i

UNIVERSIDAD ESTATAL DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

TESIS

PRESENTADA AL HONORABLE CONSEJO DIRECTIVO COMO REQUISITO

PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:

MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA

TEMA

IMPLANTACIÓN DE MICROORGANISMOS RUMINALES DE GANADO

Bos indicus (BRAHMAN), EN TERNEROS Bos taurus (HOLSTEIN), DE 10

DÍAS A 6 MESES DE EDAD.

AUTOR

GALO ERNESTO MARTÍNEZ CEPEDA

DIRECTOR DE TESIS:

Dr. OSCAR MACIAS PEÑA

GUAYAQUIL – ECUADOR

2011

ii

La responsabilidad por las ideas,

investigaciones, resultados y conclusiones

sustentadas en ésta tesis corresponden

exclusivamente al autor.

iii

UNIVERSIDAD ESTATAL DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

TESIS

PRESENTADA AL HONORABLE CONSEJO DIRECTIVO COMO REQUISITO

PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:

MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA

TEMA

IMPLANTACIÓN DE MICROORGANISMOS RUMINALES DE GANADO

Bos indicus (BRAHMAN), EN TERNEROS Bos taurus (HOLSTEIN), DE 10

DÍAS A 6 MESES DE EDAD.

AUTOR

GALO ERNESTO MARTÍNEZ CEPEDA

DIRECTOR DE TESIS:

Dr. OSCAR MACIAS PEÑA

GUAYAQUIL – ECUADOR

2011

iv

DEDICATORIA

Dedico el esfuerzo gastado en este proyecto a mis padres Galo Martínez y Gladys

Cepeda, los cuales me han apoyado incondicionalmente durante todo este proceso.

A mis hermanos Geovanna, Verónica y Bryan Martínez; a Miguel Altamirano (+) ya

que con sus sabios consejos, me inculcaron a seguir siempre adelante con mis

estudios a pesar de estar lejos de mis seres queridos.

A todos ellos les agradezco con infinito amor y les dedico cada uno de mis logros.

Galo Ernesto Martínez Cepeda

v

AGRADECIMIENTO

Agradezco en primer lugar a Dios por ser mi guía, llenarme de bendiciones y

sabiduría día a día, a mis queridos padres pilares fundamentales en mi vida, gracias a

su sacrificio, paciencia, comprensión y amor, hermanos, familiares y amigos por su

infinito apoyo en el transcurso de la vida universitaria fueron incondicionales para

culminar mi carrera.

Mi profundo agradecimiento al Instituto Nacional de Higiene “Leopoldo Izquieta

Pérez”; sede Santo Domingo de los Tsáchilas por haberme colaborado con talento

humano y equipos de Laboratorio, al Dr. Oscar Macías Director de Tesis, agradezco

su guía tiempo y dedicación que brindo al proyecto de forma ética y profesional. Al

Biólogo Antonio Freire y Dra. María de Lourdes Salazar por su gran colaboración en

la revisión y solución de problemas durante el trayecto del mismo.

Mi más grande gratitud a todos quienes sin dudar confiaron en mí y brindaron sus

conocimientos, consejos, amistad dentro y fuera de aulas.

Galo Ernesto Martínez Cepeda

vi

CERTIFICACIÓN

Certifico que el presente Proyecto “Implantación de microorganismos ruminales de

ganado bos indicus (Brahman), en terneros bos taurus (Holstein), de 10 días a 6

meses de edad”, fue realizado en su totalidad por el Sr. Galo Ernesto Martínez

Cepeda, como requerimiento parcial para la obtención del título de Médico

Veterinario y Zootecnista.

Guayaquil, Julio 2011

____________________

Dr. Oscar Macías

PRESIDENTE

____________________

Dr. Alfredo Mite

EXAMINADOR PRINCIPAL

____________________

Dr. Julio Decker

EXAMINADOR PRINCIPAL

____________________

Dr. Mauro Loor

EXAMINADOR SUPLENTE

7

ÍNDICE

Capítulos Páginas

INTRODUCCIÓN………………………………………………………..1

I. OBJETIVOS……..…………………………………………………….…5

A. Objetivo General ……………………………………….…….5

B. Objetivos Específicos …….……………………….………….5

II. MARCO TEÓRICO…………..………………………………………….6

A. Microorganismos ruminales de los bovinos……………………6

B. Factores que influyen en la microbiota ruminal………………12

C. Fisiología Digestiva del Adulto…………………………….…20

D. Digestión Ruminal………………………………………….....32

III. HIPÓTESIS ……………………………………………………………48

IV. MATERIALES Y MÉTODOS ………………...……………………….49

A. Localización del ensayo ...……….………………...……………49

B. Materiales utilizados en el ensayo ………………..…………… 50

C. Metodología del Trabajo …...……….…………………………54

a. Del esparcimiento ...…...………………………54

8

b. Población o Muestra ……..……………………..54

c. Desarrollo Experimental …..…..………………..55

d. Formas de recopilar datos ...…………………… 57

e. Recolección de Datos …….....……………….… 58

f. Diseño Experimental ..…..……...………………59

V. RESULTADOS EXPERIMENTALES …….………...………..……….61

A. EVALUACIÓN DEL AUMENTO DE LA CONVERSIÓN

ALIMENTICIA Y GANANCIA DE PESO………...………………61

B. AMINORACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS

CAUSADAS POR PATÓGENOS DE LA ZONA DE SANTO

DOMINGO DE LOS TSÁCHILAS…………..……………………69

C. ANÁLISIS DE LA PRODUCCIÓN DE LEUCOCITOS DE LOS

BOVINOS, MEJORANDO LAS DEFENSAS DEL SISTEMA

INMUNITARIO……………………………………………………72

D. IDENTIFICACIÓN DE LA EDAD IDÓNEA PARA LA

IMPLANTACIÓN DE FLORA RUMINAL EN TERNEROS DE

RAZAS LECHERAS DE LA ZONA DE SANTO DOMINGO DE

LOS TSÁCHILAS…………………………………………………..75

E. ANÁLISIS DEL TIEMPO MÁXIMO DE PREVALENCIA DE UN

CULTIVO DE MICROORGANISMOS RUMINALES,

ELABORADO DE FORMA ARTESANAL…………..………..…..83

VI. CONCLUCIONES Y DISCUSIÓN……………...……………………..84

9

A. CONCLUCIONES……………………………………………..……84

B. DISCUSIÓN………………………………………………………..86

VII. RECOMENDACIONES .….……………………………………………88

VIII. RESÚMEN……………………………………. ……………………….89

IX. BIBLIOGRAFÍA ………………………………...………………..……91

X. ANEXOS………………………………………………………………..95

10

INTRODUCCIÓN

En la actualidad en el mundo todos los productores de ganado bovino buscan el

máximo rendimiento de sus animales en producción, ya sean estos destinados para la

producción de leche o de carne.

La magnificación de la producción en las haciendas ganaderas por lo general va

de la mano de la cantidad de animales y del espacio físico que la misma tenga. Pero

en sí, ¿Que hace que un animal produzca más? ¿Es la alimentación?, claro que sí,

todo animal bien alimentado y con una dieta de alta producción, sumándole su buena

genética, elevara su índice de producción al máximo de su capacidad.

¿Pero que hace que esa alimentación sea aprovechada al máximo?, por lo

general son desapercibidos, pero no por eso, dejan de ser importantes. Las bacterias,

protozoarios y hongos que se encuentran en la fauna ruminal de los bovinos son

sumamente importantes ya que ellas son las encargadas de desdoblar los

carbohidratos, lactato, grasas, proteínas, metano y urea.

El ganado bovino al ser un rumiante necesita estrictamente la ayuda de

microorganismos para la digestión del alimento que estos ingieran; los bovinos al

nacer, no poseen la capacidad de un rumiante adulto, ya que la misma es obtenida a

través del tiempo en su etapa de crecimiento, específicamente desde la tercera a sexta

semana de edad, que empiezan a comer pequeñas cantidades de pasto, en el cual

también de forma involuntaria empiezan a ingerir las bacterias, protozoarios y

hongos que a futuro poblarán el rumen.

11

Los animales jóvenes representan uno de los mayores problemas en las

explotaciones ganaderas, pues en este momento es cuando se deben sentar las bases

para su correcto crecimiento, porque es la etapa más delicada de su desarrollo.

A los problemas que tiene este periodo de crecimiento en los bovinos,

específicamente en los terneros, se añade el desarrollo de las porciones anteriores y

posteriores del aparato digestivo, hasta lograr las dimensiones y proporciones que

tendrán en su vida adulta. Esto produce un gran número de cambios anatómicos y

fisiológicos de todos los divertículos gástricos.

Así la capacidad del rumen (Divertículo Ruminal) frente al abomaso (Divertículo

Ruminal) aumenta, más de veinte veces desde el nacimiento hasta la sexta semana de

vida. Sin embargo, el desarrollo anatómico que sucede con la edad tiene poco efecto

sobre el desarrollo de las papilas Ruminales y por lo tanto, la función principal del

retículo rumen, que es la encargada de la absorción de nutrientes, principalmente de

AGV’s (Ácidos Grasos Volátiles) que aportan el mayor porcentaje energético para

los animales.

El ganado en áreas tropicales es por lo general Bos indicus ya que son más

rústicos, resistentes a las inclemencias del clima y a la escases de alimento, son

animales que con el pasar de los años se han adaptado a sacar el máximo de

provecho de los alimentos que estos ingieren, hablando prácticamente el ganado de

raza Brahman, son los animales que mejor se han adaptado a la zona del litoral

ecuatoriano; partiendo de esta idea, el presente trabajo está enfocado en el estudio de

la flora ruminal de los rumiantes del litoral específicamente de la zona de Daule, para

ser aplicada en bovinos Bos taurus de la raza Holstein de la zona de Santo Domingo

de los Tsáchilas, los cuales son animales que por lo general no tienen carestía de

12

alimento, ya que la zona provee del mismo durante todo el año gracias a su buen

clima y características geográficas.

Los microorganismos ruminales vivos, al ser introducidos en el tracto digestivo

mejoran las condiciones y la eficiencia de la microflora. En el caso particular de los

rumiantes, las bacterias del rumen descomponen los alimentos y extraen de ellos los

nutrientes necesarios para desarrollar los procesos fisiológicos.

Los rumiantes se caracterizan por poseer la capacidad para alimentarse de los

pastos y forrajes, esta característica se basa en la posibilidad de poder degradar los

carbohidratos estructurales del forraje, como celulosa, hemicelulosa y pectina, que

son poco digestibles.

La digestión del alimento se realiza mayoritariamente por digestión fermentativa

y no por acción de enzimas digestivas. Los procesos fermentativos son realizados por

diferentes tipos de microorganismos, a los que los rumiantes alojan en sus

divertículos estomacales. Por esta razón debemos de tener presente que al alimentar a

los rumiantes, primero estamos alimentando a los microorganismos Ruminales, y

para su buen desarrollo, tiene que haber un medio Ruminal favorable para ellos; de

esta forma hay una simbiosis entre bacterias y el animal.

Es posible mejorar la alimentación de los rumiantes mediante la utilización de

pastos y forrajes, además del uso de residuos de cosecha como arroz (Alta

producción en la zona de Daule), yuca, maíz, que son desperdiciados en las fincas;

igualmente forrajes como caña de azúcar, guandul y otras leguminosas que son

alimentos ricos en nutrientes.

13

Una vez que se haya cumplido con el requisito de “llenar” al animal, es decir

cuando este ha comido el alimento más voluminoso, que también es el menos

nutritivo, se podrá mejorar la calidad, usando pequeñas cantidades de subproductos

de origen vegetal como salvado de arroz o semilla de algodón, que van a ayudar a

los animales a aumentar la producción de leche y carne, y mantener o ganar peso

vivo y mejorar la reproducción, aun en las épocas críticas, a un costo que mejore las

utilidades al productor.

I. OBJETIVOS

1.1 OBJETIVO GENERAL:

14

1.1.1. Comprobar que los microorganismos de la flora ruminal del

ganado de la zona de Daule, tienen mejor capacidad

desdobladora y sintetizadora de los alimentos, que los

microorganismos de los bovinos de la zona de Santo Domingo

de los Tsáchilas.

1.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS:

1.2.1. Evaluar el aumento de la conversión alimenticia y ganancia de

peso.

1.2.2. Aminorar la incidencia de diarreas causadas por patógenos de

la zona de Santo Domingo de los Tsáchilas.

1.2.3. Favorecer la producción de leucocitos de los bovinos,

mejorando las defensas del sistema inmunitario.

OTROS OBJETIVOS OBTENIDOS:

1.2.4. Identificar la edad idónea para la implantación de Flora

Ruminal en Terneros de Razas Lecheras de la Zona de Santo

Domingo de los Tsáchilas.

1.2.5. Establecer el tiempo máximo de prevalencia de un Cultivo de

Microorganismos Ruminales, elaborado de forma Artesanal.

II. MARCO TEÓRICO

2.1. MICROORGANISMOS RUMINALES DE LOS BOVINOS

BACTERIAS

15

Las bacterias son microorganismos unicelulares (procariotas) sin núcleo definido

y pared celular formada por peptidoglicanos. Las bacterias son los microorganismos

más abundantes en el complejo retículo-rumen. Existen alrededor de 10 billones de

células bacterianas por gramo de contenido ruminal y alrededor de 200 especies que

son responsables de la mayor degradación de las nutrientes de los alimentos. En el

complejo retículo-rumen las bacterias se clasifican por su forma o afinidad por el

sustrato.5

Las bacterias son responsables de hidrolizar o degradar las macromoléculas que

componen los sustratos presentes en los alimentos, como celulosa, hemicelulosa,

almidón, grasas / aceites, y pectina. El producto final de la fermentación de los

carbohidratos lo son mayormente ácidos grasos volátiles (AGV’S, acético,

propiónico y butírico) los cuales representan la principal fuente de energía para el

rumiante. Después de su producción en el rumen los AGV’S son absorbidos a través

de la pared ruminal y transportados al hígado, órgano donde se metabolizan o son

distribuidos a los diferentes tejidos del cuerpo (tejido adiposo, tejido muscular,

glándula mamaria). De la degradación de proteínas y otros compuestos nitrogenados

las bacterias ruminales producen amoníaco que es utilizado por los mismos

microorganismos para producir proteína microbiana. El exceso de amoníaco es

absorbido a través de las paredes del rumen y convertido en urea en el hígado. Parte

de la urea se recicla a través de la saliva, mientras que el exceso de la misma se

transporta al riñón y es eliminado por la orina.17 Durante la degradación de proteínas

16

y carbohidratos en el retículo-rumen las bacterias también producen como resultado

de su metabolismo calor y gases (CO2, CH4) que representan una pérdida energética

para el animal. La degradación de lípidos (grasas y aceites) en el complejo retículo-

rumen incluye la lipólisis (hidrólisis de la molécula formada por glicerol y ácidos

grasos) y el proceso de biohidrogenación o biosaturación, en que los ácidos grasos no

saturados (presentes en grasas blandas) se transforman en saturados (presente en

grasas duras), lo que explica la dureza de la grasa corporal del rumiante.6

PROTOZOARIOS

Los protozoarios son microorganismos unicelulares (eucariotas), pertenecientes

al reino Protista, que tienen cilios como medio de locomoción.

