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UNIVERSIDAD JUÁREZ DEL ESTADO DE DURANGO

FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

BIOLOGÍA ANIMAL IV

MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO

MANUAL ELABORADO POR:

Quetzaly Karmy Siller Rodríguez

GOMEZ PALACIO, DURANGO, MÉXICO07 DE FEBRERO DE 2017/ MODIFICADO EL 2 DE ABRIL DE 2019

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DIRECTORIO INSTITUCIONAL

M. A. Rubén Solís Ríos Rector

M.C. Julio Gerardo Lozoya VélezSecretario General

Dr. Jorge Sáenz MataDirector

I.S.C. Jorge Martín Castro VitelaSecretario Administrativo

M.C. Sara Isabel Valenzuela Ceballos Secretaria Administrativa

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ÍNDICECONTENIDO PÁGINAHoja de Validación 2Directorio Institucional 3Índice 4Datos de Unidad de Aprendizaje 5Ubicación de la Materia 5Niveles de desempeño 5Prácticas generales de seguridad y reglamentos y procedimientos generales 6Reglamento de uso de Laboratorios 6Contenido de las prácticas 14

Características y Taxonomía de Hemicordados 15

Características del Phylum Chordata 19Clase Vertebrados 23Taxonomía de Peces 28Taxonomía de Anfibios 32Taxonomía de Repriles 36Técnicas de colecta de Anfibios y Reptiles 40Taxonomía de Aves 51Técnicas de captura y avistamiento de Aves 55Taxonomía de Mamíferos 66Técnica de captura de Mamíferos 70Bibliografía 80Para saber más 81Anexos 82Hojas de evaluación 83

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DATOS DE LA UNIDAD DE APRENDIZAJE:

Nombre de la unidad de aprendizaje: Biología Animal IVClave de la asignatura: 8195Programa en el que se imparte BiólogoÁrea de formación: DisciplinarSemestre en el que se imparte: Séptimo

Horas/semana: SeisTeoría: 3Práctica: 3

Horas por ciclo: 90Créditos asignados: 6Carácter de la Unidad de aprendizaje: ObligatoriaModalidad: Presencial

UBICACIÓN DE LA MATERIA

Ubicación teórica en el plan de estudios:

Se relaciona de manera vertical con las asignaturas de Fisiología Animal, Biología Animal II y Biología Animal III.

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1. PRÁCTICAS GENERALES DE SEGURIDAD. REGLAMENTOS Y PROCEDIMIENTOS GENERALES

1.1. REGLAMENTO DE USO DE LABORATORIOS.OBLIGACIONES DE LOS LABORATORISTAS

Asistir a sus labores en el horario que le designe la Dirección de acuerdo a las necesidades académicas; permaneciendo en el laboratorio durante el desarrollo de prácticas, así como cuando no hay actividad docente.

Auxiliar al maestro en todo lo que se requiera; proporcionar el material, preparar las soluciones y reactivos que se utilicen durante el desarrollo de las prácticas.

Al término de las prácticas o actividades por parte de los alumnos, recibir el material y/o equipo, verificar que se encuentre en buen estado. Colocarlo en su lugar.

Proporcionar material y ayuda a los alumnos, fuera de las sesiones normales de laboratorio, solo en caso que la actividad a desarrollar, esté autorizada por el maestro correspondiente, autorización que podrá ser verbal o por escrito.

Vigilar en todo momento la adecuada utilización por parte de los alumnos, del laboratorio, instalaciones, instrumentos, material y otros.

Prestar material a los alumnos y maestros solo mediante vale firmado por parte del solicitante, al concluir su uso regresar el vale y en caso de pérdida o daño de material se firmará un nuevo vale por el adeudo.

Prestar material a los alumnos únicamente para su utilización dentro de los laboratorios, en caso de ser necesario su uso fuera de la escuela, el préstamo se hará solo con la autorización del Director, Secretario Académico, Secretario administrativo o Coordinador de los Laboratorios, ésta autorización se hará mediante firma por parte del que autoriza en el vale correspondiente firmado por el alumno.

Preparar con anticipación el material y reactivos necesarios para el desarrollo de las prácticas.

No permitir el acceso a los laboratorios a su cargo a personas ajenas a la institución. Solo podrá entrar en caso de permisos otorgados por las autoridades.

Elaborar inventario semestral del equipo, reactivo e instrumental. Elaborar una bitácora semanal donde se especifique material y equipo

empleado, así como la materia, profesor y alumnos que la usaron e indicar en las mismas pérdidas y/o desperfectos de los mismos.

Al solicitar un permiso de inasistencia deberá notificarlo a la Dirección o Secretaría correspondiente con una anticipación de tres días, salvo causas de fuerza mayor.

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Revisar perfectamente que los alumnos no deban material y enviar los informes de no adeudo al Coordinador de los laboratorios.

OBLIGACIONES DE LOS MAESTROS

Dar ejemplo de constancia y disciplina dentro del laboratorio. Permanecer en el laboratorio el tiempo que dure la práctica. Orientar a los alumnos sobre el uso y manejo de material y reactivos a utilizar

durante las prácticas. Entregar al Secretario administrativo una lista de material necesario para las

prácticas a desarrollar durante el semestre, como límite dos semanas antes del inicio de éste.

Entregar a la Secretaria Académica al inicio del semestre un manual de las prácticas de la materia a su cargo, o al menos una lista de las prácticas que se efectuaran durante el semestre.

El maestro puede utilizar el laboratorio fuera de horas de prácticas siempre y cuando no interfiera con el desarrollo normal de alguna práctica. Esta actividad puede ser investigación o docente.

OBLIGACIONES DE LOS ALUMNOS

Puntualidad: Después de 15 minutos de iniciada la práctica no se permitirá la entrada al laboratorio.

Antes de entrar al laboratorio, los alumnos deberán haber leído las prácticas correspondientes.

Los alumnos se encargarán de traer el material vivo cuando así lo requiera la práctica y mantenerlo adecuadamente.

El uso de la bata es obligatorio. No fumar. No tomar alimentos, bebidas u otros. No platicar en voz alta. Al término de la práctica deberá limpiar su área de trabajo y cerciorarse que

estén bien cerradas las llaves de agua y gas. Al término de la práctica deberá limpiar y entregar el material utilizado, en

buen estado. Reponer el material destruido o dañado a la menor brevedad posible, de no hacerlo será sancionado de acuerdo a la falta.

Los alumnos podrán utilizar el laboratorio fuera del horario de prácticas con permiso del maestro responsable y solo cuando haya un espacio disponible. Sujetándose al reglamento interno del laboratorio.

2.2 NORMAS MÍNIMAS PARA LOS LABORATORIOS QUE TRABAJAN CON MATERIALES CON ACTIVIDAD BIOLÓGICA

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MEDIDAS GENERALES:

Toda persona que deba ingresar en laboratorios donde se desarrollen tareas que impliquen el uso de material biológico debe estar capacitado y entrenado para las tareas que deba realizar.

El Encargado del Laboratorio es responsable de la capacitación del personal a su cargo, por sí o por intermedio de un profesional debidamente formado, y debe existir registro escrito, detallado y firmado de que esta capacitación ha sido proporcionada y recibida.

Forma parte de la capacitación la lectura y comprensión de estas normas, como así también su aceptación y compromiso de cumplimiento expresado por escrito.

El Responsable de Laboratorio debe restringir el ingreso al lugar de trabajo a aquellas personas cuyas tareas lo justifiquen y que hayan sido capacitadas e informadas de los riesgos a los que está sometida con su ingreso.

Aquellos laboratorios que desarrollen actividades con microorganismos que no sean del grupo 1, deben exponer en la puerta, durante el tiempo que duren las tareas, el signo de riesgo biológico, la especie con la que se trabaja, el nombre y forma de ubicar al profesional responsable en caso de accidente y los requerimientos que debe cumplir las personas que ingresen al laboratorio.

Cuando se trabaje con microorganismos patógenos, se organizará un plan de seguimiento médico acorde al mismo (semestral, anual) y de existir vacunas probadamente efectivas contra los mismos el personal deberá inmunizarse o verificar el nivel de anticuerpos.

De acuerdo al equipamiento y al tipo de tareas que realice, cada laboratorio elaborará un Plan de Contingencia que indique como proceder frente a determinados accidentes: "Si se vuelca un tubo en la mesa, proceder....", "Si se rompe un Erlenmeyer en el agitador, entonces...", etc. El conocimiento de este Plan también debe ser parte de las actividades de capacitación del grupo.

VESTIMENTA:

Debe cubrirse la ropa de calle con un guardapolvo que será de uso exclusivo dentro del laboratorio y quedará adentro cuando el usuario se retire.

Si se trabaja con agentes del grupo 2, en aquellas situaciones en las que puedan producirse derrames, salpicaduras o aerosoles deben usarse guantes, anteojos y cubre bocas.

PRÁCTICAS GENERALES:

Estará prohibido pipetear con la boca.

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Estará prohibido comer, beber, fumar y aplicarse cosméticos en el área de trabajo.

Los guantes deberán descartarse al alejarse de la mesa de trabajo; no se tocarán con ellos elementos como picaportes, tapas de recipientes, teléfonos, teclados, carpetas. etc.

Se dispondrá de recipiente de descarte en el lugar de trabajo a no más de 30 cm del personal.

Las manos deberán lavarse luego de trabajar con material viable, luego de sacarse los guantes y antes de salir del laboratorio.

PRÁCTICAS ESPECÍFICAS:

La superficie de trabajo se deberá descontaminar por lo menos una vez al día o luego de cada derrame de material viable, utilizando agentes probadamente efectivos contra los agentes con que se trabaja.

Todo material contaminado, sólido o líquido, deberá ser descontaminado antes de su desecho.

Si la descontaminación debe realizarse fuera del laboratorio, el material debe ser trasladado en cajas cerradas a prueba de roturas, en lo posible que pueda ser introducido sin abrir dentro de la autoclave u otro equipo descontaminador. Se deberán extremar los esfuerzos para contar con autoclave dentro del sector y así evitar los traslados de material contaminado.

El trabajo con jeringas deberá restringirse tanto como sea posible. Deberá usarse un descartador rígido para agujas y otros elementos punzantes. No reencapuchar las agujas, pues es una fuente importante de accidentes cortó punzantes.

Todos los procedimientos deben ser realizados cuidadosamente para evitar derrames, salpicaduras y la formación de aerosoles.

Escurrir las pipetas apoyando la punta en la pared interna del recipiente, produciendo una presión leve.

No burbujear aire en recipientes abiertos, por ejemplo para lograr una descarga total de los tips de pipetas automáticas.

Al abrir frascos que contengan líquidos hacerlo volcando el tapón hacia el operador, de tal manera que la apertura se produzca hacia adelante, para evitar que las salpicaduras salten a la cara de la persona que está trabajando.

Al abrir viales con cultivos liofilizados, siempre que se pueda, quitar primero el vacío. En caso de recipientes con tapa de goma, se puede usar una aguja con un filtro descartable o similar, o bien, una jeringa de vidrio donde el émbolo ha sido reemplazado por un tapón de algodón y esterilizado para su uso.

