estos ítems fue

154

escasa en relación a la cantidad observada en los juveniles provenientes de los tratamientos

con presencia de biofilm. En ningún caso se observaron protistas o invertebrados.

Figura 36. A-I : microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial. J-M : se muestran algunos de los microorganismos presentes en el contenido estomacal de los juveniles avanzados alimentados con biofilm. A y E: cianobacterias filamentosas; B y K: Characiopsis sp.; C y L: rotífero; D: cialiado (vorticellido); F: gastrotrico; G: cianobacteria agregada; H: diatomeas pennadas; I y K: Oedogonium sp.; J: nematode.

F

A B C

D E

G

F

I

J

H

K L

155

Para los parámetros físico-químicos del agua de cultivo (Figura 37), se observó que

la temperatura fue similar en todos los acuarios, fluctuando entre los 28,5 y 21,5 ºC con un

valor medio de 24,26 + 2,59 ºC. El pH mostró un patrón semejante para los tratamientos

con presencia de biofilm (obteniendo valores medios de 8,90 ± 0,18 para B+A, y de 8,74 ±

0,22 para B), mientras que el tratamiento sin biofilm exhibió valores significativamente

menores durante todo el desarrollo del ensayo (registrando una media de 7,44 ± 0,19).

Figura 37. Valores registrados para la temperatura y pH del agua de cultivo en acuarios con

presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial durante 30 días.

Días

0 7 15 21 30

Tem

pera

tura

(ºC

)

20

22

24

26

28

30

BB+AA

Días

pH

6,5

7,0

7,5

8,0

8,5

9,0

9,5

10,0

0 7 15 21 30

Días

156

En cuanto al oxígeno disuelto (Figura 38), los tratamientos con presencia de biofilm

exhibieron valores similares durante todo el ensayo, alcanzando valores mayores a 9 mg/l

O2 (obteniendo valores medios de 8,56 + 0,32 mg/l O2 para B+A, y de 8,03 + 0,33 mg/l O2

para B). En cambio, para el tratamiento sin biofilm se registraron, a partir de la primera

semana, valores significativamente menores que en los tratamientos con presencia de

biofilm, manteniéndose esta diferencia hasta el final del ensayo (registrando una media de

6,61 + 0,31 mg/l O2). Sin embargo, los valores registrados para el tratamiento sin biofilm

estuvieron dentro de los valores aceptados para el cultivo de la especie.

Figura 38. Valores registrados para el oxígeno disuelto del agua de cultivo en acuarios con

presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un sustrato artificial durante 30

días.

La alcalinidad (Figura 39) mostró valores similares entre los diferentes

tratamientos, fluctuando entre los 15 y 21,5 mg/l HCO3 (con un valor medio de 16,33 +

0,62 mg/l HCO3 para B+A; de 17,00 + 0,63 mg/l HCO3 para B; y de 19,01 + 1,00 mg/l

Días

0 7 15 21 30

Oxí

geno

disu

elto

(mg/

l)

5

6

7

8

9

10

11

157

HCO3 para A). Por otro lado, la dureza del agua mostró un patrón similar en todos los

tratamientos durante el transcurso del ensayo, con un descenso significativo durante la

primera semana (alcanzando valores de 60,07 + 2,89 mg/l equivales de CaCO3 para B+A;

de 63,33 + 1,67 mg/l equivales de CaCO3 para B; y de 68,33 + 1,71 mg/l equivales de

CaCO3 para A). Estos valores se mantuvieron aproximadamente constantes hasta el final

del ensayo para cada tratamiento. Sin embargo, a partir del día 15 el grupo A (sin biofilm)

mostró un leve incremento, resultando significativo con respecto a los valores registrados

para los grupos con presencia de biofilm (alcanzando un valor de 70 mg/l equivales de

CaCO3), manteniéndose esta diferencia hasta el final del ensayo.

La concentración de amonio (Figura 40), mostró un incremento significativo

durante la primera semana de ensayo en el tratamiento sin biofilm (grupo A), alcanzando

un valor máximo de 0,89 + 0,16 mg/l NH4+, excediendo notoriamente el límite

recomendado para el cultivo. Si bien a la segunda semana se produjo un descenso

significativo, los valores continuaron siendo elevados de acuerdo a lo recomendado para el

cultivo de la especie. Durante la tercera semana, los niveles de amonio continuaron

disminuyendo, alcanzando un valor mínimo de 0,064 + 0,018 mg/l NH4+, mostrando

valores cercanos a los registrados para los tratamientos con biofilm (aunque las diferencias

fueron significativas). Sin embargo, durante la última semana del ensayo se detectó

nuevamente un incremento por encima del nivel aceptable. En estos acuarios también se

observó un constante incremento en la concentración de los nitritos, alcanzando el máximo

valor a los 15 días (0,25 ppm NO2), manteniéndose luego constante hasta el final del

ensayo; tales valores excedieron el límite aceptado para el cultivo. En contraste, las

concentraciones de amonio y nitritos en los acuarios con presencia de biofilm no mostraron

158

diferencias significativas ni entre tratamientos ni entre tiempos de medición, registrando

valores bajos y constantes durante todo el ensayo (exhibiendo valores promedios para el

amonio de 0,015 + 0,005 mg/l NH4+ para B+A; y de 0,005 + 0,003 mg/l NH4

+ para B; y

para los nitritos de 0,027 + 0,006 ppm NO2 para B+A; y de 0,0014 + 0,008 ppm NO2 para

B), encontrándose dentro del rango aceptable para el cultivo de la especie.