Como parte de la microflora ruminal están los protozoarios, microorganismos

simples, microscópicos (15 a 250 μm de largo y 10 a 200 μm de ancho),

predominantemente unicelulares y con núcleo diferenciado. En el complejo retículo-

17

rumen se pueden encontrar hasta un millón de protozoarios suspendidos por mililitro

de líquido ruminal, lo cual puede representar hasta un 50 % de la biomasa ruminal.

Los protozoarios participan en el proceso de fermentación en el complejo retículo-

rumen utilizando mayormente sus cilios como medio de locomoción y el mecanismo

de adhesión para la degradación de sustratos. La clasificación de los protozoarios

ruminales también se basa en su morfología y su afinidad al sustrato que degradan

(localización de cilios, celulolíticos, amilolíticos, proteolíticos).2

Del mismo modo que las bacterias, los protozoarios participan activamente en la

degradación de celulosa y sus derivados, hemicelulosa, almidón y proteínas. La

actividad amilolítica es de gran importancia para estos organismos. Los protozoarios

digieren el almidón y como producto final del metabolismo producen ácidos grasos

volátiles, lactato, formato, H2 y CO2. Por otro lado tienden a tener una actividad

indirecta sobre la celulosa, ya que degradan con mayor facilidad los derivados de

ésta. Además, utilizan la proteína suspendida en el líquido ruminal para producir

amoníaco, que las bacterias degradadoras de celulosa utilizan como fuente de

18

nitrógeno para su crecimiento. La presencia de los protozoarios (microfauna) en el

retículo rumen se asocia tanto con ventajas como desventajas para el ecosistema

microbial, en comparación con una situación de bacterias (microflora) únicamente.10

HONGOS

Los hongos son microorganismos eucariotas, heterótrofos que poseen paredes

celulares engrosadas con quitina.

La microflora ruminal cuenta también con hongos microscópicos que ayudan en

la digestión de los alimentos. Se clasifican dentro del Fylum Chytridomicota del

reino Fungae. Los hongos fueron el último tipo de microorganismo ruminal en ser

descubierto por lo que su modo de acción para hidrolizar las partículas de alimento

no está bien documentado.20 Los hongos ruminales constituyen alrededor del 8% de

la biomasa microbiana y se estima que la población de zoosporas tiene una densidad

de 10.000 - 1.000.000 de células por mililitro. Se han identificado 6 géneros en el

retículo rumen. En su fase móvil (zoospora) estos microorganismos se reconocen por

la presencia de un flagelo (Figura A) que los ayuda a desplazarse en el líquido

ruminal hasta llegar a una partícula de alimento. Una vez en contacto con el alimento

los hongos se enquistan (Figura B) formando un rizoide ramificado (Figura C) que

penetran y debilitan la pared celular de la partícula de forraje. A partir de este

19

momento comienza la formación de su fase vegetativa no móvil (esporangio), que

produce nuevos zoosporas (Figura D). 3

IMPORTANCIA DE LOS HONGOS DEL RUMEN

A pesar que las bacterias y los protozoarios están presentes en mayor cantidad y

son responsables de la mayor parte de la degradación de los alimentos, los hongos

tienen importancia en la digestión de los alimentos fibrosos durante las primeras 5

horas después de consumidos. Los hongos del rumen producen un complejo

enzimático capaz de degradar la fibra al igual o mejor que las principales bacterias

celulolíticas, incluso siendo capaz de disolver parte de la lignina. Según los

científicos, la función principal de los hongos es debilitar las estructuras de algunos

20

tejidos de la planta incrementando la superficie disponible para la digestión

bacteriana, mejorando así la efectividad de la rumia y degradabilidad de la fibra.

En términos prácticos, ciertos cultivos de levaduras (forma de hongos) se

utilizan como aditivos comerciales para mejorar la fermentación ruminal. Estos se

designan “Direct Fed Microbes” o “microorganismos alimentados directamente” y se

les asocia con capacidad fibrolítica o degradativa de paredes celulares (e.i. celulosa,

hemicelulosa), siendo Saccharomyce cerevisiae y Aspergillus niger las levaduras

más utilizadas para este propósito. 9

21

2.2. FACTORES QUE INFLUYEN EN EL EQUILIBRIO DE LA

MICROBIOTA RUMINAL.14

22

FISIOLOGÍA RUMINAL DE UN TERNERO

El ternero nace con su aparato digestivo adaptado a una dieta láctea, y por lo

tanto, propia de un no-rumiante. Por esta razón los DE, no funcionales, son pequeños

al nacimiento y el cierre de la gotera esofágica desvía la leche directamente al

abomaso. La gotera esofágica es una estructura anatómica que conecta el esófago con

el abomaso. Bajo condiciones normales de alimentación los DE se van desarrollando

mientras se hacen funcionales (Tabla 1).1

Tabla 1 - Capacidades relativas de las divisiones del estómago del ternero en

función de la edad, expresadas como porcentaje de la capacidad gástrica total.

El desarrollo de los DE suele dividirse en tres períodos:

1- Entre el nacimiento y las tres semanas de vida. El animal es “lactante”, posee

sólo capacidad de digerir leche y depende de la absorción intestinal de glucosa para

mantener un valor de glucemia, que es semejante al de un no rumiante (alrededor de

1 gr/l).

2- Entre las tres y las ocho semanas de vida. Es un “período de transición” durante

el cual el animal comienza a ingerir pequeñas cantidades de alimento sólido y se van

desarrollando gradualmente los DE. Los valores de glucemia comienzan a disminuir

23

mientras aumenta la concentración plasmática de ácidos grasos volátiles (AGV),

especialmente acetato (C2), propionato (C3) y butirato (C4).

3- A partir de las ocho semanas de vida. Los DE están bien desarrollados y permiten

una digestión fermentativa propia del “rumiante adulto”.

I - Fisiología digestiva del lactante

Como se menciono anteriormente el ternero nace con la capacidad de digerir

leche y sólo por métodos enzimáticos y no fermentativos. Por esta razón los DE no

son funcionales durante esta etapa. La leche pasa directamente desde el esófago al

abomaso gracias al cierre de la gotera esofágica.13

APORTE DE LA LECHE PARA NUTRIR AL LACTANTE

La leche posee una cantidad relativamente constante de lactosa (alrededor del

4,5 %), y concentraciones más variables de proteínas (entre 3 y 4,5 %) y grasa (entre

3 y 5 %), que varían principalmente por diferencias entre razas o por el momento de

la lactancia. El agua y los electrolitos completan su composición. La lactosa es un

disacárido formado por glucosa y galactosa. Las proteínas de la leche incluyen a las

caseínas en un 80 %, mientras que el resto son alfa y beta albuminas, betaglobulinas.

Los ácidos grasos representan el principal componente de la grasa, y son liberados

principalmente como triglicéridos y secundariamente como fosfolípidos y ácidos

grasos libres.

El cierre de la gotera esofágica es responsable del comportamiento digestivo del

neonato.

La gotera esofágica es una invaginación, a manera de canal, que atraviesa la

pared del retículo, extendiéndose desde la desembocadura del esófago hasta el

orificio retículo-omasal. Al ser estimulada, los músculos de sus labios se cierran

24

creando un canal casi perfecto que conecta el cardias con el canal omasal, y de este

modo el calostro o la leche no caen al retículo-rumen donde causarían

fermentaciones indeseadas, sino que llegan directamente al abomaso donde se inicia

su digestión.

El cierre de la gotera esofágica responde a un arco reflejo que se origina en

respuesta a estímulos centrales y periféricos. El acto de succionar la mama o la

mamadera, o aún el observar la mamadera o la preparación del alimento, inician este

reflejo. Por otro lado existen receptores en la faringe que responden a los

componentes químicos de la leche, como lactosa, proteínas y minerales, y a su

temperatura. Dichos estímulos son transmitidos al centro bulbar especialmente por el

nervio trigémino.

Las fibras eferentes son vagales y actúan estimulando los labios de la gotera e

inhibiendo la motilidad de los divertículos. Recientemente se ha demostrado que

durante el mamado se libera polipéptido intestinal vasoactivo (PIV) que relaja el

esfínter retículo-omasal. La distensión abomasal inhibe el reflejo de contracción de la

gotera esofágica. La adrenalina, que actúa relajando la musculatura de la gotera,

también inhibe el reflejo de cierre. Estos factores deben tenerse en cuenta en la

alimentación artificial de los terneros, a fin de evitar el suministro de una cantidad

excesiva de leche, o de hacerlo bajo condiciones estresantes, que provoquen el pasaje

de leche al retículo-rumen.

El reflejo de cierre de la gotera esofágica, propio del lactante, se va perdiendo

con el desarrollo del rumiante. Sin embargo ciertos factores pueden estimularlo en el

adulto. Uno de ellos es la hormona antidiurética (ADH), liberada desde la

neurohipófisis en respuesta a la deshidratación o al aumento de la osmolaridad del

plasma. Esto se debería a que, ante la necesidad de incorporar agua rápidamente al

25

organismo, la ADH estimula el reflejo para que el agua llegue directamente al

duodeno donde será absorbida. Estimulan también este reflejo en animales adultos

las soluciones salinas de sodio en bovinos o de sulfato de cobre en ovinos.

A nivel abomasal la leche se coagula, reteniendo caseína y triglicéridos.

El ternero obtiene la leche por succión de la mama. Este acto asegura un

adecuado cierre reflejo de la gotera esofágica. En cada toma de leche consume

alrededor de 200 ml y lo repite 10 a 15 veces por día. En el abomaso la leche se

coagula en pocos minutos por acción de la enzima renina, fermento lab o cuajo. La

renina genera el coágulo al convertir la caseína soluble en una red de paracaseinato

de calcio, que a su vez retiene los glóbulos grasos. Este coágulo se retrae en pocos

minutos y segrega una serie de componentes que representan el "suero de la leche".

Este suero vehiculiza la lactosa y las proteínas solubles hacia el intestino. La lactosa

es degradada en glucosa y galactosa por una lactasa ubicada en los enterocitos y

luego absorbida. El enterocito posee también peptidasas que degradan las proteínas

menores que ingresan con el suero de leche y algunas de menor peso molecular son

absorbidas sin degradación previa. Esto demuestra la existencia de una buena

actividad digestiva intestinal de mucosa, que se contrapone a la baja capacidad

secretoria del páncreas y del hígado, lo cual reduce la capacidad proteolítica y

lipolítica en el lumen intestinal. Esta situación remarca la importancia de la

coagulación y retención de la caseína y los triglicéridos en el abomaso, ya que si

ambos componentes de la leche pasaran al intestino no sólo no serían bien digeridos

sino que además, y en consecuencia, generarían un arrastre osmótico de agua.

El coagulo retenido sufre la acción proteolítica de la renina que lentamente va

liberando péptidos que pasan al abomaso y siguen la citada digestión de mucosa. La

actividad lipolítica recae en la lipasa salival que libera principalmente

monoglicéridos y ácidos grasos libres que serán absorbidos por los enterocitos. Cada

26

coágulo tarda alrededor de 12 hs en ser completamente degradado, por lo cual en

abomaso coexisten coágulos de diferente tamaño.

El calostro posee componentes no nutricionales que complementan la

composición de la leche al momento del parto

El calostro es la primera secreción láctea de la madre. Posee componentes

nutricionales semejantes a la leche, aunque más concentrados, pero agrega otros no

nutricionales de vital importancia. Se destacan las inmunoglobulinas que representan

la principal fuente de transferencia pasiva de inmunidad desde la madre, ya que la vía

placentaria es de menor importancia en el rumiante. La capacidad del intestino de

absorber las inmunoglobulinas se pierde gradualmente durante el primer día de vida,

por lo cual resulta vital el consumo de calostro apenas nace el ternero (Tabla 2).

Tabla 2: Variación de porcentual de inmunoglobulinas (Ig) en plasma en función del

tiempo que tarda el ternero en tomar calostro por primera vez.

FISIOLOGÍA DIGESTIVA DURANTE EL PERÍODO DE TRANSICIÓN DE

LACTANTE A RUMIANTE

La transición de lactante a rumiante implica para el ternero una serie de pasos

adaptativos. Estos incluyen cambios en la morfología y funcionalidad del aparato

digestivo, el desarrollo de la flora microbiana normal y también cambios

metabólicos.

27

El desarrollo del aparato digestivo es variable y depende del tipo de dieta. Los

valores de la (Tabla 1) corresponden a terneros con acceso a alimento sólido, sin

embargo si el animal se mantiene con una dieta exclusivamente líquida llega a las 13

semanas de vida, o aun más, con sus DE aún rudimentarios, de modo que el abomaso

representa aún el 30 % de la capacidad gástrica total. Esto remarca la importancia

que posee la estructura física del alimento como estímulo para el desarrollo de la

capacidad relativa del retículo-rumen y de su pared muscular. A modo de ejemplo, la

capacidad de un bovino de 13 semanas alimentado con forraje es de 42 litros,

mientras que uno de la misma edad alimentado con concentrado es de 30 litros

solamente. El desarrollo de las papilas ruminales depende en cambio de la

concentración de AGV, como mecanismo adaptativo para aumentar la superficie para

su absorción (Figura 1) 16

El ternero nace con una flora bacteriana que se desarrolla junto con la

funcionalidad de los DE. Durante la primera semana pueden encontrase en los DE

primitivos bacterias celulolíticas, y durante las tres primeras semanas aumenta la

flora productora de lactato, y recién hacia la sexta semana están presentes todas las

especies propias del adulto. La flora intestinal también cambia pero dependiendo del

calostrado, ya que predominan antes especies como E. coli, Streptococos y

Clostridium welchii, mientras que luego del calostrado predominan los lactobacilos.

28

El desarrollo inicial de flora lactogénica en el rumen se debe al escape esporádico de

leche desde la gotera esofágica, que propicia temporales descensos de pH en un

rumen totalmente involucionado. Esto retrasa el establecimiento de los protozoos que

son muy sensibles al pH ácido. Por esta razón los protozoos tardan semanas en

establecerse, y a diferencia de las bacterias necesitan del "contagio" desde otro

adulto, situación que se genera especialmente por el consumo de agua o alimento

contaminado. Si este contagio no ocurre, los rumiantes pueden vivir años sin

desarrollar su fauna ruminal.

