guia de farmacognosia y fitoquímica

UNIVERSIDAD CATÓLICA LOS ANGELES DE CHIMBOTE Guía de Práctica de FARMACOGNOSIA Y FITOQUIMICA

FARMACIA Y BIOQUIMICA MG. Q.F. MARIA ISABEL PALACIOS PALACIOS

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UNIVERSIDAD CATÓLICA LOS ÁNGELES DE CHIMBOTE

DEPARTAMENTO DE QUIMICA Y FARMACIA

GUÍA DE PRÁCTICAS

FARMACOGNOSIA Y FITOQUIMICA

DOCENTE:

MG. Q.F. MARIA ISABEL PALACIOS PALACIOS

Telefax: 043-3

Erythoxylon coca



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PRESENTACION

El presente Manual de Prácticas, está dirigido a los estudiantes de pregrado de

Farmacia y Bioquímica que cursan la asignatura de Farmacognosia y Fitoquímica de la

Universidad Los Angeles de Chimbote.

Tiene como objetivo facilitar el aprendizaje del curso, integrando los

conocimientos teóricos con los prácticos, siendo una herramienta adecuada de trabajo,

que le permitirá desarrollar sus prácticas de laboratorio de manera adecuada y ordenada,

esta dividido en dos grandes grupos.

Espero que el presente Manual de Prácticas sea de utilidad para el estudiante de

Farmacia y Bioquímica de la ULADECH, asimismo se espera las valiosas sugerencias de

colegas y estudiantes para mejorar ediciones futuras.

Finalmente quisiera hacer un reconocimiento a mi familia por el apoyo constante

que me brindan en mi desarrollo personal y profesional.

MG. Q.F. María Isabel Palacios Palacios



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INDICE

1. PRACTICA Nº 01:

Control de calidad macroscópico y microscópico de una droga natural -

pruebas histológicas:.. ……………………………………………………….. 01

2. PRACTICA Nº 02:

Determinación de humedad y cenizas de una droga natural,

tamizaje fitoquímico de un extracto vegetal: ………………………………… 11

3. PRACTICA Nº 03:

Ensayos de solubilidad, preparación y análisis de un extracto vegetal…… 19

4. PRACTICA Nº 04:

Determinación de azúcares, polisacáridos homogéneos y

heterogéneos: Almidones, gomas, mucílagos y pectinas:. ………………. 25

5. PRACTICA Nº 05:

Determinación de glicósidos cardiotónicos y fenólicos..…………………….. 37

6. PRACTICA Nº 06:

Determinación de glicósidos antraquinónicos y cianogenéticos……………. 44

7. PRACTICA Nº 07:

Determinación de Saponinas:………………………………………………… 51

8. PRACTICA Nº 08:

Determinación de flavonoides:………………………………………………….. 57

9. PRACTICA Nº 09:

Determinación de e cumarinas iridoides y métodos de extracción:………… 64

10. PRACTICA Nº 10:

Determinación de drogas con taninos gálicos y catéquicos:……………….. 70


Determinación de drogas con aceites esenciales y resinas:…………..……. 77


Determinación de alcaloides y métodos de extracción:…………………….. 84



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PRÁCTICA Nº 01

CONTROL DE CALIDAD MACROSCÓPICO Y MICROSCÓPICO DE UNA DROGA

NATURAL - PRUEBAS HISTOQUIMICAS

1.1. OBJETIVOS:

Caracterizar una especie medicinal realizando observaciones

macroscópicas y microscópicas.

Determinar la presencia de impurezas y agentes contaminantes

Realizar pruebas histoquímicas para identificar principios activos.

1.2. FUNDAMENTO:

En el mundo, las drogas y preparados fitoterapéuticos obtenidos a partir de

plastas medicinales, ocupan un lugar importante en el comercio mundial de

medicamentos, y debido a ello, se ha enfatizado en la necesidad de garantizar su

control de calidad con la aplicación de técnicas modernas, uso de parámetros y

patrones adecuados.

Evaluar o valorar las drogas vegetales significa, identificar y determinar su calidad

y pureza, que se va a traducir en su valor intrínseco, es decir en su contenido de

principios activos responsable de su acción farmacológica. Las impurezas o

materias extrañas son aquellas partes de la droga que no corresponden a las

exigencias que señala la monografía en cuanto a color, tamaño, estado y grado de

pulverización, mezclas con otras partes de la planta, polvo, arena, piedras y otras

sustancias minerales.

Las drogas deben estar libres de organismos patógenos y de microorganismos

insectos y cualquier otra contaminación animal, incluyendo excretas. No deben de

presentar olores anormales, decoloraciones o algún signo de deterioro. Las

pruebas para contaminación microbiana, se desarrollan bajo condiciones

diseñadas para evitar la contaminación durante la prueba.

1.3 MUESTRAS:

Planta Medicinal o mezcla de plantas medicinales de venta en mercados o centros

naturistas, también algunos preparados o formas farmacéuticas de productos

naturales.



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1.4 MATERIALES Y REACTIVOS:

Placas Petri Balanza Analítica Microscopio, estereoscópico Pipetas de 5y l0 ml. Reactivos para histoquímica

Agua Destilada Pinza Laminas Posta y Cubre objetos Mortero Beaker de 250 ml.

1.5. PROCEDIMIENTO:

1.5.1 EVALUACION MACROSCOPICA Y MICROSCOPICA DE LAS DROGAS:

Como primer aspecto antes de comenzar las descripciones morfológicas, se debe

conocer las drogas a evaluar con la siguiente información:

Nombre científico

Nombre vulgar

Familia Botánica

Uso tradicional o reconocido

Planta endémica o aclimatada

Se describirá las siguientes características morfológicas:

Órgano Vegetal Características Botánicas

Órganos Subterráneos

Tamaño, color, olor, forma y consistencia. Caracteres de Superficie:

Sección transversal Fractura Otras particularidades

Corteza y leños

Forma Superficie externa Superficie interna

Hojas

Forma, textura, superficie, color, olor, dimensiones y

condición.

Flores Estado de desarrollo: Color, Olor y peculiaridades

Frutos Pericarpio, forma, dimensiones, color y olor

Semillas Caracteres Físicos: Color, olor y otros.



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1.5.2 DETERMINACION DE MATERIAS EXTRÁÑAS:

Pesar 5 gramos de muestra y colocarla sobre una lámina de vidrio de 10 x 20 cm.

ó una placa petri y con la ayuda de una pinza hacer un reconocimiento

organoléptico de la droga de acuerdo a su morfología: hojas, raíz, tallo, flores,

frutos, etc. haciendo un esquema del mismo. Se puede apoyar con un

estereoscopio para realizar una mejor observación.

Seguidamente homogenizar una porción en un mortero y añadirle unas gotas de

agua destilada y observar al microscopio, describiendo y esquematizando la

presencia de partes de la droga.

1.5.3. PRUEBAS HISTOQUIMICAS:

Tomar un poco de muestra en una lámina portaobjeto ó en un tubo de ensayo y

hacer las siguientes pruebas histoquímica:

Contenido celular Reacción histoquímica

Oxalato y Carbonato de Calcio Ácido acético ( desprende CO2)

almidón Solución de Lugol

Alcaloides Reactivo de Mayer (pp. blanco)

Flavonoides Reacción de Shinoda

Taninos Cloruro férrico ( coloración negruzca)

1.6. RESULTADOS



7



8

1.7. DISCUSION:

1.8. CONCLUSIONES:

1.9. CUESTIONARIO:

¿Qué otras pruebas se pueden hacer para determinar las impurezas de

las drogas vegetales?

¿Cuáles son los riesgos para la salud el uso de plantas medicinales

adulteradas o en mal estado?

¿Una planta medicinal puede estar contaminada con microorganismos?

¿Cuáles son los factores de riesgo de contaminación microbiana?

¿Cómo determinaría la presencia de materia fecal en una planta medicinal?



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10

1.10. BIBLIOGRAFIA:



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PRÀCTICA Nº 02

DETERMINACION DE CENIZAS, HUMEDAD Y TAMIZAJE FITOQUIMICO DE UNA

PLANTA MEDICINAL

1. OBJETIVO GENERAL:

Determinar el contenido de humedad de una droga al estado fresco y seco

Establecer el contenido de cenizas de una droga

Determinar la composición química de una material vegetal

Correlacionar los parámetros físico – químico con la calidad de la droga.

2. DETERMINACION DE CENIZAS:

Se entiende por cenizas el residuo que queda después de la ignición de una

droga. Su importancia radica en que por el uso inadecuado de insecticidas, la

polución del medio ambiente por los contaminantes, que contienen sustancias

difícilmente biodegradables, como son algunos metales pesados; y también la

presencia de adulterantes como tierra y arcilla, tanto en las plantas medicinales o

alimenticias hacen que se manifieste un porcentaje elevado de cenizas respecto

de la muestra de referencia.

2.1. OBJETIVOS:

Capacitar en la técnica de determinación de cenizas

Determinar los porcentajes de cenizas de las drogas vegetales

Relacionar el grado de contaminación con el porcentaje de cenizas

2.2. FUNDAMENTO:

Las cenizas son el residuo inorgánico que queda después de la destrucción de la

materia orgánica, quedando los cationes como carbonatos, sulfatos, fosfatos

respectivamente

2.3. CENIZAS TOTALES:

Permite determinar la cantidad de material remanente después de la ignición:

“cenizas fisiológicas”, derivados de los tejidos de las plantas y “cenizas no

fisiológicas” que son el residuo que queda después de la ignición de la materia

extraña (polvo, arena, tierra, etc.) adheridos a la superficie de la droga.

2.3.1. PARTE EXPERIMENTAL.

MATERIALES Y REACTIVOS:



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Crisol de porcelana Ácido clorhídrico al 10% Agua destilada Papel de filtro libre de cenizas

Pinza Desecadora Balanza analítica Mufla

PROCEDIMIENTO:

Pesar de 2g a 3g la muestra pulverizada y tamizada con una desviación

permisible de 0.5mg en un crisol de porcelana, previamente tarada. Caliente

suavemente la porción de ensayo aumentando la temperatura hasta carbonizar y

posteriormente incinerar en un horno mufla a una temperatura de 700 a 750ºC,

sino señala otra temperatura en la norma específica durante 2 horas.

Enfriar el crisol en una desecadora y se pesa, repitiéndose el proceso hasta que

dos pesadas sucesivas no difieran en más de 0.5mg (masa constante).