Figura 39. Valores registrados durante 30 días para la alcalinidad y la dureza del agua de

cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm adherido a un

sustrato artificial.

Días

Alc

alin

idad

(m

g/l

HC

O3)

0

5

10

15

20

25 B B+A A

Días

0 7 15 21 30

Dure

za (

mg

/l C

aC

O3)

40

50

60

70

80

90

100

110

159

Figura 40. Valores registrados durante 30 días para la concentración de amonio y nitritos

del agua de cultivo en acuarios con presencia (B y B+A) o ausencia (A) de biofilm

adherido a un sustrato artificial.

Días0 7 15 21 30

Nitr

itos

(pp

m N

O2)

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

Días

Am

on

io (

mg

/l)

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

1,1 BB+AA

160

DISCUSION

Evaluación de la fuente de alimento en el cultivo de juveniles tempranos de Cherax

quadricarinatus

Se sabe que los alimentos formulados producen excelentes resultados en el cultivo

de muchas especies de peces y crustáceos (Tacon, 1989; Aiken y Waddy, 1992; Anson y

Rouse, 1994; entre otros) y que resultan de vital importancia si se pretende trabajar con

sistemas intensivos de cultivo, en los cuales las exigencias de las altas densidades de

siembra no pueden ser suplidas exclusivamente mediante una fuente natural de alimento,

ya sea de origen animal o vegetal (Tacon, 1989). Sin embargo, el alto costo de inversión

que implica este tipo de dieta condujo al planeamiento de estrategias alternativas y/o

complementarias de alimentación, a fin de minimizar los gastos de producción sin alterar el

rendimiento final del cultivo. Por tanto, el propósito de incluir macrófitas o un

monocultivo de zooplancton vivo al cultivo de juveniles de C. quadricarinatus fue

conseguir una dieta capaz de producir un buen desarrollo de los animales en comparación

al obtenido con el alimento formulado de alta calidad, y al mismo tiempo abaratar los

costos de elaboración y producción. Es importante destacar que aún no se ha logrado en

nuestro país un cultivo intensivo de C. quadricarinatus, como sí se ha realizado en otros

países del mundo como México, Cuba, Ecuador, Israel y Australia. Actualmente la cría de

langostas en Argentina se lleva a cabo bajo un sistema de cultivo semi-intensivo o

extensivo, según se trate de medianos o pequeños productores. Por lo tanto, la utilización

de una dieta natural, ya sea como fuente principal de alimento o como suplemento del

161

alimento balanceado, puede adecuarse favorablemente al sistema de producción actual de

C. quadricarinatus en nuestro país.

De los resultados obtenidos en el presente trabajo se desprende que la utilización de

una dieta viva en base a nauplius de Artemia sp., ya sea como única fuente de alimentación

o como suplemento de un alimento formulado (TetraColor®), produce un crecimiento y

una supervivencia de los juveniles tempranos de C. quadricarinatus similar al obtenido

con solamente el alimento formulado arriba mencionado; mientras que la inclusión de

Elodea sp. como dieta única de origen vegetal, no evidenció beneficios para el cultivo.

Aunque con esta última dieta el crecimiento fue similar al obtenido con las otras dos dietas

(Artemia y alimento formulado), la supervivencia final fue significativamente menor,

alcanzando un valor de tan sólo el 10 %. Sin embargo, cuando dicha planta acuática se

adicionó conjuntamente con Artemia o con alimento formulado, se obtuvieron valores de

supervivencia similares a los obtenidos con estas últimas dos dietas, puras o combinadas

entre sí. En todos los casos, la mayor supervivencia se obtuvo en presencia de Artemia

(siendo del 67 % cuando se agregó como única fuente de alimentación, y del 60 % y 53 %

cuando se incorporó en combinación con formulado y Elodea, respectivamente), aunque

los valores no difirieron significativamente con los registrados para el alimento formulado

(que fueron del 47 % y 40 % cuando se lo adicionó sólo o con Elodea, respectivamente).

Para el caso particular del grupo ayunado, se observó un patrón similar al obtenido con la

planta acuática.

162

Estos resultados concuerdan con los obtenidos en varios estudios, en los cuales se

demostró que la incorporación de Artemia como alimento principal o como complemento

de una dieta balanceada, resultó beneficiosa para el cultivo de varias especies de

crustáceos, contribuyendo a un incremento tanto en el crecimiento como en la

supervivencia de los animales (Brown et al., 1992; Nyström, 1994; Jones, 1995; Masser y

Rouse, 1997; Verhoef et al., 1998; Gallo-García et al., 2006; Séaz-Royuela et al., 2007;

González et al., 2008; entre otros). En lo que respecta a la importancia de la utilización de

vegetación acuática en el cultivo de crustáceos se han registrado diversos efectos. Por un

lado, observaciones realizadas en los tanques de cría de diversos criaderos de langostas,

sugieren que los juveniles de C. quadricarinatus utilizan la vegetación acuática como

refugio para evitar la predación, siendo muy utilizadas las plantas flotantes libres, tales

como los comúnmente conocidos camalotes (Eichhornia crassipes) o las lechugas de agua