La capacidad de rumiar también aumenta, desde 3 períodos diarios de 15

minutos cada uno a las dos semanas de vida asciende a 12 por día de 23 minutos a las

5 semanas y adquiere la capacidad total recién a los tres meses. La masticación se

hace a su vez más efectiva, disminuyendo el tamaño de cada bolo pero aumentando

el número de bolos masticados, de menor tamaño y con mayor fuerza de masticación.

Desde el punto de vista metabólico la principal fuente energética que se absorbe

pasa de ser la glucosa a los AGV, lo cual genera cambios metabólicos que incluyen

una activa gluconeogénesis y la alternativa de emplear acetato directamente como

fuente energética o cetogénica. 15

2.3. FISIOLOGÍA DIGESTIVA DEL ADULTO

ACCION MECANICA DEL ESTOMAGO DE LOS RUMIANTES

Para poder mantener la homeostasis del medio ruminal los divertículos

estomacales requieren de una delicada regulación de su motilidad.7

29

La digestión fermentativa depende del normal desarrollo de los microorganismos

que la realizan. Por esta razón, el rumiante crea y mantiene a nivel retículo-ruminal

las condiciones ideales para su crecimiento y multiplicación, convirtiéndose en un

“gigantesco medio de cultivo líquido”. Las condiciones retículo-ruminales para el

desarrollo de los microorganismos incluyen: aporte de nutrientes, anaerobiosis, pH,

presión osmótica, temperatura, fácil acceso de los microorganismos al alimento y

eliminación de los productos de desecho de este sistema.8

Aporte de nutrientes. Debe tenerse en cuenta que la nutrición del rumiante

depende de la nutrición de su micropoblación ruminal. Esta degrada parcial o

totalmente los componentes de la dieta, por lo cual puede aceptarse que en realidad

se está alimentando al rumen para que luego éste alimente al rumiante.

Anaerobiosis. El metabolismo anaerobio de los microorganismos ruminales es el

factor responsable de la simbiosis con el rumiante. Al no utilizar oxígeno los

microorganismos ruminales dependen de la vía glucolítica para la obtención de

energía. Para comprender este punto puede ser necesario repasar las vías metabólicas

que le permiten a una célula aerobia obtener energía del alimento. Por la vía

glucolítica a partir de glucosa (686 Kcal/mol) se obtienen 2 ATP (14.6 Kcal/mol),

NADH + H+

(que originará 3 ATP en cadena respiratoria) y piruvato (que aún

conserva el 93 % de la energía de la glucosa). El piruvato es convertido en acetil-

CoA, que ingresa al ciclo de Krebs para producir energía, generando como productos

finales de la cadena respiratoria CO2

y agua, los cuales ya no poseen energía que

aportar. Vale decir que si los microorganismos ruminales tuvieran un metabolismo

aerobio consumirían toda la energía que posee esa glucosa. Al no poder utilizar el

oxígeno, obtienen energía sólo de la producción de ATP durante la vía glucolítica,

dejando como productos finales de su metabolismo NADH + H+

, que al no existir

30

cadena respiratoria no puede aportar energía, y piruvato, que debido a las diferencias

en las vías metabólicas microbianas, es convertido en otros ácidos de cadena corta,

como el acetato, el propionato y el butirato. Estos AGV, que como ocurre con el

piruvato conservan gran parte de la energía de la glucosa, si bien son productos de

desecho para los microorganismos representan la principal fuente energética para el

rumiante.

pH. Cada microorganismo posee un rango de pH óptimo para desarrollarse. La

flora normal del rumen desarrolla en un rango de pH de 5,5 a 6,9. Fuera de éste, el

pH extremo favorece el desarrollo de otros microorganismos que alteran el patrón

metabólico del rumen y enferman al rumiante. La cantidad de H+

producido va a

depender del tipo de dieta y el tipo de microorganismo que fermente dicho nutriente.

Lo cual determinara también la “eficiencia” de ese alimento debido a la producción

de metano y tipo de AGV. Esto se explicar con más detalle en la parte de regulación

del pH.

Presión osmótica. El contenido ruminal mantiene una presión osmótica

semejante a la tisular (alrededor de 300 miliosmoles/litro), para evitar pérdidas

desmedidas de agua desde el líquido intersticial hacia el rumen o viceversa.

Usualmente la presión osmótica se mantiene en 280 mOsm/l incrementándose en el

período post-prandial por la mayor producción de AGV.

Temperatura. Es otro de los factores que condicionan el desarrollo bacteriano.

Producto de las reacciones químicas dentro del rumen y de la regulación

homeotérmica del rumiante, la temperatura ruminal se mantiene entre 38 y 42 °C.

31

Fácil acceso del microorganismo al alimento. El sustrato estará disponible para

el microorganismo cuando se incorpore al medio líquido, lo que explica porqué los

componentes solubles del alimento son los primeros en estar disponibles y ser

atacados por los microorganismos. Los componentes insolubles deberán ser

triturados hasta tener un tamaño lo suficientemente pequeño como para humectarse e

incorporarse al medio líquido ruminal, permitiendo que los microorganismos de la

fase líquida del contenido ruminal tengan acceso a estos sustratos.

Eliminación de los productos de desecho del metabolismo ruminal (AGV,

gases y alimento no digerido). Los AGV e H+

deben ser retirados del rumen, de otro

modo su acumulación excesiva aumentaría la presión osmótica y disminuiría el pH a

valores nocivos. Los AGV son retirados por absorción a través de las paredes del

rumen. Y el H+

es eliminado tras la formación de metano. Un bovino produce

diariamente cientos de litros de gas, especialmente CO2

y metano, que deben ser

eliminados por eructación. La fracción de la dieta que no pudo ser digerida debe

continuar su tránsito por el aparato digestivo. La tasa de pasaje del contenido ruminal

varía dependiendo de la dieta. El tiempo medio de retención en el retículo-rumen

varía de 10 a 24 horas para el agua y los elementos solubles (en esta categoría se

incluyen los microorganismos), mientras que aquellos insolubles de alta o baja

digestibilidad poseen una vida media aproximada en el rumen de 30 y 50 hs

respectivamente. Aunque, si el material posee alto contenido de lignina, la cual no es

degradable por las bacterias, el pasaje se acelera. De esa forma se vacía el rumen,

teniendo posibilidad del ingreso de nuevos alimentos. El flujo de microorganismos,

junto al alimento no digerido hacia el abomaso, evita la sobrepoblación ruminal.

Para poder cumplir las funciones mencionadas, de las cuales depende la

actividad fermentativa y en consecuencia la propia nutrición del rumiante, los DE

poseen una actividad motora controlada. Este control lo realiza un centro nervioso

32

ubicado en el núcleo vagal, en dorsal del tallo cerebral (bulbo raquídeo). Este centro

recibe información de receptores ubicados en los DE, encargados de controlar los

parámetros ruminales más importantes. Estos incluyen:

a) Receptores de estiramiento: Informan sobre el tamaño o grado de distensión

del rumen. Consisten en terminaciones nerviosas ramificadas en la pared retículo-

ruminal que se estimulan al distenderse y ocasionan un aumento de las contracciones

ruminales y de la rumia. Esta respuesta tiene como fin estimular el mezclado, la

disgregación del contenido y especialmente la progresión de éste hacia el abomaso.

Sin embargo cuando el grado de distensión es excesivo, como ocurre durante el

timpanismo (distensión del retículo-rumen por incapacidad para evacuar los gases

por eructación), se detiene la actividad ruminal (atonía).

b) Receptores de tensión: Ubicados especialmente en los pilares, captan la

resistencia para introducirse en el estrato sólido del contenido ruminal e informan

sobre su consistencia. Esta depende de la dieta, de modo que cuando el rumiante

consume principalmente material fibroso, como pasto seco por ejemplo, se forma un

grueso estrato sólido y de alta resistencia al mezclado, que estimula estos receptores

ocasionando un aumento de la motilidad retículo-ruminal y de la rumia.

c) Receptores de pH: La continua producción de AGV hace que el pH ruminal

sea normalmente ácido. Dentro del rango fisiológico (5,5 a 6,9) a medida que el pH

desciende se incrementa la motilidad ruminal, lo cual favorece el mezclado y por lo

tanto la absorción de los AGV, que al abandonar el retículo-rumen permiten que el

pH vuelva a elevarse. Sin embargo, cuando el pH abandona el rango normal la

depresión motora es grave, con atonía ruminal a pH superior a 7 e inferior a 5.

d) Receptores de presión osmótica: Aunque con menor sensibilidad que para el

pH los DE responden a cambios en la presión osmótica. Los aumentos moderados

estimulan la motilidad, sin embargo cuando el aumento es excesivo el retículo-rumen

responde con una disminución en la motilidad y finalmente atonía.

33

Si bien los DE poseen plexos nerviosos intrínsecos bien desarrollados, requieren

de la inervación vagal para realizar una actividad motora coordinada. Cuando se

cortan los nervios Vago se observa una disminución en la motilidad de la

musculatura ruminal, que regresa en unos cuantos días. Sin embargo debido a que la

motilidad que se presenta luego de la vagotomía presenta características erráticas y

poco coordinadas que son incapaces de hacer progresar el contenido, los rumiantes

vagotomizados no sobreviven. 4

El peso específico del contenido retículo-ruminal determina su estratificación.

Para comprender el efecto del movimiento de mezcla y propulsión es importante

conocer la disposición del contenido retículo-ruminal. Este se encuentra estratificado

en función de su peso específico, por lo cual, de dorsal a ventral, se distinguen 4

zonas o estratos: una cúpula de gas, una zona sólida, una fangosa o semilíquida y

finalmente una zona líquida (Figura 2).

En la cúpula se acumulan los gases de la fermentación, especialmente metano

(CH4) y CO

2 (Tabla 3). En la zona sólida se ubica el forraje grosero, recientemente

34

consumido y fragmentado sólo por la masticación ingestiva. Presenta fibras grandes,

desde 1 a 2 cm de largo, sobre las cuales han comenzado los procesos fermentativos

y la producción de gas, que se mezcla con los trozos de forraje formando esta capa de

bajo peso específico. En la zona fangosa, desde la cual se toma contenido para ser

rumiado (zona de eyección), el forraje posee un tamaño menor lo que posibilita que

se humecte mejor y adquiera mayor peso específico. En la zona líquida el contenido

se encuentra finamente triturado y bien humectado, ocupa la parte inferior del rumen

y desde este estrato será seleccionado el contenido ruminal que progresará hacia el

omaso desde la llamada zona de escape. En esta zona el tamaño de la partículas de

alimento es de 1 a 3 mm en ovinos y hasta 4 mm en bovinos, considerablemente más

pequeñas que el diámetro del esfinter retículo-omasal, de alrededor de 2 cm en el

adulto. Esto demuestra que es la citada estratificación, y no el tamaño, la responsable

de seleccionar el material que abandona el rumen.

La motilidad retículo-ruminal permite la mezcla y progresión de su contenido,

la eructación y la rumia.

En el retículo-rumen se repiten patrones de actividad motora con el fin de

cumplir con cuatro funciones esenciales: la mezcla del contenido, que facilita el

contacto entre el alimento y los microorganismos, promueve la absorción de AGV y

ayuda a la fragmentación del alimento; la progresión del contenido hacia el omaso,

seleccionando sólo la fracción del alimento que ha permanecido el tiempo necesario

dentro del rumen; la expulsión de gases a través de la eructación; y la rumia,

seleccionando para rumiar alimento del estrato fangoso.

En la actividad retículo-ruminal se identifican dos complejos motores

denominados contracción primaria o ciclo A y contracción secundaria, eructativa o

ciclo B. La contracción primaria produce a la vez la mezcla y la progresión del

35

contenido y comienza con la contracción bifásica del retículo. Esta consiste en dos

contracciones de la red, una parcial que reduce su luz a la mitad y una contracción

total. La contracción parcial coincide con el cierre del esfínter retículo-omasal y sirve

para volcar el estrato superior más grosero hacia el rumen por encima de la

escotadura retículo-ruminal. Inmediatamente se produce la contracción total y el

esfínter retículo-omasal se abre, permitiendo el pasaje del contenido de mayor peso

específico hacia el omaso. La onda de contracción de la red se propaga por el rumen

de craneal a caudal, tanto por el saco dorsal como por el ventral, pero en éste es más

lenta y se refleja volviendo hacia craneal.

Con esta secuencia de contracciones el contenido ruminal se mezcla siguiendo un

patrón de movimientos por el cual el contenido del saco dorsal del rumen gira y se

mezcla en sentido antihorario, mientras que el contenido del saco ventral lo hace en

sentido horario. De este modo, el alimento que ya ha permanecido el tiempo

suficiente en el rumen y que se encuentra en la fase líquida ingresa a la red por

encima del pilar craneal, y será el contenido que progresará hacia el omaso en la

siguiente contracción. (Figura 3)

36

Las contracciones secundarias o eructativas se presentan siempre a continuación

de las primarias, aunque su aparición depende de la cantidad de gas que contenga el

rumen. La acumulación de estos gases (meteorismo) pueden distender tanto el rumen

que el animal muere por asfixia, debida a la compresión del diafragma. Esto

demuestra la importancia del mecanismo de eructación. La eructación es un reflejo

vago-vagal regulado por los centros gástricos del bulbo y que se inicia por

estimulación de receptores que detectan la distensión del saco dorsal del rumen y la

zona cardial así como la presencia de gas libre en el saco ciego caudo-ventral del

rumen, en el cual queda retenido gas después de una contracción primaria. La

contracción eructativa comienza en éste saco ciego, luego asciende al saco ciego

caudo-dorsal y de allí se propaga hacia craneal por el saco dorsal del rumen,

empujando de esta forma la burbuja de gas hacia el cardias. La eructación se

completa con un ligero esfuerzo inspiratorio a glotis cerrada, que disminuye la

presión intraesofágica para facilitar el pasaje del gas hacia el esófago, que lo conduce

hacia las fauces mediante una onda antiperistáltica. Parte del gas es aspirado hacia

los pulmones y en parte absorbido, lo cual explica como algunas sustancias volátiles

derivadas de la fermentación ruminal de cebollas o puerros alcanzan la glándula

mamaria confiriéndole sabor desagradable a la leche.

El número de contracciones ruminales es un parámetro importante dentro de la

revisación clínica de un bovino. Se registra por inspección o palpación en la fosa del

ijar izquierdo, que se eleva al pasar una onda contráctil por el saco dorsal. Debido a

que los movimientos no son regulares se recomienda tomar la frecuencia durante 5

minutos, con un rango fisiológico de 5 a 12 contracciones. Esta frecuencia está en

relación directa a la actividad metabólica del rumen.

La rumia tiene por objeto reducir el tamaño del alimento y favorecer el ataque

microbiano, mediante la remasticación del contenido ruminal grosero.