RESULTADOS:

2.4. DETERMINACION DE HUMEDAD:

Un exceso de agua en una droga puede provocar el crecimiento microbiano, la

presencia de hongos o insectos y el deterioro, seguido de la hidrólisis de los

principios activos. Este ensayo es especialmente importante para drogas que

absorben humedad fácilmente o se deterioran rápidamente en presencia de

humedad.

2.4.1. OBJETIVOS:

Determinar el porcentaje de humedad de las drogas vegetales

Relacionar humedad con contaminación microbiana.

2.4.2. FUNDAMENTO:

El agua contenido en los vegetales se determina por evaporación, a una

temperatura apropiada, para que difunda por los tejidos vegetales desde los más

interiores hasta la superficie, luego por pesada simple se determina el peso seco y

por diferencia se determina la humedad.

2.4.3. METODO DE DESECACION:

x100McrisolMmuestra

McrisolMceniza%C



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El cual determina el agua y las sustancias volátiles ya que el método plantea el

calentamiento de la droga a 100 a 105ºC.

Este método no es recomendable, cuando la planta contiene aceites esenciales u

otras sustancias volátiles, para evitar el error que introducirían estas en el

resultado final.

2.4.4. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:

MATERIALES Y EQUIPOS:

Balanza Analítica

Cápsula de Porcelana

Estufa de Calentamiento

Desecador

PROCEDIMIENTO:

De la muestra de laboratorio, con el grado de trituración que determina la norma

específica, pesar 2g con desviación permisible de 0.5mg y se transfieren a una

cápsula de porcelana previamente tarada y secada, se calienta y se deseca a

105ºC durante 2 horas. La cápsula se coloca en una desecadora donde se enfría

a temperatura ambiental y se pesa, colocándose nuevamente en la estufa durante

1 hora, volviéndose a pesar hasta obtener una masa constante.

RESULTADOS:

100xMcápsula Mmuestra

Mcápsula - desecada Mmuestra %H

2.5. TAMIZAJE FITOQUIMICO:

FUNDAMENTO:

Se fundamenta en la extracción selectiva de los principios activos contenidos en

un material vegetal, aprovechando su solubilidad en diferentes solventes,

empezando la extracción en solventes de menor polaridad como el éter etílico, un

solvente de mediana polaridad como es el alcohol etílico y finalmente con un

solvente de alta polaridad como es el agua. Cada uno de los extractos ayudados

por la microquímica permite identificarlos mediante la formación de precipitados,

coloración, etc.

Estas reacciones se caracterizan por ser selectivas para las clases o grupos de

compuestos que se investigan, son simples y rápidas, detectan la mínima cantidad

posible y utilizan un mínimo de equipo de laboratorio.



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2.5.1. OBJETIVOS:

Determinar mediante el tamizaje fitoquímico la presencia de metabolitos

secundarios

Verificar la presencia de sustancias conocidas en especies medicinales

conocidas.

2.5.2. MATERIALES Y REACTIVOS:

Éter etílico

Alcohol etílico

Agua destilada

Tubos de ensayo

Gradillas

Papel de filtro

Espátula pequeña

Embudo

Reactivos para Tamizaje fitoquímico

2.5.3. PROCEDIMIENTO:

2.5.4. EXTRACTO ETEREO:

Ensayo de Dragendorff y Mayer ara alcaloides

Ensayo de Baljet, para lactonas y/o cumarinas

Ensayo de Lieberman-Buchard, para triterpenos y/o estereoides

2.5.5. EXTRACTO ETANOLICO:

Ensayo de Fehling para azúcares reductores

Ensayo de Cl3Fe para fenoles y taninos

10-20g MP+ Et2O

EXTRACTO

ETEREO RESIDUO +EtOH

EXTRACTO

ETANOLICO RESIDUO + H2O

EXTRACTO

ACUOSO RESIDUO



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Ensayo de Shinoda para flavonoides

Ensayo de Dragendorff y Mayer para alcaloides

2.5.6. EXTRACTO ACUOSO:

Ensayo de Dragendorff y Mayer para alcaloides

Ensayo de Cl3Fe para fenoles y taninos

Ensayo de Shinoda para flavonoides

Ensayo de Fehling para azúcares reductores

2.6. RESULTADOS:



16

2.7. DISCUSION:



17

2.8. CONCLUSIONES:

2.9. CUESTIONARIO:

¿Esquematice otra marcha fitoquímica, ventajas y desventajas con respecto a

la efectuada en práctica?

¿Qué indica la presencia elevada de cenizas en una droga vegetal?

¿Qué importancia tiene la determinación de la composición química de una

droga vegetal?

¿Qué importancia tiene la determinación de humedad en una droga vegetal?

¿Qué otros ensayos físicos se pueden hacer a una droga vegetal?



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2.10. BIBLIOGRAFIA:

PRAÁCTICA Nº 03

ENSAYOS DE SOLUBILIDAD, PREPARACION Y ANALISIS DE UN EXTRACTO

VEGETAL



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3.1. OBJETIVOS:

Obtener un extracto vegetal utilizando un percolador

Caracterizar física y químicamente el extracto

Optimizar los parámetros para obtener un mejor extracto

3.2. FUNDAMENTO:

La lixiviación o percolación es un método de extracción muy relacionado al

desarrollo de la Farmacia en cuanto a la extracción se refiere en el siglo XIX. La

importancia de éste método se evidencia pues la Farmacopea de los Estados

Unidos lo acepta como procedimiento oficial desde 1840. Se utiliza para la

preparación de uno de los extractos más difundidos en preparaciones galénicas:

los extractos fluidos. Los extractos fluidos son extractos líquidos obtenidos a partir

de un material vegetal utilizando como solventes soluciones hidroalcohólicas.

3.3. MUESTRA:

Se utilizará como muestra una planta medicinal previamente desecada y

pulverizada.

3.4. MATERIALES Y REACTIVOS:

Percolador de plástico

Alcohol etílico de 40º, 50º, 60º y 70º

Papel Indicador

Refractómetro

Picnómetro

Papel de filtro

Reactivos de Tamizaje fitoquímico

Silicagel G

Acetato de Etilo

Ácido clorhídrico

Ácido acético glacial

Lámpara ultravioleta

3.5. PROCEDIMIENTO:

3.5.1. OBTENCION DEL EXTRACTO:

Preparar 4 percoladores para cada concentración de alcohol, en cada uno de

ellos, colocar 100 a 250g de muestra previamente humedecida con alcohol

respectivo y luego cubrirlo con alcohol para cada una de las concentraciones de

40º, 50º, 60º y 70º respectivamente. Taparlo para evitar la contaminación. Obtener

el percolado, cada 24 a 48 horas, anotando el tiempo de recolección. Se debe

tomar como mínimo 3 muestras de cada percolado.



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3.5.2. ANALISIS DE LOS EXTRACTOS:

Una vez obtenido los diferentes tipos de extractos, deben establecerse los

parámetros que definan la calidad de los mismos.

Determinación de requisitos organolépticos:

Determinación de olor: Tomar una tira de papel filtro y humedecer por un

extremo y determinar las características odoríferas del extracto.

Determinación del color: Se toma un tubo de ensayo limpio y seco y se

llena hasta las tres cuartas partes con la muestra y se observa el color,

transparencia, la presencia de partículas y la separación de capas.

Determinación de la densidad relativa:

Se entiende por densidad relativa a la relación entre la masa de un volumen

de la sustancia a ensayar a 25ºC y la masa de un volumen igual de agua

destilada a la misma temperatura. Este término equivale a peso específico.

PicnómetroP

oPpicnómetrPmpD

OH

c25

OH

2

2

º

Determinación del Índice de refracción:

Es una constante característica de cada sustancia, la cual representa la

relación del seno del ángulo de incidencia de la luz y el seno del ángulo de

refracción cuando la luz pasa oblicuamente a través del medio. El

refractómetro permite la lectura de índice de refracción como de sólidos

totales presentes.

Determinación de pH:

La acidez o alcalinidad de las soluciones se caracterizan por el valor del índice

de hidrógeno o pH.

Análisis capilar:

Es un método ingenioso e interesante para la caracterización de extractos y

tinturas. Este método se basa en los fenómenos de absorción y repartición de

sustancias en materiales colorantes a través de los espacios capilares del

material inerte que constituye el papel de filtro. Para el análisis e interpretación

de la imagen se tienen en cuenta los aspectos siguientes:

Color



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Altura

Descripción de las diferentes partes

Cambios de coloración con amoníaco

Examen bajo la luz ultravioleta

Tamizaje fitoquímico:

Comprobar la composición química del extracto realizando reacciones

químicas específicas.

Identificación General:

Caracterizar mediante una cromatografía la huella digital de la muestra.

3.6. RESULTADOS:



22



23

3.7 DISCUSION:

3.8 CONCLUSIONES:

3.9 CUESTIONARIO:

Con que tipo de concentración alcohólica se obtuvo los mejores resultados

Pueden producirse errores en la determinación de algunos de los parámetros

Qué dificultades tuvo Ud. en la realización de la presente práctica

Qué aporte significativo se obtiene con esta práctica para el mejor estudio de

nuestros recursos medicinales.



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3.10 BIBLIOGRAFIA

PRÁCTICA Nº 04

DETERMINACIÓN DE AZÚCARES, POLISACÁRIDOS HOMOGÉNEOS Y

HETEROGÉNEOS: ALMIDONES, GOMAS, MUCÍLAGOS Y PECTINAS.

4.1 DETERMINACIÓN DE AZÚCARES:

4.1.1 PRUEBAS QUIMICAS:

Determinación cualitativa de azucares: Reacciones generales:

4.1.2 OBJETIVOS:

Determinar la presencia de carbohidratos o azúcares en drogas naturales

4.1.3 MUESTRA: Miel de Apis mellífera “Abeja “

4.1.4 FUNDAMENTO:



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Se fundamenta en la deshidratación de un azúcar por la acción de un ácido

mineral fuerte, formando compuestos cíclicos derivados del furfural, que

reaccionan con compuestos fenólicos (α-naftol, orcinol, antrona), dando origen a

compuestos coloreados.

4.1.5 MATERIALES Y REACTIVOS:

Tubos de ensayo

Reactivo de Antrona

Reactivo de Molish

H2SO4

Gradilla

4.1.6 PROCEDIMIENTO:

En un matraz preparar una solución al 2% de “Miel de Abeja” y tomar una alícuota

en un tubo de ensayo limpio y seco, añadir 1 ml del reactivo de Molish o de

Antrona, agitar, deslizar por las paredes del tubo II gotas de H2SO4 concentrado.