(Pistia stratiodes). Por otro lado, algunos estudios han documentado bajas tasas de

crecimiento en los sistemas de cultivo cuando se utilizó vegetación como fuente de

alimento principal, en comparación con dietas más nutritivas (Garces y Avault, 1985; De la

Bretonne y Romaire, 1989; Avault y Brunson, 1990). Otros autores, sin embargo,

reportaron beneficios nutricionales en el cultivo de varios crustáceos con el suplemento de

material vegetal en una dieta de alimento balanceado (Huner, 1984; Hessen y Skurdal,

1986; Harpaz y Schmalbach, 1986; Celada et al., 1989). Otros trabajos mostraron que la

inclusión de macrófitas en los sistemas de cultivo no aportaba ventajas sobre la nutrición

de los organismos cultivados, pero si sobre la calidad del agua del cultivo, ya que las

plantas acuáticas tienen la capacidad de mantener las propiedades químicas del agua

actuando como filtros biológicos (Anon, 1984; Corpron y Armstrong, 1983; Jones, 1995;

entre otros). Según Gallo-García et al. (2006), los juveniles de C. quadricarinatus cercanos

al gramo de peso corporal tienen un buen desempeño cuando son alimentados con alimento

163

vivo, pero debido a la descomposición de la Artemia, que no sobrevive al agua dulce por

mucho tiempo, continuamente existe el riesgo de afectar negativamente la calidad del agua

y desencadenar así enfermedades si no se proporciona un manejo adecuado, especialmente

si se trabaja en sistemas cerrados sin recirculación de agua. Para ello, este autor sostiene

como conveniente la incorporación al cultivo de plantas acuáticas, a fin de controlar la

calidad del agua evitando así pérdidas en la producción.

Estas observaciones coinciden con los resultados del presente estudio, en el cual si

bien la administración de Elodea como único alimento no produjo mejoras en el

desempeño de los organismos cultivados, cuando fue incorporada como complemento de

una dieta más nutritiva (como Artemia o alimento formulado) ni la supervivencia ni el

crecimiento resultaron afectados. Resumiendo, no sería recomendable el empleo de

macrófitas como alternativa dietaria para el cultivo, a menos que se las incorpore como

suplemento con la finalidad principal de mantener la calidad del agua, mejorando de esta

manera la producción. Si bien en el presente trabajo el agua de cultivo era renovada con

cierta periodicidad, minimizando de esta manera la alteración de su calidad en los acuarios

de cultivo, es esperable que en condiciones más estáticas de manejo del agua (como sería

el caso de un criadero), la presencia de material vegetal resulte incluso más beneficiosa

para el cultivo, en comparación con el sistema experimental de acuarios, mejorando

indirectamente el crecimiento y sobrevida de los organismos cultivados mediante la

conservación de las propiedades físico-químicas del agua.

En cuanto a las diferencias obtenidas en el crecimiento y supervivencia de los

juveniles tempranos, los resultados obtenidos podrían estar asociados a variaciones

164

nutricionales entre los tres tipos de dietas ensayadas. De acuerdo con el manual de

capacitación de la FAO (Tacon, 1989), la composición nutritiva promedio (considerada

como % de peso sobre base seca de alimento) de la Elodea canadensis es de 18 % de

proteína, 2,9 % de lípidos, 14,7 % de fibra, 19,7 % de cenizas, entre otros compuestos;

mientras que para los nauplius de Artemia recién eclosionados la composición promedio es

de 52,2 % de proteína, 18,9 % de lípidos, 14,8 % de fibra, 9,7 % de cenizas, entre otros.

Por otro lado, el alimento formulado (TetraColor®) presenta la siguiente composición: 50,4

% de proteína, 4,8 % de lípidos, 26,3 % de fibra, 9,3 % de cenizas, entre otros compuestos

(Chaulet et al. 2008). Como se mencionó anteriormente, la bibliografía existente indica

que los juveniles de C. quadricarinatus requieren un porcentaje mínimo del 35 % de

proteínas en la composición de la dieta para conseguir niveles adecuados de crecimiento y

sobrevida (Morrissy, 1989; Villarreal-Colmenares 1989, 1996; Keefe y Rouse, 1999;

Córtes-Jacinto et al., 2003; Muzinic et al. 2004; Campaña-Torres et al. 2003, 2005, 2006;

Álvarez et al. 2007; Gutiérrez y Rodríguez, 2010). De acuerdo con estas consideraciones,

la elevada tasa de mortalidad obtenida en el presente trabajo para los juveniles alimentados

exclusivamente con Elodea sp. probablemente se deba al estrés causado por un déficit

nutricional, principalmente en proteínas. Es importante remarcar que no se registró

mortalidad debido a inanición o desnutrición de los juveniles, sino que el efecto negativo

proporcionado por la dieta derivó tempranamente en un incremento en la tasa de

canibalismo. De esta manera, los juveniles más “aptos” obtuvieron el suplemento

nutricional necesario para crecer y sobrevivir a las exigencias del medio a partir de los

vecinos con los que cohabitaban, resultando estos últimos una fuente valiosa de nutrientes.

Estudios realizados con juveniles de Macrobrachium rosenbergii (Ling y Merican, 1961) y

Cherax quadricarinatus (Barki et al., 1997) confirmaron que el canibalismo se

165

incrementaba con la escasez o depravación de alimento, resultando en bajas tasas globales

de supervivencia.