En caso del uso de ultracentrífugas debe colocarse un filtro HEPA entre la cámara y la bomba de vacío.

Usar en lo posible tubos con tapa o rosca.

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Los tubos de centrífuga deben estar siempre tapados. Si durante la centrifugación se destapa o rompe algún tubo se debe desinfectar

la centrífuga. Tener en cuenta el cambio de presión que se produce en los recipientes al

sacarlos de la congeladora y llevarlos a temperatura ambiente.

TRABAJO CON ANIMALES DE LABORATORIO

Norma de seguridad relacionada con el trabajo.

No manipular especies animales son habilitación para esta tarea.

Usar uniformes y materiales de contención para los animales.

Informar inmediatamente las mordeduras, arañazos o cualquier otro trauma

físico.

Mantener el orden en el área de trabajo.

No fumar, beber o comer en área de animales.

Separar los materiales defectuosos o en malas condiciones.

No colocar materiales en carros de transporte que impidan la visibilidad.

Mantener las manos limpias.

Los materiales rotos deberán ser recogidos con escobillas y pala y colocados en

lugares apropiados.

MEDIDAS PREVENTIVAS

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Deben adoptarse las llamadas precauciones estándares, denominadas anteriormente precauciones universales (PU), las que constituyen un conjunto de medidas que deben aplicarse sistemáticamente a todo el personal sin distinción.

LAVADO DE MANOS.

Es la medida más importante y debe ser ejecutada de inmediato, antes y después del contacto con el material preservado de la colección.

TÉCNICA DE LAVADO DE MANOS

La técnica de lavarse las manos tiene la siguiente secuencia:

subirse las mangas hasta el codo retirar alhajas y reloj mojarse las manos con agua corriente aplicar 3 a 5 ml de jabón líquido friccionar las superficies de la palma de las manos y puño durante 10 o 15

segundos enjuagar en agua corriente de arrastre secar con toalla de papel cerrar la canilla con la toalla

PROTECCION CORPORAL

La utilización de Batas es una exigencia multifactorial en cualquier práctica de laboratorio.

El uso de guantes es necesario cuando se manipula material biológico preservado con líquidos que pueden causar irritación en la piel.

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3.4 GUÍA GENERAL DE SEGURIDAD EN SALIDAS A CAMPO

Evitar acciones peligrosas, conflictos con lugareños, aislarse del grupo, formar

grupos equilibrados y heterogéneos en sexo para evitar ataques a equipos

conformados por mujeres, evitar las palabras altisonantes y comportamiento

agresivo, etc. Cualquier mal comportamiento deberá ser reportado

inmediatamente y sancionado a su debido tiempo.

El maestro deberá instruir a sus alumnos de las acciones a tomar en caso de

accidente, lugar y modo de comunicarse para pedir ayuda e inclusive en la

imposibilidad o ausencia del maestro responsable.

Medio de comunicación: Se deberá contar en la medida de lo posible con celular,

tarjeta telefónica indispensable, teléfonos de emergencia y de las autoridades

administrativas y académicas de la división o de otros profesores; el profesor

deberá ubicar los lugares idóneos para solicitar ayuda en el caso de un percance o

accidente.

Se deberá de contar con un manual y botiquín de primeros auxilios: Vendajes, agua

oxigenada y/o benzal, alcohol, medicina para bajar la temperatura-

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antiinflamatorio-dolor de cabeza, antiácido, control de la diarrea, antibiótico con

penicilina y antibiótico con sulfametazol.

Llevar vestimenta adecuada: Pantalón de mezclilla, camisa de preferencia con

mangas largas, zapatos adecuados al tipo de ecosistema a visitar.

Repelente contra mosquitos (No es una medida de comodidad, según la

temporada y el lugar visitado pueden existir verdaderos enjambres de mosquitos

que puede provocar shocks o transmitir enfermedades como el dengue común, y

hemorrágico).

Dependiendo de la temporada, prever el uso de gabardinas para la lluvia para

evitar hipotermia o enfermedades por bajas temperaturas, tales como infecciones

en vías respiratorias, inclusive pulmonías.

Verificar antes de la salida que cada estudiante lleve su credencial de afiliación al

IMSS.

Firmar la bitácora de viaje y en su caso anotar cualquier anomalía.

Coordinarse con el conductor en los aspectos del itinerario.

SEGURIDAD EN ECOSISTEMAS ACUÁTICOS.

Chaleco salvavidas; el alumno deberá contar con él como requisito indispensable e

ineludible, sin chaleco el alumno no acompañará al grupo al campo, de otra

manera sería imposible el manejo global y correcto del grupo. (Solicitar el chaleco

a los alumnos al inicio del semestre, para que tengan el tiempo de adquirirlo).

Bloqueador solar, el profesor deberá solicitar uno por equipo.

Si se van a utilizar redes las camisas no deberán llevar botones para evita

enredarse en ellas; protección contra el sol como gorras o vísceras, protección en

las manos como guantes de carnaza o hule.

Cuchillo de campo, lámparas de mano, agua potable.

SEGURIDAD EN ECOSISTEMAS TERRESTRES.

Antiviperino con el medio para conservarse en óptimo estado.

Mínimo dos personas incluyendo al profesor, deberá instruirse en cómo aplicar

correctamente un antiveperino.

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Machete, cuchillo de campo, cuerdas, lámparas de mano, cerillos, agua potable.

CONTENIDO DE LAS

PRÁCTICASHickman et. al. 2008

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PRÁCTICA 1 Características y Taxonomía

de Hemicordados1. INTRODUCCIÓN

Se consideraban hasta hace poco como un subfilo de los cordados por la posición de las hendiduras branquiales, el cordón nervioso dorsal y una notocorda rudimentaria. Sin embargo actualmente se acepta que el llamado notocorda de los hemicordados es realmente un divertículo bucal (llamado estomocordio, es decir, “corda bucal”) sin homología de con la notocorda de los cordados y, por tanto se le ha dado la

categoría de filo independiente. Son animales exclusivamente marinos y bentónicos; son animales vermiformes. Algunos son coloniales y viven en tubos secretados por ellos mismos. Los hemicordados presentan la estructura tricelomada típica de los deuterostomados. La faringe presenta faringotremia, se comunica con el exterior a través de aberturas. Los órganos excretores son los glomérulos. El sistema circulatorio abierto y provisto de corazón.

La filogenia de los hemicordados ha sido un gran enigma comparten características con los cordados y con los equinodermos. Los cordados tienen en común las hendiduras branquiales que le sirve primariamente en la alimentación y secundariamente en la respiración, como ocurre con algunos protocordados. Las primeras fases de la embriogénesis son muy parecidas a las de los equinodermos y las de la larva tornaria es, en muchos casos, similar a la larva bipinnaria de los asterioideos, lo que sugiere que los equinodermos forman el grupo hermano de los hemicordados y los cordados.

Se agrupan en tres clases actuales: Clase Enteropneusta: Con forma de gusano con probóscide en forma de bellota (gusanos bellota) que utilizan para excavar en el sedimento. Es la clase más conocida dentro de este filo. Clase Pterobranchia: Son más pequeños que los enteropneustos. Sésiles, coloniales o pseudocoloniales. Clase Planctosphaeroidea: Con sólo una especie conocida, Planctosphaera pelagica, con el cuerpo esférico pero bilateral, gelatinoso, con bandas ciliadas, y tubo digestivo en forma

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de "U". Se la considera un estado larvario de algún otro hemicordado, pero no se ha observado tal relación y Clase Graptolithina: fósiles de animales coloniales del Paleozoico, de afiliación incierta.

2. PROPOSITO DE LA PRÁCTICA

2.1. Conocer las características principales del Phylum

2.2. Esquematizar los ejemplares proporcionados

2.3. Identificar las características principales de los Hemicordados

2.4. Identificar las 2 clases principales de Hemicordados según su morfología y estructura

2.5. Realizar una descripción de los ejemplares proporcionados

3. CRITERIOS DE DESEMPEÑO

Los criterios de desempeño que se evalúan al inicio, durante y al final de cada práctica

son:

Asistir puntualmente.

Portar tu bata adecuadamente.

Usar guantes cuando la práctica lo requiera.

Tener todo el material listo para la realización de la práctica.

Durante la práctica te conducirás con responsabilidad y apegado al procedimiento

que se indica en el protocolo de la practica en particular.

Al finalizar la práctica, deberás dejar limpia tu área de trabajo y guardar ell

material en el lugar que corresponde.

4. RESULTADOS ESPERADOS

Usted tendrá la capacidad de identificar las diferentes clases de Hemicordados según

su morfología.

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1. NORMAS DE SEGURIDAD ESPECÍFICAS DE LA PRÁCTICA

1.1. Detección de riesgos particulares de la práctica

Tipo de peligro Cómo evitarlo Cómo proceder en caso de accidente

En las prácticas se utiliza material biológico preservado en alcohol u otras sustancias que pueden provocar irritación en piel o mucosas, los vapores pueden provocar dolor de cabeza o malestar en personas hipersensibles a estas sustancias

Usar bata de laboratorio, guantes de látex y en caso de hipersensibilidad cubre -bocas

Consultar el manual y el botiquín de primeros auxilios, en dado caso que la persona afectada se encuentre en situación de riesgo mayor acudir al centro de salud más cercano.

5.2 Cuadro de disposición de desechos

Tipo de desechos Cómo descartarlos Tipo de contenedor

El material biológico forma parte de la colección y se reciclan.En caso de que el material este sumamente dañado y no pueda ser reciclado se desecha.

Se eliminan directamente

Residuos biológicos no infecciosos

5.3 Normas Oficiales Mexicanas específicas para esta práctica

NORMA OFICIAL MEXICANA NOM-126-ECOL-2000, por la que se establecen las

especificaciones para la realización de actividades de colecta científica de material

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biológico de especies de flora y fauna silvestres y otros recursos biológicos en el territorio

nacional.

6. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA

6.1. Material

Lupa de bolsillo Recipientes adecuados Pinzas Material bibliográfico

6.2 Procedimiento

6.2.1 Identificar a qué clase de hemicordado pertenecen los ejemplares

proporcionados (en este caso son esquemas).

6.2.2 Señalar las partes del cuerpo de cada ejemplar.

6.2.3Realizar un esquema en base al material proporcionado, señala las partes del

cuerpo y realizare una breve descripción del ejemplar.

7. CUESTIONARIO

Explique la importancia de los Hemicordados.

Explique el origen de los Hemicordados y la relación que existe con el Phylum de

los Cordados.

Investigue las especies de Hemicordados que se han reportado para México.

8. SISTEMAS DE EVALUACIÓN

8.1 Evidencia del desempeño

Asistencia a las prácticas.

Reporte escrito (Introducción, objetivos, material y método, resultados,

conclusión, cuestionario y bibliografía).

Esquemas que concuerden con los grupos involucrados en la práctica.

8.2 Aspectos a evaluar en la parte práctica

Asistencia a prácticas.

Desempeño durante la práctica.

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Esquemas de los grupos involucrados en las prácticas.