En la zona de contacto se observará la formación de un anillo coloreado que

indicará reacción positiva.

4.2 REACCIONES GENERALES PARA AZUCARES REDUCTORES

4.2.1 OBJETIVO.

Determinar el poder reductor de los azúcares contenidos en drogas naturales.

4.2.2 FUNDAMENTO:

Debido a la presencia de grupos funcionales aldehídos y cetonas en las moléculas

de los azúcares, éstos poseen un poder reductor que se manifiesta sobre ciertas

sales metálicas (Cu++, Ag+, Bi+++) y sustancias orgánicas oxidadas como el ácido

pícrico, teniendo como condición el medio alcalino y el calor.


Reactivo de Fehling

Reactivo de Benedict

Reactivo de Tollens

Reactivo de Nylander

Reactivo de Brown

Tubos de Ensayo

NaOH 10%

Baño María




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Tomar una batería de tubos de ensayo, adicionarle a todos 1mL de MP y 1mL de

la solución reactiva. En la prueba de Brown, primero adicionarle 1mL de NaOH

10% y calentarlo hasta obtener una coloración amarilla, luego adicionarle 1mL del

reactivo de Brown y colocarlo en BM y observar los resultados.

4.2.5 REACCIONDE DIFERENCIACION ENTRE CETOSAS Y ALDOSAS:

PRUEBA DE SELIWANOFF: En un tubo de ensayo colocar 1 ml. de la muestra

problema más 1 ml. del reactivo de Seliwanoff, llevar a Baño María hasta la

aparición de una coloración rosada, que indicará la presencia de cetosas

4.2.6 DETERMINACION DE CONSTANTES FISICAS:

DETERMINACION DEL INDICE DE REFRACCION:

El Índice de Refracción es una constante característica de cada sustancia.

MATERIALES Y REACTIVOS:

Refractómetro de Abbé

Varilla de vidrio

Muestra Problema

Solución de EtOH:Et2O (1:1) para la limpieza del equipo

PROCEDIMIENTO:

Se coloca sobre el prisma de medición una gota de agua destilada utilizando para

ello una varilla de vidrio, se ajusta el equipo seleccionando la zona del espectro

visible que aparece en la línea límite del campo visual, moviendo el compensador

cromático y colocando la intersección del retículo sobre la línea de los campos

claros y oscuros.

Después de hacer el ajuste del refractómetro, se coloca una gota de la muestra de

ensayo sobre el prisma de medición, se cierra el termoprisma y se enfoca la luz

por medio del espejo, de modo tal que la misma incida sobre la apertura de

entrada del prisma de medición y se proceda de la misma forma que con el agua.

Con el refractómetro se mide el índice de refracción y el porcentaje de solutos.

4.3 ALMIDON:

Principal sustancia de reserva de los vegetales, el almidón es una fuente

energética indispensable en la alimentación del hombre y de gran número de

animales. Presente en todos los órganos vegetales. Químicamente esta formado



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-(1----4) que forma la amilasa,

formando con el agua soluciones de elevada viscosidad. La amilopectina, principal

constituyente de la mayoría de los almidones, de estructura ramificada con

-(1----4), unidas

-(1----6).

4.3.1 OBJETIVOS:

Caracterizar el almidón por reacciones químicas y observación microscópica

Identificar la amilopectina y la amilasa

Hidrolizar en medio ácido el almidón

4.3.2 FUNDAMENTO:

El almidón se identifica con el I2 por una reacción de pseudoadición dando una

coloración característica y al microscopio, se observa el hilio y las estrías típicas

de cada tipo de almidón. La hidrólisis del almidón permite identificar la amilasa y

la amilopectina; dando coloración azul y rojo respectivamente a medida que se va

hidrolizando.

4.3.3 MUESTRA: Almidón de papa, maíz ó arroz.

4.3.4 MATERIALES Y REACTIVOS

Matraz de 250 ml

Pipetas de 2,5 y 10 ml

Reactivo de Lugol

Microscopio

Lamino portaobjeto

HCl concentrado

Reactivo de Molish

Refrigerante de reflujo

Pinzas

Soporte Universal

Tubos de ensayo

Reactivo de Azúcares reductores

4.3.5 EXTRACCION

Rallar el tubérculo sobre abundante agua, luego decantar el líquido de lavado en

recipiente apropiado. Dejar sedimentar y lavar por decantación varias veces.

Secar si es necesario.

4.3.6 REACCIONES DE IDENTIFICACION:

Solubilidad: en agua fría insoluble y soluble en agua caliente, formando una

masa semitransparente (engrudo de almidón)



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Con la solución de I2 al 2.5% da azul violeta, que desaparece con el calor y

reaparece al enfriarse.

Observación directa al microscopio, colocando en una lámina portaobjeto una

muestra, añadirle agua destilada y observar la forma del hilio y de las estrías.

Reacciones de caracterización con lugol observados al microscopio, también

observar al microscopio sin reactivo y dibujar las características de los

gránulos de almidón.

Controlar las fases de la hidrólisis cada hora con S.R. de Lugol en placa de

toques y observar las siguientes coloraciones:

Violeta : Amilodextrina

Roja : Eritrodextrina

Incolora : Acrodextrina

4.4 INULINA:

La inulina, es un oligofructano, es un compuesto del almacenamiento principal en

muchas plantas de la familia de las Compositae. Sin embargo, en el yacon la

inulina parece ser el componente principal. Los Oligosacaridos del yacon han sido

-(2—1)-fructooligosaccharides con la sacarosa terminal.

4.4.1 OBJETIVOS:

Determinar la presencia de inulina en una muestra vegetal

Diferenciar la inulina del almidón

Determinar la presencia de fructosa

4.4.2 FUNDAMENTO:

La raíz de Polymnia sonchifolia “yacon” contiene inulina que es un polisacárido

formado por unidades de fructosa, además contiene fructosa libre y por

oligofructanos u oligosacárdios formados por fructosa.

4.4.3 MUESTRA: raíz de Polymnia sonchifolia “yacon”


Vaso de precipitados

Pipetas

Fenol

Reactivo de Seliwanoff



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Cocina eléctrica

Alcohol absoluto

Fructosa

Reactivo de Lugol

Reactivo de Molish


4.4.5 EXTRACCION:

Tomar una cantidad apropiada de raíz de “yacon”, lavarlo adecuadamente, retirar

la cáscara y licuarlo, trabajar con el licuado y con el jugo.


Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Molish

Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Lugol

Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Benedict

Tomar una alícuota en un tubo de ensayo y añadirle el Reactivo de Seliwanoff

Tomar una alícuota en un tubo de ensayo, precipitar con alcohol absoluto y

observar al microscopio.

4.5 GOMAS

Son sustancias que exudas de los órganos vegetales, después de un traumatismo

la secreción tiende a taponar la herida, es posible también que esta secreción se

relaciona con las condiciones climáticas: sería en tal caso una manifestación de

adaptación a la sequedad. Químicamente es un polisacárido ácido, fuertemente

acetilado, por hidrólisis parcial se obtiene ramnosa, ácido D-galacturónico,

galactosa, ácidos aldobiurónicos y un trisacárido ácido que lleva glucosa.

4.5.1 OBJETIVO

Caracterizar gomas de interés farmacéutico

Diferenciar goma de un mucílago.

4.5.2 FUNDAMENTO.

Las gomas se solubilizan en agua, se bincha rápidamente y da un gel viscoso. Al

calentar la viscosidad disminuye y se obtiene una dispersión translúcida. Por

hidrólisis ácida, produce azúcares reductores.

4.5.3 MUESTRA: Polvo de Acacia senegal “Goma arábiga”




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Tubos de ensayo

HCl concentrado

Beaker de 100mL.

Balanza

Acetato Neutro de Plomo 5%

Reactivo de Fehling, Benedict.

4.5.5 REACCIONES DE IDENTIFICACION

Preparar una solución de goma arábiga al 1%, suadir 0.1 ml de HCI

concentrado. Llevar al BM por 15’, neutralizar y realizar la prueba para

azúcares reductores( Fehling, Benedict)

A unos 2 ml de la solución de gomosa trátelo con la SR. Acetato Neutro de

Plomo al 5%, se verá la formación de un precipitado.

4.6 MUCILAGOS

Los mucílagos se les consideran como constituyentes celulares normales,

preexistentes en formaciones histológicas, especializadas, frecuentes en el

tegumento externo de las semillas.

4.6.1 OBJETIVOS.

Caracterizar mucílagos de interés farmacéutico

Identificar los mucílagos por sus reacciones características.

4.6.2 FUNDAMENTO.

Los mucílagos se caracterizan por extraérseles con agua caliente, a partir de

semillas de “Linaza”, y se le caracteriza mediante reacciones de identif icación

propias de los mucílagos.

4.6.3 MUESTRA: Semillas de Linum usitatissimun “Linaza’


Beaker de 100 ml

Tubos de ensayo

Gradilla

Acetato Neutro de Plomo 5%

Ácido Tánico 5%

Alcohol absoluto

Acetona

Ácido Oxálico 10%

4.6.5 EXTRACIÒN



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A unos g de semillas de “Linaza”, añadirle cantidad suficiente de agua destilada y

someterlo al BM hasta que exude el mucílago, que se manifiesta como un líquido

viscoso.

4.6.6 REACCIONES DE IDENTIFICACIÒN

A 3 ml de la sol. trátelos con gotas de la SR. de acetato neutro de plomo 5% y

observar la formación de un precipitado.

Tratar iguales volúmenes de mucílago con la SR. de ácido tánico y observar la

formación de un precipitado gelatinoso.

Tratar iguales volúmenes de mucílago con alcohol de 95º y observar la

formación de un precipitado.

Tratar iguales volúmenes de mucílago con acetona Q.P. y observar la


Tratar iguales volúmenes de mucílago con ácido oxálico al 10% y observar la


4.7 PECTINAS

Son macromoléculas glucídicas constituyentes de la laminilla media de la pared

de las células vegetales, las sustancias pécticas forman un cemento que une las

células unas con otras. Las pectinas son abundantes en los frutos; su naturaleza

evoluciona con la edad de los tejidos: en principio insolubles, y asegurando la

rigidez de estos tejidos, se degradan durante la maduración en azúcares y ácidos.

4.7.1 OBJETIVOS

Extraer pectinas de interés farmacéutico

Identificar mediante reacciones químicas a las pectinas.

