universidade federal do parÁ instituto de ciÊncias ... · ao professor arnaldo maldonado, por me...
TRANSCRIPT
UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARÁ
INSTITUTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM
BIOLOGIA DE AGENTES INFECCIOSOS E PARASITÁRIOS
HELMINTOFAUNA DE BOTHROPS ATROX LINNAEUS, 1758 (SQUAMATA:
VIPERIDAE) PROVENIENTE DA REGIÃO METROPOLITANA DE BELÉM E DA
FLONA DE CAXIUANÃ, ESTADO DO PARÁ, BRASIL
PAULO ANDRÉ FERREIRA BORGES DA COSTA
Belém-PA
2014
PAULO ANDRÉ FERREIRA BORGES DA COSTA
HELMINTOFAUNA DE Bothrops atrox LINNAEUS, 1758 (SQUAMATA:
VIPERIDAE) PROVENIENTE DA REGIÃO METROPOLITANA DE
BELÉM E DA FLONA DE CAXIUANÃ, ESTADO DO PARÁ, BRASIL
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação
em Biologia de Agentes Infecciosos e Parasitários do
Instituto de Ciências Biológicas da Universidade Federal
do Pará, como requisito parcial para a obtenção do grau
de Mestre em Biologia de Agentes Infecciosos e
Parasitários.
Orientadora: Prof. Dra. Jeannie Nascimento dos Santos
Belém-PA
2014
PAULO ANDRÉ FERREIRA BORGES DA COSTA
HELMINTOFAUNA DE Bothrops atrox LINNAEUS, 1758 (SQUAMATA:
VIPERIDAE) PROVENIENTE DA REGIÃO METROPOLITANA DE BELÉM E DA
FLONA DE CAXIUANÃ, ESTADO DO PARÁ, BRASIL
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biologia de Agentes Infecciosos
e Parasitários do Instituto de Ciências Biológicas da Universidade Federal do Pará, como
requisito parcial para a obtenção do grau de Mestre em Biologia de Agentes Infecciosos e
Parasitários.
Orientadora:
Prof. Dra. Jeannie Nascimento dos Santos
Laboratório de Biologia Celular e Helmintologia,
ICB – UFPA
Banca examinadora:
Profa. Dra. Elane Guerreiro Giese
Laboratório de Histologia e Embriologia Animal,
ISPA – UFRA
Prof. Dr. Arnaldo Maldonado Junior
Laboratório de Biologia e Parasitologia de Mamíferos
Silvestres e Reservatório, FIOCRUZ – RJ
Profa. Dra. Ana Lucia da Costa Prudente
Museu Paraense Emílio Goeldi
Coordenação de Zoologia, Herpetologia
Prof. Dr. Adriano Penha Furtado (Suplente)
Laboratório de Biologia Celular e Helmintologia,
ICB – UFPA
Belém, 29 de Setembro de 2014.
“Por isso a criação aguarda ansiosamente a
manifestação dos filhos de Deus”
(Romanos 8, 19)
“A ciência é como uma lupa que nos ajuda a
contemplar a criação”
(Marcus Danilo)
“A fé e a razão são como duas asas que elevam
o espírito humano a contemplar a verdade”
(Fides et Ratio, Carta encíclica, São João Paulo II)
Dedico a minha orientadora,
Jeannie Nascimento dos Santos
AGRADECIMENTOS
Sempre fico um pouco com medo de não agradecer direito as pessoas pelas suas interferências
na minha vida. Quero desde já agradecer a todos os que participaram desse caminho de
mestrado, direta ou indiretamente, porque se sou o que sou hoje e estou escrevendo esse
agradecimento é porque Deus agiu através de todos.
Agradeço a JESUS, por ter me feito aprender TANTA COISA do início ao fim desse
mestrado. Por cuidar de mim com tantos detalhes. Sou grato pelo dom da persistência e
dedicação que ELE me deu. ELE me amou primeiro. E é por isso que eu acredito cada vez
mais em mim.
A minha mãe MARIA MADALENA e a meu pai ANANIAS, pelo amor e pela liberdade.
Mesmo sem achar bonitos esses bichos estranhos (os helmintos) mesmo com minhas crises, o
amor que eles me dão me sustenta e também me faz acreditar em mim mesmo. Obrigado!
A meus irmãos JOANA, DANILO, FERNANDA e MARCELA, pelo apoio, por estarem
sempre me incentivando, por aguentarem minhas crises e chateações, por me amarem. Ao
meu afilhado e irmãozinho TIAGO DA SILVA BORGES por tantos momentos de
princadeiras, por me dar a oportunidade de ser “pai” e por reensinar a sabedoria das crianças.
A professora JEANNIE NASCIMENTO DOS SANTOS, pela confiança em mim até o fim,
mesmo com tantas crises, problemas pessoais, planejamento, desplanejamento... enfim. Pelo
seu apoio nas minhas decisões de vida, desde quando comecei a ser orientado por ela. Espero
que eu tenha aprendido a ser um MESTRE.
Ao professor ADRIANO PENHA FURTADO, por também muito me apoiar, pela amizade,
pelas críticas, pelas conversas divertidas, pelo cuidado comigo.
A professora ELANE GUERREIRO GIESE que também me acompanhou em toda a minha
carreira acadêmica, obrigado por também acreditar em mim, pela amizade, pelo cuidado,
pelas críticas, pelas conversas sobre ciência, cultura e religião, incentivadas pela nossa busca
pela verdade.
Agradeço aos amigos do querido LBCH! Tanta gente que também me apóia como
pesquisador e como pessoa, além de me proporcionarem tantos momentos divertidos, com as
conversas que só surgem no nosso laboratório. Obrigado pelo companheirismo, por
participarem do meu crescimento, tanto profissional, quanto na convivência humana.
Agradeço especialmente: a FABRÍSIA SILVA e a DJANE SILVA, minhas colega de
mestrado, que fizeram esta jornada comigo, por me ajudarem nas coletas e MEVs da vida,
pela amizade, companheirismo, pelo apoio, pelo exemplo; a LUCIANA DE CÁSSIA, pela
amizade, pelas dicas no laboratório, pelo seu apoio e exemplo; ao PROFESSOR
FRANCISCO TIAGO MELO, pela amizade e por ser meu exemplo e orgulho na carreira
acadêmica; a LÍLIAN MACEDO, pela grande amizade, pelo exemplo de zelo, dedicação e
companheirismo, por ter me ensinado tanta coisa da vida, inclusive a ser mais biólogo.
Faço um agradecimento especial também aos alunos de iniciação científica, BEATRIZ
GIESE, WASHINGTON VIEIRA e SORAYA MACHADO, pelas contribuições
fundamentais para a descrição de algumas espécies. Agradeço pela amizade de cada um e pela
chance de ter a experiência de co-orientar alunos.
Ao IC LUCAS ARISTOTELES, pela amizade e pela ajuda imprescindível no final dessa
jornada.
Ao Museu Paraense Emílio Goeldi, nas pessoas da Dra. ANA PRUDENTE, Dra. TERESA
CRISTINA e Dr. MARINUS HOOGMED. A Dra. Ana, por ter sedido os exemplares de
Bothrops atrox para a pesquisa e pelas valiosas contribuições como membro da minha banca
examinadora. A Dra. Teresa e ao Dr. Marinus, pela oportunidade e fazermos expedições a
FLONA de Caxiuanã, e por mostrar mais sobre o mundo da pesquisa.
Ao técnico FABRICIO SARMENTO, que muito me ajudou nas visitas ao Museu.
Ao professor ARNALDO MALDONADO, por me dá uma grande lição na minha defesa.
A professsora MARIA CRISTINA COSTA, profa. Kita, que também me proporcionou uma
grande experiência e aprendizado na biologia herpetológica, em mais uma expedição a
Caxiuanã. Assim como aos alunos do curso de Ciências Biológicas que fizeram a disciplina
de campo (onde eu me “intrometi”) comigo.
Ao Dr. YURI KUZMIM, pela sua grande contribuição no estudo da Serpentirhabdias e pelo
exemplo e aprendizado que ele me proporcionou com sua visita ao laboratório.
Aos meu amigos/irmãos do MINISTÉRIO UNIVERSIDADES RENOVADAS, que estiveram
junto comigo nesses anos todos, por termos aprendido em comunidade a perceber presença
de DEUS em todos os lugares e momentos. Obrigado pela amizade de cada um, pelo
testemunho de cada um e pelas missões que que fizemos juntos, missões estas que incluem a
vida acadêmica de cada um.
A ANA CAROLINA MAUÉS DOS SANTOS, por todo o apoio, incentivo e dedicação, por
todo o amor durante toda essa jornada, mesmo num momento tão difícil em nossas vidas.
Obrigado!
Obrigado a todos os PROFESSORES do Programa de Pós-graduação em Biologia de Agentes
infecciosos e Parasitários (PPG BAIP), pelas suas contribuições para o meu aprendizado.
Também agradeço ao RAIMUNDO HOSANA e a MIRNA, por tanto me ajudarem na parte
da burocrática do curso.
Agradeço aos laboratórios e instituições que me deram apoio na realização das técnicas e
finaciamento do meu projeto: a Universidade Federal do Pará, ao LBCH e ao Laboratório de
Biologia Ultraestrutural, ao Laboratório de Microscopia Eletrônica do Museu Paraense Emílo
Goeldi, a Estação Ciêntífica Ferreira Penna, em Caxiuanã, ao Laboratório de Entomologia
Médica do Instituto René Rachou da Fundação Oswaldo Cruz de Belo Horizonte-MG (IRR-
FIOCRUZ-MG), e a CAPES e ao CNPQ.
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS ............................................................................................................. 12
RESUMO ................................................................................................................................. 15
ABSTRACT ............................................................................................................................ 16
1 INTRODUÇÃO ................................................................................................................... 15
1.1 ESTUDOS DE BIODIVERSIDADE PARASITÁRIA NO BRASIL ................................ 15
1.2 SERPENTES DA FAMILIA VIPERIDAE DA AMAZÔNIA BRASILEIRA.................. 18
1.2.1 Bothrops atrox (Linnaeus, 1758), a “Jararaca da Amazônia” ................................... 19
1.3 DIVERSIDADE DO PARASITISMO POR HELMINTOS EM SERPENTES ................ 21
1.3.1 Filo Acanthocephala ...................................................................................................... 22
1.3.2 Filo Platyhelminthes ...................................................................................................... 25
1.3.2.1 Classe Cestoda .............................................................................................................. 25
1.3.2.2 Classe Trematoda ......................................................................................................... 28
1.3.3 Filo Nematoda ................................................................................................................ 31
1.3.3.1 Ordem Enoplida ............................................................................................................ 33
1.3.3.2 Ordem Rhabditida......................................................................................................... 33
1.3.3.3 Ordem Strongylida ....................................................................................................... 34
1.3.3.4 Ordem Oxyurida ........................................................................................................... 35
1.3.3.5 Ordem Ascaridida ......................................................................................................... 35
1.3.3.6 Ordem Spirurida ........................................................................................................... 37
1.3.4 Helmintos já relatados em serpentes da espécie Bothrops atrox, no Brasil .............. 38
2 OBJETIVOS ........................................................................................................................ 44
2.1 OBJETIVO GERAL ........................................................................................................... 44
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................................. 44
3 MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................................ 45
3.1 DESCRIÇÃO DAS ÁREAS DE COLETA DOS HOSPEDEIROS .................................. 45
3.1.1 Região metropolitana de Belém-Pa .............................................................................. 45
3.1.2 FLONA de Caxiuanã, Melgaço-Pa e Portel-Pa .......................................................... 45
3.2 OBTENÇÃO DE HOSPEDEIROS E PARASITOS .......................................................... 46
3.2.1 A partir da Coleção Herpetológica “Osvaldo Rodrigues da Cunha” do Museu
Paraense Emílio Goeldi .......................................................................................................... 46
3.2.2 A partir de busca ativa ou encontros ocasionais de espécimes de Bothrops atrox ... 47
3.3 PROCESSAMENTO E ANÁLISE DOS PARASITOS .................................................... 48
3.3.1 Procedimento realizado para microscopia de luz ....................................................... 48
3.3.2 Preparação de helmintos para histologia .................................................................... 49
3.3.3 Procedimento realizado para microscopia eletrônica de varredura......................... 50
4 RESULTADOS .................................................................................................................... 51
4.1 HELMINTOS DE BOTHROPS ATROX ............................................................................ 51
4.2 PARASITOS PERTENCENTES AO FILO ACANTOCEPHALA, NO INTESTINO E
NA CAVIDADE CELOMÁTICA ........................................................................................... 53
4.3 PARASITOS PERTENCENTES AO FILO PLATYHELMINTHES ............................... 59
4.3.1 Parasitos da Classe Cestoda no intestino ..................................................................... 59
4.3.2 Parasitos da Classe Trematoda nos ductos urinários ................................................ 64
4.3.3 Parasitos da Classe Trematoda no estômago e no esôfago ........................................ 67
4.3.3.1 Microscopia de luz de trematódeos coletados de serpentes obtidas a partir da Coleção
Herpetológica do Museu Paraense Emílio Goeldi .................................................................... 67
4.3.3.2 Microscopia eletrônica de varredura de trematódeos coletados de serpentes obtidas a
partir da Coleção Herpetológica do Museu Paraense Emílio Goeldi ....................................... 71
4.3.3.3 Microscopia de luz de trematódeos coletados a fresco da serpente capturada na
FLONA de Caxiuanã (expedição de fevereiro de 2012) .......................................................... 77
4.3.3.4 Microscopia eletrônica de varredura de trematódeos coletados a fresco da serpente
capturada na FLONA de Caxiuanã (expedição de fevereiro de 2012) ..................................... 81
4.3.3.5 Análise por histologia de trematódeos coletados a fresco da serpente capturada na
FLONA de Caxiuanã (expedição de fevereiro de 2012) .......................................................... 84
4.4 PARASITOS PERTENCENTES AO FILO NEMATODA ............................................... 85
4.4.1 Nematódeos parasitos do estômago e esôfago ............................................................. 85
4.4.2 Nematódeos parasitos do intestino ............................................................................... 93
4.4.3 Nematódeos parasitos da cavidade celomática ......................................................... 103
4.4.4 Nematódeos parasitos do pulmão ............................................................................... 108
5 DISCUSSÃO ...................................................................................................................... 112
5.1 ACANTOCÉFALOS DA FAMÍLIA CENTRORHYNCHIDAE .................................... 112
5.2 PLATELMINTOS DAS FAMÍLIAS PROTEOCEPHALIDAE E PLAGIORCHIIDAE113
5.2.1 Cestódeos da Família Proteocephalidae .................................................................... 113
5.2.2 Trematódeos da Família Plagyorchidae, parasitos do tubo digestório e ductos
urinários ................................................................................................................................ 115
5.2.2.1 Trematódeos do Gênero Sticholecita Prudhoe, 1949 (Trematoda: Plagiorchiidae)
parasitos do estômago e esôfago de Bothrops atrox............................................................... 116
5.3 NEMATÓDEOS DAS FAMÍLIAS: KATHLANIDAE, COSMOCERCIADE,
DIAPHANOCEPHALIDAE, PHYSALOPTERIDAE, DIPLOTREAENIDAE, E
RHABDIASIDAE .................................................................................................................. 120
5.3.1 Nematódeos do gênero Serpentirhabdias Tkach, Kuzmin e Snyder, 2014
(Nematoda: Rhabdiasidae), parasitos do pulmão de Bothrops atrox ............................... 124
5.4 CONSIDERAÇÕES FINAIS ........................................................................................... 129
6 CONCLUSÕES .................................................................................................................. 132
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................ 134
APENDICE 1 ........................................................................................................................ 145
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Visão geral de serpente da espécie Bothrops atrox, conhecida como “jararaca da
Amazônia”.. .............................................................................................................................. 16