Tanto en los acuarios en los que se administró Elodea como único alimento, así

como en el grupo ayunado, se observó un elevado nivel de agresividad entre los juveniles

durante el transcurso del ensayo, observándose en reiteradas oportunidades una predación

activa sobre los individuos más pequeños o más débiles, e incluso sobre restos de animales

depositados en el fondo del acuario. En ambos tratamientos mencionados, el número de

juveniles desaparecidos en los acuarios de cultivo se hizo evidente luego de la primera

semana del inicio del experimento. Varios estudios realizados con la langosta Orconectes

virilis mostraron que la deprivación de alimento condujo a un aumento en la locomoción y

agresión entre los animales, durante la primera semana del ensayo (Hazlett et al., 1975),

mientras que en O. rusticus la administración del alimento preferido redujo la actividad

agresiva, en comparación con un alimento menos preferido (Capelli y Hamilton, 1984).

Asimismo, Wolcott y Wolcott (1984) reportaron un incremento en el canibalismo de

adultos sobre juveniles co-específicos del cangrejo Gecarcinus lateralis, cuando se los

alimentó con una dieta pobre en proteínas. Por lo cual, en el presente trabajo el

canibalismo provocó que unos pocos juveniles sobrevivan al periodo experimental,

alcanzando un peso medio final similar al obtenido para las dietas con Artemia y con

alimento formulado. Por consiguiente, los resultados finales obtenidos para los índices de

crecimiento en los acuarios, tanto donde se ayunó a los animales como en los que se

administró Elodea sp. como única fuente de alimentación, no se debieron al aporte

nutricional de la dieta en sí (en particular para este último caso) sino al suplemento

166

altamente nutritivo que representó la carne de los juveniles co-específicos, sobreestimando

en consecuencia el efecto de la dieta suministrada en el crecimiento final de los juveniles.

A fin de evaluar el efecto de la Elodea como principal fuente de alimento sobre el

crecimiento de los juveniles, eliminado el efecto del canibalismo, sería necesario recurrir a

un diseño de cultivo individual en lugar del cultivo grupal utilizado en el presente trabajo

de investigación. De esta manera el crecimiento de los animales sería una consecuencia

directa de la dieta suministrada. No obstante, es importante destacar que en la presente

Tesis se consideró al cultivo grupal como la única condición experimental que mejor

representa y se aproxima a las condiciones reales del cultivo en criadero.

En conclusión, los resultados del presente experimento indican que es posible

conseguir un buen crecimiento y supervivencia de juveniles tempranos de C.

quadricarinatus, mediante una dieta con alto contenido proteico que supla los

requerimientos nutricionales de los organismos, y que al mismo tiempo reduzca el

canibalismo y en consecuencia aumente la supervivencia. Los resultados demostraron que

utilizando nauplius de Artemia vivos de elevada calidad nutricional se obtienen resultados

similares en cuanto al crecimiento y sobrevida de los juveniles que los conseguidos con

una dieta comercial balanceada, que si bien es de alta calidad representa un elevado costo

de inversión. De esta manera, queda demostrado que el empleo de una dieta natural en base

a nauplius de Artemia supliría satisfactoriamente los requerimientos nutricionales de los

juveniles tempranos (fase de hatchery en criadero), optimizando al mismo tiempo los

gastos de producción. Sin embargo, queda a criterio de los productores la implementación

de este tipo de alimento en el cultivo a gran escala, ya que si bien el mismo resultaría en

167

una disminución en los costos de inversión, se requiere de la presencia de instalaciones

adecuadas y de la disponibilidad de mano de obra capacitada para el desarrollo de una

producción masiva diaria de nauplius de Artemia. Por tanto, desde este punto de vista la

relación costo-beneficio deberá ser evaluada a criterio de cada acuicultor, en particular de

acuerdo con sus propias perspectivas de producción.

Evaluación del uso de biofilm como fuente de alimentación y control de la calidad del

agua del cultivo de juveniles tempranos y avanzados bajo condiciones de laboratorio

Del presente estudio queda demostrado que el biofilm adherido a un sustrato

artificial, en este caso tela de polietileno, claramente ofrece un considerable potencial para

la producción tanto de juveniles tempranos como avanzados de la langosta C.

quadricarinatus. Para los juveniles avanzados, la incorporación de biofilm al cultivo como

única fuente de alimentación produjo un crecimiento similar al que ocasionó el alimento

balanceado de elevado costo (TetraColor®), pudiendo en consecuencia considerarse al

biofilm como un posible sustituto de dicho alimento, en pos de reducir los costos de

producción. Por el contrario, la incorporación de biofilm al cultivo de juveniles tempranos,

como única fuente de alimento, redujo significativamente el crecimiento en comparación

con el alimento balanceado. Sin embargo, mostró beneficios al cultivo cuando fue

incorporado como complemento del alimento balanceado. De hecho, la supervivencia de

los juveniles en ambas fases de crecimiento resultó potenciada por la presencia del biofilm

en los acuarios de cultivo; mientras que los juveniles alimentados solamente con alimento

balanceado exhibieron una elevada tasa de mortalidad, principalmente los juveniles

tempranos.