4.7.2 FUNDAMENTO.

La extracción de pectinas se realiza, primero inactivando las enzimas por

ebullición y luego se solubilizan en caliente en soluciones acuosas ácidas. Las

pectinas al hidrolizares dejan en libertad a sus componentes

Ácido Péctico Galactosa + Arabinosa

4.7.3 MUESTRA: Corteza de Limón o Naranja previamente rallada

H+



32

4.7.4 MATERIALES Y REACTIVOS.

Alcohol etílico

HCl diluido

Equipo de BM

Alcohol absoluto

NaOH 3N

Acetona Q.P.

Tubos de ensayo

Vaso de precipitado

4.7.5 EXTRACCION

Pesar algunos gramos de corteza de limón o naranja previamente rallada, desecar

en la estufa a 105ºC por 15’. Purificar esta corteza desecada con tres porciones

de alcohol etílico de 25mL., cada una, el residuo tratarlo con 10mL de HCl diluido

en BM hasta pequeño volumen.


Un ml de la solución con gotas de NaOH 3N formación de un pp

Un ml de la solución con 5 ml de acetona, formación de un gel incoloro

Un ml de la solución con 5 ml de alcohol, formación de un gel.

4.8 RESULTADOS :



33



34

4.9 DISCUSION:

4.10 CONCLUSIONES:

4.11 CUESTIONARIO



35

¿Mediante reacciones químicas, fundamente Ud. las reacciones generales y

de azúcares reductores?

¿Qué es el Índice de Refracción?

¿Qué métodos de cuantificación de azúcares reductores conoce?

¿La miel de abeja que se utilizó en práctica, ¿es adulterada?

¿Cuales son los valores de azúcares de una miel de abeja?

¿Qué usos farmacéuticos tienen las gomas, mucilagos y pectinas?

¿Cuál es el almidón aprobado por Ia USP XXIII?

¿A que se debe la formación de pp. en las reacciones de las pectinas?

¿Cuál es la importancia de los almidones modificados?

¿Importancia medicinal y económica del yacon?



36

4.12 BIBLIOGRAFIA:

PRÁCTICA Nº 5

GLICOSIDOS CARDIOTONICOS Y FENOLICOS

5.1 GLICOSIDOS CARDIOTONICOS

Los glucósidos cardiotónicos constituyen un grupo perfectamente individualizado y

de gran homogeneidad estructural y farmacológica. Todos de origen vegetal, son

medicamentos de elección en la insuficiencia cardíaca, a pesar de su reducido

margen terapéutico. La estructura de estos compuestos es muy homogénea,

consta de una genina de naturaleza esteroídica y un resto azúcarado que

generalmente es un oligosacárido formado por desoxiazúcares.

5.1.1 OBJETIVOS:

Identificar las drogas vegetales con aglicón esteroide



37

Reconocer a los compuestos con glicósidos cardiotónicos

5.1.2 FUNDAMENTO:

Los glicósidos cardiotónicos, se caracterizan por tener un aglicón esteroide y un

resto azucarado, formado por tres azúcares llamados digitoxosas. Las reacciones

químicas buscan identificar el aglicón esteroide, formando acetatos con el grupo

hidroxilo que une al aglicón, con el resto azucarado, al núcleo lactónico y a las

digitoxosas mediante pruebas específicas.

5.1.3 MUESTRA: Hojas de Neríum oleander “laurel rosa” y tableta de dígoxina


Pipeta de 10 ml.

Beaker de 250 ml

Embudo de vidrio

Tubos de ensayo

Papel de Filtro

Acetato de Plomo 5%

Cloroformo

Anhídrido acético

H2SO4 concentrado

Reactivo de Kedde

5.1.5 EXTRACCION:

A unos 2g de polvo de hojas, agregarle 10mL de alcohol de 70º y calentar

suavemente, dejándolo en contacto por 3, filtrar y a 5mL del filtrado adicionarle

10mL de agua; precipitar con V gotas de acetato de plomo 5%, agitar y filtrar. El

líquido filtrado se agita con cloroformo, decantar, separar y evaporar el solvente

con las precauciones debidas.


Ensayo de Kedde: Una alícuota de un extracto etanólico se mezcla con 1mL

del reactivo y se deja reposar durante 5 a 10 minutos. Un ensayo positivo es

en el que se desarrolla una coloración violácea, persistente durante 1-2 horas.

Reacción de Lieberman-Bouchard: A una alícuota del extracto etanólico

evaporar a sequedad y redisolverlo en cloroformo, añadirle anhídrido acético y

por las paredes dejar caer ácido sulfúrico concentrado. Observar la formación

de un anillo o coloración.

5.2 GLICOSIDOS FENOLICOS:

Los compuestos fenólicos sencillos son bastantes raros; probablemente,

provienen de la descarboxilación oxidativa o no de los ácidos benzoicos: así el

arbutósído, podría ser el producto de la descarboxilación de un glucósido del



38

ácido gentísico, o de la descarboxilación de un ácido para-hidroxi-benzoico

peroxidado.

Arbutina Populina Salicina

5.2.1 OBJETIVO:

Dar a conocer la presencia de grupos fenólicos en Plantas Medicinales

Conocerlas reacciones de identificación para grupos fenólicos.

5.2.2 FUNDAMENTO:

Los glicósidos fenólicos se solubilizan en agua por su resto azucarado, facilitando

su extracción en medio acuoso. La presencia de grupos fenólicos se pone en

evidencia con el F+3, por la formación de un complejo y previa hidrólisis se detecta

los azúcares reductores por la formación de un precipitado rojo de Cu20.

5.2.3 MUESTRA: Corteza desecada y pulverizada de Salix humboltiana “Sauce”


Beaker de 200 ml

Tubos de ensayo

Papel Filtro

Embudo

H2S04 concentrado

FeC13 1% en agua

FeCl3 1% en EtOH para cromatografía


Placas cromatográficas

5.2.5 EXTRACCION DE LA SALICINA:

A unos 2 g de corteza de “Sauce” pulverizada o picada, agregarle unos 100mL de

agua y hervir una hora, filtrar y concentrar hasta una consistencia siruposa. Al

enfriar, la salicina se separa, decantar. Al residuo agregarle el doble de su

volumen de agua hirviendo y dejar que cristalice.

5.2.6 REACCIONES DE IDENTIFICACION.

Tratar mg del pp. con H2S04 concentrado y observar la formación de color.

Tratar la muestra con FeCI3, dando una coloración pardo violeta, pero después

de la hidrólisis la salicina se descompone y se libera la saligenina, la cual con

el FeCl3, da una coloración azul, por la presencia de grupo fenólico libre.



39

Con el líquido acuoso hidrolizado, verificar la presencia de restos azucarados.

CCF:

o Solvente : CHCI3 : MeOH (1:3)

o Soporte : Silicagel G 60

o Standard : Acido Salicílico Q.P. ó Ácido acetil salicílico

o Revelador : FeCl3 1% en EtOH

5.3 RESULTADOS:



40

5.4 DISCUSION:

5.5 CONCLUSIONES:



41

5.6 CUESTIONARIO:

Importancia terapéutica de los glicósidos cardiotónicos

Esquema de la placa cromátografica de la salicina y explique el resultado

¿Por qué se utiliza como standard el ácido salícilico?

¿Por qué se determina azúcares reductores en la solución hidrolizada?

Se puede determinar por cromatografía un glicósido cardiotónico. Si es

afirmativa la respuesta. ¿Cuál sería el procedimiento y que reactivos

emplearla?

¿Qué otras especies contienen glicósidos cardiotónicos?



42

5.7 BIBLIOGRAFIA:



43

PRÁCTICA Nº 06

GLICOSIDOS ANTRAQUINONICOS Y CIANOGENETICOS

6.1. GLICOSIDOS CIANOGENETICOS

La cianogénesis es la facultad que tienen ciertos vegetales de producir ácido

cianhídrico. Las sustancias cianógenas vegetales, son siempre heterosidos de 2-

hidroxinitrilos: los heterosidos cianogenéticos.

6.1.1 OBJETIVOS:

Conocer la presencia de HCN en Plantas Medicinales

6.1.2 FUNDAMENTO:

La prunasina es el glicósido cianogénetico que se encuentra en especies del

género Prunas y que se evidencia por la reacción de Grignard o del papel

picrosodado y el resto azucarado del glicósido se identifica por la reacción de

Benedict.

6.1.3 MUESTRA: Hojas de Pranus serotina “Capulí” o Pranus cerasus “Guinda”


Matraz con tapa esmerilada de 250 ml

Tubos de ensayo

Papel filtro

Embudo

Papel Picrosodado


6.1.5 DETERMINACION CUALITATIVA

Reacción de Grignard: Colocar unos 5 g de hojas groseramente trituradas en un

matraz con tapa esmerilada y añadirle unos 30 ml. de agua y suspender en

interior del matraz una tira de papel pícrosodado y tapar sin agitar. Calentar en

BM por 15 a 20 minutos, del cual se observará que el papel se tiñe de rojo,

indicando la presencia de HCN por formación de isopurpurato de sodio.

Determinación de azúcares: Un mL del líquido de la reacción de Grignard, se

coloca en un tubo y se le agrega 1mL de la S.R. de Benedict, luego calentar en



44

BM hasta observar la formación de un pp. rojo ladrillo que nos indica la presencia

de azúcares reductores.

6.1.6 DETERMINACION CUANTITATIVA

Del HCN en una especie vegetal, después de su extracción

FUNDAMENTO.

Consiste en liberar el HCN, que se fijará en medio alcalino. Después se

cuantificará con Ag+ hasta la formación de un complejo de dicianoplata y el fin de

la reacción es un precipitado opalescente de yoduro de plata.

Muestra: Hojas frescas de Prunus laurocerasus “Laurel cerezo”

Materiales y Reactivos:

Balón de 250mL

Erlenmeyer de 200mL

Refrigerante

AgNO3 0.03N

NaOH 10%

KI 10%

Bureta de 10mL

Pipetas de 1mL

Soporte Universal

Probeta graduada

Procedimiento

Pesar unos 5 g de laurel cerezo, colocarlas en un balón, añadirle 25mL de agua

caliente (50ºC). Tapar herméticamente y someterlo a BM por 10’. Destapar y unirlo

al dispositivo de destilación, con el extremo del refrigerante sumergido en un

erlenmeyer que contiene 10mL. de NaOH 10% y 1mL Kl 10%. Empezar la

destilación con cuidado sin necesidad de una ebullición fuerte, a fin de recoger

unos 20mL de destilado. Terminada la destilación, el extremo del refrigerante

lavarlo con agua destilada. Valorar con NO3Ag 0.03N hasta ligera opalescencia.