37

La rumia comienza con una contracción “extra” del retículo que precede a la

contracción bifásica. A continuación se relaja el cardias y el animal hace una

inspiración a glotis cerrada que reduce la presión intraesofágica (-20 a - 40 mm Hg),

con la consiguiente distensión de su pared y el ingreso de alimento desde la zona de

eyección. Una vez dentro del esófago, el bolo produce contracciones antiperistálticas

que lo llevan hacia la boca donde es comprimido entre la lengua y el paladar para

escurrir el líquido que es deglutido, mientras que el material sólido (forraje grosero)

permanece en la boca para su remasticación e insalivación. La remasticación se

realiza mediante movimientos laterales lentos, completos y enérgicos del maxilar

inferior contra el superior. El tiempo de remasticación depende del tipo de dieta,

siendo como promedio de 40 a 60 segundos por bolo. Finalmente el bolo remasticado

es deglutido y sus componentes se integran al contenido ruminal.

La rumia es un reflejo de tipo vago-vagal gobernado por centros gástricos del

bulbo y por las áreas hipotalámicas anterior y ventral. Los estímulos que

desencadenan la rumia nacen en zonas reflexógenas ubicadas en el retículo-rumen,

especialmente en el esfínter esofágico inferior, pliegue retículo-ruminal y en el

complejo formado por el pilar craneal y caudal del rumen. Estas zonas captan la

textura del alimento por el roce de éste contra las zonas reflexógenas, su consistencia

y el grado de distención del retículo-rumen.

El principal estimulante de la rumia es la propia estructura física del forraje, la

cual depende del contenido de fibra de la dieta (elementos estructurales del vegetal,

que necesitan ser triturados para posibilitar el ataque microbiano). Otro factor que

favorece la rumia es el reposo psicosensorial. Los períodos de descanso y oscuridad,

así como el hecho de que animal esté acostado, la somnolencia o los períodos de

amamantamiento favorecen la rumia.18

38

EL OMASO COMPLETA LA ACTIVIDAD RUMINAL.

Las contracciones omasales son lentas y prolongadas comparadas con las del

retículo. En el caso del bovino el omaso se contrae en forma bastante irregular e

independiente. Sin embargo, en ovinos y caprinos las contracciones omasales están

coordinadas con las reticulares y aparecen alrededor de 15 a 30 segundos después de

la contracción bifásica reticular, finalizando cuando se inicia una nueva contracción

del retículo.

El esfínter retículo-omasal posee también una acción coordinada, relajándose

durante la contracción total de la red, permitiendo el ingreso de alimento al canal

omasal. Tras la contracción reticular el esfínter retículo-omasal se cierra y el canal

omasal se contrae, impulsando el contenido entre las hojas del omaso que se

encuentra relajado. Posteriormente, tanto las hojas como la pared omasal se contraen

triturando y propulsando el alimento hacia el abomaso.

MOTILIDAD DEL ABOMASO Y DEL DUODENO.

El abomaso, porción glandular del estómago de los rumiantes, tiene la

peculiaridad de recibir alimento en forma continua desde los DE.

La porción proximal del abomaso posee escasa motilidad, sólo mantiene el tono

muscular a la vez que se distiende por la llegada de alimento. Esta “relajación

receptiva” permite a su vez que el líquido pase sobre el contenido sólido

(percolación) y llegue rápidamente al duodeno. Por este mecanismo, igual a como

ocurría en los DE, la velocidad de pasaje de los líquidos es mayor que para los

sólidos, los cuales quedan en el abomaso para ser mezclados con el jugo gástrico. La

motilidad del abomaso se reduce entonces a ondas peristálticas que se dirigen al

píloro. Las más suaves comprenden al cuerpo y fondo del abomaso y se encargan de

39

mezclar y acumular contenido gástrico en el antro pilórico. Una vez que el antro se

ha llenado, el origen de las contracciones peristálticas se acerca al píloro y las

contracciones sincronizadas del antro y del esfínter pilórico actúan como una bomba

(bomba pilórica), que hace pasar parte del quimo al duodeno (acción de progresión),

mientras que el resto regresa al fondo colaborando con su mezcla (acción de

mezclado). Estas ondas de progresión no se presentan en forman continua, sino que

son interrumpidas por cortos períodos de quietud, de 5 a 10 minutos, que se repiten

15 a 18 veces por día. El número de contracciones del antro no varía

significativamente de modo que las variaciones de flujo hacia el duodeno dependen

esencialmente del volumen de quimo transportado en cada contracción.

Una vez que el bulbo duodenal se ha llenado se inicia una contracción peristáltica

que lleva el contenido hacia el yeyuno. La unión antroduodenal (antro y esfínter

pilórico y bulbo duodenal) se comportan así como una unidad, sobre la que actúan

mecanismos de regulación. Entre los que estimulan el vaciado gástrico se citan los

neurotransmisores colinérgicos que aumentan el peristaltismo del antro y el péptido

intestinal vasoactivo (VIP) que induce la relajación del esfínter pilórico. Por otro

lado, la acidificación y la distensión duodenal moderada, así como la serotonina, la

somatostatina y la bombesina, producen estimulación duodenal e inhibición de la

actividad motora del antro, retardando el vaciamiento gástrico. Hay hormonas

secretadas por el tracto gastrointestinal que disminuyen la motilidad del abomaso e

intestino, retardando así el vaciamiento de los mismos. 17

40

2.4. DIGESTIÓN RUMINAL

OBTENCIÓN DEL ALIMENTO

Los bovinos pueden obtener su alimento de 2 formas ya sea por el pastoreo o por

la suministración de alimento en los corrales por parte de los trabajadores de la Hcda.

Por lo general las el mayor consumo de alimento se lo hace durante las horas de las

mañanas y en las últimas horas de la tarde, con un lapso de 20 a 35 minutos durante

las cuales descansan y se dedican a rumiar. 4

RUMIA

La rumia es la regurgitación de la ingesta seguida de una remasticación,

reensalivación y una nueva deglución. Esto logra disminuir el tamaño de partícula

del alimento y aumentar la superficie para la fermentación microbiana. La rumia

ocurre principalmente cuando el animal descansa y no come.

41

La gráfica anterior muestra el tiempo utilizado para pastorear y para rumiar. Se

puede observar que los animales pastorean principalmente durante la mañana y

rumian en la noche.

SALIVA

Los rumiantes producen grandes cantidades de saliva en vacas adultas entre 100-

150 litros/día y 8.5-12.5 litros/día en los ovinos; además de sus cualidades conocidas,

la saliva del rumiante posee funciones importantes:

♦ Mantiene un pH constante. Debido a que es rica en fosfatos y

bicarbonatos tiene la facultad de actuar como amortiguador,

controlando el efecto de los ácidos que se producen durante la

fermentación.

♦ Es una fuente de nitrógeno no proteico (NNP). La urea sintetizada

en el hígado es secretada en la saliva para nutrir a la microbiota

ruminal.

DIGESTIÓN DE CARBOHIDRATOS

42

Gracias a la microbiota ruminal los carbohidratos fibrosos como la celulosa y

hemicelulosa pueden representar la fuente más importante de energía para los

rumiantes. Las raciones carentes de fibra pueden conducir a desórdenes de la

digestión.21

Estos carbohidratos fibrosos además son necesarios para:

♦ Estimular la rumia (la cual mejora la fermentación).

♦ Aumentar el flujo de saliva hacia el rumen.

♦ Estimular las contracciones ruminales.

Cuando los carbohidratos de la dieta entran al rumen son hidrolizados por

enzimas extracelulares de origen microbiano. En el caso de los carbohidratos

fibrosos, el ataque requiere de una unión física de las bacterias a la superficie de la

partícula vegetal, la acción de las enzimas bacterianas libera principalmente glucosa

y oligosacáridos hacia el líquido ruminal por fuera de los cuerpos celulares

microbianos. Estos productos no son aprovechados por el rumiante, en su lugar, son

rápidamente metabolizados por la microbiota ruminal.

La glucosa y otros azúcares son absorbidos por los microorganismos y una vez en

el citosol se incorporan a la vía de la glucólisis. Este proceso enzimático da lugar a la

formación de NADH+H (reducido), ATP y piruvato. La energía potencial

representada por el ATP en este momento no es directamente accesible para el

hospedero, pero representa la principal fuente de energía para el mantenimiento y

crecimiento de los microbios.

43

Si la digestión fermentativa ocurriera bajo condiciones aeróbicas, lo cual no

sucede, el piruvato sería transformado en la mitocondria para generar CO2 , H2O y

ATP a través del ciclo de Krebs, cadena respiratoria y ATPAasa, proceso que en su

conjunto involucra la restauración de NAD (oxidado).

Pero la digestión fermentativa no es un sistema aeróbico; por el contrario es

un sistema altamente anaeróbico y reductor, por lo que se debe proveer de un

mecanismo diferente para la restauración de NAD. Si no existiera este mecanismo,

todos factores oxidados presentes podrían rápidamente reducirse y entonces el

metabolismo bacteriano se detendría. Debido a que en el rumen no se encuentra

oxígeno a la mano, otro compuesto es el que debe servir como el resumidero de

electrones para la oxidación de los cofactores enzimáticos. 10

En la digestión fermentativa, el piruvato puede funcionar como el captador de

electrones, sufriendo una reducción todavía mayor con el fin de proveer el material

necesario para la regeneración del NAD y el retiro general del NADH+H, con una

producción adicional de ATP. Además, el CO2 puede reducirse para formar metano

44

aceptando electrones para la regeneración del NAD y de FAD. Este proceso

transformador del piruvato da lugar a los productos terminales de la digestión

fermentativa de los carbohidratos, los llamados ácidos grasos volátiles (AGV);

Acético (CH3-COOH), Propiónico (CH3-CH2-COOH) y Butírico (CH3-CH2-CH2-

COOH).

45

46

Los AGV sintetizados en respuesta a un estricto control metabólico por parte de

los microorganismos ruminales, son utilizados por éstos para la formación de

aminoácidos y ácidos grasos que serán posteriormente incorporados al metabolismo

bacteriano. Sin embargo, la mayor parte de los AGV es enviada hacia el líquido

ruminal, en donde se difunden a través del epitelio del rumen y retículo, el resto se

absorben en omaso, para posteriormente incorporarse a la circulación general

pasando por la vena porta.22

ABSORCIÓN Y UTILIZACIÓN DE ÁCIDOS GRASOS VOLÁTILES

Los AGV son de suma importancia ya que representan más del 70% del

suministro de energía al rumiante. Virtualmente todo ácido acético, propiónico y el

ácido butírico son absorbidos por el epitelio del rumen y transportados vía porta al

hígado. La absorción de AGV no sólo es importante para mantener su distribución en

las células animales, sino para prevenir cantidades excesivas que puedan alterar el

pH ruminal.

El epitelio estratificado del rumen generalmente no se caracteriza por una eficaz

absorción. No obstante es capaz de absorber eficientemente AGV, ácido láctico,

electrólitos y agua. La superficie del epitelio es muy extendida debido a la formación

de papilas bien vascularizadas. 12

47

El tamaño y longitud de las papilas del rumen se modifican, dependiendo las

concentraciones de los AGV en el rumen. Los animales con una buena alimentación

y producción de AGV, presentan papilas largas y robustas para promover la

absorción. En contraste, los animales con una deficiente alimentación, tienen papilas

pequeñas y requieren de un largo tiempo de recuperación para restaurar el tamaño de

sus papilas y su capacidad de absorción.

La absorción de los AGV es a través de un mecanismo de difusión a favor del

gradiente de concentración. La velocidad de absorción aumenta a medida que

desciende el pH del líquido ruminal. Cuando atraviesan el epitelio, los AGV sufren

diferentes grados de transformación. El acetato y propionato son absorbidos casi sin

alterarse, pero la mayor parte del ácido butírico se transforma en ácido ß-

hidroxibutírico el cual es un cuerpo cetónico. Los AGV absorbidos tienen diferentes

destinos metabólicos:

♦ El ácido acético se oxida en los diferentes tejidos para generar

ATP. También funciona como la principal fuente acetil-CoA para la

síntesis de lípidos.

♦ El propionato sirve principalmente como sustrato gluconeogénico,

es de suma importancia para el rumiante debido a que en el intestino

delgado casi no se absorbe glucosa.

♦ El ácido butírico absorbido en forma de ácido ß-hidroxibutírico, es

oxidado en muchos tejidos para la producción de energía.

Los cambios en la dieta pueden modificar el patrón de fermentación. Cuando la

dieta del animal está basada en forrajes, la proporción molar en que se encuentran los

AGV es:

48

Mientras que si la dieta es alta en granos o concentrados la proporción será de:

En el hígado el propionato y el acetato son incorporados al metabolismo

energético, el ácido propiónico es el único de los AGV que el hepatocito puede

transformar en glucosa, en la vía de la gluconeogénesis.23 Las moléculas de glucosa

sintetizadas en este proceso, serán exportadas hacia los tejidos extrahepáticos,

quienes serán los encargados de utilizarla como la primera fuente de energía

49

altamente disponible para sostener las necesidades fisiológicas de mantenimiento y

reproducción.

Los disacáridos y los almidones que escapan a la fermentación ruminal pasan al

intestino delgado donde son digeridos por enzimas pancreáticas e intestinales, en la

misma forma que en los animales monogástricos.

DIGESTIÓN DE PROTEÍNAS

La proteína es particularmente vulnerable a la fermentación ruminal, debido a

que está formada por carbonos, los cuales se pueden reducir todavía más que los

carbohidratos para proveer energía a los microorganismos. Los microorganismos del

rumen son capaces de sintetizar todos los aminoácidos, incluyendo los esenciales

para el hospedero. Por lo tanto los rumiantes son casi totalmente independientes de la

calidad de las proteínas ingeridas. Además los microorganismos pueden utilizar

fuentes de nitrógeno no proteico (NNP) como sustrato para la síntesis de

aminoácidos.

A medida que las proteínas y el NNP entran al rumen son atacados por enzimas

microbianas extracelulares, la mayor parte de estas enzimas son endopeptidasas

parecidas a la tripsina y forman péptidos de cadena corta como sustratos terminales.

Estos péptidos se originan extracelularmente y son absorbidos hacia el interior de los

microorganismos. En el citosol los péptidos son degradados a aminoácidos y éstos

son utilizados para la formación de proteína microbiana o son degradados todavía

más para la producción de energía a través de la vía de los AGV. Para que los

aminoácidos entren a esta vía, primero son desaminados para dar lugar a amoniaco y

a un esqueleto carbonado.