Figura 2: Aspectos gerais do Filo Acanthocephala.. ............................................................... 19
Figura 3: Representação do esquema da morfologia geral de um cestódeo adulto................. 22
Figura 4: Representação esquemática da morfologia geral de um trematódeo da Subclasse
Digenea. .................................................................................................................................... 24
Figura 5: Representação da morfologia geral de espécimes de nematódeos: o helminto adulto
macho e fêmea, e também o esquema de uma forma larval destes parasitos.. ......................... 28
Figura 6: Aspetos gerais da Coleção Herpetológica “Osvaldo Rodrigues da Cunha”, do
Museu Paraense Emílio Goeldi, em Belém-PA.. ..................................................................... 41
Figura 7: Fotomicrografias de parasitos do Filo Acanthocephala encontrados no intestino de
serpentes da espécie Bothrops atrox, provenientes de Belém-PA e da FLONA de Caxiuanã
(Melgaço-PA). .......................................................................................................................... 50
Figura 8: Fotomicrografias de parasitos do Filo Acanthocephala encontrados na cavidade
celomática de serpentes da espécie Bothrops atrox, provenientes de Belém-PA e da FLONA
de Caxiuanã (Melgaço-PA). ..................................................................................................... 52
Figura 9: Fotomicrografias de cestódeos da Família Proteocephalidae, do morfotipo 1,
encontrados no intestino de serpentes da espécie Bothrops atrox provenientes de Belém-PA e
da FLONA de Caxiuanã. .......................................................................................................... 55
Figura 10: Fotomicrografias de cestódeos da Família Proteocephalidae, do morfotipo 2,
encontrados no intestino de serpentes da espécie Bothrops atrox provenientes da FLONA de
Caxiuanã. .................................................................................................................................. 57
Figura 11: Fotomicrografias de trematódeos da Família Plagyorchiidae, coletados a fresco
nos ductos urinários de serpentes da espécie Bothrops atrox provenientes de Belém-PA. ..... 61
Figura 12: Ilustração taxonômica, obtida por microscopia de luz (com o auxílio de câmara
clara), de trematódeos da Família Plagyorchiidae parasito do estômago e esôfago de Bothrops
atrox, da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA, obtidos a partir de hospedeiros preservados na
coleção herpetológica do Museu Paraense Emílio Goeldi. ...................................................... 65
Figura 13: Microscopia eletrônica de varredura de exemplares do trematódeo da Família
Plagyorchiidae parasito do estômago e esôfago de Bothrops atrox, da FLONA de Caxiuanã,
Melgaço- PA, obtidos a partir de hospedeiros preservados na Coleção Herpetológica do
Museu Paraense Emílio Goeldi. ............................................................................................... 69
Figura 14: Microscopia eletrônica de varredura de exemplares do trematódeo da Família
Plagyorchiidae parasito do estômago e esôfago de Bothrops atrox, de Belém – PA, obtidos a
partir de hospedeiros preservados na Coleção Herpetológica do Museu Paraense Emílio
Goeldi. ...................................................................................................................................... 71
Figura 15: Ilustração taxonômica obtida por microscópio de luz (com o auxílio de câmara
clara) dos trematódeos da Família Plagiorchiidae parasitos do estômago, coletados do
espécime de Bothrops atrox necropsiado a fresco na FLONA de Caxiuanã, estado do Pará
(expedição de fevereiro de 2012).. ........................................................................................... 75
Figura 16: Microscopia eletrônica de varredura do trematódeo da Família Plagyorchiidae
parasito de estômago e esôfago coletado do espécime de Bothrops atrox necropsiado a fresco
na FLONA de Caxiuanã, estado do Pará (expedição de fevereiro de 2012). ........................... 78
Figura 17: Fotomicrografia de corte histológico transversal (ao nível do esôfago) do
trematódeo da Família Plagyorchiidae parasito de estômago de Bothrops atrox, da FLONA de
Caxiuanã, obtido do espécime hospedeiro capturado na expedição à FLONA de Caxiuanã (em
fevereiro de 2012).. ................................................................................................................... 80
Figura 18: Fotomicrografias obtidas de espécimes machos e fêmeas de nematódeo da Família
Diaphanocephalidae (Ordem Strongylida), coletados no esôfago e estômago de Bothrops
atrox provenientes da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA. ..................................................... 82
Figura 19: Fotomicrografias obtidas do espécime adulto macho da Família Physalopteridae
(Ordem Spirurida), coletado no estômago de Bothrops atrox proveniente da FLONA de
Caxiuanã, Melgaço-PA. ............................................................................................................ 85
Figura 20: Fotomicrografias obtidas do espécime em fase larval da Família Physalopteridae
(Ordem Spirurida), coletado no estômago de Bothrops atrox proveniente da FLONA de
Caxiuanã, Melgaço-PA. ............................................................................................................ 87
Figura 21: Fotomicrografias obtidas de nematódeos adultos, machos e fêmeas, da Família
Kathlanidae (Ordem Ascaridida), coletados no intestino de Bothrops atrox, provenientes de
Belém-PA. ................................................................................................................................ 90
Figura 22: Fotomicrografias obtidas de espécimes adultos, machos e fêmeas, da Família
Cosmocercidae (Ordem Ascaridida), coletados no intestino de Bothrops atrox, provenientes
de Belém-PA e da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA. .......................................................... 92
Figura 23: Fotomicrografias obtidas dos espécimes em fase larval da Família Physalopteridae
(Ordem Spirurida), coletados no intestino de Bothrops atrox proveniente de Belém-PA e da
FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA.......................................................................................... 95
Figura 24: Fotomicrografias obtidas de espécimes machos e fêmeas de nematódeo da Família
Diaphanocephalidae (Ordem Strongylida), coletados no intestino de Bothrops atrox
provenientes de Belém-PA e da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA. ..................................... 97
Figura 25: Fotomicrografias obtidas de um espécime, do sexo feminino, de nematódeo da
Família Diplotrianidae (Ordem Spirurida), coletado na cavidade celomática de Bothrops atrox
proveniente da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA. .............................................................. 100
Figura 26: Fotomicrografias obtidas de espécimes de nematódeo em estado larval coletado na
cavidade celomática de Bothrops atrox provenientes da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA.
................................................................................................................................................ 102
Figura 27: Ilustração taxonômica obtida, por microscopia de luz (com o auxílio de câmara
clara), dos nematódeos da Família Rhabdiasidae (Ordem Rhabditida) parasitos do pulmão de
Bothrops atrox no município de Belém-PA e na FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA. ......... 106
RESUMO
O Brasil, especialmente a região amazônica, comporta uma grande parte da
diversidade de animais do planeta. No entanto, estima-se que mais da metade das espécies de
invertebrados desta região ainda não seja conhecida. Os helmintos representam uma
importante parcela destes invertebrados e parasitam diversos grupos de seres vivos. Varias
espécies destes parasitos ocorrem em serpentes e podem ser valiosos indicadores de estrutura
das teias alimentares, hábitos e comportamentos destes hospedeiros. A serpente da espécie
Bothrops atrox Linnaeus, 1758, conhecida como “Jararaca da Amazônia”, representa um
importante componente ecológico na floresta amazônica e tem grande importância médica no
que diz respeito aos acidentes ofídicos. Vários aspectos da sua ecologia são estudados, no
entanto, pouco se conhece a respeito de sua fauna parasitária. Este trabalho teve o objetivo de
descrever as espécies que compõem a helmintofauna de Bothrops atrox proveniente de duas
localidades na Amazônia Oriental: uma na região periurbana do município de Belém-PA e a
outra na área preservada da Floresta Nacional (FLONA) de Caxiuanã (localidades dos
municípios de Melgaço-PA e Portel-PA). Foram utilizadas as técnicas de microscopia de luz,
microscopia eletrônica de varredura e histologia, para caracterização, análise e classificação
dos helmintos. Foram encontrados parasitos dos Filos Nematoda, Platyhelminthes e
Acanthocephala distribuídos no pulmão, tubo digestório, vias urinárias e cavidade celomática
de B. atrox, sendo que os acantocéfalos, seguidos dos nematódeos, foram os mais frequentes.
No total foram identificadas nove Famílias diferentes de helmintos, os quais estão divididos
em pelo menos: uma espécie de acantocéfalo, duas espécies de cestódeos, duas espécies de
trematódeos e sete espécies de nematódeos. Styphlodora sp., Oxyascaris sp. foram
encontrados somente em serpentes de Belém-PA, enquanto Crepidobothrium sp e
Hastospiculum sp. apenas em serpentes da FLONA de Caxiuanã. Novos dados foram
acrescentados a caracterização morfológica da espécie Sthicolecitha serpentis e uma nova
espécie do gênero Serpentirhabdias foi descrita. Os nematódeos da Família Physalopteridae,
as espécies dos gêneros Oxyascaris, Cosmocerca, Crepidobothrium, Styphlodora e
Hastospiculum, os trematódeos da espécie Sthicolecitha serpentis e os nematódeos da espécie
Serpentirhabdias n. sp. são novas ocorrências de parasitos para o hospedeiro Bothrops atrox.
Palavras-chave: Bothrops atrox, helmintos, nematódeos, Belém, FLONA de Caxiuanã,
Amazônia
ABSTRACT
The Amazon region in Brazil has a big part of the animal diversity in earth. However,
the estimates tell that more than the half part of invertebrate species of this region are not
known yet. Helminths represent an important group of invertebrates and they parasitize
several groups of living beings. Several species of these parasites occur in snakes and may be
valious indicators of web foods structure, habits, and behaviors of theirs hosts. Snake of
Bothrops atrox Linnaeus specie, 1758, known as “Jararaca da Amazônia”, represent an
important ecological component in amazonic forest and it has a great medical importance on
snakebites. Several aspects of eccology has been studied, however, there are few knowledge
about parasitic fauna. The aim of this work is to describe the Bothrops atrox helminth fauna
from two localities from West Amazon: one in periurban region from Belém city, and another
in the preserved area of Floresta Nacional (FLONA) de Caxiuanã, in the region of Melgaço
and Portel, in Pará state. Techniques as light microscopy, scanning electronic microscopy, and
histology are used for caracterization, analysis and classification of helminths. Parasites of the
phylum Nematoda, Platyhelminthes, and Acanthocephala were founded distributed into the
lung, digestive tube, urinary tract, and celomatic cavity of B. atrox, being the
acanthocephalans, followed by nematodes, the most frequent. In total nine different Families
of helminthes have been identified, which are divided into at least: one acanthocephalan
species, two species of cestodes, two species of trematodes and seven species of nematodes.
Styphlodora sp. and Oxyascaris sp. were only found in snakes of Belém, while
Crepidobothrium sp. and Hastospiculum sp. only in snakes FLONA de Caxiuanã. New data
were added to the morphological characterization of the species Sthicolecitha serpentis and a
new species of Serpentirhabdias was described. Nematodes Family Physalopteridae, the
species of the genera Oxyascaris, Cosmocerca, Crepidobothrium, Styphlodora and
Hastospiculum the trematode species Sthicolecitha serpentis and nematodes of the species
Serpentirhabdias n. sp. are new records of parasites to the host Bothrops atrox.
Keywords: Bothrops atrox, helminths, nematodes, Belém, FLONA de Caxiuanã, Amazon
15
1 INTRODUÇÃO
1.1 ESTUDOS DE BIODIVERSIDADE PARASITÁRIA NO BRASIL
Biodiversidade, conceitualmente, inclui todos os produtos da evolução orgânica - de
genes até espécies, e ecossistemas completos – bem como sua capacidade de reprodução
(Albagli, 2001). O Brasil é possuidor de uma grande quantidade desses produtos, distribuídos
em seus Biomas terrestres e marinhos, algo em torno de 15% a 20% do montante dos 1,5
milhão de espécies de seres vivos descritas na Terra (Brasil, 2002). Dentre os Biomas
terrestres a Amazônia, reconhecida por ser detentora de uma rica biodiversidade, possui a
maior formação florestal do Planeta e distribui-se em grande parte do território brasileiro: em
100% dos estados do Acre, Amapá, Amazonas, Pará e Roraima, e parte dos estados de
Rondônia (98,8%), Maranhão (34%), Mato Grosso (54%) e Tocantins (9%) (Brasil, 2002).
Ao longo dos anos, diversas hipóteses, como a formação de barreiras naturais, por
exemplo, procuram explicar a origem dos padrões e da biodiversidade amazônica (Bush,
1994). Para explicar os diferentes grupos de seres vivos conhecidos para este Bioma,
Haseyama e Carvalho (2011) defendem que não há um único processo, e que a diversidade da
Amazônia teria se originado em períodos geológicos distintos.
Estimativas feitas no início dos anos 2000 mostram que, somente a Amazônia,
abrigava cerca de 40.000 espécies de plantas, 427 espécies de mamíferos, 1.294 espécies de
aves, 3.000 espécies de peixes, 427 espécies de anfíbios e 460 espécies de répteis (Prudente,
2003; Silva et al., 2005). Os invertebrados constituem o grupo mais diverso, com mais de
95% das espécies dos animais existentes neste Bioma, distribuindo-se entre 20 a 30 Filos
(Brasil, 2002).
Em contrapartida, essa biodiversidade ainda é pouco conhecida (Brasil, 2002) e isso
indica a necessidade de mais inventários biológicos, com um considerável esforço de
amostragem. As pesquisas de inventários faunísticos de uma porção particular de um
ecossistema é o primeiro passo para um bom trabalho de conservação, restauração do
ambiente e uso racional do ambiente de modo geral (Santos, 2003, apud Dos Anjos, 2011, p.
107).
A crescente conscientização sobre biodiversidade tem enfatizado a importância de
coleções de museus de história natural e das contribuições de sistematas e taxonomistas em
documentar a estrutura e a história da biosfera (Hoberg, 2002). Grande parte desta
conscientização vem do enorme potencial de utilização da biodiversidade: desde o uso de
16
plantas e animais para fins ornamentais, até o uso dos componentes genéticos e químicos nas
áreas de biotecnologia e farmacêutica (Vieira, 2014).
Inventários da biodiversidade amazônica in loco são importantes e cada vez mais
necessários. As coleções científicas brasileiras ainda compreendem o maior acervo do mundo
sobre a região neotropical. Cerca de 26 milhões de espécimes depositados têm sido, ao longo
do tempo, inestimável fonte de informações para diversos trabalhos científicos e uma
constatação da biodiversidade local, além de representar uma herança cultural sobre a história
da pesquisa no país (Zaher & Young, 2003). Entre estes espécimes colecionados o grupo dos
vertebrados é o mais bem representado.
Por outro lado, ainda se tem uma grande lacuna na representatividade da
biodiversidade quando se trata dos invertebrados e é por conta disso que para muitos grupos,
como os nematódeos e os platelmintos, o número de espécies pode ser apenas estimado. Isto
evidencia a necessidade de mais estudos taxonômicos de catalogação de espécies no Brasil,
com a participação de especialistas (Zaher & Young, 2003). Estima-se que mais de 70% das
espécies de invertebrados da Amazônia ainda não possuam nome científico e os trabalhos de
levantamento faunístico e taxonomia ainda não são suficientes para mudar esta realidade
(Brasil, 2002).