168

Jones et al. (2002) evaluó el uso del biofilm en la producción de juveniles

tempranos (peso medio inicial de 48,3 mg) de la langosta Cherax destructor durante un

periodo de 48 días, observando que los animales alimentados solamente con biofilm

presentaron un crecimiento significativamente menor que aquellos juveniles que fueron

alimentados con alimento balanceado (pellets). Pero cuando el biofilm fue incorporado

junto con el pelleteado el crecimiento resultó significativamente mayor que aquellos

tratados solamente con pellets. Asimismo, observó una supervivencia menor en los

tratamientos que recibieron alimento balanceado respecto de aquellos que recibieron

biofilm, demostrando que la utilización de un sustrato artificial condicionado (biofilm)

resultó beneficiosa para el cultivo intensivo de juveniles de C. destructor, llevado a cabo

en pequeños tanques de cultivo bajo techo. Si bien este trabajo es el único reporte

publicado sobre el uso de biofilm para el género Cherax, existe un número considerable de

estudios realizados en varias especies de camarones, evaluando el potencial uso del biofilm

en diferentes estadios ontogénicos y bajo diversas condiciones de cultivo. Bratvold y

Browdy (2001) reportaron un aumento significativo en el peso, supervivencia y producción

final de los juveniles de Litopenaeus vannamei cuando se utilizó sustrato artificial con

biofilm en condiciones de cultivo intensivo. Asimismo, Moss y Moss (2004) reportaron

que las post-larvas de L. vannamei crecidas en tanques con biofilm alcanzaron un peso

significativamente mayor que el control sin sustrato artificial. Stuart et al. (2006) obtuvo

mejoras significativas en el crecimiento y en la sobrevida de juveniles del camarón

Penaeus monodon, cuando se adicionó biofilm al cultivo. Un estudio realizado con post-

larvas de Penaeus esculentus evidenció varios de los beneficios de un sustrato que

proporcione al cultivo una fuente de alimento adicional, mostrando además que las post-

larvas criadas a altas densidades pueden adquirir un considerable aporte nutricional a partir

del biofilm desarrollado en el sustrato artificial (Burford et al., 2004). Otros trabajos

169

demostraron que la presencia de un sustrato condicionado contribuyó a un incrementó en la

producción del cultivo del camarón de agua dulce Macrobrachium rosenbergii (Tidwell et

al., 1998, 1999, 2003). Ballester et al. (2003, 2007) indicaron que el biofilm desarrollado

sobre un sustrato artificial resultó una fuente adicional de alimento, produciendo mejoras

significativas en la sobrevida, crecimiento y biomasa total de post-larvas (20 mg de peso

corporal) del camarón Farfantepenaeus paulensis. De acuerdo con Thompson et al. (2002),

la presencia de biofilm en los tanques de cultivo también incrementó la producción de

juveniles de F. paulensis de un gramo de peso corporal. Estos resultados coinciden con

estudios realizados en el camarón Penaeus vannamei (Bartlett et al., 1993; Moss et al.,

1992) y otros camarones peneidos (Stoner y Zimmerman, 1988), demostrando la

importancia del biofilm en la alimentación de los camarones cultivados.

Thompson et al. (2002) indicó que, de acuerdo con el contenido estomacal de los

juveniles de F. paulensis, este camarón consume activamente el biofilm aunque de forma

no selectiva. En el presente trabajo con juveniles de C. quadricarinatus también se observó

un activo consumo de los microorganismos que conformaban el biofilm adherido al

sustrato artificial, proporcionado por telas de polietileno dispuestas verticalmente en los

acuarios de cultivo. Durante el transcurso del ensayo se observó a los juveniles, tanto

tempranos como avanzados, trepados a dichas telas ramoneando activamente sobre el

biofilm. Ballester et al. (2007) también observaron que las post-larvas del camarón F.

paulensis ocupaban los sustratos verticales colocados en los tanques de cultivo,

consumiendo el biofilm desarrollado sobre los mismos. Soares (2004) sugirió que las post-

larvas y juveniles de F. paulensis consumen, en su ambiente natural, una cierta cantidad de

material vegetal a fin de ingerir una variedad de microorganismos que conforman la

comunidad perifítica adherida a la superficie de macroalgas y plantas superiores. Loya-

170

Javellana et al. (1994) estudiaron la ontogenia del estómago de C. quadricarinatus y,

basándose en la dentición del molinillo gástrico, concluyeron que los juveniles de pequeño

tamaño (<15 mm de largo total) se encuentran morfológicamente equipados para

alimentarse de detritos y zooplancton. Sin embargo, en un estudio previo realizado sobre la

misma especie, Loya-Javellana et al. (1993), encontraron que los juveniles pertenecientes

al estadio 1 (peso corporal menor a 15 mg) mostraban una preferencia alimentaria por los

detritos, frente al zooplancton. Trabajos realizados con C. destructor mostraron que esta

especie consume un amplio rango de ítems, tales como material vegetal, animales y

detritos, dependiendo del estadio del desarrollo y de la disponibilidad en la que se

encuentre cada ítem en el ambiente (Goddard, 1988; Mitchell et al., 1995). Del análisis del

contenido estomacal realizado en el presente estudio, se observó que los juveniles

tempranos consumieron principalmente chlorophytas, xanthophytas, diatomeas,

cianobacterias filamentosas, ciliados; solamente en los estómagos correspondientes a los

juveniles tempranos de mayor tamaño se encontraron además rotíferos. Sin embargo, en

ningún ejemplar analizado se observaron nematodes en el contenido estomacal. En cambio,

en los juveniles avanzados se observaron, además de los ítems recién mencionados, varios

ejemplares de nematodes y una mayor cantidad de rotíferos que la observada en el

contenido estomacal de los juveniles tempranos. La ausencia de zooplancton de mayor

tamaño (rotíferos y nematodos) en el contenido estomacal de los juveniles tempranos,

podría deberse a que las piezas bucales de estos animales no estarían aún lo

suficientemente desarrolladas para poder ingerir tales microorganismos. Abreu et al.