50

El amoniaco es el principal compuesto nitrogenado que utilizan los

microorganismos para la síntesis de aminoácidos y proteínas, hay que considerar que

para esto se requiere suficiente energía o carbohidratos; El amoniaco se utiliza

además para la formación de diversos componentes nitrogenados de la pared celular

y ácidos nucleícos. El amoniaco liberado en el rumen es absorbido a la sangre,

conducido al hígado en donde se forma urea, la cual se puede reciclar en la saliva o

eliminarse a través de la orina.24

El esqueleto carbonado de muchos de estos aminoácidos se puede acomodar

directamente en varios de los pasos de la vía de los AGV, dando lugar a la

producción de los tres principales (acético, propiónico y butírico) y de AGV de

cadena ramificada o isoácidos conocidos como ácido isobutírico, ácido isovalérico y

ácido 2-metilbutirato; solo los tres aminoácidos de cadena corta ramificada (valina,

51

leucina e isoleucina), permiten la producción de estos isoácidos. Los AGV de cadena

ramificada son utilizados por las bacterias como factores de crecimiento. 16

En el rumen, cierta cantidad de proteína dietaria puede escapar a la digestión

ruminal y pasar al intestino sin modificarse en el rumen, a ésta se le denomina

proteína sobrepasante. La proteína microbiana representada por los cuerpos celulares

de los microorganismos, pasa con las proteínas de la ración que no fueron

modificadas por la microbiota ruminal a través del omaso, abomaso, hasta el

intestino en donde son digeridas por acción de las enzimas pepsina, tripsina,

quimiotripsina, carboxipeptidasa y aminopeptidasa en forma similar a la digestión

proteica en los monogástricos.

El crecimiento microbiano depende del aporte de nutrientes y de la velocidad a la

cual los microorganismos del rumen se eliminan. Las proteínas o el nitrógeno no

52

proteico (NNP) y los carbohidratos son utilizados para la producción ruminal de

microbios, AGV, amoniaco, metano y bióxido de carbono de acuerdo a la siguiente

ecuación:

carbohidratos + proteínas = microbiota + AGV + NH3 + CH4 + CO2

El equilibrio en los productos de la ecuación depende de la concentración y

balance de los sustratos. 9

CONCENTRACIÓN Y BALANCE DE SUSTRATOS EN EL

METABOLISMO RUMINAL

En estas condiciones se favorece la producción proteica y por lo tanto el

crecimiento microbiano. La fermentación de la glucosa con la consecuente

producción AGV se incrementa con el fin de llenar las fuertes demandas energéticas

ligadas a un rápido crecimiento de la microbiota. La producción de amoniaco es baja,

porque la mayor parte del nitrógeno se encuentra incorporada a la proteína

microbiana.10

53

Bajo este perfil existe una gran cantidad de energía pero insuficiente nitrógeno

para sostener una adecuada síntesis proteica, por lo tanto el crecimiento microbiano

no es el óptimo. La energía se vuelve ineficiente a medida que se utiliza para

mantener a células que no se están replicando, en lugar de utilizare para los procesos

sintéticos de las células en crecimiento. La actividad de los microorganismos todavía

da lugar a cierta fermentación de la glucosa con una formación moderada de AGV,

pero el crecimiento microbiano y la producción de amoniaco se limita debido a la

carencia de nitrógeno.

54

En esta situación existe mucho nitrógeno para sostener el crecimiento, pero se

limita debido al insuficiente aporte de energía. Esto obliga a los microorganismos a

utilizar aminoácidos para llenar sus requerimientos de energía, en vez de utilizarlos

para la síntesis de proteínas. La velocidad de crecimiento de los microbios es baja y

la producción de AGV es moderada. Gran cantidad de los AGV proviene de las

cadenas carbonadas de los aminoácidos, mientas que los grupos amino son derivados

hacia la producción de amoniaco.

La relación que existe entre la disponibilidad de carbohidratos y la de proteínas

(o nitrógeno) ejerce un fuerte impacto sobre la producción de células microbianas y

por lo tanto sobre la nutrición del huésped. La mayoría de los microorganismos

ruminales pueden sintetizar proteína a partir de amoniaco proveniente de fuentes no

proteicas tales como la urea. Desde un punto de vista nutricional y económico, esto

se ha explotado utilizando fuentes nitrogenadas de bajo costo en lugar de proteínas

costosas en las dietas de los rumiantes, permitiendo la síntesis microbiana de proteína

para satisfacer las necesidades del hospedero.

DIGESTIÓN DE LÍPIDOS

55

Cuando la dieta del rumiante consiste principalmente de forrajes, los lípidos que

se encuentran en mayor proporción son los galactoglicéridos, pero si el nivel de

granos o concentrados es elevado, los triacilglicéridos son más abundantes.

Se ha observado que la mayoría de los ácidos grasos presentes en la dieta de los

rumiantes son insaturados. En el rumen tanto los galactoglicéridos como los

trigliacilglicéridos y fosfolípidos son hidrolizados por las bacterias, el resultado son

ácidos grasos libres y glicerol.

El glicerol derivado de la hidrólisis de los trigliacilglicéridos es fermentado hasta

propionato y posteriormente absorbido junto con los otros AGV. Por otro lado se

sabe que los lípidos que se encuentran en el tejido adiposo del animal y en la leche de

las especies rumiantes son saturados sufriendo poca modificación, por cambios en el

aporte de lípidos insaturados de la dieta. Este fenómeno se debe a que el medio

ambiente reductor del rumen produce la hidrogenación de una gran cantidad de

ácidos grasos insaturados previamente hidrolizados.

Posteriormente los lípidos microbianos son digeridos y adsorbidos en el intestino

delgado.

Al igual que las proteínas, algunos lípidos pueden escapar a la digestión

microbiana ruminal y llegar intactos al intestino (donde son digeridos). A estos

lípidos se les denominan de sobrepaso.

56

Las ventajas que presenta la hidrogenación de ácidos grasos son:

♦ Aumenta el crecimiento bacteriano, ya que los ácidos grasos insaturados

provocan cambios en la permeabilidad de las membranas microbianas

(inhibiendo su desarrollo).

♦ Se reduce la producción de metano al haber menor cantidad de hidrógeno.

♦ Aumenta la energía disponible, ya que los ácidos grasos saturados liberan

más energía al oxidarse que los ácidos grasos insaturados. 11

57

III. HIPÓTESIS

3.1. HI: Si se logra comprobar que los microorganismos ruminales de la zona

de Daule, son mucho más eficientes que los microorganismos

ruminales de la zona de Santo Domingo de los Tsáchilas, podremos

promover la utilización de los mismos, a ganaderos, para mejorar la

capacidad productiva de los bovinos de la zona.

3.2. HO: Si no logramos comprobar que los microorganismos ruminales de la

zona de Daule son mucho más eficientes que los microorganismos

de la zona de Santo Domingo de los Tsáchilas, quedará acentuado

en el mejor de los casos, que la flora ruminal de diversas regiones

no altera los índices de productividad de los bovinos.

58

IV. MATERIALES Y MÉTODOS

4.1. LOCALIZACIÓN DEL ENSAYO

Por motivos del tema de Tesis planteado, el desarrollo de la tesis,

tomó dos ubicaciones geográficas que son las siguientes:

El Camal de Daule, propiedad del muy Ilustre Municipio de Daule,

que se encuentra ubicado en el cantón Daule, provincia del Guayas, país

Ecuador, continente Sudamericano.

El Camal de Daule se encuentra ubicado aproximadamente en las

coordenadas 1°52 ′ S, 79°59 ′ W . La altura media de la zona oscila en

los 22 m.snm, posee un clima Tropical de sabana con una media anual de

precipitaciones pluviales de 1500mm/año. Presenta un suelo fértil apto

para la agricultura y una temperatura media de la zona de 24°C.

La Finca “La Martina”, propiedad del Sr. Galo Martínez Salazar. Se

encuentra ubicada en el Recinto Libertad del Toachi, Parroquia Santa

María del Toachi, cantón Santo Domingo de los Tsáchilas, provincia

Santo Domingo de los Tsáchilas, país Ecuador, continente

Sudamericano.

La Finca “La Martina” se encuentra ubicada aproximadamente en las

coordenadas Longitud: -79.05555725097656 Latitud: -

0.2612677102758038. La altura media de la zona oscila 650 m.snm,

posee un clima Tropical Húmedo con una media anual de precipitaciones

pluviales de 3000 a 4000 mm/año. Presenta un suelo de tipo limoso y la

temperatura mínima oscila entre los 18°C y la máxima de 31°C.

59

4.2. MATERIALES

4.2.1. Materiales de Laboratorio

Balanza gramera

Balanza de Colgar

Vaso de precipitación

Probeta

Matraz

Fiola

Mechero de Alcohol

Agitador de Cristal

Frascos de 500ml

Placas Porta objetos

Placas Cubre Objetos

Capilares de micro hematocrito

Micropipeta

Puntas descartables para Micropipeta

Porta Placas

Tubos de Biometría

Tubera (2x6)

Plastilina

Gasas

Algodón

Papel Filtro

Marcador Graso

Cinta de Papel

Marcador Permanente

4.2.2. Materiales de Campo

60

Báscula

Polea

Piola de algodón

Plástico de embalaje

Cinta de embalaje

Bandejas

Tachos de 20 litros

Galón

Sogas

Jeringas de 20 ml

Hamaca

Palas

Carretilla

4.2.3. Sustancias

Líquido ruminal de bovinos Brahman de la zona de Daule.

Melaza

Leche “la Vaquita”

Reactivos pata tinción de Righ

Reactivos para tinción de Gram

Lugol concentrado

Solución de Turk

Aceite de Cedro

Agua Destilada

Solución de Cloruro de Sodio al 0.9%

Alcohol

Yodo

61

Violeta de Genciana

Cipermetrina al 20%

4.2.4. Equipos

Microscopio Olympus CX21

Incubadora

Cámara de sembrado

Baño María

Contador de células

Cámara de Neubauer

Refrigeradora de 12 pies

Esterilizador

Autoclave

Centrífuga

Microcentrífuga

Agitador

4.2.5 Materiales de Oficina

Laptop Toshiba A205 SP5820

Cámara Digital Marca Benq

Impresora Multifunción Epson TX110

Papelería (Hojas de Papel Formato A4, lápiz, esferográficos,

reglas, etc.)

Cds

Pen Drive de 4gb

62

4.2.6 Talento humano

Doctor en Bioquímica y Farmacia

Médico Veterinario y Zootecnista

Vaqueros

4.2.7 Varios

Pasajes de Bus Interprovincial Santo Domingo – Guayaquil,

Guayaquil – Santo Domingo.

Gasolina para movilización dentro de Santo Domingo

Internet

Bebidas y refrigerios

4.3. MÉTODOS

4.3.1. Área de Esparcimiento

63

El área en que se trabajó, son dos; la primera fué la zona de Daule,

específicamente el camal Municipal, ya que allí llega un gran porcentaje

de ganado brahman de la zona, como es ganado que llega al faenamiento,

facilitó la extracción del líquido ruminal, si no hubiese sido así , tocaba

sondear o fistular a los animales para extraer el líquido ruminal, pero

esto es algo estresante para los bóvidos, por lo tanto, teniendo en cuenta

la facilidad de extraer el líquido ruminal de los bovinos faenados, opté

por esta opción.

La segunda zona fué Santo Domingo de los Tsáchilas,

específicamente la Finca “La Martina”, donde se encuentran los animales

estudiados, y a los cuales se les aplicó los microorganismos cultivados

artesanalmente, para ver los beneficios o las desventajas de aplicar a los

terneros en desarrollo microorganismos ruminales que no son propios de

la zona.

4.3.2. La Población o la muestra que se utilizó

La población de bovinos que se utilizó son 12 que tenían edades de 1

a 6 meses, los cuales se dividieron en 2 grupos el Grupo Experimental y

el Grupo Testigo. Para mejor estudio y obtención de resultados, cada

ternero Experimental tiene su Testigo de la misma edad e incluso son

hijos del mismo toro, lo que ayudó a que no haya grandes variantes

genotípicas y que no altere la toma de resultados.

Edad

(Meses)

Grupo

Experimental

(Unidad/Ternero)

Grupo Testigo

(Unidad/Ternero)

64

1 mes 1 1

2 meses 1 1

3 meses 1 1

4 meses 1 1

5 meses 1 1

6 meses 1 1

4.3.3. Desarrollo Experimental

Visité el Camal Municipal de Daule para la obtención de líquido

ruminal de bovinos adultos de la raza Brahman, ya que ésta es la raza

mejor adaptada a la zona de Daule.

Con la ayuda de un colador y un recipiente grande, tomé el contenido

ruminal de los bovinos faenados y lo exprimí para obtener el líquido

ruminal. Posterior a esto lo envase en un galón, para su posterior

transporte a la zona de Santo Domingo, donde se encuentran los

Laboratorios del Instituto Nacional de Higiene y Medicina Tropical

“Leopoldo Izquieta Pérez” sede Santo Domingo, para su posterior

contaje de bacterias y cultivo. VER ANEXOS N°21.

Procedimiento:

1. En vasos de Precipitación de 500 ml previo autoclavado

se colocó: 200 ml de melaza, 200 ml de leche la Vaquita y

100 ml de líquido ruminal. Posterior a esto se homogenizó la

mezcla con la ayuda de un agitador o pipeta de vidrio.

2. La mezcla ya homogenizada se cubrió con plástico de

embalaje, piola de algodón amarrada a la orilla para afirmar el

65

cierre y, encima de esta, cinta adhesiva para garantizar un

cierre hermético.

3. Después de realizar este procedimiento se procedió a

meter los frascos del Preparado a la incubadora por el lapso de

17 días.

4. Durante el tiempo de incubación se llevo un contaje cada 5

días, para ver cómo iba la proliferación de las bacterias

5. Pasado el tiempo de incubación se procedió a tomar una

pequeña muestra para observar bajo el microscopio si las

bacterias, protozoos y hongos habían proliferado de la manera

esperada.

6. Como siguiente paso a seguir se realizó un conteo

aproximado de los microorganismos, para saber el número

aproximado de microorganismos a suministrar a los terneros

de experimento o estudio.

7. Antes de iniciar la suministración de la bebida probiótica a

los terneros, estos fueron areteados para su debido control

mediante las tablas de recopilación de datos.

8. A los terneros se les suministró esta bebida a diario por los

primeros 10 días en dosis de:

Peso (kg) Dosis de Microorganismos

66

(ml)

30 a 60 kg 3 ml

60 a 100 kg 5 ml

100 a 200 kg 7 ml

200kg o más 9 a 10 ml

9. Después de los 10 días se procedió a suministrar la bebida

cada 30 días, hasta cumplir los 4 meses de Experimentación.

VER ANEXO N°22.