PRÁCTICA 2Características del Phylum Chordata

1. INTRODUCCIÓN

Los cordados presentan una estructura de

sostén, en posición dorsal llamada notocorda, ésta

se extiende a lo largo de todo el cuerpo, en algunos

animales persiste durante toda la vida, en otros es

reemplazada por la columna vertebral. Presentan hendiduras branquiales en la faringe. En

vertebrados terrestres estas hendiduras se pierden en el animal adulto. El cordón nervioso

está en posición dorsal. A partir de este cordón, en animales más complejos, se desarrolla

el cerebro y la espina neural. La cola es posnatal. Comprende tres subfilos: los

Cefalocordados y los Tunicados, ambos cordados invertebrados llamados Protocordados,

y los Vertebrados, grupo al que nosotros pertenecemos.

2. PROPOSITO DE LA PRÁCTICA 2.1. Conocer e identificar las características principales de los cordados

2.2. Conocer e identificar los 3 subphylum de Cordados

2.3. Describir el ejemplar vertebrado proporcionado por el maestro

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3. CRITERIOS DE DESEMPEÑOLos criterios de desempeño que se evalúan al inicio, durante y al final de cada práctica

son:







Al finalizar la práctica, deberás dejar limpia tu área de trabajo y guardar el material

en el lugar que corresponde.


Usted tendrá la capacidad de identificar las características distintivas del Phylum

Chordata así como las de cada Subphylum.


5.1. Detección de riesgos particulares de la práctica







El material biológico forma parte de la colección y se reciclan.



20

En caso de que el material este sumamente dañado y no pueda ser reciclado se desecha.





nacional.


6.1. Material

Pinzas Cajas Petri Lupa Alcohol al 70% Microsopio estereoscopio Piseta Guantes de látex Material biológico Material Bibliográfico

6.2. Procedimiento

6.2.1. Colocar cuidadosamente cada espécimen en una caja petri utilizando las

pinzas para no dañar los ejemplares proporcionados por el maestro.

6.2.2. Identifique a que subphylum pertenecen los ejemplares proporcionados ya

sea en forma física o en esquemas, identifique las estructuras principales de

cada grupo y consulte las características distintivas de cada subphylum.

6.2.3. Describa un ejemplar vertebrado proporcionado por el maestro y señale las

estructuras principales. En la descripción se debe de tomar en cuenta, el

tamaño, color, estructuras distintivas de la clase que se está esquematizando,

etc.

7. CUESTIONARIO

Explique el origen de los Cordados.

Explique las características principales de los Cordados.

21

Realice un cuadro descriptivo donde coloque los 3 Subphylum y sus

características distintivas.


8.1. Evidencia del desempeño











22

PRÁCTICA 3Clases de Vertebrados

1. INTRODUCCIÓN

El subphylum de los vertebrados es el grupo

más amplio y diverso, comparte las

características básicas de los cordados con los

otros subphylum, pero además presentan otras

características distintivas. Al los vertebrados

tambien se les llama “Craniata” o craneados el

cual sería un termino más apropiado para este

subphylum ya que no todos los vertebrados

presentan columna vertebral (Mixines y Petromizontida).

Algunas características de los vertebrados a parte de las características presentes en los

cordados son: tegumento basicamente constituido por una epidermis y una dermis, un

endoesqueleto diferenciado consistente en un columna vertebral (la notocorda persiste en los

agnatos), faringe musculosa y perforada, musculos que se insertan en el esqueleto, encefalo

altamente diferenciado, de 10 a 12 pares de nervios craneales, sistema endocrino, con sexos

separados (la mayoría), sistema digestivo completo, riñones pares y corazón ventral.

Existen 9 clases de vertebrados (Hickman et. al 2008), dentro del grupo de los peces tenemos a

las clases: Myxini (peces bruja), Petromyzontida (lampreas), Chondrichthyes (tiburones y rayas),

Actinopterigii (peces oseos con aletas radiadas) y Sarcopterygii (peces oseos con aletas lobuladas),

otros vertebrados son la Clase: Amphibia (anfibios), Reptilia (reptiles), Aves y Mammalia

(mamíferos).

Los vertebrados se originaron durante la explosión cámbrica, a principios del Paleozoico, junto

con otros muchos grupos de animales.

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Los primeros peces con mandíbulas (gnatóstomos) aparecieron en el Ordovícico, y se hicieron

abundantes durante el Devónico, que por ello se denomina a veces la "edad de los peces"; durante

este periodo desaparecieron muchos de los agnatos ancestrales y aparecieron los laberintodontos,

formas transicionales entre peces y anfibios.

Los primeros reptiles hicieron su aparición en el siguiente periodo, el Carbonífero. Los reptiles

anápsidos y sinápsidos abundaron durante el Pérmico, en el tramo final del Paleozoico, mientras

que los diápsidos fueron los vertebrados dominantes durante el Mesozoico. Los dinosaurios

originaron a las aves en el Jurásico. La extinción de los dinosaurios al final del Cretácico propició la

expansión de los mamíferos, que se habían originado hacía ya mucho tiempo a partir de reptiles

sinápsidos, pero que habían permanecido en un segundo plano durante el Mesozoico.


2.1 Conocer las diferentes clases de vertebrados según sus características morfológicas.

2.2 Identificar las clases de vertebrados utilizando claves taxonómicas dicotómicas.


Los criterios de desempeño que se evalúan al inicio, durante y al final de cada práctica

son:










Usted tendrá la capacidad de identificar las diferentes clases de vertebrados siguiendo

las características morfológicas con la ayuda de claves taxonómicas.

24


5.1 Detección de riesgos particulares de la práctica














nacional.

25


6.1 Material

Pinzas Cajas Petri Lupa Alcohol al 70% Piseta Guantes de látex Material biológico Material Bibliográfico

6.2 Procedimiento

6.2.1 Colocar los ejemplares proporcionados por el maestro en cajas Petri o

charolas utilizando las pinzas con sumo cuidado para evitar daños en el material.

6.2.2 Identificar las estructuras que indican las claves taxonómicas y seguir con

detalle las instrucciones de cada clave.

6.2.3 Esquematizar cada ejemplar identificado, colocar el nombre de la clase y

señalar las estructuras principales.

6.3 Claves taxonómicas para la identificación de las clases de vertebrados

1a. Con pelo ...........................................................................................Clase Mamíferos

1b. Sin pelo ......................................................................................................................2

2a. Con plumas .................................................................................................. Clase Aves

2b. Sin plumas ...................................................................................................................3

3a. Sin mandíbulas .............................................................................................................8

3b. Con mandíbulas ............................................................................................................4

4a. Con aletas pares............................................................................................................5

4b. Sin aletas; con patas o sin ellas ....................................................................................6

5a. Con esqueleto óseo .....................................................................................................7

5b. Con esqueleto cartilaginoso ........................... Clase Condrictios (peces cartilaginosos)

6a. Piel seca, cubierta de escamas .................................................................Clase Reptiles

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6b. Piel húmeda, sin escamas .........................................................................Clase Anfibios

7a. Peces con aletas radiadas …………………………………………………………….Clase Actinopterygii

7b. Peces con aletas lobuladas o carnosas ………………………………………….Clase Sarcopterygii

8a. Peces con ojos degenerados, boca rodeada de tentáculos, glándulas mucosas ………………………………………………………………………………………………………..……………. Clase Mixini

8b. Peces con ojos bien desarrollados, 7 pares de branquias, sin tentáculos en la boca, disco oral en forma de ventosa con dientes…………………………………………………Clase Petromyzontida

7. CUESTIONARIO

Explica las diferencias y similitudes entre los vertebrados y los urocordados

Esquematiza el árbol filogenético de los vertebrados

Explica el origen de los vertebrados













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PRÁCTICA 4 Taxonomía de Peces

1. INTRODUCCIÓN

El termino pez era asignado para

nombrar a un grupo de animales

acuáticos, sin embargo esta terminología

ya ha sido descartada dentro de la

nomeclatura como clase, existen algunas

clasificaciones que colocan a los peces

(Pisces) como una superclase, en realidad

ahora podríamos decir que este grupo

esta formado por 5 clases: Myxini (peces

bruja), Petromyzontida (lampreas), Chondrichthyes (tiburones y rayas), Actinopterigii

(peces oseos con aletas radiadas) y Sarcopterygii (peces oseos con aletas lobuladas).

Las características principales de los peces son: animales vertebrados acuáticos,

generalmente ectotérmicos, la mayoría de ellos recubiertos por escamas, y dotados de

aletas, que permiten su movimiento continuo en los medios acuáticos, y pulmones o

branquias con las que captan el oxígeno disuelto en el agua.

Los peces son abundantes tanto en agua salada como en agua dulce, pudiéndose

encontrar especies desde los arroyos de montaña (por ejemplo, el gobio), así como en lo

más profundo del océano (por ejemplo, anguilas tragonas).

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La especialidad de la zoología que se ocupa específicamente de los peces se

denomina ictiología.

2. PROPOSITO DE LA PRÁCTICA 2.1 Saber identificar los diferentes grupos taxonómicos de peces.

2.2 Conocer las características distintivas, estructuras y morfología de cada grupo.

2.3 Familiarizarse con las claves taxonómicas.


Los criterios de desempeño que se evalúan al inicio, durante y al final de cada práctica son:

•Asistir puntualmente.

•Portar tu bata adecuadamente.

•Usar guantes cuando la práctica lo requiera.

•Tener todo el material listo para la realización de la práctica.

•Durante la práctica te conducirás con responsabilidad y apegado al procedimiento que se indica en el protocolo de la practica en particular.

•Al finalizar la práctica, deberás dejar limpia tu área de trabajo y guardar el material en el lugar que corresponde.


Usted tendrá la capacidad de identificar los principales grupos de peces por medio

de claves taxonómicas.




En las prácticas se utiliza material biológico preservado en alcohol u otras sustancias que

Usar bata de laboratorio, guantes de látex y en caso de hipersensibilidad cubre -

Consultar el manual y el botiquín de primeros auxilios, en dado caso que la persona afectada se encuentre en situación de riesgo mayor acudir al

29

pueden provocar irritación en piel o mucosas, los vapores pueden provocar dolor de cabeza o malestar en personas hipersensibles a estas sustancias

bocas centro de salud más cercano.










nacional.


6.1 Material

Pinzas Cajas Petri Lupa Alcohol al 70% Microsopio estereoscopio Piseta Guantes de látex Material biológico Material Bibliográfico

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6.2 Procedimiento

6.2.1. El ejemplar a observar e identificar debe de ser extraído del frasco con ayuda de las pinzas y colocarlo en la charola de disección.

6.2.2. Se realizará la identificación taxonómica siguiendo una de las opciones dicotómicas de las claves proporcionadas por el instructor.

6.2.3. Se deben observar cuidadosamente cada una de las características morfológicas del ejemplar para seguir una correctamente la clave.

6.2.4. Cuando sea necesario observar alguna estructura se debe de utilizar la lupa o un estereoscopio.

6.2.5. Una vez que ha llegado a familia se debe de corroborar con el maestro para dar el visto bueno, en dado caso que la familia sea errónea vuelva a la clave dicotómica.