Dentre os estudos que envolvem a biodiversidade amazônica, um número reduzido de
pesquisas é voltado ao conhecimento sobre os parasitos, grupo de seres vivos onde está
incluso uma grande parte dos invertebrados. No entanto, segundo Hoberg (2002), os parasitos
têm sido cada vez mais considerados como componentes significativos da biodiversidade que
devem ser incluídos nos planos de pesquisa e inventário, conservação, e outras necessidades
nacionais para a compreensão do ambiente, integridade e função do ecossistema.
Por outro lado, animais silvestres são hospedeiros de inúmeros parasitos, sejam eles
bactérias, fungos, vírus, riquéstsias, protozoários, helmintos ou ectoparasitos e a ocorrência de
doenças infecciosas associada à crescente redução da biodiversidade, potencializa ainda mais
o risco de extinção de animais silvestres (Silva, 2005). Da mesma forma, este fato pode fazer
com que muitas espécies de parasitos desapareçam antes mesmo de serem conhecidas.
Os parasitos chamados helmintos pertencem a três filos diferentes: Nematoda
Rudolphi, 1808, Platyhelminthes Gegenbaur, 1859, e Acanthocephala Kohlreuther, 1771. Ao
longo do tempo, muitos trabalhos de revisão e chaves taxonômicas de cada um destes grupos
apresentam-se com as espécies listadas, ou mesmo classificadas, de acordo com o tipo de
hospedeiro - peixes, anfíbios, répteis, aves ou mamíferos - como se observa em Yamaguti
17
(1963) e Amin (1985) para parasitos do Filo Acanthocephala; Yamaguti (1958; 1959; 1971),
Correa (1980), Thatcher (1993) e Bray et al. (2008) para o Filo Platyhelminthes; e Yamaguti
(1961) e Anderson et al. (2009), para o Filo Nematoda. Isto demonstra a importância que a
associação entre as infracomunidades parasitárias e o grupo de hospedeiros que estas infectam
têm nos estudos taxonômicos. Além disso, a análise da diversidade de parasitos em animais
silvestres pode ser considerada um bom indicador de saúde dos ecossistemas, refletindo a
filogenia e as condições que permitem a relação entre parasitos e hospedeiros e, portanto, as
pressões evolutivas sobre ambos (Lymbery, 2005).
Por mais que, todos os anos, várias publicações descrevam novas espécies ou novas
ocorrências de helmintos parasitos em hospedeiros vertebrados do Brasil, há poucos trabalhos
de revisão que organizem de forma sistematizada catálogos de espécies de cada um dos Filos
destes invertebrados, e seus respectivos hospedeiros. A revisão de trematódeos brasileiros de
Travassos et al. (1969) é uma das poucas que retomam o número geral de espécies de
platelmintos desta classe para o território brasileiro. Em outros trabalhos na literatura o que se
destacam são listas de espécies de endoparasitos associadas a grupos específicos de
vertebrados. O trabalho de Santos et al. (2008), por exemplo, apresenta espécies de
acantocéfalos que ocorrem em peixes do Brasil. As chaves taxonômicas de Vicente et al.
(1991; 1993; 1995 e 1997) e de Vicente & Pinto (1999) são as principais contribuições para o
conhecimento da nematofauna parasitária brasileira, sendo direcionadas, respectivamente, aos
parasitos de anfíbios, repteis, aves, mamíferos e peixes.
Na revisão sobre nematódeos de répteis do Brasil, de Vicente et al. (1993), de 90
espécies de hospedeiros são listadas cerca de 257 espécies de parasitos. A julgar pelo número
de espécies de nematódeos listados (quase três vezes mais, comparado com o número de
hospedeiros) e observando que cerca de 744 espécies de répteis são conhecidas no Brasil
(Bérnils & Costa, 2012), pode-se estimar que muitas espécies de helmintos ainda precisam ser
descritas.
O presente trabalho está vinculado ao projeto intitulado “Diversidade de anfíbios e
répteis, e helmintos parasitas associados, na Região Amazônica”, financiado pelo Edital
SISBIOTA BRASIL Nº 47/2010 – CNPq, com a finalidade de complementar os estudos da
diversidade de répteis, bem como de seus parasitos helmintos, na Amazônia Oriental.
Considerando que atuais discussões em bioética priorizam métodos alternativos para o uso de
animais em pesquisas (Richini-Pereira et al., 2006) e que a utilização de animais de coleções
zoológicas explora ainda mais o potencial dos exemplares conservados, evitando a captura e
18
sacrifício de um maior número de espécimes, esta pesquisa helmintológica utilizou
prioritariamente espécimes de hospedeiros já conservados na Coleção Herpetológica do
Museu Paraense Emílio Goeldi, ou aqueles espécimes recém coletados e destinados a fixação
e depósito nesta coleção zoológica.
1.2 SERPENTES DA FAMILIA VIPERIDAE DA AMAZÔNIA BRASILEIRA
A Família Viperidae Laurenti, 1768, compreende um grupo de serpentes venenosas,
popularmente chamadas jararacas, surucucús e cascavéis, com cerca de 226 espécies descritas
atualmente e ampla distribuição em todas as regiões biogeográficas (Vitt & Caldwel, 2009).
Nas Américas, os viperídeos que ocorrem são todos da Subfamília Crotalinae Oppel, 1811
(Vitt & Caldwel, 2009). No Brasil, são conhecidas 381 espécies de serpentes, destas, 30
espécies pertencem a Família Viperidae, distribuídas em quatro gêneros: Crotalus (Linnaeus,
1758), com uma espécie e seis subespécies; Lachesis Daudin, 1803, com uma espécie;
Bothrocophias Gutberlet & Campbell, 2001, com duas espécies; e Bothrops Wagler, 1824,
com 26 espécies (Bérnils & Costa, 2012).
Para a Amazônia brasileira, a maioria dos viperídeos são das espécies: Lachesis muta
(Linnaeus, 1766), Bothrops atrox (Linnaeus, 1758), Bothrops bilineatus (Wied, 1825),
Bothrops taeniatus (Wagler, 1824), Bothrocophias hyoprora Amaral, 1935, e Bothrops brazili
Hoge, 1954; com menos freqüência são encontradas as espécies, Crotalus durissus (Linnaeus,
1758), Bothrops matogrossensis Amaral, 1935, e Bothrocophias microphthalmus (Cope,
1876) (Martins & Oliveira, 1999; Frota et al., 2005; Bernarde & Abe, 2006; Maschio, 2008;
Prudente et al., 2010; Silva et al., 2010; Bernarde et al., 2012). As espécies C. durissus, L.
muta, B. atrox, B. bilineatus e B. taeniatus já foram reportadas nos trabalhos envolvendo
comunidades de serpentes no Estado do Pará (Frota et al., 2005; Maschio, 2008), sendo que
as duas primeiras já foram registradas na Floresta Nacional de Caxiuanã e áreas adjacentes, ao
norte do estado do Pará (Maschio, 2008).
Os viperídeos possuem uma grande variedade de padrões ecológicos. Fatores como
tipo de dieta, uso do substrato, hábitos e atividade diária são bastante diversos entre as
espécies.
O gênero Bothrops engloba uma grande parte das serpentes descritas entre os
crotalíneos do novo mundo, sendo comumente chamadas de jararacas. Baseado em diversos
trabalhos Martins et al. (2003) afirmam que este é um grupo de cerca de 40 espécies que se
distribuem desde o México até a Argentina. Segundo diversos autores (tais como Martins &
19
Oliveira, 1999; Martins et al., 2003; Maschio, 2008) as serpentes deste gênero têm hábitos
alimentares generalistas, mas cinco das espécies que ocorrem no Brasil são conhecidamente
especialistas: B. alternatus Duméril, Bibron e Duméril, 1854; B. cotiara (Gomes, 1913); B.
fonsecai Hoge & Belluomini, 1959; B. neuwiedi Wagler, 1824 (que se alimentam de
mamíferos) e B. insularis (Amaral, 1921) (que se alimenta de aves). Além disso, a maioria das
espécies possui variação de dieta de acordo com a idade. A composição da dieta destas
serpentes também reflete a variedade de presas em determinada região que habitam (Martins
et al., 2001; 2003). As jararacas ocorrem em vários tipos de floresta e áreas abertas e existem
desde espécies exclusivamente terrestres até espécies semi arborícolas (Martins et al., 2003).
1.2.1 Bothrops atrox (Linnaeus, 1758), a “Jararaca da Amazônia”
Entre as serpentes do gênero Bothrops destaca-se a espécie Bothrops atrox, conhecida
popularmente como “jararaca da Amazônia” (Figura 1). Esta espécie tem ampla distribuição,
sendo encontrada em diversas regiões da Amazônia brasileira, leste e sul da Venezuela, na
Guiana, Suriname, Colômbia, Equador, Bolívia (ao norte) e Peru (a leste dos Andes). No
Brasil, também ocorre no estado do Mato Grosso, extremo norte do Tocantins e oeste do
Maranhão (Cunha & Nascimento, 1993, apud Maschio, 2008, p. 156). Taxonomicamente está
classificada no grupo atrox, juntamente com B. asper (Garman, 1884), B. leucurus Wagler,
1824, e B. moojeni Hoge, 1966 (Martins et al., 2003).
Reino: Animalia
Filo: Chordata
Classe: Reptilia
Ordem: Squamata
Família: Viperidae Laurenti, 1768
Subfamília: Crotalinae Oppel, 1811
Gênero: Bothrops Wagler, 1824
Espécie: Bothrops atrox (Linnaeus, 1758)
(Martins et al., 2003; Bérnils & Costa, 2012)
20
Figura 1: Visão geral de serpente da espécie Bothrops atrox, conhecida
como “jararaca da Amazônia”. Fonte: Macedo (2006).
Bothrops atrox apresenta uma dieta generalista, predando desde centopéias, peixes,
anuros, lagartos e outras serpentes, principalmente quando jovem, até aves e pequenos
mamíferos, quando adulta (Martins et al., 2003; Macedo-Bernarde & Bernarde, 2005). Em um
estudo mais específico, na Floresta Nacional de Caxiuanã (norte do Estado do Pará), Maschio
(2008) observou que Bothrops atrox se alimenta comumente de lagartos e mamíferos,
ocasionalmente de anuros e serpentes, e raramente predam aves e centopéias.
Ainda com relação ao microhabitat e o uso do substrato, o mesmo trabalho demonstra
que B. atrox utiliza principalmente o ambiente terrestre e ocasionalmente o ambiente aquático
e o arbóreo. Martins et al. (2003) afirmam que, de modo geral, esta espécie é semi-arborícola
e habita florestas de várzea, em áreas abertas ou fechadas. Apresenta atividade
predominantemente noturna; o adulto forrageia preferencialmente no chão, enquanto os
juvenis são mais encontrados sobre a vegetação (Turci et al., 2009).
Além de representar um importante componente ecológico na floresta amazônica
(Martins & Oliveira, 1999), B. atrox é a serpente venenosa que exige maior atenção pelo
ponto de vista de morbidade e mortalidade humana na Amazônia (Borges et al., 1999, apud
Oliveira, 2003, p. 17). Assim como outras espécies do gênero, por vezes, B. atrox se adapta a
ambientes peri-urbanos (Martins & Oliveira, 1999; Cunha & Nascimento, 1978, apud
21
Maschio, 2008, p. 156). Neste ponto, ressalta-se uma realidade frequente tanto para as
comunidades humanas rurais quanto para aquelas que se localizam em centros urbanos
próximos a manchas florestais: os acidentes ofídicos. Entre as serpentes de importância
médica, Bothrops destaca-se por possuir algumas espécies responsáveis por 90% dos cerca de
20.000 acidentes ofídicos anuais notificados no Brasil (Brasil, 2001).
1.3 DIVERSIDADE DO PARASITISMO POR HELMINTOS EM SERPENTES
Os helmintos são parasitos tipicamente internos, sendo encontrados em todas as
classes de vertebrados, e com frequência são relatados em ofídeos (Silva, 2000, apud
Rossellini, 2007, p. 2). Na classificação taxonômica destes invertebrados, várias Espécies,
Gêneros, e até mesmo Famílias de acantocéfalos, cestódeos, trematódeos e nematódeos são
conhecidas como parasitos de um grupo específico de vertebrados, como se observa nas
principais chaves taxonômicas e revisões sobre helmintos parasitos (entre elas Amin, 1985;
Gibson et al., 2002; Khalil et al., 1994; Anderson et al., 2009). Para os trematódeos, por
exemplo, cerca de 67% das Famílias parasitam especificamente uma determinada classe de
hospedeiro; 50 Famílias destes platelmintos ocorrem em répteis, sendo que 19 delas parasitam
exclusivamente estes hospedeiros (Gibson et al., 2002).
Segundo Dos Anjos (2010), a helmintofauna de répteis brasileiros ainda é subestimada
e a maioria dos estudos helmintológicos existentes se direciona aos hospedeiros da Ordem
Squamata, especialmente aos lagartos, sendo que destes 48% das espécies conhecidas no
Brasil, já foram relatados em pesquisas helmintológicas.
Em relação às serpentes, Rossellini (2007) apresentou os dados de revisões de diversos
autores relatando os parasitos já encontrados em espécies de serpentes brasileiras. Assim ele
apresenta que, de acordo com Travassos et al. (1969), Yamaguti (1971), Correa (1980) e
Thatcher (1993), existem 44 espécies de trematódeos conhecidas (agrupadas em 4 Ordens, 12
Famílias e 23 Gêneros) parasitando serpentes do Brasil; os trabalhos de Yamaguti (1961) e
Vicente et al. (1993) mostram que 40 espécies de nematódeos (agrupadas em 10 Ordens, 13
Famílias e 20 Gêneros) já foram identificadas neste grupo de hospedeiros; e em relação aos
cestódeos, se tem o registro de 14 espécies (da Ordem Protocephalidea Mola, 1928, Família
Proteocephalidae La Rue, 1911, agrupadas em 3 Gêneros) que tem serpentes brasileiras como
hospedeiros, segundo Yamaguti (1959) e Schmidt (1986). Os acantocéfalos parasitos de
serpentes, sobre os quais há poucos trabalhos de revisão, não são citados no trabalho de
Rossellini (2007). Há os trabalhos de Travassos (1926; Travassos, 1915a, 1915b, 1917, 1921,
22
apud Yamaguti, 1963) e a revisão de Yamaguti (1963) que relatam para o Brasil cerca de
quatro espécies que utilizam serpentes como hospedeiros paratênicos.
Nas sessões seguintes será apresentada uma abordagem geral da morfologia de cada
grupo de helmintos (Filo Acanthocephala, Platyhelminthes e Nematoda) e do que se conhece
sobre a diversidade taxonômica daqueles que são encontrados em repteis, principalmente em
serpentes. Esta revisão dará ênfase nos parasitos que ocorrem na região Neotropical,
especialmente no Brasil, ressaltando aquelas espécies que ocorrem em serpentes do gênero
Bothrops. Após o conhecimento de cada grupo de helmintos, será feita uma abordagem com
maiores detalhes dos que ocorrem em Bothrops atrox no território brasileiro.
1.3.1 Filo Acanthocephala
O Filo Acanthocephala é composto por animais invertebrados geralmente de pequeno
porte com o corpo fusiforme e possuindo uma proboscide com espinho e/ou ganchos,
compondo a região anterior. São dióicos e, internamente, possuem uma cavidade
pseudocelomática contendo o sistema genital. O sistema digestório é ausente e absorvem os
nutrientes pela superfície corporal (Figura 2). Naturalmente o seu ciclo de vida é complexo,
envolvendo mais de um hospedeiro. Parasitam artrópodes como hospedeiros intermediários, e
são encontrados no intestino de vertebrados de todas as classes, como hospedeiros definitivos
(Alava & Aguirre, 2005; Roberts & Janovy Jr, 2009; Shih et al., 2010).