Cada ml de AgNO3 equivale a 1.62 mg de HCN.

6.2 GLICOSIDOS ANTRAQUINONICOS:

Las quinonas son compuestos oxigenados que corresponden a la oxidación de

compuestos aromáticos. Las diferentes drogas de este grupo, se caracterizan por

la presencia de compuestos fenólicos, más o menos oxidados (antronas,

antranoles y antraquinonas), relacionados con el antraceno. El núcleo básico,



45

constituido en 1 y 8 por dos grupos fenólicos, generalmente, está formando parte

de una combinación heterosídica (antracenósidos).

Senosido Antraquinonas

6.2.1 OBJETIVOS:

Determinar la presencia de antraquinonas en Plantas Medicinales

Determinar la presencia de antraquinonas en la cochinilla

Cuantificar antraquinonas por espectrofotometría

6.2.2 FUNDAMENTO

Las antraquinonas se caracterizas por sublimar, dando cristales cuya coloración

varía en medio alcalino y por extraérseles por cambio de solvente, de orgánico a

un medio alcalino dando coloración roja rosada.

8.2.3 MUESTRA: Hojas y flores Coccus cacti “Cochinilla”

8.2.4. MATERIÁLES Y REACTIVOS:

Cápsula de porcelana

Luna de Reloj

Tubos de ensayo

Vaso de 250 ml

Papel de Filtro

Erlenmeyer de 250 ml

Potenciómetro

Pera de separación

NaOH diluido

HCl diluido

NH4OH diluido

Alcohol etílico

H2SO4

Acido Bórico

Acido Nítrico

KOH alcohólica


Microsublimación.- Un poco de polvo seco de “Cochinilla” se calienta en una

cápsula de porcelana y los vapores se reciben en una luna de reloj, en el cuál se

observa un sublimado amarillo de agujas cristalinas de color amarillo, solubles en

potasa alcohólica al 5% dando coloración roja.



46

Reacción de Börntrager.- Hervir con 10 ml de agua y III gotas de NaOH diluido

1 g de polvo seco. Filtrar el líquido y enfriar, agregar HCl diluido en exceso y

agitar con 10 ml de éter, el cuál se colorea de amarillo, Separar la capa etérea y

agitarla luego con 5 ml de amoniaco diluido. Debe colorearse de rojo cereza,

quedando el éter de color amarillo.

Reacción de Schönteten.- A 5 ml de sol. de reacción de Börntrager añadirle

5mL de sol. saturada do borato de sodio y observar al trasluz una fluorescencia

verde.

6.3 RESULTADOS:



47

6.4 DISCUSION:

8.4 CONCLUSION:

6.5 CUESTIONARIO

¿Cuáles son las propiedades medicinales de las antraquinonas?



48

¿En que se fundamenta Ia reacción de Börntrager?

Represente estructuras químicas de algunas antraquinonas, señalando la

especie vegetal que lo contiene

¿Por qué es tan importante el ácido carmínico?

¿Fundamente con una reacción química la cuantificación del HCN?

¿Justifique el uso del NaOH y el KI en la cuantificación del HCN?



49

6.6 BIBLIOGRAFIA:

PRÁCTICA Nº 07

DETERMINACION DE SAPONINAS



50

7.1 Drogas con saponina:

Son compuestos de naturaleza vegetal que se caracteriza por que sus

soluciones acuosas producen abundante y permanente espuma cuando son

agitadas y cuyo aglicón es un esteroide o un triterpenoide. Además se

caracterizan por que producen hemólisis a los glóbulos rojos.

Saponina Triterpenoide Saponina Esteroide

7.2 OBJETIVO:

Determinar la presencia de saponinas

Diferenciarlas saponinas esteroides y triterpenoides

Cuantificar las saponinas por sus Indices Afrosimétrico y Hemólitico

7.3 FUNDAMENTO:

Las saponinas se extraen en medio alcohólico y se precipitan por cambio de

solventes utilizando éter y se cuantifica teniendo en cuenta sus propiedades de

disminuir la tensión superficial de los líquidos y formar ésteres de colesterina con

los glóbulos rojos produciendo su rompimiento y liberación de la hemoglobina.

7.4 MUESTRA: Raíz de Colletia spinossisima Gmel “Taqsana”

7.5 MATERIALES Y REACTIVOS

Matraz de 250 ml Cocina eléctrica



51

Pipetas de 1 y de 5 ml

Eter de Petróleo

Eter Etílico

Alcohol absoluto

Refrigrante

Acido tricloroacético al 10%

Estufa

Embudo

Papel de Filtro

Tubos de ensayo

H2SO4

Anhídrido acético

7.6 METODO DE EXTRACCION

Utilizar unos 100 g de droga desecada y pulverizada y hacer una lixiviación

primero con éter de petróleo, con el objeto de eliminar las materias grasas.

Después desecar el material y tratar con unos 300 ml de alcohol absoluto, calentar

a ebullición al BM en un matraz con refrigerante a reflujo por 4 horas. Filtrar el

líquido extractivo y concentrarlo hasta unos 50 ml. A estos 50 ml agregar 3

volúmenes de éter etílico (150 mL) con el objeto de precipitar las saponinas

extraídas por cambio de solvente.

7.7 REACCIONES DE IDENTIFICACION

Prueba de la espuma: tomar unos mg de muestra y añadirle agua y agitar por un

minuto hasta la formación de espuma persistente.

Reacción de Lieberman: consiste en añadir sobre 1 ml de una solución

clorofórmica de la muestra I gota de anhídrido acético y I ó II gotas de ácido

sulfúrico concentrado, con lo que se consigue coloraciones rojiza, violeta, azul ó

verde

Ensayo de Rosenheim.- Una solución clorofórmica de la muestra se trata con ácido

trícloroacético al 10%, obteniéndose una coloración rosada

CCF

Soporte : Silicagel G

Sistema de solvente: n-hexano: Acetato de etilo (1:1)

Revelador : Reactivo de Lieberman (Calentar a 90º x 15’)

Standard : Colesterol Q.P.

7.8 DETERMINACION DEL INDICE DE ESPUMA O AFROSIMETRICO



52

Definición: Se le define como el número de ml. en el que se halla disuelto un

gramo de saponinas capaz de producir 1 cm de espuma estable por 30’ en tubos

que contiene 10 ml de la solución.

Reactivos: Sol. de saponinas al 1%

Materiales: tubos de ensayo, Pipetas de 1 y 10 mL, gradillas.

Procedimiento: Colocar en cada tubo de 1 a 10 ml de la solución de saponinas y

completar la diferencia con agua destilada hasta 10 ml. Agitar fuertemente por 1’ y

dejar en reposo. A los 30’ hacer la lectura y anotar cuál de ellos tiene 1 cm de

espuma y hacer los cálculos.

7.9 RESULTADOS:



53

7.10 DISCUSION

7.11 CONCLUSION:

7.12 CUESTIONARIO



54

Con los resultados obtenidos calcular el Indice de Espuma de la “Taqsana’

¿Qué otras drogas vegetales contienen saponinas triterpenoides?

Importancia terapéutica de las saponinas triterpenoides y esteroidales

¿Qué coloraciones debe dar la reacción de Lieberman con saponinas esteroides

y tríterpenoides?

¿Qué cuidados se deben tener cuando se hace la reacción de Lieberman?



55

7.13 BLIOGRAFIA

PRACTICA Nº 08



56

DETERMINACION DE FLAVONOIDES

8.1 FLAVONOIDES:

Los flavonoides, son compuesto fenólicos y son en su mayoría pigmentos

responsables de la coloración de numerosas flores y de algunos frutos. El

elemento común de estos compuestos se han descrito varios millares de los

mismos, esta relacionado con un núcleo básico: el 2-fenil cromano. Los

flavonoides se encuentras ampliamente distribuidos en el reino vegetal,

generalmente en la forma soluble de glicósidos. Sus propiedades farmacológicas

estén asociadas con la reducción de la permeabilidad capilar. Entre estos

tenemos a la rutina, la hesperidina y la quercetina.

OBJETIVOS:

Determinar la presencia del flavonoide rutina y hesperidína

Conocer las reacciones químicas de identificación para flavonoides

8.2 DETERMINACION DE LA RUTINA:

8.2.1 FUNDAMENTO:

La rutina es un flavonoide que tiene una mejor solubilidad en medio alcohólico,

que se caracteriza por dar positiva la prueba de Shinoda con una variación de

color que depende del tipo de estructura, asimismo se determina sus grupos

fenólicos con el F+3 y por dar fluorescencia frente a la luz UV.

8.2.2 MUESTRA: Hojas de Ruta graveolans “Ruda”


Éter etílico Equipo soxhlet

HCl concentrado FeCI3 1% y EtOH



57

Beaker de 100 y 250mL Mg metálico Tubos de ensayo Alcohol etílico H2SO4 concentrado

Lámpara de Luz UV Alcohol amílico Placas cromatográficas Acetato de Plomo 5%

8.2.4 EXTRACCION

Fraccionar las hojas y proceder a un desengrasado en soxhlet con éter, con el fin

de eliminar las grasas, resinas y otros constituyentes. Al residuo tratarlo

posteriormente con agua caliente y decantar el líquido sobrenadante. Concentrar

el extracto acuoso y dejar en reposo por 5 días, tiempo en el cual cristalizará la

rutina. Si se desea purificar, efectuar cristalizaciones empleando alcohol y por

último desecar.


Reacción de Shinoda o Cianidina: Caracteriza compuestos de estructura

benzopirona Si la alícuota del extracto se encuentra en alcohol, se diluye con 1mL

de HCI concentrado y un pedacito de cinta de Mgº. Después de la reacción se

espera 5 minutos, se añade 1mL de alcohol amílico, se mezclan fases y se deja

reposar hasta que se separen.

o Si la alícuota del extracto os encuentra en agua, se procede de la misma

manera, a partir de la adición del HCI concentrado.

o El Ensayo se considera positivo, cuando el alcohol amílico se colorea de

amarillo, naranja, carmelita o rojo. Intensos en todos los casos.

Reacción con el FeCl3 1%: Utilizar una solución acuosa de rutina, añadirle gotas

del reactivo de FeCl3 1%.

Observar a la Luz UV con y sin vapores amoníaco en un cromatograma

8.3 DETERMINACION DE LA HESPERIDINA:

La hesperidina es un complejo cítroflavonoIde que se encuentra en la porción

blanca y coloreada de la cáscara de naranja.