6.2.6. Si la identificación fue correcta realice un esquema del organismo identificado, indicando las características que lo llevaron a identificar la familia.

6.2.7. Realizar una descripción del ejemplar, siguiendo las características taxónómicas que lo llevaron a su identificación.

7. CUESTIONARIO

Explica la importancia económica de los peces. Explica la importancia ecológica de los peces. Explica la importancia médica de los peces. Explica el origen de los agnatos. Realiza un cuadro en donde explique la diferencia las 5 clases de peces. En que se basan los expertos para decir que los Sarcopterigios son los que

originaron a los tetrápodos.









31





PRÁCTICA 5Taxonomía de Anfibios

1. INTRODUCCIÓN

Los anfibios (Clase: Amphibia) pasan su vida entre

el agua y la tierra, su piel desnuda tiene numerosas

glándulas, cuyas secreciones ayudan a protegerla

manteniéndola húmeda cuando se encuentran fuera del

agua. Además secretan sustancias pegajosas útiles en el

apareamiento o tóxicas que amedrentan a sus

depredadores.

Seguramente lo más curiosos en estos organismos, además de su apariencia, es el

hecho de que son capaces de mantener un intercambio gaseoso tanto fuera como dentro

del agua, pues aunque poseen pulmones, su piel altamente vascularizada y

constantemente húmeda, actúa como órgano de respiración (Burnie, 2003).

Los anfibios actuales se dividen en tres grupos: sapos y ranas (Orden: Anura),

salamandras y ajolotes (Orden: Caudata) y cecilias o tapaculos (Orden: Gymnophiona). El

primero es el grupo más diverso mientras que existen pocas especies de cecilias en el

mundo. Se estima hay cerca de 7,044 especies de anfibios en el mundo (Frost, 2013). El

número de especies de anfibios en México se estima en 382 (Frost, 2013) y se considera el

quinto país con mayor diversidad de anfibios en el mundo.

32

Las poblaciones de muchas especies de anfibios han disminuido y algunas han

desaparecido. Al parecer son más sensibles a cambios en el medio ambiente que otros

vertebrados terrestres. Entre las principales causas de disminución están la infección

hongos (triquidiomicosis), la contaminación y la introducción de especies exóticas, que los

depredan.


2.1. Identificar las características taxonómicas que diferencian a algunos órdenes y familias de Anfibios.

2.2. Aprender a utilizar claves dicotómicas para Anfibios.

2.3. Describir los ejemplares identificados












Usted tendrá la capacidad de identificar los órdenes y las familias de anfibios

utilizando las claves taxonómicas.




33













nacional.


6.1 Material

Pinzas Regla Cajas Petri Lupa Alcohol al 70% Microscopio estereoscopio Piseta Guantes de látex Material biológico Material Bibliográfico

34

6.2 Procedimiento

6.2.1. El ejemplar a observar e identificar debe de ser extraído del frasco con ayuda de las pinzas y colocarlo en la charola de disección.

6.2.2. Se realizará la identificación taxonómica siguiendo una de las opciones dicotómicas de las claves proporcionadas por el instructor.

6.2.3. Se deben observar cuidadosamente cada una de las características morfológicas del ejemplar para seguir una correctamente la clave.

6.2.4. Cuando sea necesario observar alguna estructura se debe de utilizar la lupa o un estereoscopio

6.2.5. Una vez que ha llegado a familia se debe de corroborar con el maestro para dar el visto bueno, en dado caso que la familia sea errónea vuelva a la clave dicotómica.

6.2.6. Si la identificación fue correcta realice un esquema del organismo identificado, indicando las características que lo llevaron a identificar la familia.

6.2.7. Realizar una descripción del ejemplar, siguiendo las características taxonómicas que lo llevaron a su identificación.

7. CUESTIONARIO Explique el origen de los anfibios

Esquematice el ciclo de vida de un anfibio

Explique las características distintivas de la clase anfibia

Explique las diferencias entre peces y anfibios












35

Esquemas de los grupos involucrados en las prácticas

PRÁCTICA 6Taxonomía de Reptiles

1. INTRODUCCIÓNLa mayoría de los reptiles se han

adaptado a la vida terrestre, pero

finalmente se ha descubierto que algunos

viven en el agua. Una piel resistente y

escamosa es una de sus adaptaciones.

Otras de las adaptaciones que han

contribuido al éxito de los reptiles en

tierra firme son que incluyen pulmones bien

desarrollados, un sistema circulatorio de doble circuito, un sistema excretor que conserva

el agua, fuertes extremidades, fertilización interna y huevos terrestres con cascarón. La

capacidad para controlar su temperatura corporal es una enorme ventaja para los

animales activos. Los animales de los que hemos hablado hasta ahora son ectotérmicos.

Los ectotérmicos utilizan la conducta para controlar la temperatura del cuerpo. Para

calentarse, se tienden bajo el sol todo el día o permanecen bajo el agua durante la noche.

Para enfriarse, se mueven hacia la sombra, nadan, o se refugian en madrigueras

subterráneas.

Los pulmones de los reptiles son esponjosos y tienen mayor superficie para

intercambio de gases que los anfibios. Esto es debido a que la mayoría de los reptiles no

puede intercambiar gases a través de la piel, como hacen la mayoría de los anfibios de piel

36

húmeda. Muchos reptiles tienen músculos que rodean las costillas y expanden la cavidad

torácica para inhalar, o colapsan la cavidad para exhalar. Varias especies de cocodrilos

también poseen repliegues cutáneos que separan la boca de los conductos nasales; así

respiran por las fosas nasales mientras tienen la boca abierta. Para intercambiar gases con

el medio ambiente, los reptiles poseen dos pulmones funcionales o bien, en el caso de

ciertas especies de serpientes, solo uno.


2.1 Identificar por medio de claves taxonómicas las diferentes familias de reptiles que

existen en México.










Usted tendrá la capacidad de identificar las principales familias de la Clase Reptilia por medio de claves taxonómicas.




En las prácticas se utiliza Usar bata de Consultar el manual y el botiquín de

37

material biológico preservado en alcohol u otras sustancias que pueden provocar irritación en piel o mucosas, los vapores pueden provocar dolor de cabeza o malestar en personas hipersensibles a estas sustancias

laboratorio, guantes de látex y en caso de hipersensibilidad cubre -bocas

primeros auxilios, en dado caso que la persona afectada se encuentre en situación de riesgo mayor acudir al centro de salud más cercano.










nacional.


6.1 Material

Pinzas Regla Cajas petri Alcohol al 70% Piseta Guantes de látex Material biológico

38

Lupa Microscopio Guantes de látex Material Bibliográfico Computadora

6.2 Procedimiento

6.2.1. El ejemplar a observar e identificar debe de ser extraído del frasco con ayuda

de las pinzas y colocarlo en la charola de disección.

6.2.2. Se realizará la identificación taxonómica siguiendo una de las opciones

dicotómicas de las claves proporcionadas por el instructor.

6.2.3. Se deben observar cuidadosamente cada una de las características

morfológicas del ejemplar para seguir una correctamente la clave.

6.2.4. Cuando sea necesario observar alguna estructura se debe de utilizar la lupa

o un estereoscopio

6.2.5. Una vez que ha llegado a familia se debe de corroborar con el maestro para

dar el visto bueno, en dado caso que la familia sea errónea vuelva a la clave

dicotómica.

6.2.6. Si la identificación fue correcta realice un esquema del organismo

identificado, indicando las características que lo llevaron a identificar la familia.

6.2.7. Realizar una descripción del ejemplar, siguiendo las características

taxonómicas que lo llevaron a su identificación.

7. CUESTIONARIO Investigue que especies de reptiles están en peligro de extinción en México

Importancia médica de los reptiles

Importancia económica de los reptiles

Importancia ecológica de los reptiles

Explique las ventajas de los amniotas

8. SISTEMAS DE EVALUACIÓN8.1 Evidencia del desempeño

Asistencia a las prácticas. Reporte escrito (Introducción, objetivos, material y método, resultados,


39

Esquemas que concuerden con los grupos involucrados en la práctica.8.2 Aspectos a evaluar en la parte práctica

Asistencia a prácticas. Desempeño durante la práctica. Reporte escrito (Introducción, objetivos, material y método, resultados,

conclusión, cuestionario y bibliografía). Esquemas de los grupos involucrados en las prácticas.

PRÁCTICA 7

Técnicas de colecta de Anfibios y

Reptiles

1. INTRODUCCIÓNA los anfibios y reptiles se les

conoce en conjunto como

herpetofauna. La mayoría de los

métodos que aquí se describen se aplican

de manera general a estas dos clases de vertebrados, ampliamente distribuidas en una

gran diversidad de ambientes.

Sin embargo, las variantes en los métodos que se utilizan tienen que ver con el tamaño

de los organismos y/o características específicas del hábitat o del microhábitat que

ocupan. Los anfibios pueden ser contados cuando se concentran en las áreas en que se

reproducen. Sin embargo, algunos individuos, particularmente las hembras, pueden no

movilizarse en todas las estaciones de reproducción a estas áreas de agregación. La

temporada de reproducción generalmente es de corta duración en especies de clima

templado y de mayor duración en especies tropicales, y es muy impredecible en duración

y ocurrencia en especies de ambientes áridos.

40

La mayoría de las especies de anfibios muestran actividad máxima después de la

puesta del sol y su búsqueda durante las horas de luz resulta a menudo poco productiva.

Al depender los anfibios de ambientes húmedos, muchas especies de ranas, sapos y

salamandras viven asociados a cuerpos de agua, permanentes y temporales, donde

pueden ser observados y capturados.

Los reptiles son generalmente difíciles de observar, sobre todo los de talla corporal pequeña.

El avistamiento de los reptiles varía marcadamente con la temperatura ambiental, ya que de ésta

depende su temperatura corporal, por lo que es recomendable efectuar conteos de estos

organismos durante periodos estandarizados en condición climática y en tiempo, sobre todo

cuando se pretende comparar distintas poblaciones.


2.1 Conocer las diferentes técnicas de colecta de anfibios y reptiles.




Colectar correctamente la herpetofauna de la zona siguiendo los métodos y

utilizando el material adecuado que el maestro o instructor enseñó previamente.

Toma correcta de datos, descripción del lugar de colecta, fotos etc.

Identificar la herpetofauna colectada.

Entrega de un reporte escrito de la práctica de campo.


Usted tendrá la capacidad de conocer y aplicar las diferentes técnicas de captura

así como de utilizar el equipo básico de colecta de reptiles y anfibios.

2. NORMAS DE SEGURIDAD ESPECÍFICAS DE LA PRÁCTICA5.1 Detección de riesgos particulares de la práctica


Riesgos relacionados con las salidas de campo (Extravío, confrontaciones con los

Seguir las indicaciones de la guía general de seguridad en salidas de

Consultar el manual y el botiquín de primeros auxilios, en dado caso que la persona afectada se encuentre en

41

lugareños, accidentes, problemas con la fauna local etc.)

campo contenidos en este manual.

situación de riesgo mayor acudir al centro de salud más cercano.En caso de confrontaciones con los lugareños acudir o contactarse con los directivos de la Facultad y/o las autoridades de seguridad pública más cercana.