23
Figura 2: Aspectos gerais do Filo Acanthocephala. A) Morfologia geral e órgãos internos de
fêmea adulta da espécie Quadrigyrus nickoli (Barra = 1 mm). B) Morfologia geral e órgãos
internos de macho adulto da espécie Quadrigyrus nickoli (Barra = 1 mm). C) Detalhe dos
ganchos e espinhos da probóscide de Centrorhynchus globocaudatum (Zeder, 1800)
Petroschenko, 1950 (Barra = 0,3 mm). Fonte: Adaptado de Roberts & Janovy Jr (2009) e
Yamaguti (1963).
Segundo Amin (1987) e Jacobson (2007), os acantocéfalos que parasitam répteis como
hospedeiros naturais se encontram nas ordens: Gigantorhynchida Southwell & Macfie, 1925
(Classe Archiacantocephala Meyer, 1931), com espécies parasitas em lagartos;
Polyacantorhynchida Amin, 1987 (Classe Polyacanthocephala Amin, 1987), com espécies
parasitando crocodilos; Neoechynorinchida Southwell & Macfie, 1925 (Classe
Eoacantocephala Van Cleave, 1936), com espécies parasitas de quelônios aquáticos; e
Polymorphida Petrochenko, 1956 (Classe Palaeacanthocephala Meyer, 1931) com espécies
encontradas em hospedeiros da Ordem Squamata.
24
Entre os acantocéfalos da Ordem Polymorphida, uma espécie da família
Centrorhynchidae Van Cleave, 1916 (Golvan 1960) é parasita de lagartos, e algumas espécies
da Família Plagiorhynchidae Golvan, 1960, do gênero Sphaerechinorhyncus Johnston, 1929,
são encontradas parasitando serpentes (Amin, 1987). Em trabalhos mais recentes, além de
espécies deste gênero, também espécies de Pseudoacanthocephalus Petrochenko, 1956
(Família Echinorhynchidae Cobbold, 1876, Ordem Echinorhynchida Southwell & Macfie,
1925, Classe Palaeacanthocephala) já foram encontradas no intestino de serpentes do sudeste
asiático e da América Latina (Smales, 2007a; Amin et al., 2008; Amin, 2013).
Além das ocorrências de acantocéfalos em répteis como hospedeiros definitivos, há
ainda muitos destes parasitos que infectam serpentes e lagartos em forma de cistacantos,
utilizando estes como hospedeiros paratênicos (Schmidt, 1985; Goldberg & Bursey, 2007;
Smales, 2007a; Ávila & Silva, 2010). Jacobson (2007) afirma que as formas imaturas destes
parasitos (os cistacantos) podem migrar extensivamente, alojando-se na serosa do trato gastro
intestinal ou ficando aderidos a cápsula dos órgãos vicerais. Segundo ele, já foram relatados
sinais clínicos, como severas colites, em serpentes que estavam infectadas com cistacantos na
cavidade abdominal.
Os acantocéfalos mais frequentes, neste caso, parasitando o peritôneo visceral e
parietal de serpentes são os dos gêneros Centrorhynchus Lühe, 1911 (Família
Centrorhynchidae) e Oligacanthorhyncus Travassos, 1915 (Família Oligacanthorhynchidae
Southwell & Macfie, 1925), com muitas espécies encontradas em serpentes da Região
Neotropical (Travassos, 1926; Travassos, 1917, apud Yamaguti, 1963; Pizzatto & Madi,
2002; Amato et al., 2003; Smales, 2007a; Smales, 2007b; Choi et al., 2010). Além destas, já
foram registradas ocorrências, em forma cística, de acantocéfalos dos gêneros
Macracanthorhyncus Travassos, 1917, e Pachysentis Meyer, 1931 (ambos da Família
Oligacanthorhynchidae), Porrochis Fukui, 1929, e Pseudoacanthocephalus (Família
Echinorhynchidae) (Schmidt, 1985; Bolette, 1997; Amin et al., 2008).
No Brasil, Pseudoacanthocephalus lutzi (Hamann, 1891) Arredondo & Gil de Pertierra,
2009, é registrada ocorrendo em forma adulta no intestino de serpentes das espécies Xenodon
(Waglerophis) merremi Wagler, 1824, e Xenodon neuwiedii Günther, 1863 (ambas da Família
Dipsadidae Bonaparte, 1838), no estado de São Paulo (Smales, 2007a; Bérnils & Costa, 2012;
Amin, 2013). Já como hospedeiros paratênicos de acantocéfalos, algumas outras espécies de
serpentes brasileiras são parasitadas: Echinanthera undulata Wied, 1824, da Família
Dipsadidae; e Mastigodryas (Drymobius) bifossatus Raddi, 1820, Pseustes (Herpetodryas)
sexcarinatus (Wagler, 1824) e Tropidonotus sp., da Família Colubridae Oppel, 1811, já foram
25
relatadas com cistacantos de Centrorhyncus na cavidade do corpo (Travassos, 1926; Smales,
2007a; Bérnils & Costa, 2012). Micrurus corallinus (Merrem, 1820), da Família Elapidae
Boie, 1827, já foi reportada como hospedeiro paratênico de uma espécie de
Oligacanthorhyncus, no estado de São Paulo (Pizzatto & Madi, 2002). Entre as serpentes da
Família Viperidae, somente a serpente Bothrops (Lachesis) lanceolatus é relatada como
hospedeira de acantocéfalos, também com infecção paratênica de Centrorhyncus (Travassos,
1926).
1.3.2 Filo Platyhelminthes Os platelmintos são invertebrados acelomados, com simetria bilateral e que
geralmente apresentam o corpo achatado dorsoventralmente. Estes animais são recobertos por
um tegumento, no qual são realizadas as trocas de nutrientes e moléculas. O sistema
digestório pode ser simples e incompleto, mas em muitas espécies é totalmente ausente. O
sistema excretor e a osmorregulação são controlados por "células flama" localizadas nos
protonefrídeos. Este Filo apresenta formas de vida livre, mas a maioria das espécies é parasita
(Hickman & Roberts, 1994; Smith, 1995; Roberts & Janovy Jr, 2009). Duas são as classes de
platelmintos que possuem espécies parasitas de répteis: Cestoda Van Beneden, 1849, e
Trematoda Rudolphi, 1808.
1.3.2.1 Classe Cestoda
Os cestódeos são parasitos que têm o corpo geralmente alongado e em forma de fita,
dividido em três regiões. O escolex é a região anterior do corpo, mais alargada e que
comporta os órgãos de fixação. Em seguida há uma região não segmentada e indiferenciada,
conhecida como “pescoço”. O resto da extensão do corpo, chamada de estróbilo, é uma região
composta por vários segmentos ou proglótides. São helmintos que não possuem sistema
digestório e possuem em cada proglótide um sistema genital masculino e um feminino (ou
mais do que um). Os segmentos do estróbilo possuem graus diferentes de maturidade, à
medida que se afastam do escolex (Figura 3). São encontrados parasitando órgãos internos
(principalmente o tubo digestivo) de diversos vertebrados (Yamaguti, 1959; Smyth, 1995;
Wilmns, 2008). Jacobson (2007) relata que a maioria das infecções por estes parasitos
intestinais em repteis são subclínicas, havendo, no entanto, vários casos de obstrução
mecânica do tubo digestório, ou mesmo disputa por nutrientes essenciais.
26
Figura 3: Esquema da morfologia geral de um cestódeo adulto. Pode-se observar as suas
estruturas de fixação, na região do escolex, e seu estróbilo composto por proglótides, nos
quais estão contidas as estruturas reprodutoras, em diferentes graus de maturidade. Fonte:
Adaptado de Roberts & Janovy Jr (2009).
Vários helmintos pertencentes à Classe Cestoda são parasitos de répteis, sendo estes
classificados dentro de cinco Ordens: Amphilinidea Poche, 1922; Trypanorhynca Diesing,
1863; Pseudophyllidea Carus, 1863; Proteocephalidea Mola, 1928; e Cyclophyllidea Van
Beneden in Braun, 1900. As espécies de cestódeos já descritas parasitando serpentes
pertencem as Famílias: Bothriocephalidae Blanchard, 1849 e Diphyllobothriidae Lühe, 1910
(da Ordem Pseudophyllidea), em serpentes da África, Ásia e América do Sul;
Anoplocephalidae Cholodkowsky, 1902, e Mesocestoididae Fuhrmann, 1907 (da Ordem
Cyclophyllidea), com espécies que ocorrem em todos os continentes; e Proteocephalidae La
Rue, 1911 (da Ordem Proteocephalidea), também com espécies que ocorrem em serpentes de
todo o mundo (Khalil et al., 1994; Jacobson, 2007).
27
Dentro da Ordem Pseudophyllidea, destacam-se os parasitos dos gêneros Spirometra
Faust, Campbell e Kellogg, 1929, Bothridium Blainville, 1824 (os dois da Família
Diphyllobothriidae) e Bothriocephalus Rudolphi, 1808 (da Família Bothriocephalidae). Os
dois ultimos possuem espécies que parasitam serpentes da Família Boidae Gray, 1825, na
África e no sudeste da Ásia (Khalil et al., 1994; Jacobson, 2007). As espécies do gênero
Spirometra utilizam répteis como hospedeiros paratênicos. A sua larva plerocerdoide,
conhecida como aspargana, pode estar presente em vários lugares da cavidade corporal e no
tecido subcultâneo de serpentes (Jacobson, 2007). No trabalho de Rego & Schäffer (1993) são
listadas 6 espécies de serpentes brasileiras já registradas com aspargana: Erythrolamprus
(Liophis) miliaris (Linnaeus, 1758), Erythrolamprus (Leimadophis) poecilogyrus (Wied,
1824), Chironius (Herpetodryas) carinatus (Linnaeus, 1758), Chironius (Herpetodryas)
fuscus (Linnaeus, 1758), Drymarchon corais (Boie, 1827) e Bothrops sp. (Bérnils & Costa,
2012).
Da Família Anoplocephalidae, as espécies de Oochoristica Lühe, 1898 são bastante
numerosas e várias delas parasitam répteis (Hickman, 1954; Khalil et al., 1994). Alguns
relatos de ocorrência desses cestódeos em serpentes são: em Lycodon aulicus (Linnaeus,
1758), na Índia (Singh, 1957); em Crotalus viridis (Rafinesque, 1818), no Novo México
(EUA) (Pfaffenberger et al., 1989); e em Mastigodryas (Dryadophis) bifossatus Raddi, 1820,
no Brasil (Fabio & Rolas, 1974). Em relação aos cestódeos da Família Mesocestoididae,
também da Ordem Cyclophyllidea, existem espécies do Gênero Mesocestoides Vaillant, 1863,
que se destacam por ocorrer em forma larval em serpentes (Jacobson, 2007).
A Família Proteocephalidae é a que apresenta o maior número de espécies parasitas de
répteis, inclusive de ofídios. Alguns gêneros que parasitam serpentes têm distribuições bem
limitadas, como é o caso de: Macrobothriotaenia Freze, 1965, com espécies que ocorrem em
ofideos da Índia; Deblocktaenia Rosé & Broussart, 1962, em serpentes da Família Colubridae
em Madagascar, África; Australotaenia De Chambrier & De Chambrier, 2010, em serpentes
da Família Homalopsidae, também em Madagascar; e Vandiermenia De Chambrier & De
Chambrier, 2010, em elapideos da Australia (Khalil et al., 1994; De Cambrier & De
Cambrier, 2010; De Cambrier & Scholz, 2012). O Gênero Crepidobothrium Monticelli, 1900,
possui cinco espécies e todas ocorrem no intestino de serpentes da região Neotropical (Rego
& Ivanov, 2001). Outros gêneros, Protheocephalus Weinland, 1858, e Ophiotaenia La Rue,
1911, têm um grande número de espécies parasitando serpentes em todo o mundo. Segundo
28
De Chambrier et al. (2010), cerca de 63 espécies de Ophiotaenia são parasitas de serpentes
em todas as regiões biogeográficas.
Na literatura, incluindo as últimas revisões sobre cestódeos em vertebrados brasileiros,
a Família Proteocephalidae é a única que parasita serpentes do gênero Bothrops, com espécies
pertencentes a três gêneros: Crepidobothrium (três espécies); Ophiotaenia (quatro espécies); e
Proteocephalus (uma espécie) (Yamaguti, 1959; Schmidt, 1986; Silva et al., 2006; De
Chambrier et al., 1991; De Chambrier et al., 2010) (ver Quadro 1).
1.3.2.2 Classe Trematoda
Os platelmintos da Classe Trematoda são helmintos geralmente de pequeno porte e
que têm uma grande variedade de formatos do corpo, mas se observa principalmente parasitos
foliáceos, ovais ou tubulares. O seu tegumento é comumente recoberto por espinhos e
normalmente possuem duas ventosas. A maioria das espécies possuem sistema digestório
incompleto e são hermafroditas (Figura 4). No ciclo de vida os trematódeos possuem formas
assexuadas e sexuadas e envolvem dois ou quatro hospedeiros, sendo freqüentes os moluscos
como hospedeiros intermediários e atingindo todas as classes de vertebrados em sua fase
adulta (Yamaguti, 1958; Gibson et al., 2002).
Figura 4: Representação esquemática da morfologia geral de um trematódeo da Subclasse
Digenea, onde se observa os órgãos de fixação (as ventosas), os órgãos do sistema digestório
incompleto, os sistemas genitais, masculino e feminino, e a vesícula escretora. Fonte:
Adaptado de Smyth (1995).
29
Estes parasitos são encontrados em todos os grupos de vertebrados e são classificados
em duas Subclasses: Aspidogastrea Faust & Tang, 1936, e Digenea Carus, 1863. Da
Subclasse Aspidogastrea somente trematódeos da família Aspidogastridae Poche, 1907,
parasitam repteis, não incluindo, porém, as serpentes como hospedeiros (Gibson et al., 2002).
Da Subclasse Digenea representantes das suas três Ordens, Strigeida, Echinostomatida e
Plagiorchida, parasitam répteis, inclusive os ofídios (Gibson et al., 2002; Jones et al., 2005;
Bray et al., 2008). As ocorrências de trematódeos em serpentes do Brasil relatadas a seguir
são em grande parte retiradas da revisão que Rosselline (2007) realizou, baseada nos trabalhos
de Travassos et al. (1969), Yamaguti (1971), Correa (1980) e Thatcher (1993), fazendo as
devidas atualizações, com as chaves mais atuais de Gibson et al. (2002), Jones et al. (2005) e
Bray et al. (2008).
Ordem Strigeida
Desta Ordem, as Superfamílias que possuem espécies que comumente parasitam
repteis são: Clinostomoidea Lühe, 1901, Cyclocoeloidea Stossich, 1902, Hemiuroidea Looss,
1899, Diplostomoidea Poirier, 1886, e Schistosomatoidea Stiles & Hassall, 1898. As espécies
que parasitam serpentes se encontram principalmente nas Famílias Liolopidae Odhner, 1912
(Superfamília Clinostomoidea), Hemiuridae Looss, 1899 (Hemiuroidea) e
Proterodiplostomidae Dubois, 1936 (Diplostomoidea) (Gibson et al., 2002; Jacobson, 2007).