8.3.1 OBJETIVOS:

Determinar la presencia de hesperidina

8.3.2 FUNDAMENTO:



58

La Hesperidina, se caracteriza por ser soluble en alcohol diluido y como todo

flavonoide tiene fluorescencia frente a la Luz UV que se acentúa en medio

alcalino.

8.3.3 MUESTRA: Cáscara de Citrus sinensis “Naranja”


Alcohol diluido NaOH 1º% Beaker de 100 y 250Ml HCI 10% Pipetas de 5Ml Tubos de Ensayo Lámpara UV

ClFe3

Embudo H2SO4 concentrado Papel Filtro HNO3 concentrado HCl concentrado NaOH 30% NH3 QP Placas Cromatográficas

8.3.4 EXTRACCION:

Tratar 5 g de la parte blanca de la cáscara de naranja con una mezcla de 20 mL

de alcohol diluido y 5mL de una solución de NaOH 10%, dejar en reposo 24 h y

añadirle HCl al 10% hasta pH 5, con lo que se consigue precipitar la hesperidina.

Dejar en reposo y filtrar, el líquido filtrado se vuelve a dejar en reposo, filtrar

nuevamente sobre el anterior y lavar el pp. hasta reacción neutra. Posteriormente

secar el residuo, con lo que se consigue que cristalice la hesperidina.


Tratar mg del pp. más gotas de H.2S04 concentrado, inicialmente da coloración

amarillo rojizo, que por calentamiento pasa a rojo.

Tratar mg del pp. más gotas de HCI concentrado, da coloración amarillo intenso.

Tratar mg del pp. más gotas de NaOH 30 %, da coloración amarillo naranja.

Reacción de Shinoda similar a la Rutina

Observar la Fluorescencia a la lámpara UV con y sin vapores de NH3 en un

cromatograma

8.4 RESULTADOS:



59



60

8.5 DISCUSION:

8.6 CONCLUSIONES:

8.7 CUESTIONARIO:

Color de la fluorescencia de la rutina y la hesperidina

Qué color se observa con la rutina y la hesperidina después de hacer la reacción

de Shinoda.



61

Mencione otros tipos de flavonoides que existan y esquematice su estructura

química.

De las reacciones de identificación del (1) al (4) explique por se producen los

cambios y/o aparición de las coloraciones.

A que cree que se deba que los flavonoides presenten fluorescencia.

Propiedades farmacológicas de los flavonoides.



62

8.8 BIBLIOGRAFIA:

PRÁCTICA Nº 9

DROGAS CON CUMARINAS E IRIDOIDES

9.1 DROGAS CON CUMARINAS



63

-benzopirona, es una láctona cíclica que se

caracteriza por que dan fluorescencia frente a la Luz UV y que se acentúa en

medio alcalino. El nombre de cumarina proviene de “coumarou’ nombre vernácula

del “haba tonka” (Dipteryx odorata willd.), del que se aisló en 1820. Casi todas las

cumarinas se encuentran sustituidas en 7 por un hidroxilo.

Cumarina Fraxino

9.1.1 OBJETIVO:

Determinar la presencia de cumarinas en Plantas Medicinales

Observar la Fluorescencia a la Luz UV

9.1.1 FUNDAMENTO:

Las cumarinas se extraen con acetona ó también en medio alcohólico dando

soluciones coloreadas. La Reacción de Baljet es para detectar grupos lactónicos y

la reacción del hidroxamato es por el grupo carbonilo y la amina formándose un

compuesto condensado.

9.1.2 MUESTRA: Cichorium intybus “Achicoria” y Taraxacum offinacinale “Diente de León”


Matraz de 250 ml Refrigerante Embudo Tubos de ensayo NaOH 5% NO3Ag 1N en acetona

FeCl3

Acido Pícrico 1% en EtOH

NaOH 5% HCl 0.5 mol/L NaOH 2N Ácido acético glacial

NH3

Clorhidrato de hidroxilamina en EtOH al 10% KOH 10%

9.1.4 OBTENCION:

Se toman 5 g de raíz, fresca o desecada, triturada y pulverizada y se le adiciona

50 mL de acetona ó éter de petróleo, se le somete a una extracción por reflujo por

30 minutos, obteniéndose una solución de color amarillo. Filtrar.




64

Reacción de Baljet: Si la alícuota no se encuentra en alcohol, debe evaporaras el

solvente en un baño de agua y redisolverse en la menor cantidad de alcohol (1 ml)

se le adiciona 1 ml del reactivo de Baijet, formado por cantidades iguales de

NaOH 10% y de Acido pícrico 1% en EtOH que se deben mezclar en el momento

del ensayo y llevar a BM hasta la aparición de una coloración 6 precipitado rojo

(++ y ++++) respectivamente.

Ensayo de Hidroxamato férrico: Una alícuota se coloca en un tubo y se añade 1

gota de clorhidrato de hidroxilamina en EtOH al 10%. Se añaden gotas de KOH

10% en etanol y se calienta hasta burbujeo, se añaden unas gotas de ácido

clorhídrico 0.5 mol/L y una gota de FeC13 1%. El desarrollo de una coloración

violeta (+), claro (++), intenso(+-H-) indica presencia de cumarinas.

Del extracto tomar unos 5 ml y añadirle 2 ml de una solución de NaOH 5%, se

acentúa la coloración amarilla y se ve un tenue precipitado.

CCF.

o Sistema de solvente : CHCI3: AcOH:H20 (4:1:1)

o Soporte : Silicagel G

o Revelador : Luz UV, Sol. de NO3Ag 1N en Acetona,

NaOH 2N y EtOH(5:15) y AcOH glacial.

9.2 DROGAS CON IRIDOIDES:

Son monoterpenos que se caracterizan por un esqueleto biciclico

ciclopentapiránico, los iridoides toman su nombre de unas hormigas australianas:

el iridodial, es el compuesto más sencillo del grupo, se aisló a partir de

Iridomirmex y en estos insectos desempeña un papel de defensa.

Iridoide Valepotriato Loganina



65

9.2.1 OBJETIVO

Determinar la presencia de iridoides en Plantas Medicinales

Detectar por cromatografía la presencia de iridoides

9.2.2 FUNDAMENTO:

Se fundamenta en una extracción del iridoide en una especie vegetal fresca y su

posterior determinación con vainillina en medio ácido.

9.2.3 MUESTRA: Plantago major “Llantén” - Valeriana officinalis “Valeriana”


Matraz de 250 ml

Capilar de vidrio

Papel de filtro

Alcohol de 70º

H2SO4 concentrado

Ácido acético glacial

Metanol ó etanol Q.P.

Vainillina

HCl


Anís aldehído

Lámpara UV

9.2.5 EXTRACCION

Macerar algunos gramos de hojas de Plantago major « llantén” o raíz de Valeriana

0ff valeriana”, recién recolectados y finamente triturados en cantidad suficiente de

alcohol de 70’ para cubrir y dejar en reposo por espacio de 48 horas a

temperatura ambiente. Filtrar.


Tomar del extracto con un capilar y puntear en un papel de filtro unas 5 a 10

veces, dejando secar después de cada adición. Colocar en la mancha 1 ó II gotas

de la solución reactivo de vainillina clorhídrica, calentar suavemente por 5 minutos



66

y observar la coloración persistente que oscila entre la gama del rosado al rojo en

caso positivo.

CCF

o Sistema de solvente: BuOH:AcOH:H20 (63:10:27)

o Soporte: Silicagel G

o Revelador: Vainillina Clorhídrica al 2%

Anisaldehído en medio clorhídrico

AcOH:HCl (2:8)

Lámpara UV

9.3 RESULTADOS:



67

9.4 DISCUSION:

9.5 CONCLUSION:

9.6 CUESTIONARIO:

Qué color de fluorescencia tiene la cumarina y cuando se añade vapores de

amoníaco que cambios se observa.



68

Qué otras especies vegetales contienen glicósidos cumarinicos e iridoides.

Importancia terapéutica de las cumarinas y los iridoides

9.7 BIBLIOGRAFIA:

PRÁCTICA Nº 10

DROGAS CON TANINOS GALICOS Y CATEQUICOS



69

OH

OH

COOH

OH

Ácido gálico

OG

OOG

OG

OG

G

O

G

Tanino gálico

O

OH

OH

OH

OH

OH

B

A C

Catequina

10.1 OBJETIVOS:

Extraer los taninos de una droga vegetal

Caracterizar a los taninos mediante reacciones químicas de identificación y

diferenciación

Cuantificar espectrofotometricamente los taninos en plantas medicinales

10.2 FUNDAMENTO:

Los taninos son sustancias de composición química compleja, que al degradarse

o hidrolizarse se obtienen polifenoles relativamente simples. En general son

polímeros de alto peso molecular que forman soluciones coloidales en medio

acuoso. Por su naturaleza fenólica reaccionan con las sales de fierro dando

coloraciones azules o verdes, tienen capacidad de reducir al permanganato,

forman complejos con cationes divalentes como el Pb+2 , Hg+2.

10.3 MUESTRAS:

Vainas de Caesalpinea spinosa “tara”

Raíz de Krameria triandra “ratania del Perú”

Hojas de Piper elongatum “matico”


Tubos de Prueba

Matraz de 250 mL

Refrigerante

Cocina eléctrica

FeCl3 1%

KMnO4 1%

Acetato de Pb 5%

Acetato de Hg 5%



70

Papel de Filtro

Embudo

Solución de gelatina

Solución de alcaloides

10.5 EXTRACCION:

Preparar extractos etanólicos al 50 % de las muestras con 48 horas de

anticipación, con agitación permanente con la finalidad de extraer los taninos de

las muestras y puedan ser utilizadas en las determinaciones cualitativas, de

diferenciación y de cuantificación.

REACIONES CUALITATIVAS DE IDENTIFICACIÓN:

Filtrar los extractos y concentrar para reducir el volumen y preparar una batería de

tubos de prueba y realizar las siguientes reacciones:

REACCION DE COLORACION CON EL CLORURO FERRICO:

Tomar una alícuota de las muestras y añadirle gotas del reactivo de FeCl3 1%;

observar el color que se forman:

Color azul-negruzco: Taninos gálicos

Color verde-azulado: Taninos catéquicos

REACCION DE OXIDO REDUCCION:

Tomar una alícuota de las muestras y añadirle gotas del reactivo de KMno4 1%. La

reacción es positiva si desaparece el color violeta del permanganato

REACCION DE PRECIPITACION:

Tomar una alícuota de las muestras y añadirle gotas de los reactivos de Acetato

de Plomo 5%, Acetato de Mercurio 5%, Acetato de Cu 5%. Observar la formación

de precipitados por la formación de complejos metálicos o tanatos de Pb, Hg y Cu;

respectivamente.