6.1 Material Linterna Lupa Equipo de colecta Cámara fotográfica GPS Hojas de registro Pesa Guantes de látex Guantes de cuero Cinta métrica Gel antibacterial Guía herpetológica

6.2 Procedimiento

6.2.1 Técnicas para la captura

Captura directa

Para la captura de adultos y larvas de anfibios resulta útil una red con cabo de

madera o metal. Las colectas nocturnas de ranas y sapos son muy productivas en época de

reproducción durante la temporada de lluvias (Fig. 1), ya que los machos tienen cantos

característicos que permiten detectarlos en esa temporada. Salamandras y pequeñas

ranas de hojarasca se pueden capturar levantando troncos podridos, rocas y removiendo

hojarasca acumulada en el suelo, capturando los ejemplares con la mano (utilizando

guantes de látex).

42

Figura 1. Colecta nocturna de anfibios con red

Muchas especies de reptiles pueden atraparse manualmente al buscarlas en su

ambiente, por ejemplo debajo de rocas y troncos y otros objetos en los que se pueden

esconder. Es recomendable usar guantes de cuero al buscar reptiles o revisar trampas,

especialmente cuando hay riesgo de encontrar serpientes venenosas. El uso de una lazada

de cuerda delgada sujeta al extremo de una vara o de una caña de pescar es una técnica

efectiva para atrapar por el cuello a lagartijas de diversos tamaños y de comportamiento

huidizo cuando se posan momentáneamente en lugares al alcance de una persona (Fig. 2).

Figura 2. Lazo montado en una vara o caña de pescar y lagartija lazada por el cuello

Los ganchos o bastones herpetológicos (Fig. 3) son de gran ayuda para la captura de

reptiles ya que al remover hojas, piedras, troncos, ramas, etc., se puede evitar una

mordedura además de no maltratar a los organismos por capturar. Las lagartijas también

se pueden capturar por medio de ligas de hule gruesas, lanzándolas al estirarlas con un

dedo y orientadas hacia el individuo, de manera que al golpearlo produzcan una

inmovilización temporal que permite atraparlo.

43

Figura 3. Algunos instrumentos y trampas para capturar anfibios y reptiles: redes, ganchos herpetológicos, lazos y nasas.

44

La captura de serpientes requiere de un procedimiento que consiste en inmovilizar la

cabeza. Primero se sujeta la cabeza con un bastón herpetológico contra el suelo en un

lugar firme y se toma de la parte posterior de la cabeza con los dedos pulgar y medio, al

mismo tiempo colocando el dedo índice en la parte superior, con la otra mano se sujeta el

cuerpo (Fig. 4), posteriormente se deposita en una bolsa de tela, introduciendo primero la

parte posterior, el saco debe torcerse, doblarse y amarrarse en el extremo (Fig.5), es

conveniente transportar la bolsa alejada del cuerpo y no es recomendable que un solo

colector lleve una serpiente venenosa, ya que podría necesitar ayuda en caso de una

mordedura (Casas–Andreu et al. 1991).

Figura 4. Manipulación de serpientes para inmovilizarla.

45

Figura 5. Embolsado de un serpiente para transportarla.

Captura con trampas y barreras de desvío

Las trampas terrestres con barrera de desvío han sido ampliamente utilizadas en

inventarios de la herpetofauna, debido a su efectividad en la captura de reptiles y anfibios

que difícilmente se pueden capturar por otros métodos. Se han probado diferentes

materiales con la finalidad de facilitar su instalación y disminuir costos. Como su nombre

lo indica, este tipo de trampa consiste en construir una barrera física que impide el libre

tránsito de los animales que deambulan en un área dada (Figs. 6) los que pueden ser

atrapados al entrar en trampas de foso y/o trampas de cilindro o de embudo colocadas

junto a la barrera.

46

Figura 7. Trampa terrestre de cerco de desvío en combinación con trampas de fosos (bote) y de Cilindro.

El material de la barrera puede ser lona de plástico o lámina de aluminio o galvanizada

enterrado en el suelo 10 cm y con al menos 50 cm sobre el suelo para atrapar a los

organismos que entran y salen del área. Las trampas de foso son cubetas o botes de 5 a 20

litros de capacidad que se instalan junto a la barrera enterrados a ras de suelo y separadas

entre de 5 a 10 m dependiendo de la longitud de la barrera. Cada trampa de foso requiere

de orificios de drenaje en el fondo y de una cubierta de madera o plástico levantada del

suelo unos 5 cm. La revisión de las trampas se realiza visitando cada una diariamente o en

días alternados.

Captura en ambientes acuáticos

Para la captura de anfibios y reptiles acuáticos se utilizan trampas de tipo nasa con

uno o varios embudos en su interior (formando compartimentos en donde quedan

atrapados los individuos) acopladas a una red de desvío (Vogt 1980) Fig.8. De manera

similar a las barreras de desvío que se usan en ambientes terrestres, estas trampas se

colocan de manera individual o en conjuntos para cubrir áreas pequeñas o grandes en

humedales, arroyos, lagunas y orillas de ríos. Pueden permanecer colocadas por varios

días y requieren de ser revisadas por la mañana y tarde. Este método permite capturar

tortugas, cocodrilos, anfibios y serpientes acuáticas.

47

Figura 8. Trampa tipo nasa con red de desvío. Tortuga capturada en una nasa

Registro de datos individuales

Siempre que sea posible, es recomendable fotografiar los organismos capturados y

que son liberados en su ambiente. Esto permite contar con un registro visual de identidad

para reconocerlos al ser recapturados en estudios de largo plazo. Para cada organismo se

registra la siguiente información: género y especie, localidad y en su caso número y tipo

de trampa, fecha, hora de captura, tipo de vegetación, microhábitat, número de marca

asignado, peso, sexo, y datos biométricos de acuerdo con el tipo de organismo.

Toma de datos

48

49

Hoja de registro

4. CUESTIONARIO

Explique la importancia de conocer las técnicas de colecta.













50

PRÁCTICA 8 Taxonomía de Aves

1. INTRODUCCIÓNLas aves son un grupo de animales

con el que estamos muy familiarizados,

pues la mayoría son activos duran te el

día, se mue ven, vuelan y localizan

continuamente.

Podemos reconocer un ave como

un animal que tiene plumas, algo que

ningún otro grupo posee. Por

especialistas en paleontología sabemos

que se han en contra do evidencias de

que algunos dinosaurios tenían plumas tipo

plumón para aislar el cuerpo, y plumas lar gas en alas y patas. Las plumas y si mi li tu des

estructura les del es que le to han lleva do a situar al grupo de di no saurios de pre da do

res Dromaeosauros, como los parientes le ja nos de las aves. Aunque las aves más anti

guas en el planeta no vuelan, como el tinamou, los cuerpos de to das las aves están

adapta dos para hacerlo.

Para volar, los cuerpos deben ser ligeros, por ello las aves carecen de dientes y

muchos de sus huesos están fusionados y son huecos; además, su sistema cardiaco,

circulatorio y respiratorio, junto con un trabajo muscular eficaz, les permiten aprovechar

al máximo la energía y el aire que respiran, características que las distinguen entre los

vertebrados.

Debe destacarse que las aves son de sangre caliente y nacen de huevos de cáscara

dura, formada por crista le s de carbonato de calcio. Los pollitos pue den nacer con el

cuerpo cubierto de plumón y ser to talmente independientes (patos, playeros), o bien

51

estar desnudos y ciegos y requerir de un periodo de cuidado de sus padres (pelícanos,

mosqueros).


2.1 Identificar por medio de claves taxonómicas las diferentes familias de aves que existen en México.










Usted tendrá la capacidad de identificar las principales familias de la Clase de las Aves por medio de claves taxonómicas



En las prácticas se utiliza material biológico preservado en seco con alcanfor sin embargo este pueden provocar irritación en piel o mucosas, los vapores pueden provocar dolor de cabeza o malestar en personas hipersensibles a esta sustancia



52










nacional.

6. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA 6.1 Material

Pinzas Regla Charola de disección Guantes de látex Material biológico Lupa Microscopio Guantes de látex Material Bibliográfico Computadora

6.2 Procedimiento

6.2.1. El ejemplar a observar e identificar debe de ser extraído de la colección con

cuidado y colocarlo en la charola de disección.



6.2.3. Se deben observar cuidadosamente cada una de las características morfológicas

del ejemplar para seguir una correctamente la clave.

53

6.2.4. Cuando sea necesario observar alguna estructura se debe de utilizar la lupa o un

estereoscopio

6.2.5. Una vez que ha llegado a familia se debe de corroborar con el maestro para dar

el visto bueno, en dado caso que la familia sea errónea vuelva a la clave dicotómica.

6.2.6. Si la identificación fue correcta realice un esquema del organismo identificado,

indicando las características que lo llevaron a identificar la familia.

6.2.7. Realizar una descripción del ejemplar, siguiendo las características taxonómicas

que lo llevaron a su identificación.

7. CUESTIONARIO

Explique la importancia económica de las aves.

Explique la importancia biológica.

Haga una lista de las especies de aves que se encuentran en peligro de extinción en

México.

Cómo se controlaría usted las aves consideradas como plagas urbanas.

¿Cuáles son las especies de aves reportadas en el estado de Durango?













54

PRÁCTICA 9

Técnicas de captura y avistamiento de Aves

1. INTRODUCCIÓNLos estudios científicos en aves a menudo

requieren que las aves sean capturadas

para obtener datos morfométricos y

colectar muestras para análisis patológicos,

genéticos y biogeoquímicos. Estos datos y

muestras pueden ser utilizados para

entender las relaciones evolutivas,

genéticas, de estructura y dinámica

poblacional, anatomía y fisiología

comparada, adaptación, comportamiento,

parásitos y enfermedades, distribución

geográfica, migración, y la ecología general de

poblaciones silvestres de aves. Este conocimiento nos informa acerca de la biología e

historia natural de las aves y es necesario para implementar conservación basada en

ciencia y planes de manejo para especies cinegéticas, no-cinegéticas, amenazadas,

económicamente importantes, y para conservación de hábitat (White y Garrott 1990).

La captura generalmente es necesaria para marcar a las aves, lo que permite a los

científicos investigar la demografía, patrones de migración o movimientos, o identificar

individuos después de su liberación (Day et al. 1980). Se han desarrollado muchas técnicas

para la captura y marcaje de aves (Nietfeld et al. 1994; Bub 1995).

55


2.1 Conocer las diferentes técnicas de colecta de aves así como la observación e identificación de aves en su ambiente natural utilizando guías de campo.










Usted tendrá la capacidad de conocer las diferentes técnicas de captura de aves y

sabrá identificar los grupos de aves siguiendo las guías de campo.




Riesgos relacionados con las salidas de campo (Extravío, confrontaciones con los lugareños, accidentes, problemas con la fauna local etc.)

Seguir las indicaciones de la guía general de seguridad en salidas de campo contenidos en este manual.