Na Família Liolopidae, o gênero Harmotrema Nicoll, 1914, possui espécies parasitas
de serpentes da África (Congo) e Ásia (Japão e Filipinas) (Gibson et al., 2002). Os
trematódeos da Família Hemiuridae ocorrem no sistema respiratório de serpentes marinhas na
região oriental (Jacobson, 2007). A Família Proterodiplostomidae possui três gêneros com
espécies parasitas de serpentes. Uma espécie do gênero Proalarioides Yamaguti, 1933,
parasita serpentes nas regiões Paleártica e Oriental. Já as espécies dos gêneros
Heterodiplotomum Dubois, 1936, e Ophiodiplostomum Dubois, 1936, ocorrem em serpentes
da região neotropical, sendo que 6 delas ocorrem no Brasil (Gibson et al., 2002; Rosselline,
2007).
Ordem Echinostomatida
Da Ordem Echinostomatida, trematódeos das Superfamílias Echinostomatoidea Looss,
1899, Heronimoidea Ward, 1917, Microscaphidioidea Looss, 1900, Paramphistomoidea
Fischoeder, 1901, e Pronocephaloidea Looss, 1899, podem comumente ser encontrados em
repteis. Porém, são conhecidos como parasitos de serpentes somente espécies da Superfamília
Paramphistomoidea. Dentro da Família Diplodiscidae Cohn, 1904, há três espécies, do gênero
30
Catadiscus Cohn, 1904, que já foram encontradas parasitando serpentes no Brasil (Jones et
al., 2005; Rosselline, 2007).
Ordem Plagiorchida
A Ordem Plagiorchida possui uma grande diversidade de parasitos de répteis que se
encontram classificados em cinco Superfamílias: Allocreadioidea Looss, 1902,
Microphalloidea Ward, 1901, Gorgoderoidea Looss, 1899, Opisthorchioidea Looss, 1899 e
Plagiorchioidea Lühe, 1901 (Jones et al., 2005; Bray et al., 2008).
Na Superfamília Opisthorchioidea encontramos diversos trematódeos parasitos de
serpentes, porém nenhuma espécie ocorre na área geográfica brasileira (Jones et al., 2005;
Rosseline, 2007).
Da Superfamília Allocreadioidea, uma espécie de trematódeo do gênero Leurosoma
Ozaki, 1932, e outra do gênero Cotylotretus Odhner, 1902, já foram registradas em serpentes
brasileiras, no entanto, estes dois Gêneros têm sido revisados em chaves taxonômicas mais
recentes, inclusive com realocação em outra Família (Jones et al., 2005; Rosselline, 2007).
Da Superfamília Microphalloidea, somente uma espécie de trematódeo, do gênero
Aliptrema Ruiz e Leão, 1955, ocorre em serpente do Brasil, da espécie Erythrolamprus
(Liophis) miliaris (Rosselline, 2007; Bray et al., 2008; Bérnil & Costa, 2012).
Dentro da Superfamília Gorgoderoidea, as Famílias Dicrocoeliidae Looss, 1899, e
Mesocoeliidae Dolfus, 1939, se destacam por possuir espécies parasitas de serpentes no
Brasil. Os gêneros Infidum Travassos, 1916, e Paradistomum Kossack, 1910, da Família
Dicrocoeliidae, possuem, cada um, duas espécies parasitando o esôfago e as vias biliares de
serpentes brasileiras, ocorrendo inclusive em ofídios do gênero Bothrops (Quadro 1). Duas
espécies representantes da Família Mesocoeliidae (classificadas no gênero Mesocoelium
Odhner, 1910) também são encontradas em serpentes do Brasil (Rosselline, 2007).
Plagiorchioidea é uma grande Superfamília com numerosas espécies parasitas de
répteis. Os trematódeos que já foram encontrados parasitando serpentes neotropicais
pertencem a quatro das suas 23 Famílias: Reniferidae Pratt, 1902; Opisthogonimidae
Travassos, 1928; Telorchiidae Looss, 1899; e Plagiorchiidae Lühe, 1901 (Rosselline, 2007;
Bray et al., 2008).
Reniferidae é uma Família de parasitos específica de serpentes, com um total cinco
gêneros, e espécies distribuídas nas regiões Neártica e Neotropical. Possui cinco espécies do
gênero Renifer Pratt, 1902, descritas para América Latina, sendo que R. heterocoelium
(Travassos, 1921) ocorre em serpentes brasileiras, inclusive em Bothrops (Quadro 1)
31
(Rosselline, 2007; Bray et al., 2008). A Família Opisthogonimidae também é parasita de
serpentes, mas ocorre somente na região Neotropical. Possui três gêneros e as espécies que
ocorrem no Brasil pertencem: uma ao gênero Liophistrema Artigas, Ruiz e Leão, 1942; nove
espécies ao gênero Opisthogonimus Lühe, 1900; e três espécies á Westela Artigas, Ruiz e
Leão, 1942; entretanto, para alguns autores, como Bray et al. (2008), estes dois últimos
gêneros são sinônimos. Helmintos do gênero Opisthogonimus são os registrados em serpentes
brasileiras do gênero Bothrops (Quadro 1) (Rosselline, 2007; Bray et al., 2008).
Da Família Telorchiidae, termatódeos do gênero Telorchis já foram encontrados em
serpentes do México e do Brasil (Rosselline, 2007; Jiménez-Ruiz et al., 2002).
Já dentro da Família Plagiorchiidae, 11 gêneros de trematódeos parasitam serpentes,
sendo que sete destes ocorrem na região Neotropical (Bray et al., 2008). Este grupo é bem
importante em relação aos parasitos de serpentes brasileiras. Nas revisões de trematódeos,
uma espécie de cada um dos seguintes gêneros: Plagiorchis Lühe, 1899, Glossidiela
Travassos, 1927, Glossidioides Yamaguti, 1985 e Bieria Leão, 1946, e também três espécies
do gênero Haplometroides Odhner, 1910, já foram encontradas em serpentes do Brasil. Além
destas, espécies dos gêneros Styphlodora Looss, 1899, Travtrema Pereira, 1929 e Sticholecita
Prudhoe, 1949, ocorrem, entre outros ofídios, em serpentes brasileiras do gênero Bothrops
(Rosselline, 2007) (Quadro 1).
1.3.3 Filo Nematoda
De maneira geral os componentes do Filo Nematoda têm o corpo cilíndrico, alongado
e recoberto por uma espessa cutícula. Possuem uma cavidade pseudocelomática onde se
observa um sistema digestório completo com: boca na extremidade anterior, um esôfago com
lúmen trirradiado, um intestino e uma abertura anal. São animais comumente dióicos, mas
existem também espécies hermafroditas ou com fêmeas partenogenéticas. Os machos
comumente são menores que as fêmeas e tem a região posterior curvada. No sistema genital
feminino se observa ovário, útero, vagina e uma abertura vulvar com morfologia bastante
diversa entre os diferentes grupos desses helmintos (Figura 5). O sistema genital masculino se
abre para o exterior juntamente com o sistema digestório, em uma cloaca. O macho também
possui frequentemente estruturas acessórias para a cópula, como: espículos, bolsa copuladora
e papilas caudais (Figura 5). O sistema excretor dos nematódeos é composto por canais
laterais e/ou glândulas ventrais e se abrem em um poro excretor ventral, localizado próximo a
extremidade anterior (Smyth, 1995; Roberts & Janovy Jr, 2009).
32
Figura 5: Representação da morfologia geral de espécimes modelos do filo Nematoda: o
helminto adulto macho e fêmea, e também o esquema de uma forma larval destes parasitos.
Observa-se, entre outros caracteres, o sistema digestório completo e as estruturas acessórias
de cópula do macho. Fonte: Adaptado de Smyth (1995).
Neste Filo encontram-se espécies de vida livre e parasitas, sendo os nematódeos o
maior grupo de parasitos de vertebrados e invertebrados. O seu ciclo de vida pode variar de
simples aos mais complexos, com característica direta ou com diversos hospedeiros
intermediários (Smith, 1995). Segundo Anderson et al. (2009), os nematódeos parasitos de
vertebrados são divididos em duas Classes e seis Ordens. Em todas as Ordens encontramos
nematódeos parasitos de serpentes.
33
1.3.3.1 Ordem Enoplida
Os helmintos da Ordem Enoplida (Classe Adenophorea) são um importante grupo de
nematódeos parasitos que acometem todas as classes de vertebrados, no entanto, são um dos
menos representativos parasitando serpentes. Acometem principalmente crocodilianos, com
espécies dos gêneros Capillaria Zeder, 1800, e Trichinella Railliet, 1895 (Superfamília
Trichinelloidea) (Jacobson, 2007; Anderson & Bain, 2009a).
São conhecidos casos de parasitismo por nematódeos do gênero Dioctowitus Chabaud
e Le Van Hoa, 1960 (Superfamília Trichinelloidea) na cavidade celomática de vários repteis,
sendo também registrados em serpentes (Mulder & Smales, 2006; Anderson & Bain, 2009a).
Espécies de Capillaria também já foram encontradas parasitando serpentes. Capillaria crotali
(Rud., 1819) Travassos, 1915 e Capillaria amarali (Freitas & Lent, 1934) foram registradas
ocorrendo, respectivamente, no intestino de Crotalus durissus terrificus (Laurenti, 1768) e de
Erythrolamprus (Liophis) miliaris, no Brasil (Vicente et al., 1993; Anderson & Bain, 2009a;
Bérnils & Costa, 2012).
Além disso, Capillaria cesarpintoi (Freitas e Lent, 1934) é parasita do intestino da
serpente Erythrolamprus (Liophis) poecilogyrus, no Brasil e de Ninia hudsoni Parker, 1940,
no Equador (Vicente et al., 1993; Anderson & Bain, 2009a; McAllister et al., 2010; Bérnils &
Costa, 2012). Não existem relatos de parasitos da Ordem Enoplida para serpentes do gênero
Bothrops no Brasil.
1.3.3.2 Ordem Rhabditida
Os nematódeos da Ordem Rhabditida são em grande parte de vida livre, mas existem
diversas espécies parasitas, as quais se caracterizam por terem duas gerações alternadas, uma
com machos e fêmeas de vida livre e outra hermafrodita parasitando um hospedeiro. As
espécies que parasitam serpentes se encontram classificadas em três Famílias:
Cylindrocorporidae Goodey, 1939, Strongyloididae Chitwood e McInntosh, 1934 e
Rhabdiasidae Railliet, 1915 (Anderson & Bain, 2009b; Kuzmin, 2013).
Da Família Cylindrocorporidae, uma espécie do gênero Longibucca Chitwood, 1933
(Longibucca vivipara Chitwood, 1933) é parasita da serpente sulamericana Pseudoboa cloelia
(Chitwood, 1933, apud Elsea, 1953, p. 65). Da Família Strongyloididae, nematódeos do
gênero Strongyloides Grassi, 1879, parasitam o intestino de vertebrados de várias classes,
acometendo também serpentes. No Brasil somente a espécie Strongyloides ophidiae Pereira,
1929, é conhecida como parasita de serpentes (Vicente et al., 1993)
34
A Família Rhabdiasidae possui vários gêneros de nematódeos que parasitam lagartos e
serpentes em várias regiões do mundo (Kuzmin, 2013). Os parasitos de serpentes são
classificados em dois gêneros. O gênero Acanthorhabdias Pereira, 1927, possui apenas uma
espécie, a qual foi descrita em serpentes brasileiras (Siqueira et al., 2009). O gênero Rhabdias
Stiles & Hassall, 1905, possui 13 espécies parasitas do pulmão de serpentes em diversas
regiões biogeográficas, sendo que 3 delas ocorrem no Brasil, de acordo com Martínez-Salazar
& León-Règagnon (2006), Barrella et al. (2009) e Kuzmin (2013).
Para serpentes brasileiras do gênero Bothrops, dois nematódeos da Família
Rhabdiasidae já foram encontradas parasitando o pulmão: Rhabdias velardi Pereira, 1928, e
Acanthorhabdias acanthorhabdias Pereira, 1927 (Greco et al., 2004; Siqueira et al., 2009)
(Quadro 1).
Jacobson (2007) fala de diversos sinais clínicos que as infecções por Rhabdias e
Strongyloides podem trazer para as serpentes. As infecções pulmonares podem trazer
complicações como pneumonia severa, includindo infecção bacteriana secundária. Já o
parasitismo intestinal traz consequencias como anorexia, letargia, diaréia, e enterite
proliferativa.
1.3.3.3 Ordem Strongylida
A Ordem Strongylida possui vários representantes da nematofauna parasita de repteis.
Na Superfamília Trichostrongyloidea encontramos os gêneros Herpetostrongylus Baylis,
1931, Vaucherus Durette-Desset, 1980, e Mertensinema Sharpilo, 1976, com espécies que
ocorrem em repteis da Austrália, da Malasia e outras localidades da região Paleártica,
respectivamente (Durette-Desset, 2009). Outro gênero, Oswaldocruzia Travassos, 1917
(Família Molineidae Durette-Desset & Chabaud, 1977), é parasita de anfíbios e répteis em
todo o mundo, sendo que 40 espécies ocorrem na região Neotropical. A espécie
Oswaldocruzia brasiliensis Lent e Freitas, 1935, é parasita de lagartos e serpentes no Brasil
(Vicente et al., 1993; Durette-Desset et al., 2006; Guerrero, 2013).
A Superfamília Diaphanocephaloidea é a mais importante em relação ao parasitismo
em serpentes. Este grupo de nematódeos inclui o gênero Kalicephalus Molin, 1861, que
parasita serpentes (e raramente lagartos), em diversas regiões do mundo (Lichtenfels, 2009;
Endang Purwaningsih & Mumpuni, 2011).
Existem cerca de 24 espécies do gênero Kalicephalus descritas até o momento. Estes
parasitos do intestino delgado e estômago possuem ciclo direto e são associados a diversos
35
casos de letargia, debilidade, anorexia, causando até mesmo lesões ucerativas entéricas e
hemorragia em serpentes (Jacobson, 2007; Schad, 1962, apud Endang Purwaningsih &
Mumpuni, 2011, p. 121). No Brasil cinco espécies são conhecidas, ocorrendo em serpentes
das Famílias Colubridae, Boidae e Viperidae. Kalicephalus appendiculatus Molin, 1861, K.
inermis inermis Molin, 1861, K. costatus costatus (Rud., 1819) Yorke e Maplestone, 1926, e
K. subulatus Molin, 1861, parasitam serpentes brasileiras do gênero Bothrops (Vicente et al.,
1993).
1.3.3.4 Ordem Oxyurida
Os nematódeos da Ordem Oxyurida são conhecidamente parasitos do intestino de
tartarugas e lagartos carnívoros e herbívoros em todo o mundo (Petter & Quentin, 2009;
Jacobson, 2007). As espécies parasitas destes hospedeiros estão distribuídas em diversos
gêneros da Família Pharyngodonidae Travassos, 1919. Segundo Jacobson (2007), a maioria
deles não causa grandes danos ao hospedeiro, havendo até mesmo relações de comensalismo
entre algumas espécies de parasitos e hospedeiros. Baseado em outros trabalhos, o mesmo
autor afirma que a maioria dos casos de patogenicidade envolvendo estes nematódeos são
registrados em répteis de cativeiro.