REACCION DE DIFERENCIACION: REACCION DEL FORMOL CLORHIDRICO

O REACCION DE STIASNY

Los taninos gálicos o catéquicos se hidrolizan en medio ácido y de formol. Los

taninos gálicos permanecen en solución, mientras que los taninos catéquicos se

polimerizan formando una sustancia insoluble de color rojo llamado flobafeno o

tanino rojo.




71

Matraz de 250 mL

Beaker

Refrigerante

Cocina eléctrica

Papel de Filtro

Embudo

HCl concentrado

Formol al 38-40%

Pipetas de 5, 10 mL

FeCl3

10.7 PROCEDIMIENTO:

Tomar unos 50 mL de la muestra problema al 40%, añadir unos 5 mL de HCl

concentrado y 10 mL de Formol al 38-40% y llevar a ebullición por unos 30

minutos en un sistema de reflujo. Los taninos gálicos no forman precipitados. Los

taninos catéquicos forman precipitados insolubles de color rojo. Enfriar y filtrar la

solución, tomar una alícuota del filtrado y añadirle gotas del reactivo de FeCl3 en

presencia de acetato de sodio al 5%. Si se forma una coloración azul oscura,

indica la presencia de taninos gálicos o elágicos.

10.8 CUANTIFICACION DE TANINOS POR ESPECTROFOTOMETRIA: METODO

DEL ACIDO FOSFOMOLIBDICO

Se fundamenta en la capacidad reductora del tanino sobre el ácido fosfomolíbdico

que en medio alcalino da una coloración azul que puede ser leído al

espectrofotometro a 700 nm.


Etanol

Balanza Analítica

Erlenmeyer

Na2CO3

Ácido tánico

Pipeta de 5mL, 1 mL y 2 mL

Equipo de reflujo

Tungstato de sodio

Acido fosfomolíbidico

Embudo

Papel de Filtro

Fiola de 50 mL

10.8.2 PROCEDIMIENTO

Pesar 10g de la droga en polvo, se lleva a un frasco cónico de 1000 mL con 500

mL de alcohol al 50%. Mantener en agitación durante 6 horas en un agitador

magnético, dejar en reposo por 8 horas, luego volver a agitar por 30 minutos y

filtrar. Se transfieren 3 mL del filtrado a un matraz aforado y se diluye con agua

destilada hasta enrase (SOLUCION MUESTRA).



72

Se prepara un juego de 4 matraces aforados de 50 mL cada uno y se rotula como

B (blanco), S (referencia), M1 y M2 (muestra problema) y se procede de la

siguiente manera:

REACTIVOS B P M1 y M2

Solución Muestra - - 1.0 mL

Solución de Referencia - 3.0 mL -

Agua destilada 5.0 mL 2.0 mL 4.0 mL

Reactivo para taninos 2.0 mL 2.0 mL 2.0 mL

Se agita, se deja en reposo por 5 minutos

Solución de Na2CO3 20% 1.0 mL 1.0 mL 1.0 mL

Se completa con agua destilada hasta enrase y se mezcla bien.

Leer la absorbancia de la solución de referencia y las muestras a 700 nm en un

término no mayor de 2 minutos.

10.8.3 CALCULOS:

100xH100AstxMpx

1000AmpxStxTaninos

)%(%

Amp = absorbancia de la muestra problema

Ast = Absorbancia del estándar

St = masa del estándar (g)

Mp = masa de la muestra problema (g)

%H = porcentaje de humedad de la droga

10.9 RESULTADOS:



73

10.10 DISCUSION:



74

10.11 CONCLUSIONES:

10.12 CUESTIONARIO:

Reacciones químicas de las pruebas de identificación para los taninos.

Mencione otros métodos de cuantificación de los taninos

¿Cuáles son las propiedades medicinales de los taninos?

¿Cuáles son las especies medicinales que poseen taninos?

¿Propiedades medicinales del Piper angustifolium “matico”?



75

10.13 BIBLIOGRAFIA:

PRACTICA Nº 11

DROGAS CON ACEITES ESENCIALES Y RESINAS

11.1 OBJETIVO GENERAL:



76

Identificar drogas que contienen resinas de interés farmacéutico

Caracterizar el material vegetal de especies que contienen aceites esenciales

Extraer aceites esenciales por arrastre de vapor

Caracterizar las propiedades físico – químicas de los aceites esenciales.

11.2 DROGAS CON RESINAS

Las resinas son sustancias amorfas o semisólidas, de composición química

compleja y generalmente obtenido de exudados vegetales. Están localizados en

casi todos los órganos de la planta. Abundan especialmente en las familias de las

Pináceas, Umbeliferas, Leguminosas, Euforbiáceas, Convolvuláceas.

11.2.1 OBJETIVOS:

Extraer resinas de un material vegetal

Caracterizar las resinas mediante reacciones químicas

11.2.2 FUNDAMENTO:

Siendo las resinas compuestos complejos formados por resenos, alcoholes

resínicos, ácidos resínicos, resinotanoles, se aprovecha su solubilidad en

solventes orgánicos como el alcohol etílico para su extracción y posterior

identificación de sus componentes mediante reacciones químicas de

identificación.

11.2.3 DROGA : Resinas de Schinus molle “molle”


Etanol 70%

Erlenmeyer

Acetato de Cu 5%

Ácido sulfúrico Q.P.

Cápsula de porcelana

Equipo de reflujo

Éter

Anhídrido acético


11.2.5 EXTRACCION:

Tomar unos gramos de Schinus molle “Molle” y hacer una extracción alcohólica

utilizando un sistema de reflujo por unos 30 minutos, luego filtrar el extracto y

dividirlo en tubos de ensayo para las reacciones de identificación características y

cromatografía en capa fina.

11.2.6 REACCIONES GENERALES DE IDENTIFICACION



77

Reacción del Acetato de Cobre 5%: A unos 2 mL de la solución alcohólica

de la resina, adicionarle 1 ml de la solución reactivo de acetato de cobre,

dando una coloración verde esmeralda correspondiente a las sales resinosas

de cobre.

Reacción de Lieberman : A unos 2 ml de la solución alcohólica de la resinas,

adicionarle anhídrido acético y por las paredes del tubo de ensayo dejar caer

gotas de ácido sulfúrico concentrado y observar la formación del anillo

correspondientes

Reacción de Morawsky: Disolver unos gramos de resina pulverizada en 5

mL de éter etílico, colocar 1 mL de esta solución etérea en una cápsula de

porcelana y agregar 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado. La solución debe

de tomar una coloración parda.

Cromatografía en Capa fina:

Muestra : extracto alcohólico de la resina


Solvente: Acetona : Metanol (3:1)

Revelador: Reactivo de Lieberman y Luz Ultravioleta

11.3 DROGAS CON ACEITES ESENCIALES:

Los aceites esenciales son compuestos volátiles y aromáticos, de composición

química compleja y son considerados como productos metabólicos de los

monoterpenso, sesquiterpenos y fenilpropanos. Las esencias son volátiles por eso

son aromáticas, susceptibles de ser arrastrados por el vapor de agua, por su

elevada tensión de vapor. Son insolubles en agua y solubles en solventes

orgánicos.

CH3

OH

CH3

CH3

(-)-Mentol

CH3

OH

CH3

CH3

(+)-Isomentol

CH3

OH

CH3

CH3

(+)-Neoisomentol



78

11.3.1 OBJETIVOS:

Extraer aceites esenciales por arrastre de vapor

Caracterizar física – químicamente a los aceites

Realizar cromatografías con el material vegetal que contiene aceite esencial

11.3.2 FUNDAMENTO:

Los aceites esenciales son sustancias que pueden ser extraídos por arrastre del

vapor de agua, aprovechando su volatilidad al calor y ser separados por su

densidad y solubilidad en medio oleoso, ser identificados por su olor característico

y porque impregnan de sustancia oleosa el papel de filtro.

11.3.3 DROGAS:

Hojas de Mentha piperita “menta”

Hojas de Schinus molle “molle”


Equipo de arrastre de vapor

Alcohol

Cloroformo

Vainillina clorhídrica

Tolueno

Mentol

Lámina portaobjeto

Agua destilada

Luz UV

Diclorometano

Acetato de etilo

11.3.5 PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:

Armar el equipo de destilación por arrastre de vapor y colocar la muestra

respectiva dentro del balón y comenzar a destilar la esencia recibiéndolo dentro

de un matracito, y observar las características de la esencia mediante el olor.

Pesar 100 g de la droga seca y molida, se transfieren a un balón de destilación de

1 L, se añaden 400 mL de una solución de cloruro de sodio 1% m/v y se conecta

el equipo de destilación de aceite esencial. Se calienta el balón a ebullición y se

ajusta la destilación a 2-3 mL./min. Mantener la destilación por 2 horas o más.

Finalizada la destilación, dejar enfriar y añadir por el condensador pequeñas

porciones de éter dietílico. Transferir el contenido a un embudo separador, añadir

de 2 – 3 mL más de éter, agite y decante la fase acuosa. Al extracto etéreo, añadir

0.5 g de sulfato de sodio anhidro y lavar el residuo con varias porciones de éter



79

dietílico, eliminar el solvente cuidadosamente en baño de agua a temperatura no

mayor de 40 ºC y determine la masa del aceite volátil por la diferencia de pesada

del pesafiltro vacío y con el aceite esencia.

El aceite esencial obtenido se reserva para su análisis correspondiente, dentro de

los que se encuentran:

Solubilidad en alcohol

Poder rotatorio

Índice de refracción

Densidad relativa

CROMATOGRAFIA EN CAPA FINA:

Sistema de solventes: Benceno-Acetato de Etilo (95:5)

Soporte: Silicagel G

Revelador : Anisaldehído clorhídrico

Vainillina sulfúrica

Reactivo fosfomolíbdico

11.4 RESULTADOS:



80

11.5 DISCUSION:

11.6 CONCLUSIONES:



81

11.7 CUESTIONARIO:

Cómo se extraen los aceites esenciales por compresión y utilizando solventes

volátiles

Especies vegetales que contienen aceites esenciales. Señalar su principal

componente.