Consultar el manual y el botiquín de primeros auxilios, en dado caso que la persona afectada se encuentre en situación de riesgo mayor acudir al centro de salud más cercano.En caso de confrontaciones con los lugareños acudir o contactarse con los directivos de la Facultad y/o las autoridades de seguridad pública más cercana.

56

Más allá de las consideraciones éticas del manejo de aves, los investigadores

deben de estar informados que el manejo rutinario de animales implica ciertos riesgos

personales. Obviamente se deben de tomar precauciones para proteger a las personas

que manipulan especies peligrosas, o aun especies agresivas que pudieran atacar y

ocasionar lesiones dolorosas aunque no serias. Más aun, una gran variedad de

enfermedades pueden ser transmitidas de aves a humanos (Evans y Carey 1986); siendo

las más comunes campylobacteriosis, histoplasmosis, ornithosis, tuberculosis,

salmonelosis y Yersinia spp. (enterocolitis y pseudotuberculosis).

La más conocida de las enfermedades mencionadas es una forma de clamidiosis

conocida como ornithosis, comúnmente, aunque erradamente, llamada psitacosis o fiebre

de pericos. De hecho, el agente causal de esta enfermedad altamente contagiosa,

Chlamydia psittaci, es encontrado en más de 120 especies de aves no-psitacidas y algunos

mamíferos domésticos (Gerlach 1986). Sus síntomas son parecidos a los de la influenza

(gripe), y por esto a veces se diagnostica de manera equivocada. Las personas que

manejan aves y sufran de neumonía atípica, fiebre recurrente, algún tipo de dolor de

pecho inexplicable, anorexia, disnea, o transpiración profusa, deben de informar a sus

médicos sobre la posibilidad de padecer ornithosis. Contemple que la prueba estándar de

anticuerpos sea sujeta a una reacción cruzada con Chlamydia trachomatis, una

enfermedad venérea humana.





nacional.


6.1 Material Pinzas Gel antibacterial Regla

57

Cinta métrica Lupa Redes de captura de aves Trampas Linterna Binoculares Cámara fotográfica Guía de campo Guantes de cuero Hoja de registro Material Bibliográfico6.2 Procedimiento

6.2.1 Métodos de captura

Redes de Niebla

Las redes de niebla modernas están fabricadas de nylon (Fig.1) y varían en el tamaño

de la malla y longitud. Las redes de niebla tienen de tres a cuatro paneles que se traslapan

formando bolsas; cuando un ave golpea la red, cae dentro de la bolsa y se enreda (Bub

1995).

Algunas medidas básicas y simples pueden prevenir la mayor parte de las lesiones y

mortalidad con el uso de redes de niebla. Las redes instaladas para especies diurnas

deben de ser cerradas o desinstaladas al ocaso para evitar captura accidental de especies

nocturnas, y viceversa. Cuando las redes se cierran, se deben de colocar pinzas para ropa

o algún otro seguro para evitar que el viento las despliegue de nuevo; las secciones sueltas

pueden atrapar murciélagos o aves nocturnas, o aves activas en las primeras horas del día.

58

Cuando las redes de niebla se instalan cerca del suelo, es importante limpiar el área de

vegetación y otros residuos de manera que las aves no sean pasadas por alto cuando se

revisan las redes. Aunado a esto, es más difícil extraer un ave de la red cuando esta se

encuentra enredada en la vegetación. Las redes de niebla deben de ser revisadas con

frecuencia; el número de redes instaladas debe reflejar el número de mano de obra

capacitada que está disponible para revisarlas (Recher et al. 1985).

Figura 1. Red de niebla

Dos personas pueden operar una serie de 8 a 12 redes con relativa facilidad. Si los

anilladores son particularmenteaptos o la densidad de aves es baja, se pueden añadir

redes adicionales. Sin embargo, la colocación de demasiadas redes al principio de la

temporada, cuando el número de capturas es relativamente bajo, puede saturar la

capacidad del personal más adelante, cuando el flujo de individuos de otras zonas al final

de la época reproductora aumenta repentinamente.

59

La distancia entre redes es un factor de gran importancia debido al efecto de

dispersión de las redes a la hora de analizar los datos de captura y recaptura. A fin de

aumentar la probabilidad de capturar un ave anillada en el año anterior, las redes deben

situarse lo más separadas posible con el fin de cubrir el máximo número de territorios. Sin

embargo, es importante que las redes se encuentren suficientemente concentradas como

para que no se tarde más de 10 ó 15 min en recorrerlas si no hay capturas.

Sobre terreno llano dicha serie ocuparía de 800 a 1000 m de longitud. Si 10 redes se

sitúan en círculo o en rectángulo, la distancia entre cada una será de 75 a 100 m,

cubriendo un área de 5 a 10 ha. En terrenos irregulares o inclinados, las redes deben estar

más concentradas y cubrir un área menor. En todos los casos las redes deben estar

distribuídas de la forma más uniforme posible (Fig. 2).

Las aves son susceptibles al calor, frio, sed y hambre y no deben permanecer en las

redes más tiempo del necesario (Recher et al. 1985). Si el sustrato debajo de una red se

calienta por el sol, pueden alcanzarse temperaturas letales para aves pequeñas en corto

tiempo. Igualmente, el frio extremo plantea un problema similar, especialmente para

especies pequeñas. Las redes deben de estar sombreadas o posicionadas de manera que

eviten la exposición directa al sol. El trampeo o atrapado con red debe de ser evitado en

temperaturas menores a los 0° o superiores a los 35°C, o en climas ventosos o lluviosos.

Las redes y trampas deben de ser observadas o revisadas por lo menos cada 20 minutos

durante la temporada de anidación, migración, o si está más caliente o frio debido a las

condiciones microclimáticas del área y cada 30 minutos (por lo menos una vez por hora)

durante el resto del año.

60

La extracción de aves de las redes de niebla requiere de entrenamiento y destreza

adquirida por experiencia. Un gancho para tejer delgado puede ser utilizado para ayudar a

extraer aves enredadas de una red. Unas tijeras pequeñas o navaja pueden ser utilizadas

para cortar la red en los casos más difíciles. No es frecuente que un ave se enrede de la

lengua en la red, pero en estos casos hay que tener sumo cuidado al retirarla.

Figura 2. Idealización de un área de unas 16 ha para captura con redes, situada dentro del hábitat «A», el cual ocupa una zona de más de 100 ha. La estación contiene diez ubicaciones de red (con una red sencilla o doble en cada una) situadas en lugares de altas tasas de captura (a lo largo de un arroyo, cerca de un manantial, y en otras áreas donde la vegetación es densa), con el fin de monitorear parámetros demográficos. El área incluye nueve puntos de conteo intensivos situados cada 150 m para estimar niveles poblacionales.

61

Método de sujeción del cuerpo

Este método ha sido utilizado recientemente en algunas estaciones y parece superar a

otros métodos en facilidad de aprendizaje, protección para el ave y rapidez de extracción.

Aproximadamente 9 de cada 10 aves pueden ser extraídas de este modo.

1. Determinar el lado de entrada. Localizar la abertura de la bolsa producida por el

propio peso del ave.

2. A partir de este punto hay tres opciones: (a) Si el cuerpo del ave es accesible, sin red

de por medio, y la cabeza y el dorso no están enredados, simplemente sujetar al ave en la

«posición de anillamiento», es decir, con la palma de la mano contra su dorso, los dedos

índice y medio a ambos lados del cuello, el ala derecha sujeta con el pulgar, y los otros

dedos asiendo el cuerpo y el ala izquierda. Entonces véase el punto 7. (b) Si la red está

enredada alrededor de la cabeza y el dorso, deslizar los dedos sobre el cuerpo y bajo las

alas. Esto normalmente implica tener el pulgar sujetando el pecho y los demás dedos

sujetando con cuidado el cuerpo por debajo de las alas. Pasar al punto 3. (c) Si el cuerpo

está demasiado enredado para ser accesible, utilizar uno de los métodos descritos más

abajo.

3. Con el ave firmemente sujeta en la mano izquierda, retirarla de la red para exponer

al menos una de las muñecas (vértice flexor del ala). Liberar una de las alas retirando los

hilos de alrededor de la articulación de la muñeca, operando desde la parte inferior del

ala. Generalmente, el pulgar derecho debe situarse debajo del hilo (o hilos) liberándolo de

la parte inferior mientras el índice hace de tope contra la articulación de la muñeca. A

menudo resulta útil tirar suavemente de las partes expuestas de los hilos todavía

enredados, con el fin de liberarlos o ver mejor dónde están atorados.

4. Cuando un ala esté libre, deslizar los dedos sobre ella, sujetándola contra el cuerpo

del ave para evitar que aletee. Retirar los hilos que queden alrededor del cuello, operando

desde la nuca hacia delante, de la misma manera que uno se quita una camiseta.

62

Asegurarse de que el pico se encuentra sujeto por el pulgar a fin de proteger el cuello del

ave cuando se pasa la red por encima de la cabeza.

5. Liberar la otra ala.

6. El ave debe estar ahora colocada en la «posición de anillamiento».

7. Retirar al ave en dirección opuesta a la red. Al hacerlo, normalmente las patas se

desenredarán por sí solas. Si los dedos siguen atrapados, tirar suavemente de los hilos

hasta desenredarlos. Nótese que al extender la articulación del tobillo, los dedos tienden a

relajarse, facilitando la extracción. Si el ave agarra la red con fuerza, se puede recurrir a los

siguientes pasos: (a) liberar primero el «pulgar» (el dedo de mayor tamaño, situado en

dirección contraria a los demás), retirando los hilos y forzándolo hacia atrás de forma que

abra el «puño»; (b) Extender el resto de los dedos del ave; (c) Retirar los últimos hilos

dando pequeños tirones, siempre con delicadeza. Cuando este método se efectúa con

cierta habilidad y tacto, resulta muy benigno para el ave pues el único contacto firme se

produce a los lados del cuello. También ahorra tiempo pues las patas suelen liberarse por

sí solas.

Redes de Cañón y de Proyectil.

Las redes de cañón y de proyectil son disparadas sobre áreas predeterminadas,

generalmente para capturar aves playeras o acuáticas. Las redes de cañón y de proyectil

se extienden rápidamente utilizando cargas explosivas. Las redes Phutt, se disparan

utilizando aire comprimido y no tienen el rango o área de las redes de cañón o proyectil.

La captura con redes de cañón y proyectil pueden ser efectivas para captura de adultos de

aves acuáticas lejos de los nidos. A estas aves se les atrae con cebos o señuelos al área de

captura (Parrish et al. 1994; Heath y Fredercik 2003). Debido a que las redes de cañón y

proyectil 56 utilizan cargas explosivas, se requieren permisos y entrenamiento especial, así

como un equipo con experiencia para coordinar la colocación y disparo, y para extraer y

procesar las aves de manera rápida y eficiente. Si las redes y los explosivos no son

colocados y detonados de manera correcta, puede resultar en lesiones o muerte de aves

y/o personas (Bub 1995).