Em serpentes há poucos registros de nematódeos oxiurídeos. A espécie
Parapharyngodon ocaialensis Bursey & Telford, 2002, já foi encontrada parasitando o
intestino de um colubrídeo, Tantilla relicta Telford, 1966, na Florida, Estados Unidos (Telford
Jr.& Bursey, 2003). Na república do Equador, nematódeos do gênero Spaulingodon Skrjabin,
Schikhobalova e Lagodovskaja, 1960, parasitam o intestino da serpente Dipsas vermiculata
Peters, 1960 (McAllister et al., 2010). No Brasil não há registros de oxiurídeos em serpentes.
1.3.3.5 Ordem Ascaridida
Na Ordem Ascaridida os nematódeos parasitos de répteis são classificados nas
superfamílias: Cosmocercoidea, Seuratoidea, Heterakoidea e Ascaridoidea. Os nematódeos
desta Ordem são um importante grupo de parasitos de serpentes, sendo a maioria destes da
Superfamília Ascaridoidea (Jacobson, 2007; Anderson et al., 2009).
Segundo Jacobson (2007), parasitos desta Superfamília podem causar danos ao
hospedeiro com a migração de larvas pela cavidade abdominal e vísceras, e lesões
gastrointestinais pelo seu parasitismo em forma adulta. Os gêneros que mais ocorrem em
cobras e lagartos são: Hexametra Travassos, 1919, Ophidascaris Baylis, 1921, e Polydelphis
Dujardin, 1845, todos da Família Ascarididae Baird, 1853. Hexametra possui várias espécies
36
parasitando répteis da ordem Squamata na América Latina, África e Sudeste da Ásia (Sprent,
1978; Hartwich, 2009; Bursey & Brooks, 2011). O gênero Polydelphis teve a primeira espécie
descrita na região do velho mundo, mas ocorre também em serpentes neotropicais (Sprent,
1978; Vicente et al., 1993). Do gênero Ophidascaris há cerca de 21 espécies parasitando
serpentes em todo o mundo, sendo que 9 delas ocorrem no Brasil (Vicente et al., 1993;
Siqueira, 2005). Também da Superfamília Ascaridoidea, mas da Família Anisakidae Skrjabin
& Karokhin, 1945, nematódeos adultos do Gênero Terranova Leiper e Atkinson, 1914, e
larvas do Gênero Porrocaecum foram encontrados em serpentes da Costa Rica (Goldberg &
Bursey, 2007; Bursey & Brooks, 2011) e larvas de Contracaecum Railliet e Henry, 1912, em
serpentes do México (Jiménez-Ruiz et al., 2002).
Além dos parasitos de Ascaridoidea, vários registros de nematódeos de outras
Superfamílias também já foram feitos em ofídios.
Da Superfamília Heterakoidea, nematódeos do gênero Bufonerakis Baker, 1980 (da
Família Heterakidae Railliet e Henry, 1912) são encontrados em serpentes do Equador e do
Brasil (Vicente et al., 1993; McAllister et al., 2010). Também helmintos da espécie Ascaridia
flexuosa (Schneider, 1866) Railliet & Henry, 1914 (da Família Ascaridiidae Travassos, 1919)
foram registrados parasitando cascavéis (Crotalus sp. e Crotalus durrissus terrificus)
brasileiras (Vicente et al., 1993; Chabaud, 2009a).
Já da Superfamília Cosmocercoidea alguns parasitos já foram encontrados parasitando
serpentes Neotropicais e do México, destacando-se as Famílias: Cosmocercidae Travassos,
1925, Kathlaniidae Travassos, 1918, e Atractidae Travassos, 1919. Espécies de nematódeos
de dois gêneros da Família Cosmocercidae, Cosmocercoides Wilkie, 1930 (uma espécie) e
Aplectana Railliet e Henry, 1916 (duas espécies), foram registrados parasitando serpentes do
Equador e da Costa Rica, respectivamente (McAllister et al., 2010; Bursey e Brooks, 2011).
Aplectana papilifera (Araujo, 1978) e A. travassoi (Gomes & Malta, 1967) Baker, 1980, já
foram encontradas em serpentes da Família Colubridae no Brasil (Vicente et al., 1993). Em
relação aos parasitos da Família Kathlanidae, as espécies Falcaustra mexicana Chabaud e
Golvan, 1957, e F. máscula (Rud., 1819) Freitas e Lent, 1941, ocorrem em serpentes do
México e do Brasil (respectivamente), e Cruzia rudolphii Ruiz, 1947, ocorre em serpentes do
Equador e do Brasil (Vicente et al., 1993; Jiménez-Ruiz et al., 2002; McAllister et al., 2010).
Desta mesma Família, nematódeos do gênero Oxyascaris Travassos, 1920, também foram
registrados em serpentes brasileiras (Vicente et al., 1993). Da Família Atractidae, nematódeos
37
da espécie Maracaya belemensis Adamson & Baccan, 1988, foram descritos parasitando
anfisbenias e serpentes no Brasil (Vicente et al., 1993; Chabaud, 2009a; Mello, 2013).
Na literatura se observa que várias espécies de nematódeos, de pelo menos 8 gêneros
diferentes da Ordem Ascaridida, são conhecidas parasitando serpentes no Brasil, no entanto
somente algumas espécies, do Gênero Ophidascaris, já foram registradas parasitando ofídios
do Gênero Bothrops (Quadro 1).
1.3.3.6 Ordem Spirurida
A Ordem Spirurida é outro importante grupo de nematódeos parasitos com diversas
espécies que acometem répteis, classificadas em nove de suas Superfamílias. Entre estas
Superfamílias, seis contêm espécies que comumente parasitam serpentes: Camallanoidea e
Dracunculoidea, da Subordem Camalonina; e Physalopteroidea, Gnathostomatoidea,
Filaroidea e Diplotreanidoidea, da Subordem Spirurina (Jacobson, 2007; Anderson et al.,
2009; Mello, 2013).
Na Superfamília Camallanoidea destacam-se nematódeos petencentes aos gêneros
Camallanides Baylis e Daubney, 1922 e Camallanus Railliet e Henry, 1915, como parasitos
de serpentes. Camallanides parasita o intestino e estômago de serpentes no sudeste da Ásia
(Chabaud, 2009b; Moravec et al., 2006). Grande parte das espécies de Camallanus é parasita
de peixes, mas em 2007, Rosselline, relatou o parasitismo de Camallanus serpentis
Rosselline, 2007, na serpente Helicops leopardinus (Schlegel, 1837) (da Família Colubridae)
no Brasil.
Da Superfamília Drancunculoidea existem registros de nematódeos do gênero
Dracunculus (Reichard, 1759) nos tecidos e na cavidade celomática de serpentes em várias
regiões do mundo, inclusive na região neotropical (Mello, 2013). Em 2009, Moravec e Santos
(apud Mello, 2013), descreveram a espécie Dracunculus brasiliensis parasitando a serpente
Eunectes murinus (Linnaeus, 1758) (sucuri) no Brasil.
Vários nematódeos da Superfamília Physalopteroidea, já foram encontrados em
serpentes. Helmintos do gênero Thubunaea Seurat, 1914, e Abbreviata Travassos, 1920, já
foram registrados em viperídeos nos Estados Unidos, como é relatado por Mello (2013),
baseada em outros trabalhos. Abbreviatta costaricae Bursey & Brooks, 2011, é encontrado
em serpentes da Costa Rica (Bursey & Brooks, 2011). Do gênero Physaloptera Rudolphi,
1819, algumas das ocorrências em serpentes são: Physaloptera retusa Rud., 1819, em
serpentes norte americanas (Pfaffenberger et al., 1989); Physalopera liophis Vicente &
38
Santos, 1974, em colubrídeos brasileiros; Phyasloptera monodens Molin, 1860, em Boa
constrictor no Brasil; e Phyasloptera obtusissima Molin, 1860, no estômago de Bothrops
jararaca (Wied, 1824) no Brasil, e em B. atrox na Costa Rica (Rosselline, 2007; Viquez,
1935, apud Bursey & Brooks, 2011, p. 333). Apesar da frequência destes parasitos em repteis,
segundo Jacobson (2007), infecções por physalopterídeos não costumam causar grandes
lesões na mucosa gástrica.
A Superfamília Filaroidea inclui importantes parasitos da cavidade celomática de
répteis (Jacobson, 2007; Anderson & Bain, 2009c). Estes são classificados na Família
Onchocercidae (Leiper, 1911), onde nematódeos de pelo menos 13 gêneros diferentes
parasitam repteis da Ordem Squamata. Estes gêneros são distribuídos nas Subfamílias
Oswaldofilariinae Chabaud & Choquet, 1953; Dirofilariinae Sandground, 1938;
Onchocercinae Leiper, 1911; Splendidofilariinae Chabaud e Choquet, 1953; e Lemdaninae
López-Neyra, 1956 (Anderson & Bain, 2009c). Como parasitos de serpentes, os principais
representantes da Família Onchocercidae são os nematódeos do Gênero Macdonaldius
Khanna, 1933 (da Subfamília Onchocercinae), os quais podem, segundo Jacobson (2007),
causar obstrução de vasos sanguineos e de capilares perifericos pela ocorrência de
microfilarias. Macdonaldius oschei Chabaud e Frank, 1961, já foi encontrada parasitando o
mesentério de Boa constrictor na Costa Rica (Bursey & Brooks, 2011).
Da Superfamília Diplotriaenoidea se destacam como parasitos da cavidade de lagartos
e serpentes os nematódeos do gênero Hastospiculum Skrjabin, 1923, que ocorrem em regiões
do velho mundo e do novo mundo, infectando inclusive serpentes do Brasil (Jacobson, 2007;
Anderson & Bain, 2009c). O parasitismo por estes helmintos pode causar inflamações
submucosas em serpentes com o depósito de seus ovos (Jacobson, 2007).
Na Superfamília Gnathostomatoidea, o Gênero Spiroxys Scheneider, 1866, inclui
espécies parasitas de anfíbios, quelônios e serpentes (Chabaud, 2009c). Em serpentes da
Família Colubridae, no México, Jiménez-Ruiz et al. (2002) encontrou Spiroxys susanae
Caballero, 1941, parasitando o trato digestório. Também da Ordem Spirurida, porém da
Superfamília Habronematoidea, estes autores ainda encontraram o nematódeo Spinitectus
osorioi Choudhury & Pérez-Ponce de León, 2001, no intestino destas serpentes.
1.3.4 Helmintos já relatados em serpentes da espécie Bothrops atrox, no Brasil
Na literatura, nas principais revisões de helmintos que reportam as espécies já
conhecidas para o território brasileiro em serpentes observa-se que, das espécies destes
hospedeiros citadas, dez pertencem ao gênero Bothrops: B. jararaca (Wied, 1824), B.
39
jararacussu Lacerda, 1884, B. cotiara (Gomes, 1913), B. insularis (Amaral, 1921), B.
moojeni Hoge, 1966, B. neuwiedii Wagler, 1824, B. mattogrossensis Amaral, 1925, B.
alternatus Duméril, Bibron e Duméril, 1854, B. pradoi (Hoge, 1948) e Bothrops atrox
(Linnaeus, 1758) (Rosselline, 2007). Trabalhos mais recentes relatam algumas outras espécies
de helmintos em B. moogeni (Barrela & Silva, 2003; Silva, 2004), B. jararaca (Greco et al.,
2004; Siqueira et al., 2005; 2009) e B. alternatus (Siqueira et al., 2009).
Considerando estas revisões e os trabalhos mais recentes, no quadro a seguir são
apresentadas as espécies e sítios de infecção destes parasitos em serpentes do gênero Bothrops
no Brasil.
40
Quadro 1 - Famílias e espécies de helmintos parasitos naturais de serpentes brasileiras do
gênero Bothrops segundo as revisões de Yamaguti (1959), Travassos et al. (1969), Thatcher
(1993), Vicente et al. (1993) e Rosselline (2007), e de acordo com os trabalhos de Barrela &
Silva (2003), Silva (2004), Greco et al. (2004); Siqueira et al. (2005, 2009) e Pinto et al.
(2012). Marcados em negrito estão os parasitos que ocorrem em Bothrops atrox. As
atualizações de classificação taxonômica são baseadas em Khalil et al. (1994), Gibson et al.
(2002), Jones et al. (2005), Bray et al. (2008) e Anderson et al. (2009).
FILO PLATYHELMINTHES – CLASSE TREMATODA
Parasito Hospedeiro
Família Espécie Espécie Sítio de
infecção
Dicroceliidae
Paradistomum
parvissimum
Bothrops jararaca vesícula biliar
e canal
colédoco
Infidum similis Bothrops jararaca
vesícula biliar
Reniferidae Renifer
heterocoelium
Bothrops cotiara, B.
insularis, B. moojeni, B.
neuwiedii, B.
mattogrossensis, B. jararaca
boca, esôfago
e raramente
pulmão
Plagiorchiidae
Styphlodora gili Bothrops alternatus, B.
jararaca rins e ureter
Travtrema
stenocotyle
Bothrops moojeni, B.
neuwiedii e Bothrops sp. intestino
grosso
Sticholecitha
serpentis
Bothrops moojeni boca, esôfago
e raramente
pulmão
Opisthogonimidae
Opisthogonimus
afranioi
Bothrops cotiara e B.
neuwiedii
boca esôfago e
vias aéreas
Opisthogonimus
fonsecai
Bothrops alternatus, B.
jararaca e B. moojeni
boca, esôfago
e vias aéreas
Opisthogonimus
interrogativus
Bothrops cotiara e B.
jararaca
boca esôfago e
vias aéreas
Opisthogonimus
lecithonotus
Bothrops atrox, B. jararaca,
B. jararacussu e B. moojeni boca, esôfago
e vias aéreas
Opisthogonimus
pereirai
Bothrops jararaca boca esôfago e
vias aéreas
Opisthogonimus
philodryadum
Bothrops sp. boca
41
Quadro 1 - Famílias e espécies de helmintos parasitos naturais de serpentes brasileiras do
gênero Bothrops segundo as revisões de Yamaguti (1959), Travassos et al. (1969), Thatcher
(1993), Vicente et al. (1993) e Rosselline (2007), e de acordo com os trabalhos de Barrela &
Silva (2003), Silva (2004), Greco et al. (2004); Siqueira et al. (2005, 2009) e Pinto et al.
(2012). Marcados em negrito estão os parasitos que ocorrem em Bothrops atrox. As
atualizações de classificação taxonômica são baseadas em Khalil et al. (1994), Gibson et al.
(2002), Jones et al. (2005), Bray et al. (2008) e Anderson et al. (2009). (Continuação)
FILO PLATYHELMINTHES – CLASSE CESTODA
Parasito Hospedeiro
Família Espécie Espécie Sítio de
infecção
Proteocephalidae
Crepidobothrium garzonii Bothrops alternatus intestino
Crepidobothrium gerrardii Bothrops jararaca,
Bothrops sp.
intestino
Crepidobothrium viperis Bothrops alternatus intestino
Ophiotaenia calmetti Bothrops atrox e B.
jararaca
intestino
Proteocephalus jarara Bothrops alternatus, B.
jararaca e B. jararacussu
intestino
FILO NEMATODA
Parasito Hospedeiro
Família Espécie Espécie Sítio de
infecção
Diaphanocephalidae
Kalicephalus
appendiculatus
Bothrops jararacussu intestino
Kalicephalus costatus
costatus
Bothrops alternatus, B.
jararaca, B. jararacussu,
B. pradoi
intestino
Kalicephalus inermis
inermis
Bothrops atrox, B.
alternatus, B. cotiara, B.
jararaca, B. jararacussu,
B. pradoi
intestino
Kalicephalus subulatus Bothrops jararaca intestino
Ascarididae
Ophidascaris arndti Bothrops atrox estômago
Ophidascaris tuberculatum Bothrops jararaca estômago
Ophidascaris travassosi Bothrops jararaca esôfago
Physalopteridae Physaloptera obtusissima Bothrops jararaca estômago
Rhabdiasidae
Rhabdias vellardi Bothrops jararaca pulmão
Acanthorhabdias
acanthorhabdias
Bothrops jararaca, B.
alternatus
pulmão
42
De acordo com esta revisão é possível perceber que para serpentes da espécie
Bothrops atrox poucos helmintos são conhecidos como parasitos.