4.3.4. Formas o técnicas de Recopilar Datos

La recopilación de datos se la llevó a cabo desde el inicio del

experimento; los datos o información que se tomaron en cuenta son los

siguientes:

Peso del animal

Salud

Mortalidad

La obtención de los datos se tomó de manera cuantitativa, por medio del

pesaje a los animales cada 15 días, para ver si los microorganismos que se les

suministró han ayudado a la conversión alimenticia, y así comprobamos la

hipótesis planteada.

El pesaje de los animales se realizó en la misma finca, con la ayuda de

una báscula, polea y sogas. Se procedió a derribar y maniatar a los animales

67

para subirlos con la ayuda de una polea hacia la báscula o balanza, se tomaba

el peso marcado y se procedió a bajarlos y soltarlos para que se reintegren a

su grupo.

4.3.5. En qué periodo fue la recolección de datos

La recolección de datos con respecto al peso de los animales, se la realizó cada

15 días, hasta que los terneros del grupo experimental y el grupo testigo cumplieron

tres meses de tratamiento, con la bebida probiótica.

Con respecto a la tabla de salud, los terneros del grupo experimental y grupo

testigo fueron evaluados cada siete dias, durante los 4 meses, para ver si presentaban

mejoría en su salud o resistencia a cierto tipo de enfermedades de la zona o incluso

mayor resistencia a ectoparásitos de la zona de Santo Domingo de los Tsáchilas.

Como último punto a evaluar la tabla de mortalidad no fue utilizada ya que

ninguno de los terneros, ya sea del grupo testigo o experimental se enfermaron o

accidentaron.

4.3.6. Diseño Experimental

La prueba estadística “t” de Student para muestras dependientes es una extensión

de la utilizada para muestras independientes. De esta manera, los requisitos que

deben satisfacerse son los mismos, excepto la independencia de las muestras; es

decir, en esta prueba estadística se exige dependencia entre ambas, en las que hay

68

dos momentos uno antes y otro después. Con ello se da a entender que en el primer

período, las observaciones servirán de control o testigo, para conocer los cambios

que se susciten después de aplicar una variable experimental.

Con la prueba “t” de Student se comparó las medias y las desviaciones estándar

de grupo de datos y se determinó si entre esos parámetros las diferencias fueron

estadísticamente significativas o si sólo son diferencias aleatorias.

Para calcular los datos a través de ésta prueba se utilizó la fórmula matemática:

Para conocer la desviación estándar combinada usamos la siguiente fórmula:

En donde:

x1 = Es la media muestral del grupo 1.

x2 = Es la media muestral del grupo 2.

S12 = Es la varianza 1 o la desviación estándar del primer grupo

elevada al cuadrado.

69

S22 = Es la varianza 2 o la desviación estándar del segundo grupo

elevada al cuadrado.

n1 = Número de datos de la muestra del grupo 1.

n2 = Número de datos de la muestra del grupo 2.

-2 = Porque son dos muestras.

Sc = Desviación estándar combinada.

La hipótesis de investigación propone que los grupos difieren significativamente

entre sí y la hipótesis nula propone que los grupos no difieren significativamente.

La comparación se realizó sobre una variable. Si hay diferentes variables, se

efectuarán varias pruebas de “t” dependiendo del tamaño de los grupos que se

comparen.

70

V. RESULTADOS EXPERIMENTALES

EVALUACIÓN EL AUMENTO DE LA CONVERSIÓN ALIMENTICIA Y

GANANCIA DE PESO.

5.1. CUADRO N° 1.

INCREMENTO DEL PESO TOTAL DURANTE TODO EL

EXPERIMENTO

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO

TESTIGO

n 6 6

40,62 35,42

S 11,61 7,66

C.V 28,58 21,62

S 4,75 3,13 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°1 podemos observar los diferentes parámetro evaluados, siendo el

grupo experimental el que mejor ganancia tuvo; la evaluación mediante la prueba de

“t” de Student determinó que si hay mejor conversión alimenticia, gracias a la Flora

Ruminal de Daule, implantada en los animales de Santo Domingo de los Tsáchilas.

VER ANEXO N°1 Y FIGURA N°1.

5.1.1. FIGURA N°1.

INCREMENTO DE PESO TOTAL DE 90 DÍAS E INICIAL.

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.1.2. CUADRO N° 2.

190

200

210

220

230

240

250

GRUPOSPR

OM

EDIO

DE

PES

OS

EN K

G

INCREMENTO DE PESO TOTAL DE 90 DÍAS E INICIAL

EXPERIMENTAL

TESTIGO

71

EVALUACIÓN DEL PESO INICIAL (0 DÍAS)

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

n 6 6

123.49 126.82

S 25.82 30.22

C.V 20.90 23.82

S 10.58 12.38 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°2 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los

cuales se nota claramente que el Grupo Testigo tiene mayor cantidad de peso frente

al Grupo Experimental que tiene la menor cantidad de peso. VER ANEXO N°2 Y

FIGURA N°2.

5.1.2.1. FIGURA N°2.

PESO INICIAL TOTAL.

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.1.3. CUADRO N°3

EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 15 DÍAS

730

735

740

745

750

755

760

765

GRUPOSPR

OM

EDIO

DE

PES

OS

EN K

G

PESOS INICIALES DE LOS GRUPOS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

72

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

n 6 6

128.94 133.63

S 29.09 32.97

C.V 22.56 24.67

S 11.92 13.51 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°3 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los

cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sigue por debajo del Grupo

Testigo. VER ANEXO N°3 Y FIGURA N°3.

5.1.3.1. FIGURA N°3.

PESO A LOS 15 DÍAS

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.1.4. CUADRO N°4

EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 30 DÍAS

755760765770775780785790795800805

GRUPOS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

PESO DE LOS GRUPOS A LOS 15 DÍAS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

73

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

n 6 6

133.78 136.96

S 28.57 31.37

C.V 21.35 23.19

S 11.70 13.02 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°4 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los

cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sigue por debajo del Grupo

Testigo. VER ANEXO N°4 Y FIGURA N°4.

5.1.4.1. FIGURA N°4.

PESO A LOS 30 DÍAS

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.1.5. CUADRO N°5

EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 45 DÍAS

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

790

795

800

805

810

815

820

825

GRUPOS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

PESO DE LOS GRUPOS A LOS 30 DÍAS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

74

n 6 6

141.51 142.57

S 28.61 33.79

C.V 20.21 23.70

S 11.56 13.84 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°5 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los

cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sigue por debajo del Grupo

Testigo. VER ANEXO N°5 Y FIGURA N°5.

5.1.5.1. FIGURA N°5.

PESO A LOS 45 DÍAS

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.1.6. CUADRO N°6

EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 60 DÍAS

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

n 6 6

844

846

848

850

852

854

856

GRUPOS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

PESO DE LOS GRUPOS A LOS 45 DÍAS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

75

151.66 151.58

S 30.59 32.99

C.V 20.17 21.76

S 12.53 13.52 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°6 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los

cuales se nota claramente que el Grupo Experimental alcanzó y sobrepasó al Grupo

Testigo por una mínima diferencia. VER ANEXO N°6 Y FIGURA N°6.

5.1.6.1. FIGURA N°6.

PESO A LOS 60 DÍAS

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.1.7. CUADRO N°7

EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 75 DÍAS

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

n 6 6

909,2909,3909,4909,5909,6909,7909,8909,9

910910,1

GRUPOS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

PESO DE LOS GRUPOS A LOS 60 DÍAS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

76

157.57 156.44

S 33.24 34.18

C.V 21.09 21.84

S 13.62 14.00 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°7 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los

cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sobrepasa al Grupo Testigo por

una mínima diferencia, la cual estadísticamente no es tan significativa. VER ANEXO

N°7 Y FIGURA N°7.

5.1.7.1. FIGURA N°7.

PESO A LOS 75 DÍAS

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.1.8. CUADRO N°8

EVALUACIÓN DEL PESO A LOS 90 DÍAS

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

n 6 6

164.12 162.23

934

936

938

940

942

944

946

GRUPOS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

PESO DE LOS GRUPOS A LOS 75 DÍAS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

77

S 35.43 35.91

C.V 21.58 22.13

S 14.52 14.71 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°8 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los

cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sobrepasa al Grupo Testigo por

una mínima diferencia, la cual estadísticamente no es tan significativa de forma

individual. VER ANEXO N°8 Y FIGURA N°8.

5.1.8.1. FIGURA N°8.

PESO A LOS 90 DÍAS

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.2. AMINORACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS CAUSADAS

POR PATÓGENOS DE LA ZONA DE SANTO DOMINGO DE LOS

TSÁCHILAS.

5.2.1. CUADRO N°9

EVALUACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS A LOS 30 DÍAS.

INCIDENCIA DE DIARREAS DEL 19/03/2011 AL 16/04/2011

965

970

975

980

985

990

GRUPOS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

PESO DE LOS GRUPOS A LOS 90 DÍAS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

78

# ANIMAL (GRUPO

EXPERIMENTAL)

INCIDENCIA DE DIARREAS

# ANIMAL (GRUPO

TESTIGO)

INCIDENCIA DE

DIARREAS

1 0 1 0

2 0 2 0

3 0 3 0

4 0 4 0

5 0 5 0

6 0 6 0 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°9 se puede apreciar que durante los primeros 30 días de estudio no

se presentó ningún tipo de Patología Gastrointestinal ya sea en el Grupo

Experimental como en el Grupo Testigo. VER FIGURA N°9.

5.2.1.1. FIGURA N°9

INCIDENCIA DE DIARREAS DURANTE LOS PRIMEROS 30 DÍAS

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.2.2. CUADRO N°10

EVALUACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS A LOS 60 DÍAS.

INCIDENCIA DE DIARREAS DEL 17/04/2011 AL 14/05/2011

# ANIMAL (GRUPO

EXPERIMENTAL)

INCIDENCIA DE DIARREAS

# ANIMAL (GRUPO

TESTIGO)

INCIDENCIA DE

DIARREAS

1 0 1 0

0

GRUPOS

TIEM

PO

(D

ÍAS)

GRÁFICA DE INCIDENCIA DE DIARREAS DURANTE LOS PRIMEROS 30 DÍAS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

30

(% DE DIARREAS)

79

2 0 2 0

3 0 3 0

4 0 4 0

5 0 5 0

6 0 6 0 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°10 se puede apreciar que durante los 31 a 60 días de estudio no se

presentó ningún tipo de Patología Gastrointestinal ya sea en el Grupo Experimental

como en el Grupo Testigo. VER FIGURA N°10.

5.2.2.1. FIGURA N°10

INCIDENCIA DE DIARREAS DE 31 A 60 DÍAS

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.2.3. CUADRO N°11

EVALUACIÓN DE LA INCIDENCIA DE DIARREAS A LOS 90 DÍAS.

INCIDENCIA DE DIARREAS DEL 15/05/2011 AL 11/06/2011

# ANIMAL (GRUPO

EXPERIMENTAL)

INCIDENCIA DE DIARREAS

# ANIMAL (GRUPO

TESTIGO)

INCIDENCIA DE

DIARREAS

0

GRUPOS

TIEM

PO

(D

ÍAS)

GRÁFICA DE INCIDENCIA DE DIARREAS DE 31 A 60 DÍAS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

31

60

(% DE DIARREAS)

80

1 0 1 0

2 0 2 0

3 0 3 0

4 0 4 0

5 0 5 0

6 0 6 0 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°11 se puede apreciar que durante los 61 a 90 días de estudio no se

presentó ningún tipo de Patología Gastrointestinal ya sea en el Grupo Experimental

como en el Grupo Testigo. VER FIGURA N°11.

5.2.3.1. FIGURA N°11

INCIDENCIA DE DIARREAS DE 61 A 90 DÍAS

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.3. ANÁLISIS DE LA PRODUCCIÓN DE LEUCOCITOS DE LOS

BOVINOS, MEJORANDO LAS DEFENSAS DEL SISTEMA INMUNITARIO.

5.3.1. CUADRO N°12

CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS DE LOS DOS GRUPOS AL INICIO Y

FINAL DE LA INVESTIGACIÓN.

CONTEO TOTAL DE GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO Y AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN.

VALOR REFERENCIAL DE 4000 A 12000

0

GRUPOS

TIEM

PO

(D

ÍAS)

GRÁFICA DE INCIDENCIA DE DIARREAS DE LOS 61 A 90 DÍAS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

61

90

(% DE DIARREAS)

81

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

FINAL INICIO DIFERENCIA FINAL INICIO DIFERENCIA

1 13150 12700 450 20200 11500 8700

2 13750 18500 -4750 15050 13500 1550

3 14500 10350 4150 11500 11200 300

4 21400 11950 9450 14100 10250 3850

5 16700 12100 4600 15350 13150 2200

6 19100 12500 6600 21350 14200 7150

TOTAL 20500 23750

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°12 se observa la evolución de los Glóbulos Blancos en el Grupo

Experimental y el Grupo Testigo, durante la investigación. VER ANEXO N° 9, N°12

Y FIGURA N°12.

5.3.1.1. FIGURA N°12

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.3.2. CUADRO N°13

CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS DE LOS GRUPOS EXPERIMENTAL

Y TESTIGO AL INICIO DE LA INVESTIGACIÓN.

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

n 6 6

13016.66 12400

S 2811.52 1697.35

18000

19000

20000

21000

22000

23000

24000

GRUPOS (% DE G.B.)D

E G

LÓB

ULO

S B

LAN

CO

S

CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS

EXPERIMENTAL

TESTIGO

82

C.V 21.60 13.68

S 1152.26 695.63 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°13 podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los

cuales se nota claramente que el Grupo Experimental sobrepasa al Grupo Testigo.

VER ANEXO N°10 Y FIGURA N°13.

5.3.2.1. FIGURA N°13.

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

5.3.3. CUADRO N°14

CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS DE LOS GRUPOS EXPERIMENTAL

Y TESTIGO AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN.

PARAMETROS GRUPO

EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

n 6 6

16433.33 16258.33

S 3273.17 3769.53

72000

73000

74000

75000

76000

77000

78000

79000

GRUPOS (% DE G.B.)

PR

OM

EDIO

DE

G.B

. X

UN

IDA

D

CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO DE LA INVESTIGACIÓN

EXPERIMENTAL

TESTIGO

83

C.V 19.91 23.18

S 1341.46 1544.88 Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°14, podemos observar los diferentes parámetros evaluados en los

cuales se nota claramente que el Grupo Testigo aumentó considerablemente sus

Glóbulos Blancos, con respecto al Grupo Experimental. VER ANEXO N°11 Y

FIGURA N°14.

4.3.3.1. FIGURA N°14.

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

OTROS RESULTADOS OBTENIDOS

5.4. CUADRO N°15

5.4.1. IDENTIFICACIÓN LA EDAD IDÓNEA PARA LA IMPLANTACIÓN

DE FLORA RUMINAL EN TERNEROS DE RAZAS LECHERAS DE LA

ZONA DE SANTO DOMINGO DE LOS TSÁCHILAS.