(1998) determinaron que los microorganismos que componen el biofilm presentan en su

composición una importante proporción de ácidos grasos poliinsaturados, esteroides y

aminoácidos, actuando como una fuente de nutrientes esenciales para las larvas y juveniles

del camarón F. paulensis. Acorde a O´Brien (1994), el valor energético de las diatomeas es

171

similar al de los copépodos y poliquetos. Sargent (1976) mostró que las diatomeas

bentónicas, pueden proveer ácidos grasos esenciales a la dieta de los predadores, y además

que su bajo contenido en fibra las hace fácilmente digeribles para los camarones (Phillips,

1984). Burford et al. (2004) evaluó la contribución del biofilm a la dieta de los juveniles

del camarón P. esculentus mediante la utilización de isótopos estables, observando que el

carbono y el nitrógeno provenientes del biofilm fueron asimilados por los juveniles,

contribuyendo sustancialmente (39 – 53 %) a los requerimientos nutricionales de los

mismos, demostrando así los beneficios de proveer un sustrato artificial condicionado a los

camarones peneidos durante el cultivo intensivo.

Por otro lado, la presencia de protozoos y nematodos en el biofilm resulta una

importante fuente nutricional para los animales cultivados, debido a su elevado valor

proteico. Además, estos microorganismos poseen la capacidad de sintetizar largas cadenas

de ácidos grasos insaturados, lo cual enriquece la calidad de agregados microbianos tales

como el biofilm (Zhukova y Kharlamenko, 1999). Avnimelech (2000) determinó que la

presencia de microorganismos en los tanques de cultivo aumenta la eficiencia de

conversión proteica del 20 – 25 % a un 45 % aproximadamente, debido a que tales

microorganismos convierten el nitrógeno inorgánico presente en el agua, incorporándolo

como proteína microbiana que es ingerida por los organismos cultivados; pudiendo

reemplazar al alimento balanceado y economizando de esta manera el cultivo. De acuerdo

con esto, podría ocurrir que al no ingerir los juveniles tempranos ítems tales como rotíferos

o nematodos, su crecimiento haya sido menor en comparación con los juveniles que fueron

alimentados con alimento balanceado de alta calidad (TetraColor®). En cambio, los

juveniles avanzados que consumieron la gran variedad de ítems presentes en el biofilm

(incluyendo una cantidad considerable de rotíferos y nematodes), sí mostraron un

172

crecimiento similar a aquellos a los que se les suministró una ración de alimento

balanceado, demostrando que el aporte proteínico procedente del biofilm cubrió las

necesidades nutricionales básicas de estos juveniles. Estudios ulteriores deberán ser

llevados a cabo a fin de estudiar con mayor profundidad el aporte nutricional del biofilm a

la dieta de los juveniles tempranos, determinando si existe efectivamente un efecto de las

piezas bucales que imposibilita a los juveniles de pequeño tamaño consumir sobre ciertos

microorganismos del biofilm, tales como rotíferos y nematodos, que representan una

importante fuente nutritiva para su crecimiento.

Así como el biofilm puede contribuir a la alimentación de los animales cultivables a

través de la ingesta de los microorganismos que lo componen, también puede colaborar

positivamente en la mantención de la calidad del agua, ya que las bacterias y microalgas

presentes en el biofilm son capaces de aprovechar los compuestos tóxicos como el amonio

excretado por los animales, y transformarlo en biomasa que posteriormente puede ser

consumida por los mismos animales en cultivo (Conover, 1982; Azam et al., 1983;

Ramesh et al., 1999; Azim et al., 2001; Bratvold y Browdy, 2001; entre otros). De acuerdo

con lo establecido por estos autores, el presente trabajo ha demostrado que además de

mejorar la supervivencia y/o el crecimiento de los juveniles, la presencia del biofilm

produjo mejoras en la calidad del agua de cultivo de los juveniles de C. quadricarinatus,

en ambos estadios considerados. Los resultados obtenidos indicaron que en los acuarios de

cultivo con presencia de biofilm, las concentraciones de amonio y nitritos se mantuvieron

bajas y estables a lo largo del ensayo, mientras que los acuarios que recibieron alimento

balanceado en ausencia de biofilm, sufrieron un incremento significativo de estas mismas

variables durante las primeras semanas del experimento, excediendo el límite aceptado

para el cultivo. El aumento en los valores de los compuestos nitrogenados resultó en una

173

elevada mortalidad de los juveniles, principalmente tempranos, durante el transcurso de la

segunda semana, debiendo recurrirse forzosamente a una renovación del agua y limpieza

de los acuarios de cultivo para evitar una mayor mortalidad.