Entre as 17 espécies de platelmintos listadas no Quadro 1, Opisthogonimus
lecithonotus Lühe, 1900, é a única espécie da Classe Trematoda já relatada parasitando a
cavidade bucal e vias aéreas de Bothrops atrox, no Brasil. Já da Classe Cestoda o parasito
Ophiotaenia calmetii (Barrois, 1898) é o único encontrado neste hospedeiro, no intestino.
Entre os helmintos do Filo Nematoda, somente Kalicephalus inermis inermis Molin, 1861, e
Ophidascaris arndti Sprehn, 1929, são conhecidos como parasitos de B. atrox no Brasil.
Em relação ao Filo Acanthocephala, o registro em serpentes da Família Viperidae, é
de Centrorhyncus tumidulus Rudolphi, 1819, em forma larval, na cavidade celomática de
Bothrops (Lachesis) lanceolatus, como hospedeiro paratênico, de acordo com Travassos
(1926).
Em outros países, helmintos de outras espécies já foram registrados em Bothrops
atrox: nematódeos das espécies Physaloptera obitusissima Molin, 1860, e Kalicephalus
inermis macrovalvulus (Caballero, 1954), na Costa Rica e Rhabdias sp. no Peru (Viquez,
1935, Brenes & Bravo-Hollis, 1960, apud Bursey & Brooks, 2011, p. 333; Tantalean &
Gózalo, 1985, apud Sarmiento et al., 1999, p. 60).
Diversos trabalhos demonstram aspectos diversos da biologia e ecologia de Bothrops
atrox (Martins & Oliveira, 1999; Martins et al., 2003; Macedo-Bernarde & Bernarde, 2005;
Maschio, 2008; Turci et al., 2009), porém, considerando a ampla distribuição que este
hospedeiro tem (Cunha & Nascimento, 1993, apud Maschio, 2008, p. 156) e os poucos
achados sobre helmintos parasitos de B. atrox no Brasil e em outros países, existe a
necessidade de se conhecer melhor a helmintofauna dessa espécie.
Por outro lado, os estudos de diversidade de parasitos em animais silvestres podem ser
valiosos indicadores das relações tróficas, estrutura das teias alimentares e preferências de
dieta, hábitos e comportamentos dos hospedeiros, além de dar indícios da complexidade da
estrutura dos ecossistemas (Bongers & Ferris, 1999; Brooks & Hoberg, 2000; 2001). Isto
porque os parasitos possuem uma variedade de ciclos de vida, muitas vezes complexos. Os
helmintos, por exemplo, possuem ciclos que podem ir desde infecções diretas em seus
hospedeiros definitivos – onde parte do seu desenvolvimento ocorre no ambiente – até uma
alternância de hospedeiros intermediários, que abrigarão suas várias formas evolutivas,
envolvendo vários componentes de uma cadeia alimentar, também havendo hospedeiros de
transporte, ou mesmo paratênicos. Estes parasitos desenvolvem relações íntimas com os seus
43
hospedeiros, e as serpentes, por exemplo, podem adquirí-los de diversas formas, dependendo
do seu modo de vida e do ambiente.
O conhecimento sobre a biologia de B. atrox pode auxiliar tanto na conservação e no
reconhecimento de sua ocorrência, quanto no seu manejo para a produção de soros, já que se
trata da serpente mais importante em relação a acidentes ofídicos na Amazônia (Borges et al.,
1999 apud Oliveira, 2003, p. 17).
Em relação ao manejo deste tipo de serpente em criadouros, outro aspecto importante
a se considerar é que os helmintos muitas vezes são a causas de moléstias que comprometem
o desenvolvimento pleno de diversos ofídios, sendo que as infecções helmínticas ainda
constituem um importante problema nos serpentários (Rossellini, 2007). Os principais sinais
indicativos da ocorrência de parasitas em serpentes são: falta de apetite, regurgitações,
diarréias, letargia, desidratação, emagrecimento, problemas no crescimento ou
desenvolvimento, depressão ou agitação, problemas neurológicos e morte (Greco, 2000, apud
Mizani et al., 2006, p. 142).
Em um estudo realizado por Lenis et al. (2009) sobre um trematódeo, Ochetosoma
heterocoelium, parasita de diversas espécies de serpentes, na Colômbia, as lesões observadas
foram desde petéquias e pequenas erosões bucais em indivíduos com baixa carga parasitária,
até estomatites, esofagites e obstrução mecânica do esôfago e órgão de Jacobson em
indivíduos altamente parasitados.
Tanto para um melhor conhecimento das relações ecológicas dos helmintos com os
seus hospedeiros, quanto para um possível estudo da patogenia que a infecção helmíntica
possa causar, os estudos de levantamento de fauna helmintológica são necessários. Além
disso, trabalhos como estes contribuem para o conhecimento da diversidade da fauna de
invertebrados parasitos, ainda tão pouco conhecida no Brasil, e de maneira especial na
Amazônia. Baseado nestas premissas, o presente trabalho se destina a um melhor
conhecimento da helmintofauna que parasita Bothrops atrox.
44
2 OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
Descrever a helmintofauna de Bothrops atrox proveniente de duas regiões do Estado
do Pará, Brasil: área metropolitana de Belém e FLONA de Caxiuanã, em localidades dos
municípios de Melgaço e Portel.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Descrever os aspectos morfológicos, morfométricos e ultraestruturais de helmintos
colhidos de exemplares de B. atrox provenientes de Belém-PA e da FLONA de
Caxiuanã (Melgaço-PA e Portel-PA), pelas técnicas de microscopia de luz,
microscopia eletrônica de varredura e de histologia.
Identificar taxonomicamente os helmintos parasitos da serpente B. atrox, de Belém-
PA e da FLONA de Caxiuanã (Melgaço-PA e Portel-PA).
Relacionar as ocorrências de helmintos em B. atrox com as ocorrências já registradas
em serpentes brasileiras da Família Viperidae, especialmente na região amazônica.
45
3 MATERIAL E MÉTODOS
Neste trabalho utilizou-se mais de uma área de coleta de hospedeiros e diversos
processos de obtenção e preparação de espécimes de helmintos. Nas sessões seguintes serão
especificados cada um destes pontos.
3.1 DESCRIÇÃO DAS ÁREAS DE COLETA DOS HOSPEDEIROS
Todos os hospedeiros utilizados são provenientes da Amazônia Oriental, em regiões
localizadas ao norte do Estado do Pará. Foram utilizadas serpentes dos seguintes locais de
coleta.
3.1.1 Região metropolitana de Belém-Pa
A área de coleta em Belém-PA foi principalmente o ambiente periurbano localizado
nos arredores do Campus de Pesquisa do Museu Paraense Emílio Goeldi (situado na Av.
Perimetral, nº: 1901), no bairro da Terra Firme ou Montese. Este bairro possui uma área de
aproximadamente 2,63 Km2, com cerca de 15.464 moradias e 61.439 habitantes. A cobertura
vegetal do Município de Belém compõe-se de floresta secundária ou capoeiras que
substituíram a antiga floresta densa dos baixos platôs. Em regiões de baixada, como o bairro
da Terra Firme, predomina a floresta ombrófila, onde prevalecem formações herbáceas,
subarbustivas e arbustivas (Belém, 2012). Os hospedeiros foram todos capturados nesta área
do campus de pesquisa do MPEG, durante atividades de manutenção e limpeza, com excessão
de um espécime capturado na área do Parque Estadual do Utinga, uma área mais preservada,
na região metropolitana de Belém.
3.1.2 FLONA de Caxiuanã, Melgaço-Pa e Portel-Pa
A Floresta Nacional (FLONA) de Caxiuanã localiza-se no Estado do Pará e possui
uma área de 317.949 hectares, abrangendo os municípios Melgaço, Gurupá, Portel e Porto de
Moz. Consiste em uma das 310 Unidades de Conservação Federais (UCs) e foi criada em
1961 pelo Decreto nº 239. Dentro dela está localizada a Estação Científica Ferreira Penna, que
atua como base de apoio a projetos científicos e acadêmicos, além de programas educativos.
Esta base científica possui 3.000 m2 em 33.000 hectares da FLONA, situa-se no município de
Melgaço-PA, a 350 km oeste de Belém, e está vinculada ao Museu Paraense Emílio Goeldi
46
(MPEG) (ICM-Bio, 2014; MPEG, 2014). A FLONA de Caxiuanã é uma área preservada e
possui ecossistemas naturais bem representativos da região amazônica, como a floresta de
terra firme, igapó e várzea. As serpentes utilizadas neste estudo foram capturadas em áreas
próximas a Estação Científica Ferreira Penna e também em outra localidade da FLONA
pertencente ao município de Portel-Pa.
3.2 OBTENÇÃO DE HOSPEDEIROS E PARASITOS
Para a realização deste estudo, os espécimes de Bothrops atrox foram obtidos de duas
maneiras:
3.2.1 A partir da Coleção Herpetológica “Osvaldo Rodrigues da Cunha” do Museu
Paraense Emílio Goeldi
Foram realizadas visitas à Coleção Herpetológica do Museu Paraense Emilio Goeldi
(MPEG) no período de setembro de 2011 a Junho de 2012. Com a colaboração da Dra. Ana
Lúcia Prudente, curadora da coleção, foram cedidos espécimes de Bothrops atrox já
depositadas provenientes das duas regiões. Estas serpentes estavam preservadas em álcool
70% tendo sido fixadas em formaldeído 10% na ocasião de sua captura (Figura 6).
Figura 6: Aspetos gerais da Coleção Herpetológica “Osvaldo Rodrigues da Cunha”, do
Museu Paraense Emílio Goeldi, em Belém-PA. A) Organização das estantes deslizantes onde
estão depositados os espécimes tombados. B) Identificação da estante que contém espécimes
da Família Viperidae. C) Detalhe da organização dos espécimes de Bothrops atrox, os quais
encontram-se conservados em álcool etílico a 70%, armazenados em recipientes de vidro. D)
Um dos fracos contendo as serpentes, que são separadas de acordo com o tamanho e o número
de registro/tombamento (com informações do coletor, data e local de captura) da Coleção.
Fonte: LBCH (2012).
A B C D
47
Provenientes de área periurbana de Belém, foram separados 10 espécimes de acordo
com o tamanho, o estado de integridade da cavidade do corpo e a disponibilidade para a
necropsia, considerando que grande parte dos espécimes de B. atrox depositados, são
utilizados para diversos estudos, inclusive de dieta, onde a cavidade abdominal é aberta,
muitas logo após a captura. Estes espécimes utilizados foram tombados na Coleção
Herpetológica entre os anos de 2002 e 2011. Outros 10 espécimes, provenientes da FLONA
de Caxiuanã, foram selecionados pelos mesmos critérios descritos anteriormente, e estas
serpentes haviam sido tombadas na Coleção Herpetológica entre os anos de 1997 e 2007.
Após a seleção de hospedeiros, e ainda no Laboratório de Herpetologia do MPEG,
todas as serpentes sofreram incisão longitudinal-ventral desde a extremidade da mandíbula
inferior até a fenda anal transversa (cloaca). Logo após, todos os seus órgãos retirados, ainda
envoltos pelo peritônio, e a cavidade corporal interna e a musculatura foram analisados
quanto à presença de cistos. Os órgãos foram acondicionados em recipientes com álcool a
70% e transportados até o Laboratório de Biologia Celular e Helmintologia “Profa. Dra.
Reinalda Marisa Lanfredi” (LBCH)-ICB-UFPA, destinados à necropsia.
Os órgãos foram individualizados em placas de Petri contendo álcool a 70% e
analisados em estereomicroscópio. Alguns animais tiveram o sexo identificado no momento
da coleta, como no caso da exposição do hemipênis dos machos. Do contrário, o sexo foi
definido pela identificação das gônadas no momento da necropsia. A estimativa da idade dos
animais foi feita a partir da morfologia externa e também pela observação das gônadas.
Os helmintos encontrados foram separados, identificados de acordo com o órgão que
parasitavam e armazenados em recipientes adequados, contendo álcool etílico a 70%.
3.2.2 A partir de busca ativa ou encontros ocasionais de espécimes de Bothrops atrox
Uma expedição a Floresta Nacional de Caxiuanã foi realizada no período de 8 a 25 de
fevereiro de 2012, para coleta de répteis e anfíbios, utilizando o método de busca ativa. Um
espécime de B. atrox, encontrado na região chamada Enseada Grande da Bahia dos Botos
(localizada no município de Portel-PA), foi coletado para a coleção Herpetológica do Museu
Paraense Emílio Goeldi (MPEG).
No momento de sua fixação e preparação, na Estação Científica Ferreira Penna, essa
serpente sofreu incisão longitudinal ventral e teve seus órgãos retirados e separados em placas
de Petri contendo solução tampão pH 7.4 (P.B.S.) e, com a utilização de estereomicroscópio,
estes foram analisados quanto a presença de helmintos.
48
Todos os parasitos encontrados foram coletados, separados de acordo com o grupo
taxonômico ao qual pertenciam e fixados em solução de 2% ácido acético glacial, 3% de
formaldeído e 95% de etanol 70% (A.F.A.). A fixação dos platelmintos seguiu o protocolo de
Amato et al. (1991), onde os espécimes para análise por microscopia de luz foram
comprimidos entre lâmina e lamínula antes da fixação. Porém os espécimes destinados à
análise por Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) foram apenas fixados em A.F.A.,
sem compressão. Os nematódeos foram fixados em A.F.A aquecido a 60º C.
Em fevereiro de 2014, um outro exemplar Bothrops atrox foi capturado
ocasionalmente na área do Parque Estadual do Utinga, na região metropolitana de Belém-PA.
A serpente foi levada imediatamente ao Laboratório de Biologia Celular e Helmintologia, na
Universidade Federal do Pará, onde foi preparada para ser depositada na Coleção
Herpetológica do MPEG, sendo realizados antes todos os procedimentos descritos acima para
a procura e fixação de helmintos.
3.3 PROCESSAMENTO E ANÁLISE DOS PARASITOS
Para a análise dos helmintos foram utilizadas as técnicas de microscopia de luz,
inclusive para a observação de cortes histológicos, e de microscopia eletrônica de varredura.
Para tanto as amostras de parasitos passaram por processos específicos de preparação.
3.3.1 Procedimento realizado para microscopia de luz
Para os estudos feitos por microscopia de luz os nematódeos e acantocéfalos foram
desidratados em concentrações crescentes de glicerina/álcool: 1:2, 1:1, até serem diafanizados
em glicerina pura, sendo então montados em lâminas temporárias (adaptado de Amato et al.,
1991). Em alguns dos exemplares destes helmintos, após uma desidratação em série etanólica
crescente (80%, 90%, 10%), foi utilizado Lactofenol de Aman para a clarificação (segundo
Amato et al., 1991). Os platelmintos foram corados em Carmim Acético, desidratados em
série etanólica, clarificados em óleo de cravo e montados em Entelan®, entre lâmina e
lamínula.