97000

97500

98000

98500

99000

GRUPOS (% DE G.B.)PR

OM

EDIO

DE

G.B

. X U

NID

AD

CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN

EXPERIMENTAL

TESTIGO

84

EDAD DE TERNEROS

GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

PESO. 90 DÍAS

PESO INICIAL DIFERENCIA

PESO. 90 DÍAS

PESO INICIAL DIFERENCIA

1 MES 106,03 85,45 20,58 130,40 95,45 34,95

2 MESES 151,38 104,54 46,84 145,23 113,63 31,60

3 MESES 156,24 118,18 38,06 150,54 120,00 30,54

4 MESES 174,89 133,63 41,26 144,44 118,18 26,26

5 MESES 186,78 145,45 41,33 172,90 129,54 43,36

6 MESES 209,40 153,73 55,67 229,91 184,09 45,82

TOTAL 984,72 740,98 243,74 973,42 760,89 212,53

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

En el Cuadro N°15 podemos observar a los animales de estudio con sus respectivas

parejas testigo, de la misma edad y peso relacionado al iniciar la investigación. Se

puede apreciar también la diferencia de pesos al término de la misma. VER FIGURA

N° 15, 16, 17, 18, 19, 20, Y 21.

5.4.1.1. FIGURA N°15.

GANANCIA DE PESO DEL GRUPO EXPERIMENTAL VS GRUPO

TESTIGO

85

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

DETALLES:

En la Figura N°15 se puede observar la ganancia de peso del Grupo Experimental vs

el Grupo Testigo. Cabe señalar que el Grupo Testigo al inicio de la investigación

tenía mayor cantidad de peso, frente al peso del Grupo Experimental. Y al término de

la investigación el Grupo Experimental acaba igualando y superando al Grupo

Testigo. VER ANEXO N°1 Y N°13.

5.4.1.2. FIGURA N°16

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (1 MES) VS

TERNERO TESTIGO (1 MES).

0

200

400

600

800

1000

1200

0 DÍAS 15 DÍAS

30 DÍAS

45 DÍAS

60 DÍAS

75 DÍAS

90 DÍAS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN

GANANCIA DE PESO DEL GRUPO EXPERIMENTAL VS GRUPO TESTIGO

GRUPO EXPERIMENTAL

GRUPO TESTIGO

86

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

DETALLES:

En la Figura N°16 se puede observar que el ternero Experimental tenia menor peso al

inicio de la investigación, y al finalizar la misma la brecha de peso frente a su testigo

sigue igual, incluso esta brecha de diferencia a tendido al aumento. VER ANEXO

N°14.

5.4.1.3. FIGURA N°17

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (2 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (2 MESES).

0

20

40

60

80

100

120

140

0 DÍAS 15 DÍAS

30 DÍAS

45 DÍAS

60 DÍAS

75 DÍAS

90 DÍAS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN

GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 1 MES

EXPERIMENTAL

TESTIGO

87

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

DETALLES:

En la Figura N°17 se puede apreciar que el Ternero Experimental al haber iniciado

por debajo del peso de Ternero Testigo, logra sobrepasarlo y marcar una elevada

diferencia en la Ganancia de Peso durante la Investigación, Dándonos la seguridad de

que esta es la mejor edad para realizar la Implantación de Flora Ruminal en Terneros

de Razas Lecheras. VER ANEXO N°15.

5.4.1.4. FIGURA N°18

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (3 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (3 MESES).

0

20

40

60

80

100

120

140

160

0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN

GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 2 MESES

EXPERIMENTAL

TESTIGO

88

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

DETALLES:

En la Figura N°18 se puede observar que la edad de tres meses es una edad muy

buena para la Implantación de Microorganismos Ruminales, en Terneros de razas

lecheras, el Ternero Experimental inicio con un peso inferior y durante el transcurso

de la investigación igualo y sobre paso al Ternero Testigo de su misma Raza y edad.

VER ANEXO N°16.

5.4.1.5. FIGURA N°19

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (4 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (4 MESES).

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN

GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 3 MESES

EXPERIMENTAL

TESTIGO

89

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

DETALLES:

En la Figura N°19 el Ternero Experimental inicio la investigación con una

diferencia mayor en peso con respecto de su pareja Testigo, en sí, esta diferencia no

altera los datos de referencia, ya que van a ser evaluados por su ganancia de peso,

por lo tanto, notamos que en esta edad la Implantación de Flora Ruminal no tiene

mayor efecto ya que los animales tenían una Flora Ruminal muy bien implantada.

VER ANEXO N°17.

5.4.1.6. FIGURA N°20

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (5 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (5 MESES).

020406080

100120140160180200

0 DÍAS 15 DÍAS

30 DÍAS

45 DÍAS

60 DÍAS

75 DÍAS

90 DÍAS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN

GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 4 MESES

EXPERIMENTAL

TESTIGO

90

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

DETALLES:

En la Figura N°20 podemos observar que el Ternero Experimental así como en el

caso anterior, tiene una diferencia de peso a favor con respecto de su pareja Testigo,

así mismo cabe señalar que esto no influye en la toma de datos, por lo tanto, procedo

a indicar que en esta edad la Implantación de Flora Ruminal no aporta ganancia de

peso extra en el Ternero Experimental. VER ANEXO N°18.

5.4.1.7. FIGURA N°21

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (6 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (6 MESES).

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200

0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 70 DÍAS 90 DÍAS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN

GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 5 MESES

EXPERIMENTAL

TESTIGO

91

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

DETALLES:

En Figura N°21 podemos observar que el Ternero Experimental presenta un aumento

considerable de su peso frente a la ganancia de peso de su pareja Testigo; pero cabe

señalar que esta ganancia de peso se la atribuimos más al desarrollo mismo del

animal, ya que está en su temporada de crecimiento. VER ANEXO N°19.

5.5. FIGURA N°22

5.5.1. ANÁLISIS DEL TIEMPO MÁXIMO DE PREVALENCIA DE UN

CULTIVO DE MICROORGANISMOS RUMINALES, ELABORADO DE

FORMA ARTESANAL.

0

50

100

150

200

250

0 DÍAS 15 DÍAS

30 DÍAS

45 DIAS

60 DIAS

75 DÍAS

90 DÍAS

PES

O P

RO

MED

IO E

N K

G

TIEMPO DE LA INVESTIGACIÓN

GANANCIA DE PESOS DE LOS TERNEROS DE 6 MESES

EXPERIMENTAL

TESTIGO

92

NÚMERO DE MICROORGANISMOS RUMINALES EN EL CULTIVO

MICROORGANISMOS RUMINALES

7 DÍAS

14 DÍAS

21 DÍAS

28 DÍAS

35 DÍAS

42 DÍAS

49 DÍAS

56 DÍAS

63 DÍAS

70 DÍAS

BACTERIAS 60% 63% 65% 44% 44% 42% 40% 40% 15% 0%

LACTOBACILLUS 30% 33% 35% 40% 25% 17% 9% 0% 0% 0%

STREPTOCOCCUS BOVIS 8% 8% 5% 15% 30% 40% 50% 60% 85% 0%

PROTOZOOS SPP 1% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0% 0%

HONGOS SPP 1% 1% 1% 1% 1% 1% 1% 0% 0% 0%

Martínez, G. 2011. Tesis de Grado

DETALLES:

En la Figura N°22 se puede observar en porcentajes como se van desarrollando las

bacterias, hongos y protozoos dentro del cultivo artesanal. Por lo tanto cabe indicar

que el Cultivo de Microorganismos de Forma Artesanal tiene un Límite de Duración

de 59 días aproximadamente; pero esto no quiere indicar que el cultivo sea viable

hasta ese tiempo, como se ve en la tabla la fecha idónea para la aplicación del

Cultivo a los Bovinos, sería la de 28 días, ya que en esta fecha se encuentra la mayor

prevalencia de Lactobacillus y la menor cantidad de Streptococcus bovis. VER

ANEXO N°20.

93

VI. CONCLUCIONES Y DISCUSIÓN

Del presente trabajo de investigación se concluye lo siguiente:

6.1. CONCLUCIONES.

6.1.1. El análisis estadístico de la “t” de Student determinó mayor ganancia de Peso

en el Grupo Experimental al cual se les suministró por 10 días seguidos el

Cultivo Artesanal de Microorganismos Ruminales de Bovinos Brahman, de la

zona de Daule, vs. el Grupo Testigo a los cuales no se les suministró ningún

tipo de Probiótico y fueron alimentados de la misma manera forma y cantidad

que el Grupo Experimental. Con respecto a la ganancia de peso la “t” de

Student indica una ganancia de peso de (p 0.05) y (p 0.01).

6.1.2. Con respecto a la disminución de Diarreas en los Terneros del Grupo

Experimental vs. El Grupo Testigo, no se produjo durante el tiempo de la

investigación ningún tipo de patología gastrointestinal en todos los animales

de estudio. Pero cabe señalar que la única diferencia que se vió en los terneros

del Grupo Experimental, es que realizaban deposiciones más consistentes

frente a las deposiciones del Grupo Testigo.

6.1.3. La producción de Leucocitos en los Animales mediante el Método Estadístico

demostró, que no se cumple dicho mejoramiento de las defensas del sistema

inmunitario. Cabe indicar que tres días antes de la segunda toma de muestras

a los animales se los vacunó contra la Fiebre Aftosa; por lo tanto, este puede

ser el punto referencial del cual nos guiamos para indicar la marcada

leucocitosis y linfocitosis en ciertos animales del Grupo Experimental y

Testigo.

94

6.1.4. Como otro resultado de la investigación se obtuvo las edades idóneas para

implantar los Microorganismos Ruminales, siendo estas la edad de 2 meses

como edad óptima para la Implantación de Microorganismos y la edad de 3

meses como edad muy buena para la Implantación de Microorganismos; se

llegó a esta conclusión ya que los animales experimentales de dichas edades

son los que mayor ganancia de peso tuvieron frente a su pareja Testigo.

6.1.5. Por último punto a evaluar tenemos el tiempo de prevalencia de un Cultivo de

Microorganismos Ruminales cultivados de manera artesanal, llegando a la

conclusión que la edad óptima para ser suministrado, es al tiempo de 28 días

y llega a tener un tiempo de prevalencia de 70 días, posterior a este tiempo

todos los microorganismos del cultivo mueren por un proceso de Oxidación

por los mismos desechos de ellos que tienden a acidificar el medio llegando a

un pH de 5.8.

95

6.2. DISCUSIÓN

6.2.1. La presente investigación arrojo distintos tipos de datos, tomando como

principal dato la ganancia de peso de los Terneros del Grupo Experimental, el

cual en el mejor de los casos refiriéndonos a los terneros de 2 a 3 meses fue

de un 32.53% más de ganancia de peso, frente a sus parejas testigo.

6.2.2. Como punto importante a destacar es que la presente investigación es inédita

hasta la presente fecha y no habido ningún otro investigador el cual ha

evaluado el uso de microorganismos de diversas regiones como probiótico en

bovinos en sí; por lo tanto, la siguiente comparación que se hace con la

investigación “Producción de Microorganismos Probióticos como aditivo

para alimentos concentrados para ganado Vacuno” del Dr. Edgar Mauricio

Vargas es para comparar los datos obtenidos con respecto al cultivo artesanal

y la ganancia de peso en bovinos.

TABLA DE COMPARACIÓN DE CULTIVO DE PROBIÓTICOS

MATERIALES TESIS TESIS COLOMBIANA

MELAZA 40% 40%

LECHE 40% 0%

PEPTONA CASEÍNA 0% 40%

MICROORGANISMOS RUMINALES

20% 20%

TOTAL 100% 100%

6.2.3. Como último punto a comparar queda la ganancia de peso en los Bovinos

Experimentales, en la tesis del Dr. Edgar Vargas los animales de estudio

tuvieron una ganancia de peso de un 20% más frente a sus parejas testigo. En

la Tesis de mi autoría la ganancia de peso de forma grupal fué de un 12.80%

más que las parejas testigo, pero si tomamos en cuenta solo el índice de

ganancia de los bovinos de 2 y 3 meses, la ganancia de estos fué de 32.53%

96

más que las parejas testigo, por lo tanto, si tomamos un grupo de bovinos de

la edad óptima para implantación de Flora Ruminal seria muchísimo mejor

que aplicarlo a bovinos con una Flora Ruminal ya implantada y funcionando.

97

VII. RECOMENDACIONES

7.1. El uso de Microorganismos Ruminales de la Zona de Daule junto con un buen

proceso de cultivo de forma artesanal y sin realizar gastos tan onerosos,

demostraron que se traducen a una mejor conversión alimenticia y ganancia de

peso en Terneros de Razas Lecheras de la zona de Santo Domingo de los

Tsáchilas.

7.2. Como edad idónea para la Implantación de Flora Ruminal en Terneros de

Razas Lecheras en la Zona del Sub Trópico Ecuatoriano se recomienda la edad

de 2 a 3 meses, ya que esta fué la edad en la cual hubo el mejor índice de

ganancia de peso frente a las otras edades que se estudiaron.

7.3. Como último punto a recomendar es el tiempo de prevalencia de un cultivo

artesanal, este es apto desde los 14 a 28 días de forma óptima, pasado este

tiempo el cultivo no tiene la misma eficacia incluso tiende a ser patógeno, ya

que el Streptococcus bovis se exacerba en el medio y puede producir una

acidosis ruminal en el bovino e incluso llevarlo a la muerte por la dicha

patología.

98

IX. BIBLIOGRAFÍA

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102

X. ANEXOS

ANEXO N°1.

EVALUACIÓN FINAL DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT.

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

PESO. 90 DÍAS

PESO INICIAL DIFERENCIA

PESO. 90 DÍAS

PESO INICIAL DIFERENCIA

1 106,03 85,45 20,58 130,40 95,45 34,95

2 151,38 104,54 46,84 145,23 113,63 31,60

3 156,24 118,18 38,06 150,54 120,00 30,54

4 174,89 133,63 41,26 144,44 118,18 26,26

5 186,78 145,45 41,33 172,90 129,54 43,36

6 209,40 153,73 55,67 229,91 184,09 45,82

TOTAL 984,72 740,98 243,74 973,42 760,89 212,53

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

n = 6

∑x = 243,74

= 40,62

S = 11,61

C.V= 28,58

S. = 4,75

n = 6

∑x = 212,53

= 34,42

S = 7,66

C.V= 21,62

S. = 3,13

103

“t” DE STUDENT FINAL DE 90 DÍAS E INICIAL.

te = 2.04 *

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01)

ANEXO N°2.

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 0 DÍAS.