63

Trampas de Embudo

Las trampas de embudo consisten en un embudo que lleva a una trampa. Las aves

caminan a través del embudo atraídas por un cebo hacia la trampa, de donde la mayoría

de las veces no pueden salir. Estas trampas se utilizan comúnmente con aves que caminan

o se alimentan sobre el suelo (Bub 1995). Buck y Craft (1995) reportaron lesiones menores

(tipo escoriaciones) asociadas con la captura de búho cornudo (Bubo virginianus) y

aguililla cola roja (Buteo jamaiciensis) en trampas de embudo, pero ninguna de

consideración o que pusiera en riesgo sus vidas. Kearns et al. (1998) reporto 48 muertes

asociadas a la trampa (1.6% del total de capturas) utilizando una trampa de embudo en

trébol modificada; de estas, 22 (46%) fueron debido a mamíferos depredadores, 16 (33%)

por ahogamiento debido al cambio de mareas, y 10 (21%) por causas desconocidas.

6.2.2 Avistamiento de aves

La mejor hora para efectuar la observación de aves en la mayoría de las zonas en

latitudes templadas suele ser entre las 5:00 y las 9:00 de la mañana. Es preferible

comenzar durante los 15 primeros minutos después de la hora oficial de la salida del sol,

siendo las 3 ó 4 horas siguientes el periodo más estable en cuanto a la detección de aves.

Para la mayoría de especies, las tasas de canto son más altas durante el periodo entre la

primera luz del día (el amanecer) y la salida del sol. En zonas tropicales, los horarios de

canto de las diferentes especies pueden ser variables. Blake (1992) recomienda censar

desde antes del amanecer hasta tres horas después.

Se debe de utilizar los binoculares para una adecuada observación, las guías de

campo son indispensables para la identificación de aves en la zona donde se va a realizar

el avistamiento, el tomado de fotografías se hace al momento de la observación, se

requiere una cámara profesional o semiprofesional para una toma adecuada.

6.2.2 Toma de datos

Para la toma de datos el alumno debe de tomar en cuenta: tipo de vegetación,

clima, humedad, temperatura, localidad, coordenadas, fecha, hora, observador,

identificador, especie, número de ejemplares de especies observadas y observaciones.

64

7 CUESTIONARIO

¿Cuáles son otros métodos de colecta de aves?

Explique cuál es la importancia de conocer los métodos de colecta de aves.

¿Cuáles son los pros y los contras de la utilización de redes de niebla en la captura

de aves?













65

PRÁCTICA 10Taxonomía de Mamíferos

1. INTRODUCCIÓNLos mamíferos (Clase: Mammalia) es

el grupo más conocido de los

vertebrados. Las hembras tienen

glándulas mamarias con las que

alimentan a sus crías. La mayoría pare

crías vivas (solo el ornitorrinco y los

equidnas ponen huevos) y, salvo algunas

excepciones, tiene su cuerpo cubierto

de pelo. Debido a que han desarrollado

una serie de formas para desplazarse, se

han diseminado y diversificado

ampliamente en diversos hábitats (tierra, aire y agua). Su éxito se debe, en gran medida, a

su habilidad para mantener una temperatura corporal constante, a pesar de los cambios

en las condiciones externas.

Entre las características únicas de los mamíferos están: Tienen un solo hueso en la

mandíbula, los huesos presentes en la mandíbula de los reptiles son ahora el martillo y el

yunque, huesecillos del oído, tienen dientes con formas distintas (heterodoncia) para

funciones diversas (incisivos, colmillos, caninos, premolares, molares), el paladar

secundario separa los sistemas respiratorio y digestivo, el diafragma separa la cavidad

torácica de la abdominal y ayuda a las funciones digestivas y respiratorias, el corazón tiene

cuatro cavidades y solo el arco aórtico izquierdo, los glóbulos rojos carecen de núcleo

(Eritrocitos), la corteza cerebral está muy desarrollada, el sexo está determinado por los

66

cromosomas, la fertilización es interna en todas las especies con excepción de los

monotremas, producen su calor interno (endotérmicas) y mantienen su temperatura

corporal (homotermos).


2.1 Identificar los diferentes grupos de invertebrados que se encuentran en diferentes cuerpos de agua dulce.










Usted tendrá la capacidad de conocer las diferentes técnicas de captura de mamíferos y sabrá identificar los grupos de mamíferos siguiendo las guías de campo.




En las prácticas se utiliza material biológico preservado en seco con alcanfor sin embargo este pueden provocar irritación en piel o mucosas, los vapores pueden provocar dolor de cabeza o malestar en personas hipersensibles a esta sustancia



67










nacional.


6.1 Material

Pinzas Regla Charola de disección Guantes de látex Material biológico Lupa Guantes de látex Material Bibliográfico Computadora

6.3 Procedimiento

6.2.1. El ejemplar a observar e identificar debe de ser extraído de la colección con

cuidado y colocarlo en la charola de disección.



68

6.2.3. Se deben observar cuidadosamente cada una de las características morfológicas

del ejemplar para seguir una correctamente la clave.

6.2.4. Cuando sea necesario observar alguna estructura se debe de utilizar la lupa o un

estereoscopio

6.2.5. Una vez que ha llegado a familia se debe de corroborar con el maestro para dar

el visto bueno, en dado caso que la familia sea errónea vuelva a la clave dicotómica.

6.2.6. Si la identificación fue correcta realice un esquema del organismo identificado,

indicando las características que lo llevaron a identificar la familia.

6.2.7. Realizar una descripción del ejemplar, siguiendo las características taxonómicas

que lo llevaron a su identificación.

7 CUESTIONARIO

Explique las diferencias entre aves y mamíferos. ¿Cuáles son las especies de mamíferos que se encuentran en peligro de extinción

en México? Explique la importancia ecológica de este grupo Explique las características distintivas de los mamíferos Explique el origen del Homo sapiens Explique las adaptaciones que adquirieron los mamíferos marinos Explique los pros y los contras de la endotermia













69

PRÁCTICA 11Técnicas de captura de

mamíferos1. INTRODUCCIÓN

Algunas de las variadas técnicas en uso para el

estudio de los mamíferos fueron diseñadas

específicamente para este grupo, pero otras

han sido desarrolladas en otros campos y

adaptadas a los mamíferos.

Los mastozoólogos o manejadores de fauna

que trabajan con mamíferos seguido se hacen preguntas como: ¿cuál es el tamaño

poblacional de ardillas en un área particular de un bosque?, ¿cuál es el tamaño y forma de

sus ámbitos hogareños?, ¿su sistema socio espacial incluye jerarquías dominantes o

territorios?, ¿cuándo están más activas las ardillas?. Resolver las preguntas de este tipo

requiere la captura, marcado y monitoreo de animales individuales.

Los métodos para la captura de animales silvestres incluyen una variedad de técnicas de

trampas y redes. Si el animal es capturado vivo o muerto depende de la naturaleza del

estudio y la razón para su captura. Aunque en la actualidad muchos mamíferos son

capturados vivos, en algunos casos el uso de trampas mortales es necesario y justificado.

Por ejemplo, las colecciones en los museos necesitan especímenes de referencia que

permiten la correcta identificación de las especies, y los esqueletos o tejidos necesarios

para algunos análisis no pueden obtenerse de animales vivos. El trampeo para remover

animales de un área, particularmente una especie abundante o plaga, es mejor hacerlo

con trampas mortales, armas de fuego, o venenos.

70


2.1 Conocer las diferentes técnicas de colecta de mamíferos así como la

observación e identificación de mamíferos en su ambiente natural utilizando guías de

campo.










Usted tendrá la capacidad de identificar las 6 clases del Phylum Molusca por medio

de sus características morfológicas.






71





nacional.


6.1 Material Linterna Lupa Equipo de colecta Cámara fotográfica GPS Hojas de registro Pesa Guantes de látex Guantes de cuero Cinta métrica Gel antibacterial Guía de mamíferos

6.2 Procedimiento

Captura de mamíferos

Ante todo se deben tener en cuenta variables como peso, velocidad de carrera, así

como establecer los hábitos de comportamiento, es decir de actividad, zonas de tránsito,

áreas de concentración, localización de cuevas, etc. Los métodos de captura de mamíferos

se pueden clasificarse en métodos manuales y mecánicos (captura muerta y captura viva).

Métodos de captura manuales

Los métodos de captura manuales pueden se directos, con la utilización de las

propias manos o indirectos con la ayuda de elementos auxiliares como lazos, palos con

lazos, cono de paño y otros dispositivos similares. En las especies de hábitos nocturnos se

72

puede facilitar la captura mediante el empleo de linternas para provocar el

encandilamiento, el cual favorece la sujeción de la presa. Para evitar mordeduras el

ejemplar debe sujetarse firmemente con la mano en la nuca y con la otra se lo toma del

dorso a la altura de la cintura pélvica o bien de la base de la cola. (Para mayores detalles

consultar fascículo de técnicas y métodos de captura de mamíferos).

Métodos de captura con trampas

Con el objeto de realizar estudios de manejo y gestión a veces es necesario realizar

captura de animales silvestres. Los progresos recientes en el uso de tranquilizantes y

anestésicos drogas) ha sido un factor importante en el éxito de distintos programas de

manejo de fauna silvestre.

Las capturas se realizan ya sea manualmente, con aparatos mecánicos (trampas),

con la inyección de drogas a distancia o usando drogas administradas oralmente a través

de cebos.

Trampas de acero y resorte

Los agentes dedicados al control de depredadores han usado diferentes trampas

de acero de fabricación comercial, conocidos como cepos (que sujetan un miembro del

animal). Los cepos de acero que presentan un recubrimiento de hule han sido exitosos en

la captura de carnívoros y otros grandes mamíferos sin causarles daño, sobre todo para

llevar a cabo programas de marcaje y colocación de collares para radio seguimiento.

Dentro de las trampas letales tenemos a las trampas de cuerpo “Conibear” (Fig. 1). Para

mamíferos pequeños son comunes las trampas de resorte (marca Victor y Museum

Special) si se quiere matar al animal.

Trampas–Caja

Los pequeños mamíferos también pueden ser capturados con trampas caja de

marca Sherman, Havahart y Victor. Para los mamíferos medianos existen trampas

Tomahawk (Figs. 2 y 3) de diferentes tamaños, plegables o fijas, con una o dos puertas

abatibles.

73

Figura 1. Arriba cepos suave “Victor” (esta trampa presenta un recubrimiento de neopreno para evitar el daño a los animales. Abajo trampa “Conibear” para sujetar del cuerpo, ésta es letal.

Para la captura de venados, en EEUU se usan trampas–caja marca Stephenson. La

red se emplea cuando el animal está descansando. También pueden extenderse en el

suelo, forzando el paso de los animales arreándolos, en ese momento, dos operadores,

situados en los extremos de la red, la levantan, de manera que la presa la embiste,

produciendo captura de uno o más ejemplares.

74

Figura 2. Trampas de caja. Arriba trampa “Tomahawk” de una sola puerta. Abajo trampa “Havahart” para mamíferos pequeños.

Figura 3. Trampa plegable “Sherman” para pequeños mamíferos. Esta es una de las trampas más utilizadas actualmente para investigación en el mundo.

75

Trampas–Corral

Para la captura de animales de caza mayor se han utilizado corrales–trampa,

donde son conducidos los animales mediante el uso de diferentes señuelos y cebos.