Thompson et al. (2002) demostraron que el biofilm formado en las paredes de los

tanques de cultivo de juveniles de F. paulensis tuvo la capacidad de reducir la

concentración de amonio y fósforo, reduciendo el riesgo de eutrofización de los cuerpos de

aguas naturales que reciben los efluentes del cultivo. De acuerdo con estos autores, el

mantenimiento del amonio en bajas concentraciones estuvo directamente relacionado al

incremento en la concentración de clorofila a del biofilm adherido al sustrato artificial,

observándose que el máximo descenso de amonio en agua ocurrió cuando la concentración

de clorofila a alcanzó su máximo valor (5 µg / cm2), indicando un biofilm “maduro”.

Asimismo, observaron que tal incremento en la concentración de clorofila a se

correspondió con un pico en la concentración de las diatomeas pennadas y cianobacterias

filamentosas que conformaron el biofilm, las cuales utilizan junto con las bacterias

nitrificantes el amonio del agua para producir nueva biomasa, la cual estará disponible para

las post-larvas de camarón contribuyendo de esta manera a su crecimiento. Otros autores

también demostraron los beneficios del biofilm para el mantenimiento de la calidad del

agua de cultivo, principalmente en relación a la disminución en la concentración de amonio

disuelto (Umesh et al., 1999; Ballester et al., 2003, 2004; Wasielesky et al., 2006, entre

otros), debiéndose principalmente este efecto a la acción de las bacterias nitrificantes y

microalgas que lo conforman (Langis et al., 1988; Ramesh et al., 1999).

Los resultados obtenidos en el presente trabajo, realizado con juveniles de C.

quadricarinatus, concuerdan con lo establecido por los autores arriba mencionados. Por un

174

lado, durante todo el ensayo con juveniles tempranos la concentración de clorofila a

presente en el biofilm adherido al sustrato artificial mostró valores por encima de los 5 µg /

cm2. Mientras que los niveles de amonio y nitritos se mantuvieron bajos y estables durante

todo el ensayo, mostrando una correspondencia inversa con los elevados valores

registrados para la concentración de clorofila a. En el caso del ensayo con juveniles

avanzados, la concentración de clorofila a presente en el biofilm disminuyó

significativamente a partir de la segunda semana, respecto del valor inicial, manteniéndose

posteriormente estable hasta el final del ensayo, registrando valores medios de 4,06 ± 0,56

µg / cm2 para los acuarios con presencia de biofilm y alimento, y de 3,61 ± 0,47 µg / cm2

para los acuarios con la sola presencia de biofilm. Sin embargo, tales valores resultaron

suficientes para mantener las concentraciones de amonio y nitritos bajas y estables hasta el

final del ensayo. En ningún momento se detectó un incremento en los niveles de dichos

parámetros, siendo éstos al cabo del ensayo similares a los registrados durante las dos

primeras semanas del ensayo.

Por otro lado, el peso seco del biofilm (utilizado como un indicador indirecto de la

madurez del biofilm) mostró valores estables durante todo el ensayo, para ambos estadios

de juveniles considerados, contribuyendo a los resultados obtenidos. Por otro lado, si bien

no se realizó un análisis cuantitativo para determinar la abundancia, de los principales

microorganismos presentes en el biofilm adherido al sustrato artificial, se observó que

durante las dos primeras semanas estuvo dominado por chlorophytas (principalmente

Oedogonium sp.), xanthophytas (exclusivamente Characiopsis sp.), diatomeas pennadas,

cianobacterias (filamentosas y agrupadas) y bacterias, que contribuyeron a la disminución

de los compuestos nitrogenados. Recién a partir de la segunda semana comenzó a

observarse ejemplares que conforman el zooplancton, como: ciliados, nematodes, rotíferos

175

y algunos gastrotricos, pudieron todos estos ítems contribuir a una disminución en la

concentración de clorofila a debido al pastoreo sobre los microorganismos fotosintéticos

constituyentes del fitoplancton (diatomeas, cianobactrerias, clorophitas, entre otros) que

conforman el biofilm.

El hecho de que el biofilm efectivamente absorbe y transforma el amonio presente

en la columna de agua posee una clara relevancia para la salud de los animales cultivados.

Esto queda demostrado en el presente estudio, ya que los juveniles (sobre todo los

tempranos) que recibieron alimento balanceado como única fuente, en ausencia de biofilm,

mostraron una elevada mortalidad durante la segunda semana del ensayo, que se

correspondió con un incremento significativo en los niveles de amonio y nitritos. Otros

autores han reportado que las elevadas concentraciones de amonio y nitrito en el agua de

cultivo pueden resultar letales o inhibir el crecimiento de los juveniles de camarones

peneidos (Wasielesky et al., 1994; Ostrensky y Wasielesky, 1995; Cavalli et al., 1996;

Miranda Fo, 1997; Thompson et al., 2002).

En cuanto al resto de los parámetros de calidad de agua, se observó que tanto el pH

como la concentración de oxígeno disuelto en los acuarios que no presentaron biofilm,

exhibieron a lo largo del ensayo valores significativamente menores que los registrados

para los acuarios que contaron con la presencia de biofilm. Sin embargo, estos dos

parámetros, al igual que el resto de los parámetros medidos en todos los tratamientos (a

excepción del amonio y nitritos) mostraron valores estables y ubicados dentro de los

límites establecidos como no nocivos para el cultivo de la especie (Boyd, 1982; Hutchings

y Villareal-Colmenares 1996; Jones 1997; Masser y Rouse 1997; Barki et al., 2001; Meade

et al., 2002; Naranjo-Páramo et al., 2004).