104

0 DÍAS

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

1 85,45 95,45

2 104,54 113,63

3 118,18 120

4 133,63 118,18

5 145,45 129,54

6 153,73 184,09

TOTAL 740,98 760,89

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

“t” DE STUDENT A LOS 0 DÍAS.

n = 6

∑x = 740.98

= 123.49

S = 25.82

C.V= 20.90

S. = 10.58

n = 6

∑x = 760.89

= 126.82

S = 30.22

C.V= 23.82

S. = 12.38

105

te = -0.45 (N.S)

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)

ANEXO N°3.

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 15 DÍAS.

15 DÍAS

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

106

1 85,45 100

2 112.72 118.18

3 120 125.90

4 136.36 121.81

5 153.63 140.45

6 165.45 195.45

TOTAL 773.61 801.79

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

“t” DE STUDENT A LOS 15 DÍAS.

n = 6

∑x = 773.61

= 128.94

S = 29.09

C.V= 22.56

S. = 11.92

n = 6

∑x = 801.79

= 133.63

S = 32.97

C.V= 24.67

S. = 13.51

107

te = -0.58 (N.S)

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)

ANEXO N°4.

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 30 DÍAS.

30 DÍAS

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

1 88.18 105.45

2 122.72 121.81

3 122.72 130.90

108

4 144.54 122.72

5 159.09 144.54

6 165.45 196.36

TOTAL 802.7 821.78

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

“t” DE STUDENT A LOS 30 DÍAS.

n = 6

∑x = 802.7

= 133.78

S = 28.57

C.V= 21.35

S. = 11.70

n = 6

∑x = 821.78

= 136.96

S = 31.77

C.V= 23.19

S. = 13.02

109

te = -0.41 (N.S)

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)

ANEXO N°5.

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 45 DÍAS.

45 DÍAS

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

1 95.45 109.09

2 130 130

3 132.72 132.72

110

4 150.90 129.09

5 165 147.72

6 175 206.81

TOTAL 849.07 855.43

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

“t” DE STUDENT A LOS 45 DÍAS.

n = 6

∑x = 849.07

= 141.51

S = 28.61

C.V= 20.21

S. = 11.56

n = 6

∑x = 855.43

= 142.57

S = 33.79

C.V= 23.70

S. = 13.84

111

te = -0.13 (N.S)

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)

ANEXO N°6.

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 60 DÍAS.

60 DÍAS

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

1 101.81 125

2 138.18 136.36

3 144.54 143.18

112

4 165.45 134.54

5 170.90 154.54

6 189.09 215.90

TOTAL 909.97 909.52

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

“t” DE STUDENT A LOS 60 DÍAS.

n = 6

∑x = 909.97

= 151.66

S = 30.59

C.V= 20.17

S. = 12.53

n = 6

∑x = 909.52

= 151.58

S = 32.99

C.V= 21.76

S. = 13.52

113

te = 0.0097 (N.S)

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)

ANEXO N°7.

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 75 DÍAS.

75 DÍAS

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

1 103.18 126.9

2 144.54 140.9

3 150 146.36

114

4 170 139.09

5 178.18 163.63

6 199.54 221.81

TOTAL 945.44 938.69

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

“t” DE STUDENT A LOS 75 DÍAS.

n = 6

∑x = 945.44

= 157.17

S = 33.24

C.V= 21.09

S. = 13.62

n = 6

∑x = 938.69

= 156.44

S = 34.18

C.V= 21.84

S. = 14.00

115

te = 0.12 (N.S)

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)

ANEXO N°8.

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT A LOS 90 DÍAS.

90 DÍAS

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

1 106.03 130.40

2 151.38 145.23

3 156.24 150.54

116

4 174.89 144.44

5 186.78 172.90

6 209.40 229.91

TOTAL 984.72 973.42

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

“t” DE STUDENT A LOS 90 DÍAS.

n = 6

∑x = 984.72

= 164.12

S = 35.43

C.V= 21.58

S. = 14.52

n = 6

∑x = 973.42

= 162.23

S = 35.91

C.V= 22.13

S. = 14.71

117

te = 0.20 (N.S)

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)

ANEXO N° 9.

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT DEL CONTEO DE

GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO Y AL FINAL LA INVESTIGACIÓN.

CONTEO TOTAL DE GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO Y AL FINAL DE LA

118

INVERSTIGACIÓN.

VALOR REFERENCIAL DE 4000 A 12000

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

FINAL INICIO DIFERENCIA FINAL INICIO DIFERENCIA

1 13150 12700 450 20200 11500 8700

2 13750 18500 -4750 15050 13500 1550

3 14500 10350 4150 11500 11200 300

4 21400 11950 9450 14100 10250 3850

5 16700 12100 4600 15350 13150 2200

6 19100 12500 6600 21350 14200 7150

TOTAL 20500 23750

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

n = 6

∑x = 20500

= 3416.66

S = 4979.32

C.V= 145.73

S. = 2040.70

n = 6

∑x = 23700

= 3958.33

S = 3315.33

C.V= 83.75

S. = 1358.90

119

“t” DE STUDENT DEL CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS

te = -0.49 (N.S)

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05) (N.S)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01) (N.S)

ANEXO N° 10

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT DEL CONTEO DE

GLÓBULOS BLANCOS AL INICIO DE LA INVESTIGACIÓN.

CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS

REFERENCIA: 4000 A 12000

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

1 12700 11500

2 18500 13500

3 10350 11200

4 11950 10250

5 12100 13150

120

6 12500 14800

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

“t” DE STUDENT AL INICIO DE LA INVESTIGACIÓN CON RESPECTO

AL CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS.

n = 6

∑x = 78100

= 13016.66

S = 2811.52

C.V= 21.60

S. = 1152.26

n = 6

∑x = 73800

= 12400

S = 1697.35

C.V= 13.68

S. = 695.63

121

te = 32.38 ***

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01)

ANEXO N° 11

EVALUACIÓN DE LA PRUEBA “t” DE STUDENT DEL CONTEO DE

GLÓBULOS BLANCOS AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN.

CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS

REFERENCIA: 4000 A 12000

# ANIMAL GRUPO EXPERIMENTAL GRUPO TESTIGO

1 13150 20200

2 13750 15050

3 14500 11500

4 21400 14100

5 16700 15350

122

6 19100 21350

EXPERIMENTAL: TESTIGO:

“t” DE STUDENT AL FINAL DE LA INVESTIGACIÓN CON RESPECTO

AL CONTEO DE GLÓBULOS BLANCOS.

n = 6

∑x = 98600

= 16433.33

S = 3273.17

C.V= 19.91

S. = 1341.46

n = 6

∑x = 97550

= 16258.33

S = 3769.53

C.V= 23.18

S. = 1544.88

123

te = 6.04 **

g.l. = 10

tt = (0.05) 1.812 (p 0.05)

tt = (0.01) 2.764 (p 0.01)

ANEXO N°12

EXÁMEN DE LABORATORIO #1

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #1 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

124

EXÁMEN DE LABORATORIO #2

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #1 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

125

EXÁMEN DE LABORATORIO #3

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #2 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

126

EXÁMEN DE LABORATORIO #4

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #2 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

127

EXÁMEN DE LABORATORIO #5

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #3 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

128

EXÁMEN DE LABORATORIO #6

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #3 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

129

EXÁMEN DE LABORATORIO #7

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTA #4 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

130

EXÁMEN DE LABORATORIO #8

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #4 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

131

EXÁMEN DE LABORATORIO #9

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #5 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

132

EXÁMEN DE LABORATORIO #10

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #5 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

133

EXÁMEN DE LABORATORIO #11

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #6 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

134

EXÁMEN DE LABORATORIO #12

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #6 AL INICIO DE LA

INVESTIGACIÓN.

135

EXÁMEN DE LABORATORIO #13

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #1 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

136

EXÁMEN DE LABORATORIO #14

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #1 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

137

EXÁMEN DE LABORATORIO #15

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #2 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

138

EXÁMEN DE LABORATORIO #16

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #2 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

139

EXÁMEN DE LABORATORIO #17

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #3 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

140

EXÁMEN DE LABORATORIO #18

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #3 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

141

EXÁMEN DE LABORATORIO #19

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #4 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

142

EXÁMEN DE LABORATORIO #20

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #4 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

143

EXÁMEN DE LABORATORIO #21

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #5 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

144

EXÁMEN DE LABORATORIO #22

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #5 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

145

EXÁMEN DE LABORATORIO #23

BIOMETRÍA DEL TERNERO EXPERIMENTAL #6 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

146

EXÁMEN DE LABORATORIO #24

BIOMETRÍA DEL TERNERO TESTIGO #6 AL FINAL DE LA

INVESTIGACIÓN.

147

ANEXO N° 13

GANANCIA DE PESO DEL GRUPO EXPERIMENTAL VS EL GRUPO

TESTIGO

148

GANANCIA DE PESO DEL GRUPO EXPERIMENTAL VS EL GRUPO TESTIGO

GRUPOS 0

DÍAS 15

DÍAS 30

DÍAS 45

DÍAS 60

DÍAS 75

DÍAS 90

DÍAS

GRUPO EXPERIMENTAL 740,9 773,63 802,72 849,09 910 945,44 984,72

GRUPO TESTIGO 760,9 801,81 821,81 855,45 909,54 938,69 973,42

ANEXO N°14

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (1 MES) VS

TERNERO TESTIGO (1 MES).

ANEXO N°15

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (2MESES) VS

TERNERO TESTIGO (2 MESES).

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (1 MES) VS

TERNERO TESTIGO (1 MES).

TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS

EXPERIMENTAL 85,45 85,45 88,18 95,45 101,81 103,18 106,03

TESTIGO 95,45 100 105,45 109,09 125 126,9 130,4

149

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (2 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (2 MESES).

TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS

EXPERIMENTAL 104,54 112,72 122,72 130 138,18 144,54 151,38

TESTIGO 113,63 118,18 121,81 130 136,36 140,9 145,23

ANEXO N°16

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (3 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (3 MESES).

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (3 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (3 MESES).

TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS

EXPERIMENTAL 118,18 120 122,72 132,72 144,54 150 156,24

TESTIGO 120 125,9 130,9 132,72 143,18 146,36 150,54

ANEXO N°17

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (4 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (4 MESES).

150

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (4 MESES)

VS TERNERO TESTIGO (4 MESES).

TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS

EXPERIMENTAL 133.63 136.36 144.54 150.9 165.45 170 174.89

TESTIGO 118.18 121.81 122.72 129.09 134.54 139.09 144.44

ANEXO N°18

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (5 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (5 MESES).

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (5 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (5 MESES).

TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 70 DÍAS 90 DÍAS

EXPERIMENTAL 145.45 153.63 159.09 163.63 170.9 178.18 186.78

TESTIGO 129.54 140.45 144.54 147.72 154.54 163.63 172.9

ANEXO N°19

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (6 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (6 MESES).

151

GANANCIA DE PESOS DEL TERNERO EXPERIMENTAL (6 MESES) VS

TERNERO TESTIGO (6 MESES).

TERNEROS 0 DÍAS 15 DÍAS 30 DÍAS 45 DÍAS 60 DÍAS 75 DÍAS 90 DÍAS

EXPERIMENTAL 153.63 165.45 165.45 175 189.09 199.54 209.4

TESTIGO 184.09 195.45 196.36 206.81 215.9 221.81 229.91

ANEXO N°20

FOTO N°1

152

DETALLES:

En la Foto N°1 podemos observar una placa teñida con la Técnica de Tinción de

Gram, donde se encuentran los Microorganismos Ruminales (Lactobacillus)

cultivados de Forma Artesanal.

153

ANEXO N°21

FOTO N°2

DETALLES:

En la Foto N°2 podemos observar la Fachada Anterior de el Camal Municipal de

Daule.

154

FOTO N°3

DETALLES:

En la Foto N°3 se puede observar al Ganado Brahman en el corral de Descanso

Previo al Sacrificio.

FOTO N°4

155

DETALLES:

En la Foto N°4 podemos observar el Líquido Ruminal de los Bovinos Brahman

Faenados, previo a ser colado con la ayuda de una tela previamente colocada en la

parte superior de un balde, para obtener el líquido Ruminal sin Restos Vegetales.

FOTO N°5

156

DETALLES:

En la Foto N°5 podemos observar cómo se realizaba el conteo de las bacterias con la

ayuda de la cámara de Neubauer.

FOTO N°6

157

DETALLES:

En la Foto N°6 podemos observar uno de los 64 cuadrantes que tiene la Cámara de

Neubauer, cargada con contenido Ruminal diluido en Agua Destilada con una

relación de 1:20 para facilitarme el conteo de microorganismos, para posterior

registro.

FOTO N°7

158

DETALLES:

En la Foto N°7 podemos observar una secuencia de un Video del Líquido Ruminal

visto bajo el microscopio a 40x. En la secuencia se observa a las bacterias, protozoos

y restos vegetales de los cuales se alimentas dichos microorganismos.

VER ANEXO N°22

FOTO N°8

159

DETALLES:

En la Foto N°8 podemos observar el Material de Cristal como Fiola, Matraz y

Frascos de Cultivo previos al Autoclavado para su total de desinfección y posterior

envase del Cultivo Preparado.

FOTO N°9

160

DETALLES:

En la Foto N°9 podemos observar cómo se preparó la leche “la vaquita” y se

repartió en los envases de cristal para su posterior mezclado con los demás

ingredientes del Cultivo.

FOTO N°10

161

DETALLES:

En la Foto N°10 podemos observar como después de agregar la leche se procedió a

agregar la melaza, para finalmente añadir el líquido Ruminal a cultivarse.

FOTO N°11

162

DETALLES:

En la Foto N°11 se puede observar como después de la aplicación del líquido

ruminal como último ingrediente para el cultivo, éste se mezcla de manera

homogénea con la leche; y la melaza por su mayor densidad se desplaza hacia el

fondo del preparado.

También podemos indicar que los cultivos permanecieron durante todo el cultivo en

la incubadora a una temperatura de 37°C.

FOTO N°12

163

DETALLES:

En la Foto N°12 podemos observar que el cultivo después de 28 días manifiesta

procesos fermentativos propios de los microorganismos con la liberación de AGV`s

(Ácidos Grasos Volátiles), principalmente de Metano. Nótese la hinchazón de las

tapas.

FOTO N°13

164

DETALLES:

En la Foto N°13 se estaba procediendo a suministrar el Cultivo de Microorganismos

o Bebida Probiótica a los Terneros del Grupo Experimental.

FOTO N°14

165

DETALLES:

En la Foto N°14 se puede observar cómo se suministraba la bebida Probiótica a los

Terneros del Grupo experimental.

FOTO N°15

166

DETALLES:

En la Foto N°15 se puede observar que posterior a la suministración de la Bebida

Probiótica o Cultivo, se procedía a enviarlos a los dos Grupos al Potrero a que sigan

con su normal pastoreo.