Generalmente son estructuras permanentes construidas con madera y alambre.

Redes–trampa

Con el fin de capturar venados vivos Clover diseñó una red–trampa transportable,

que se monta en el campo como una especie de carpa (15 m x 15 m) y tiene un

mecanismo central con un cable disparador. Los murciélagos son capturados mediante

redes de nylon (redes de neblina) (Fig. 4) que se fabrican de diferentes largos y altos, así

como de diferentes tamaños de luz en la trama.

Figura 4. Red de niebla (Mist–net) desplegada en forma simple para la captura de murciélagos.

76

Lazos de cable y cuerda

Estos lazos que se conocen comúnmente como lazos matreros, se han utilizado con

éxito para capturar animales grandes de caza vivos. Los lazos de cable utilizados para

atrapar a los animales de las patas han sido usados para capturar osos, jaguares, pumas.

También se han usado para capturar mamíferos medianos como coyotes (Fig. 5).

Figura 5. Diferentes formas de colocar los lazos matreros.

Este tipo de lazos fabricados con alambre de diferentes calibres, son también

responsables de la muerte y mutilación de muchos animales silvestres sobre todo en

países africanos y asiáticos, por lo que solo deben de ser utilizados por expertos y

revisados continuamente para evitar que los animales capturados sufran.

77

Tipos de cebos

Hay tres tipos de cebo basados en la comida de omnívoros, herbívoros y

carnívoros. También pueden ser útiles los cebos a base de secreciones sexuales. No

existen hasta el presente una base seria para su aplicación en la fauna neotropical.

• Cebos para carnívoros: se usan cebos vivos o animales muertos o trozos de carne.

• Cebos para herbívoros: pastas hechas con avena arrollada, harina de maíz y agua.

• Cebos para omnívoros: se preparan en forma de pastas, compuestas por avena

arrollada, harina de maíz, miel, pasas de uva, pasta de maní, semillas varias, grasas y carne

cruda desmenuzada.

• Otros cebos: pueden ser frutas, una secreción glandular, etc. los cuales resultan muy

atractivos y hasta irresistibles. Otros pueden ser la sal (en zonas tropicales húmedas

donde generalmente escasea) y en particular agua, sobre todo en períodos de sequía (si se

trabaja en zonas áridas o semiáridas).

Reglas básicas para el manejo de trampas

1- Para preparar los cebos se debe cuidar de dejar rastros de olores (tabaco, perfumes).

Es recomendable refregarse las manos con pasto y hojas del ambiente.

2- Las trampas deberán estar limpias al momento de ser utilizadas (El lavado debe hacerse

con agua solamente).

3- Las trampas deben colocarse lo más alejadas posible del lugar donde se ha pisado. Los

animales evitan el rastro de olor dejado por el operador.

4- Se puede utilizar el cebo para marcar el rastro que conduzca a la trampa.

5- Las trampas deben tener perfectamente accionado el trabado para evitar su cierre

antes que ingrese en animal.

6- Se puede utilizar (en el caso de los animales cazadores) animales vivos colocados en

jaulas más pequeñas dentro de la trampa (ratones, cobayos, aves, coleópteros, arañas,

78

etc.). Al animal cebo, se le debe colocar agua y comida para evitar la muerte. Un animal

vivo produce mayor cantidad de olores.

7- Se debe renovar el cebo diariamente para evitar que pierda su atractivo.

8- Cómo mínimo se deben colocar 20 trampas.

9- Deben ser controladas por la sensibilidad de su mecanismo.

10- Cualquier modelo de trampa es perfectible, se puede innovar utilizando ingenio.

Registro de datos: son los registros detallados acerca del ambiente y los

ejemplares. También es necesario tomar fotografías de ambiente y de los mamíferos

capturados en la práctica ya que estos serán liberados después de la captura. Se deberán

anotar las características del suelo, flora, clima de la región. Se anotará el número de

trampas utilizadas, superficie o longitud cubierta, Nº de animales capturados,

identificación de las especies, sexos y etapas de crecimiento.

7. CUESTIONARIO

Explique la importancia de conocer las diferentes técnicas de colecta de

mamíferos.

Explique la importancia económica de esta clase.

Explique algunos métodos utilizados para el rastreo de mamíferos.










Reporte escrito (Introducción, objetivos, material y método, resultados, conclusión, cuestionario y bibliografía).

79

BIBLIOGRAFÍAAguirre–León, G. y E. Cázares Hernández. 2009. Técnicas de campo para el inventario y monitoreo de anfibios y reptiles. Pp. 269–300.

Anderson, D.L. 2009. Ground versus canopy method for the study of birds in tropical forest canopies: implications for ecology and conservation. The Condor 111:226 – 237.

Ariadne Angulo, José Vicente Rueda-Almonacid, José Vicente Rodríguez-Mahecha, y Enrique La Marca, 2006, Técnicas de Inventario y Monitoreo para los Anfibios de la Región Tropical Andina, Conservación Internacional, SERIE MANUALES para la conservación, Bogotá Colombia.

Ferner, J.W. 1979. A review of marking techniques for amphibians and reptiles. Society for the Study of Amphibians and Reptiles, Herpetological Circular 9.

Heyer, E.R., M.A. Donnelly, R.W. McDiarmid, L.A.C. Hayek, y M.S. Foster (Eds.). Measuring and Monitoring Biological Diversity. Standard Methods for Amphibians. Smithsonian Institution Press, Washington and London.

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Santos Bartrera, Pacheco y Ceballos, 2004, La conservación de reptiles y anfibios en México, CONABIO, Biodiversitas 57:1-6.

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Taylor, n. 1994. A technique for the treatment of capture myopathy. Stilt 25:33-34.

80

Para saber mas http://www.uaq.mx/FCN/Investigacion/MANUAL_DE_TECNICAS_PARA_EL_ESTUDIO_DE_LA_FAUNA.pdf (Técnicas de estudio de la fauna)

http://www.fs.fed.us/psw/publications/documents/psw_gtr159/psw_gtr159.pdf (Monitoreo de Aves)

http://www.conabio.gob.mx/institucion/snib/doctos/acerca.html

http://www.conabio.gob.mx/

http://www.squalus.org/redcondrictios/pdf/Navia%20et%20al.2007.pdf (Guía de tiburones y rayas)

http://www2.inecc.gob.mx/publicaciones/libros/536/anfibios.pdf

http://www.lacerta.de/AS/Bibliografie/BIB_2889.pdf

http://oncetv-ipn.net/librorojo2/

http://www.biodiversidad.gob.mx/especies/espRiesgo.html

http://www.biodiversidad.gob.mx/publicaciones/versiones_digitales/ManualRastreoMamiferosMexico.pdf

http://www.ecologia.unam.mx/laboratorios/rmedellin/2010/PUB/0001.pdf

http://www.conanp.gob.mx/rendicion_cuentas/pdf/ESTUDIOS%202010/YAXAL.pdf

81

ANEXO

HOJAS DE EVALUACIÓN DEPRÁCTICAS DE LABORATORIO

UNIVERSIDAD JUÁREZ DEL ESTADO DE DURANGOFacultad de Ciencias Biológicas

Carrera: Biólogo

82

Biología Animal IV (Cordados)

HOJA DE EVALUACIÓN DE PRÁCTICAS DE LABORTORIO

Práctica Nº 1

“Clases del Filo Hemicordados”

Nombre del alumno(a)Fecha de realización de la práctica del laboratorioFecha de entrega del reporte de la prácticaSello

No se aceptarán reportes sin el sello

Evaluación del reporte de la práctica

Sección Valor en Puntos Puntos del alumno(a)Introducción 1Objetivos +Materiales +Metodología +Resultados 4Cuestionario 1Conclusión 1Bibliografía 1Puntos negativos

TOTAL 8

5. RESULTADOS

83

5. RESULTADOS

5.1 Identifica la clase de Hemicordado e Identifica las partes de cuerpo

84

Clase:

Clase:

5.2 Realiza un esquema en base al material proporcionado (fotografías), señala las partes del cuerpo en el esquema y realizare una breve descripción del ejemplar

Cephalodiscus sp

Balanoglossus sp.

85

86

Esquema de Balanoglossus sp Descripción


Carrera: BiólogoBiología Animal IV


Práctica Nº 2

“Característica de los Subfila de Cordados”





TOTAL 8

87

5. RESULTADOS

Identificación de Subphylum de Cordados

Subfilo: Características

Identifica las estructuras principales

88

Subfilo:


Características

89

Subfilo:


Características

90




Práctica Nº 3

“Clases de Vertebrados”





TOTAL 8

91

5. RESULTADOS

Identifica las estructuras principales, esquematiza y describa los ejemplares proporcionados por el maestro.

Clase: Peces

Descripción:

92

Clase: Anfibia

Descripción:

93

Clase: Reptil

Descripción:

94

Clase: Ave

Descripción:

95




Práctica Nº 4

“Taxonomía de Peces”





TOTAL 8

96

5. RESULTADOSIdentifica la clase, el orden y la familia a la que pertenece cada ejemplar proporcionado

Clase: Orden: Familia:

97

Descripción


98

Descripción


99

Descripción


100

Descripción


101

Descripción


102

Descripción


103

Descripción


104

Descripción

105




Práctica Nº 5

“Taxonomía de Anfibios”




Sección Valor en Puntos Puntos del alumno(a)Introducción 1Objetivos +Materiales +Metodología +Resultados 4Cuestionario 1Conclusión 1Bibliografía 1

106

Puntos negativos

TOTAL 8

5. RESULTADOSIdentifica el orden y la familia de cada ejemplar proporcionadoOrden: Familia:

Características

107

Orden: Familia:

Características:

108

Orden: Familia:

Características

109




Práctica Nº 6

“Taxonomía de la clase Reptilia”




Sección Valor en Puntos Puntos del alumno(a)Introducción 1Objetivos +Materiales +Metodología +Resultados 4Cuestionario 1

110

Conclusión 1Bibliografía 2Puntos negativos

TOTAL 8

5. RESULTADOSIdentifica hasta nivel de familia cada ejemplar proporcionado

Orden: Familia:

Características

111

Orden: Familia:

Características

112

Orden: Familia:

Descripción

113

Orden: Familia:

Descripción

114

Orden: Familia:

Descripción

115

Orden: Familia:

Descripción

116

Orden: Familia:

Descripción

117

Orden: Familia:

Descripción

118




Práctica Nº 7

“Taxonomía de Aves”




119


TOTAL 8

5. RESULTADOSIdentifica hasta nivel de familia cada ejemplar proporcionadoOrden: Familia:

Descripción

120

Orden: Familia:

Descripción

121

Orden: Familia:

122

Descripción

Orden: Familia:

123

Descripción




Práctica Nº 8

“Taxonomía de Mamíferos”



124



TOTAL 8

5. RESULTADOSIdentifica hasta nivel de familia cada ejemplar proporcionadoOrden: Familia:

125

Descripción

Orden: Familia:

126

Descripción

Orden: Familia:

127

Descripción

Orden: Familia:

128

Descripción

129

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