176

En conclusión, de los resultados obtenidos en el presente estudio quedan claramente

evidenciados los beneficios en la utilización del biofilm en el cultivo de los primeros

estadios de vida de la langosta C. quadricarinatus, contribuyendo al crecimiento y

supervivencia de los juveniles, y al mantenimiento de la calidad del agua.

177

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yyy CCCooonnncccllluuusssiiiooonnneeesss

178

En el presente trabajo se ensayaron diversas condiciones ambientales, tales como

diferentes tipos de sustrato, refugio y fuentes de alimentación (siendo un ítem especial el

biofilm como sistema alternativo) sobre el crecimiento y la supervivencia de los juveniles

de la langosta de agua dulce C. quadricarinatus, con el objetivo de optimizar su cultivo.

De los resultados obtenidos en los experimentos realizados se resume y concluye lo

siguiente:

Los juveniles tempranos de C. quadricarinatus han demostrado ser los más

vulnerables a las condiciones ambientales, en términos de crecimiento y sobrevida. Tales

juveniles corresponden a la fase de hatchery de un criadero, donde la mayor mortalidad se

registra habitualmente durante las primeras semanas de vida. Por el contrario, los juveniles

avanzados, correspondientes a la fase de nursery (o pre-engorde) mostraron un crecimiento

aceptable y una elevada supervivencia (80 % o mayor), en todos los experimentos

realizados.

El tipo de sustrato fue un factor que afectó de manera significativa el

crecimiento y la supervivencia de los juveniles tempranos, siendo las piedras el más

favorable de todos los sustratos ensayados. Por otro lado, los juveniles (tanto tempraos

como avanzados) exhibieron una marcada preferencia por las piedras respecto del resto de

los sustratos, confirmando que su utilización en el cultivo garantizaría su aceptación por

parte de los animales.

En cuanto a los refugios ensayados, en un refugio vertical (diseño en “torre”),

la supervivencia y el crecimiento de los juveniles tempranos resultaron significativamente

favorecidos respecto a los refugios comúnmente utilizados en el cultivo (tubos de PVC).

179

La combinación de piedras como sustrato y refugios verticales en forma de

“torre” (factores que, individualmente ensayados, habían dado buenos resultados para el

desarrollo de los juveniles), potenciaron el crecimiento y la sobrevida de los juveniles

tempranos, alcanzando una supervivencia final del 81,25 %, muy superior al porcentaje

habitualmente registrado en criaderos.

Se concluye entonces que tanto el sustrato como el refugio son factores clave

para el cultivo de los primeros estadios del ciclo de vida de C. quadricarinatus,

aumentando tanto la supervivencia como el crecimiento de los juveniles e incrementando

en consecuencia su producción. A los fines aplicados se recomienda, entonces, incrementar

la complejidad del hábitat a través del agregado de piedras como sustrato y refugios

verticales de tipo “torre”, al menos para los juveniles tempranos.

Además, la utilización de un refugio vertical (diseño de tipo “torre”) permite

incrementar la densidad de juveniles tempranos al doble de la recomendada, pudiendo

sembrarse hasta 223 juveniles/m2, sin efecto perjudicial ni para la supervivencia ni para el

crecimiento. Sin embargo, a densidades aún mayores (333 juveniles/m2) el peso final de

los juveniles se verá afectado, aunque no la supervivencia.

En cuanto a la dieta, se observó que la administración de nauplius de Artemia

sp., sólo o en combinación, ya sea con alimento formulado o con una dieta de origen

vegetal (como Elodea sp.), produjo beneficios en el cultivo de los juveniles tempranos,

principalmente en relación a la sobrevida de estos, sirviendo eventualmente como

reemplazo del costoso alimento balanceado utilizado en los criaderos.

180

De los resultados obtenidos en el presente estudio quedan claramente

evidenciados los beneficios en la utilización del biofilm para el cultivo de los juveniles de

C. quadricarinatus, contribuyendo al crecimiento y supervivencia tanto de los juveniles

tempranos como avanzados. Se determinó que al menos una parte de este efecto

beneficioso del biofilm, se encuentra relacionado con el mantenimiento de la calidad del

agua en los acuarios de cultivo. De esta manera los logros conseguidos en este ensayo

podrían ser transferidos al cultivo (una vez que se valide su efecto a gran escala),

aumentando la producción y minimizando los costos de la misma.

Por consiguiente, queda demostrado que tanto el hábitat como la fuente de

alimentación son variables esenciales para el cultivo de la langosta C. quadricarinatus; y

que una adecuada implementación de tales variables derivará en un incremento de la

producción final.

Por lo tanto, y como conclusión final, podemos decir que los avances obtenidos

mediante el desarrollo de esta Tesis son transferibles al ámbito productivo, al ser factibles

de ser implementados en criadero con el objetivo de optimizar la cría de C.

quadricarinatus en nuestro país.

181

BBBiiibbbllliiiooogggrrraaafffíííaaa

182

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