Uso de los aceites esenciales en la práctica farmacéutica

Los aceites esenciales pueden ser sustancias tóxicas

Qué especies medicinales de la región pueden ser materia prima potencial para

la extracción de aceites esenciales de interés económico y farmacéutico.



82

11.8 BIBLIOGRAFIA:

PRÀCTICA Nº 12

METODOS DE EXTRACCION DE LOS ALCALOIDES

12.1 FUNDAMENTODE EXTRACCION DE LOS ALCALOIDES:

Al enfrentar el trabajo extractivo con alcaloides, debe tenerse en consideración

que los mismo aparecen en la especie a investigar, juntos a otros compuestos

(terpenos, flavonoides, esteroides, lípidos, pigmentos, etc.) por ello cualquier

estrategia particular debe ir dirigida a obtener una mezcla cruda de alcaloides,

enriquecida en aquel o aquellos componentes que sean de interés ( y

eventualmente a todos los alcaloides presentes en el material vegetal ) y de la que

estén ausentes los demás metabolitos indeseables.



83

CH3

OHOH O

N

Morfina

N

CH3

N

H

CH3

O

OCH

3

N

Cafeina

12.2 OBJETIVOS:

Obtener alcaloides a partir de las especies vegetales

Verificar la validez del proceso de extracción, haciendo reacciones de

identificación de los alcaloides.

Cuantificar el contenido de alcaloides en un material vegetal

12.3 FUNDAMENTO:

Se aprovecha la capacidad de los alcaloides para modificar sustancialmente su

solubilidad en agua o solventes inmiscibles, al variar la naturaleza ácido – base

del medio.

12.4 MUESTRA:

Hojas de Uncaria tomentosa “Uña de Gato”


Matraz de 250 mL

Cloroformo

Solución de HCl o H2SO4

Reactivos para alcaloides

Pera de

decantación

Amoniaco

Oxido de calcio


12.4.3 Extracción ácida:

A Unos 2 g de polvo de una droga que contiene alcaloides, tratarla con 4 mL de

una solución de HCl 10% o H2SO4; luego filtrar. El líquido filtrado tratarlo con

NH4OH hasta pH 10; adicionarle un solvente orgánico como éter o cloroformo y



84

evaporar en baño María hasta sequedad. El residuo se disuelve en una solución

de HCl 10%, verificar la presencia de alcaloides con los reactivos de identificación

Solución reactivo de Dragendorff

Solución reactivo de Mayer

Solución reactivo de Hager

Solución reactivo de Wagner

12.4.4 Extracción alcalina:

En un mortero colocar unos 2 g de droga en polvo, adicionar igual cantidad de

CaO, mezclar bien y adicionar gotas de amoníaco concentrado hasta formar una

papilla, desecar sobre un papel, colocar dentro de un erlenmeyer y adicionarle 4

mL de cloroformo y agitar evitando la emulsificación. Decantar la capa

clorofórmica y evaporar en baño María hasta sequedad. El residuo obtenido se

disuelve en agua acidulada y en esta se verifica la presencia de alcaloides con los

reactivos generales de precipitación.

12.5 CUANTIFICACIÓN DE ALCALOIDES:

12.5.1 Fundamento:

Los alcaloides se extraen cuantitativamente mediante una extracción alcalina. Se

recuperan como sulfatos y se cuantifica con NaOH 0.1N por retroceso el exceso

de ácido sulfúrico.

12.5.2 Materiales y Reactivos:

Equipo de Soxhlet

H2SO4 0.1 N

Éter de Petróleo

H2SO4 2 N

Sulfato de Sodio anhidro

Embudo de separación

NaOH 0.1N

Éter etílico

Hexano

Indicador Rojo de metilo

12.5.3 Procedimiento:

Se pesa 10 g de muestra seca y pulverizada, se humedece con una solución

saturada de Na2CO3 y se extrae en un soxhlet con una mezcla de EP:Et2O (1:1),

durante 8 horas. El extracto resultante se extrae con H2SO4 2 N (1 x 40 mL; 1 x 30



85

mL; 1 x 20 mL). Los extractos ácidos se reúnen y se alcalinizan con una solución

saturada de Na2CO3 y se extraen con Hexano (1 x 40; 1 x 30; 1 x 25 mL).

Los extractos hexánicos que contienen los alcaloides, se reúnen y se secan con

sulfato de sodio anhidro y se concentran a sequedad.

La mezcla sólida de alcaloides se disuelve en 30 mL de H2SO4 0.1 N, se agrega

indicador rojo de metilo y se titula con NaOH 0.1N.

12.5.4 Cálculo

Donde:

meq- ácido = 30 mL de H2SO4 0.1N

meq-base = gasto de NaOH 0.1N

PM = del estándar

g = gramos de muestra

12.6 ALCALOIDES DE NUCLEO TROPANICO

Los alcaloides de este grupo tienen como base el sistema bicíclico con puente de

tropano que en ocasiones se considera originado por la hipotética condensación

de un anillo N-metil pirrolídinico y N-metil piperídinico.

1000xPMg

meqBasemeqAcidoAT /

)(%



86

N

O

CH3

O

O

CH3

OCocaína

CH3

O

O

N

CH3

O

O

H CH2OH

(-)-Hiosciamina

CH3

O

O

N

CH3

O

O

H CH2OH

O

Escopolamina

12.6.1 OBJETIVOS:

Extraer alcaloides de núcleo tropánico

Caracterizar los alcaloides de núcleo tropánico mediante reacciones químicas

12.6.2 FUNDAMENTO:

Se extraen los alcaloides tropánicos por medio de una extracción ácida y se

caracterizan mediante reacciones químicas generales, reacciones características

y por cromatografía en capa fina

12.6.3 MUESTRA:

Hojas de Erythroxylum coca “coca”

Hojas desecadas de Datura stramonium “chamico”


Matraz de 250 mL.

Solución de HCl 10%

Amoníaco

Reactivos generales para alcaloides

HNO3 concentrado

Solución de Tiocianato de cobalto

Pulverizador

Tubos de Prueba

Pera de decantación

Cloroformo

Estándar de Cocaína

Estándar de Atropina

Placas de cromatografías

Capilares

12.6.5 EXTRACCION:

Pesar aproximadamente 10 g de droga seca y pulverizada, colocarla en un matraz

de 250 mL., añadir 100 mL. de HCl 10% y someter al calor en BM por 30 minutos,

agitando con frecuencia, enfriar y filtrar. Trasvasarlo a una pera de decantación,

alcalinizar hasta pH 10 con amoníaco y extraer con 5 mL. de cloroformo por 3



87

veces. Los extractos clorofórmicos obtenidos se concentran a un tercio de su

volumen total. Con este extracto realizar las reacciones generales de

identificación.

12.6.6 REACCIONES ESPECIFICAS PARA CARACTERIZAR ATROPINA

Reacción de Vitaly: Tratar mg. de muestra problema con HNO3 concentrado,

calentar en Baño María hasta residuo amarillo, enfriar y agregar gotas de KOH

alcohólica, dando una coloración violeta.

Reacción de Arnold: Colocar en una cápsula de porcelana mg. de la muestra

problema más gotas de H2SO4 concentrado, más cristales de NaNO2 de color

amarillo, más KOH alcohólica al 10%, pasa a un color violeta rojizo (fugaz)

12.6.7 REACCIONES ESPECIFICAS PARA CARACTERIZAR COCAINA

Reacción de Young: Tratar mg de la muestra problema con una solución de

tiocianato de cobalto, dando una coloración azul turquesa.

12.6.8 IDENTIFICACION CROMATOGRAFICA DE ALCALOIDES DE NUCLEO

TROPANICO

Muestra : extractos concentrados de “coca” y “chamico”

Estándar : Solución de cocaína y atropina

Solvente : Cloroformo: Metanol: Amoníaco (63:36:1)

Revelador : S.R. de Dragendorff y S.R. de Young


12.7 RESULTADOS



88



89

12.8 DISCUSION:



90

12.9 CONCLUSIONES:

12.10 CUESTIONARIO

¿Qué otros métodos existen para extraer alcaloides?

Fundamento de la extracción ácida y alcalina de los alcaloides

Fundamento de las reacciones generales de identificación

Clasificación de los alcaloides. Ejemplos.

Rol fisiológico de los alcaloides en los vegetales



91

Esquematice las estructuras tropánicas conocidas

Propiedades terapéuticas de los alcaloides tropánicos

Especies vegetales que contienen alcaloides tropánicos

Fundamento de las reacciones de identificación de los alcaloides tropánicos.

Las pruebas cualitativas son suficientes para identificar a este tipo de alcaloides



92

13.13 BIBLIOGRAFIA:

BIBLIOGRAFIA

1. BRUNETON, J. “Elementos de Fitoquímica y Farmacognosia”. Edit. Acribia

SA. Zaragoza-Espafta. 1991.

2. CACERES, A. “Plantas medicinales de Guatemala”. Editorial Universitaria.

Universidad San Carlos. Guatemala. 1996.



93

3. CARRASCO, E. “Determinación de Sapogeninas de Colletia spinosissirna

Gmel “taqsana”. Trabajo de Aptitud Profesional para Optar el Título de Químico

Farmacéutico. FFB-UNMSM.1985. Lima-Perú.

4. FONT QUER, P. “Plantas Medicinales: El Dioscórides Renovado” 7ª edición.

Edil. Labor. Barcelona-España.1981.

5. GIBAJA, S. “Pigmentos Naturales Quinónicos”. Fondo Editorial de la UNMSM.

1ª Edición. 1998.

6. LOCK DE UGAZ, O. “Investigación Fitoquímica: Métodos de Estudio de los

Productos Naturales” Fondo Editorial de la PUC: 1994.

7. MIRANDA, M. “Métodos de Análisis de Drogas y extractos“. Instituto de

Farmacia y Alimentos. Universidad de La Habana. Ciudad La Habana— Cuba.

1996.

8. SHARAPIN, N. “Fundamentos de Tecnología de productos

Fitoterapéuticos”. Programa Iberoamericano de Ciencia y Tecnología para el

Desarrollo. CYTED. Santa fe de Bogotá. Colombia. 2000.

9. VALENCIA, C. “Fundamentos de Fitoquímica”. Edil. Trillas. México. 1995.

1ª edición.

10. WAGNER Y BLADT “Plant Drug Analysis: A thin Layer Chromatography Atlas”.

Second Edition. Springer-Verlag. 1996.

guia de farmacognosia y fitoquímica

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