Os helmintos de hospedeiros obtidos da Coleção Herpetológica “Osvaldo Rodrigues
da Cunha”, do MPEG, se encontravam previamente fixados in loco (nos órgãos ou na
cavidade do hospedeiro) com solução de formaldeído a 10% e, posteriormente, conservados
(também in loco) em álcool etílico a 70%, por ocasião da fixação e conservação do
hospedeiro. Para melhorar as condições de análise, os platelmintos da Classe Trematoda
49
encontrados nestes hospedeiros passaram pelo seguinte processo: foram acondicionados em
água destilada, por 24 horas, para re-hidratação; depois foram comprimidos entre lâminas e
então pós-fixados em A.F.A. Após estes procedimentos os parasitos passaram pelo
processamento comum para microscopia de Luz dos platelmintos.
A análise morfológica e morfométrica de todos helmintos foi feita com auxílio de
Microscópio Olympus BX 41 equipado com câmara clara, para a confecção de desenhos
taxonômicos. Fotomicrografias foram capturadas em microscópio Olympus BX 51, com
câmera digital acoplada. Para a identificação de helmintos foram utilizados catálogos, chaves
de identificação, livros e artigos científicos (principalmente Amin, 1987; Vicente et al., 1993;
Khalil et al., 1994; Gibson et al., 2002; Jones et al., 2005; Bray et al., 2008; Anderson et al.,
2009).
Na análise morfométrica dos helmintos todos os valores encontram-se mensurados em
micrômetros, por isso não está discriminada a unidade de medida, com exceção de alguns
parâmetros que são apresentados em milímetros, os quais se encontram com a indicação desta
medida.
3.3.2 Preparação de helmintos para histologia
Alguns platelmintos, não comprimidos, foram processados para a confecção de cortes
histológicos. Estes passaram por uma desidratação em série etanólica crescente: Etanol 30 %,
50%, 70%, 80%, 90%, passando 30 minutos em cada etapa; mais duas etapas de 15 minutos
em Etanol 100%. Após a desidratação foi realizada a fase de infiltração em resina, utilizando
Etanol/Historesina em diferentes proporções: Etanol P.A/Historesina 5:1, Etanol
P.A./Historesina 4:1, Etanol P.A./Historesina 3:1, Etanol P.A./Historesina 2:1, Etanol
P.A./Historesina 1:1 e Historesina pura. Cada etapa de infiltração durou 24 horas.
Para a inclusão, os helmintos foram inseridos em placas de molde inclusão de nove
poços, preenchidos com uma solução de Historesina/Catalisador Hardner®
em proporção de
15:1. Após 2 horas de repouso em temperatura ambiente, até o início da polimerização da
resina, os moldes foram levados a uma estufa à 40C° por dois dias, para a finalização da
polimerização. Os blocos polimerizados foram então cortados em secções de 2-3 μm de
espessura, com navalhas de vidro, em ultra micrótomo LEICA EM UC6 no Laboratório de
Biologia Estrutural – ICB – UFPA. Os cortes seriados foram capturados um a um e então
colocados ordenada e sequencialmente, numa lâmina de microscopia; corados diretamente
com Hematoxilina/Eosina ou Azul de Toluidina; lavadas em água corrente, montadas com
50
Entellan® e observadas em microscópio Olympus BX 53 equipado com sistema de captura de
imagens, onde foram realizadas as fotomicrografias.
3.3.3 Procedimento realizado para microscopia eletrônica de varredura
Alguns exemplares de helmintos foram pós-fixados em OsO4 a 1% (tetróxido ósmio),
em seguida desidratados em série etanólica crescente, a partir da concentração de 50%,
passando ao etanol absoluto, procedimento este realizado no Laboratório de Biologia Celular
e Helmintologia “Profa. Dra. Reinalda Marisa Lanfredi” (LBCH)-ICB-UFPA.
As amostras foram então levadas ao Campus de Perquisa do Museu Paraense Emílio
Goeldi (Belém-PA) e passaram pelo processo de secagem em aparelho de Ponto Crítico de
CO2. Foram montadas em “stubs” (suportes metálicos de alumínio) e metalizadas com ouro e
então analisadas em microscópio eletrônico de varredura (MEV) LEO 1450 VP, para a análise
ultra-estrutural.
51
4 RESULTADOS
4.1 HELMINTOS DE Bothrops atrox
Dos 22 espécimes de Bothrops atrox necropsiados, 20 selecionados a partir da
Coleção Herpetológica do MPEG, e dois capturados e analisados a fresco, apenas uma
serpente, proveniente da FLONA de Caxiuanã, não se encontrava parasitada por nenhum
helminto.
Foram encontrados representantes dos três Filos destes parasitos: Acanthocephala,
Platyhelminthes (com espécies da Classe Trematoda e Cestoda) e Nematoda, provenientes de
ambas as localidades de coleta.
Espécimes do Filo Acanthocephala foram os mais frequentes, observados em forma
juvenil, tanto na luz do intestino quanto encistados e aderidos ao peritôneo visceral e parietal.
Os acantocéfalos no intestino ocorreram em cinco das 11 serpentes do município de Belém-
PA e em duas das 11 serpentes da FLONA de Caxiuanã (em áreas do município de Melgaço-
PA). Já os parasitos cistacantos foram encontrados em grande quantidade dispersos no
mesentério e em outras regiões do peritônio de nove serpentes de Belém e oito serpentes da
FLONA de Caxiuanã.
Os parasitos do Filo Nematoda ocorreram no pulmão, trato digestório e na cavidade
corporal e foram o segundo grupo mais encontrado. Nematódeos intestinais foram os mais
freqüentes nas serpentes de Belém-PA, ocorrendo em 5 de 11 hospedeiros; enquanto que nas
serpentes da FLONA de Caxiuanã nematódeos pulmonares foram os mais encontrados, em 6
dos 11 hospedeiros desta localidade. Somente na FLONA de Caxiuanã foram encontrados 3
hospedeiros com um nematódeo na cavidade abdominal envolvendo o estômago, através do
peritôneo visceral.
Entre os platelmintos, os parasitos da Classe Trematoda encontrados no esôfago e
estômago de B. atrox ocorreram em 3 das 11 serpentes de Belém-PA e em 5 das 11 serpentes
da FLONA de Caxiuanã. Também observou-se trematódeos parasitando os ductos urinários
destes hospedeiros, porém apenas em espécimes provenientes de Belém, sendo que 3 das 11
serpentes estavam parasitadas. Os platelmintos da Classe Cestoda ocorreram no intestino de 6
serpentes da FLONA de Caxiuanã, porém somente em uma de Belém-PA.
O perfil geral do parasitismo por helmintos dos 11 exemplares de Bothrops atrox do
município de Belém-PA e dos 11 exemplares da FLONA de Caxiuanã (Melgaço e Portel,
Pará), são apresentados no Quadro 2.
52
Quadro 2 - Perfil de ocorrência de endoparasitos helmintos encontrados nos hospedeiros da espécie Bothrops atrox, 11 provenientes de Belém
do Pará e 11 provenientes da FLONA de Caxiuanã (Melgaço e Portel, Pará). Os principais grupos de helmintos encontram-se discriminados e em
cada sítio de infecção o número de parasitos encontrados é informado por cada hospedeiro e por cada localidade (coluna intitulada “TOTAL”).
(O número de tombamento dos espécimes de Bothrops atrox depositados na Coleção Herpetológica do Museu Paraense Emílio Goeldi encontram
se listados no Apêndice 1).
Belém - Pará FLONA de Caxiuanã (Melgaço e Portel - Pará)
Hospedeiros (sexo, maturidade) Hospedeiros (sexo, maturidade) Registro de coleta 1B 2B 3B 4B 5B 6B 7B 8B 9B 10B 11B
Bel
ém -
Pa
rá
1C 2C 3C 4C 5C 6C 7C 8C 9C 10C 11C
FL
ON
A d
e
Ca
xiu
an
ã
Sexo ♀ ♀ ♀ ♀ ♂ ♂ ♂ ♀ ♀ ♀ ♂ ♂ ♂ ♀ ♀ ♀ ♂ ♂ ♂ ♀ ♂ ♂
Maturidade J A A A A A A A J J J A J A J J J J A J A J
Sitio de
infecção Helminto Ocorrência (número de parasitos por hospedeiro)
TO
TA
L
Ocorrência (número de parasitos por hospedeiro)
TO
TA
L
pulmão nematódeos 13 1 2 5 21 9 3 1 3 20 3 39
estômago
e esôfago
trematódeos 6 17 6 29 3 11 3 13 300 330
nematódeos 3 13 16
intestino
nematódeos 2 1 9 17 7 36 2 6 8
cestódeos 1 1 4 8 2 1 6 2 23
acantocéfalos 1 3 3 3 5 15 1 1 2
ductos
urinários trematódeos 2 3 10 15
cavidade
celomática
acantocéfalos nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq nq
nematódeos 1 1 1 3
A = adulto;
J = jovem;
nq = não quantificados
53
É importante considerar que alguns parâmetros, como o cálculo de prevalência, para a
comparação da helmintofauna dos hospedeiros estudados entre as duas áreas de coleta tiveram
algumas limitações, por conta de procedimentos prévios realizados comumente em várias das
serpentes já depositadas Coleção Herpetológica do Museu Paraense Emílio Goeldi. Antes de
serem disponibilizadas para a necropsia muitos exemplares de Bothrops atrox já se
encontravam com o estômago ou intestino abertos para a análise do conteúdo alimentar, por
exemplo.
Todos os helmintos encontrados nos dois tipos de obtenção de hospedeiros foram
analisados morfologicamente por microscopia de luz, e duas espécies foram descritas também
com a realização da morfometria e o uso de outras técnicas. Nas próximas sessões são
apresentadas as descrições de cada grupo destes parasitos, sendo separados por sítios de
infecção e classificados em cada Filo.
4.2 PARASITOS PERTENCENTES AO FILO ACANTOCEPHALA, NO INTESTINO E
NA CAVIDADE CELOMÁTICA
Os acantocefalos encontrados em B. atrox apresentaram-se em várias fases de
migração e encistamento. No interior do intestino esses parasitos ocorreram em cinco
serpentes de Belém e duas da FLONA de Caxiuanã. Vários espécimes foram encontrados
livres na luz do intestino outros com a probóscide inserida na mucosa (Figura 7E).
Neste sítio de infecção se encontravam os acantocéfalos em melhores condições para a
análise, sem cápsula cística e alguns deles com a probóscide quase totalmente evertida.
Baseado na análise de 5 espécimes (de um total de 6 que se encontravam nestas condições) de
Belém e 1 espécime (de um total de 2) de Caxiuanã foi observado que estes helmintos
apresentam a probóscide cilíndrica com ganhos distribuídos em fileiras longitudinais (Figura
7D). Os ganchos diminuem de tamanho à medida que se aproximam da base da probóscide,
mas com pouca variação. Aqueles mais apicais apresentam raiz voltada para a região posterior
e os ganchos mais basais apresentam raiz curta, pouco curvada. O receptáculo da probóscide é
longo, tem parede dupla e está inserido próximo a região média da extensão da probóscide,
onde há uma leve constrição (Figura 7A e C). A parede do corpo é espessa e não possui
espinhos, sem a presença de núcleos hipodermais (Figura 7A, B, E). Da extremidade do
receptáculo partem dois músculos, um que é dorsal e o outro ventral (Figura 7A), além de um
único ligamento que se estende até a extremidade posterior. Entre os espécimes que puderam
ser analisados só foram identificadas fêmeas jovens (Figura 7F).
54
Os cistacantos encontrados na cavidade foram bastante numerosos e ocorreram em
quase todos os hospedeiros investigados. Entre estes parasitos, principalmente os que se
encontravam aderidos ao mesentério (Figura 8A), que foram os mais numerosos, haviam
espécimes com a probóscide parcialmente evertida, tanto com a cápsula cística (Figura 8D)
quanto sem nenhum invólucro (Figura 8C), além de espécimes encistados com a probóscide
totalmente internalizada (Figura 8E). Diversos acantocéfalos que estavam com a probóscide
evertida e com cápsula cística se encontravam com a uma massa de tecido rígido aderido a
ele, também envolvida pelo cisto, o que sugere migração (Figura 8B). Foi possível observar
as mesmas características descritas acima, da probóscide, do receptáculo e da parede do corpo
em espécimes que estavam na cavidade, com a observação de vários exemplares sem a
cápsula cística e com a abertura de alguns cistos.
55
Figura 7: Fotomicrografias de parasitos do Filo Acanthocephala encontrados no intestino de
serpentes da espécie Bothrops atrox, provenientes de Belém-PA e da FLONA de Caxiuanã
(Melgaço-PA).
Figura 7A: Aspetos gerais, em visão lateral, de um espécime jovem encontrado na luz
do intestino com a proboscide (pr) parcialmente evertida, mostrando: a parede do
corpo robusta, as características do receptáculo (rp) e seus músculos retratores (mr), e
também os órgão genitais femininos (gf) já formados na porção posterior do corpo
(Barra = 200µm).
Figura 7B: Aspecto geral de um espécime com a proboscide (pr) totalmente invertida
encontrado no intestino (Barra = 200µm).
Figura 7C: Visão geral interna da probóscide de um espécime de acantocéfalo, onde
observa-se o receptáculo ligado as paredes internas da região mediana da probóscide
(setas), conferindo lhe um formato característico. As paredes do receptáculo têm dupla
camada muscular (dm) (Barra = 100µm).
Figura 7D: Visão geral externa da probóscide de um espécime de acantocéfalo,
mostrando a disposição das fileiras longitudinais de ganchos e espinhos que possuem
pouca variação de tamanho entre si (Barra = 100µm).
Figura 7E: Espécime jovem de acantocéfalo aderido a um fragmento da mucosa
intestinal extraido de um do exemplares de B. atrox (Barra = 200µm).
Figura 7F: Detalhe da região posterior do corpo de uma fêmea jovem de acantocéfalo
do intestino, mostrando os órgãos genitais formados: vagina (va) próxima a
extremidade posterior, seguida do útero (ut) e do sino uterino (su) (Barra = 50µm).
56
57
Figura 8: Fotomicrografias de parasitos do Filo Acanthocephala encontrados na cavidade
celomática de serpentes da espécie Bothrops atrox, provenientes de Belém-PA e da FLONA
de Caxiuanã (Melgaço-PA).
Figura 8A: Distenção e um fragmento do mesentério removido de uma das serpentes
infectadas, mostrando vários cistacantos (setas) parasitos que se encontravam aderidos
a este tecido, na cavidade celomática (Barra = 1mm).
Figura 8B: Aspecto geral de um espécime encistado na cavidade celomática, com
uma massa de tecido rígido na porção terminal do corpo, também envolvida pela
cápsula cística (Barra = 100µm).
Figura 8C: Visão geral de um acantocéfalo da cavidade encontrado sem cápsula
cística (Barra = 100µm).
Figura 8D: Visão geral de um acantocéfalo da cavidade com a proboscide
parcialmente evertida e totalmente encistado (Barra = 200µm).
Figura 8E: Visão geral de um espécime de acantocéfalo totalmente encistado e com a
probócide totalmente invertida, encontrado na cavidade (Barra = 100µm).
58
59
4.3 PARASITOS PERTENCENTES AO FILO PLATYHELMINTHES
Foram encontrados platelmintos parasitos no trato digestório e no sistema urinário de
Bothrops atrox. Os representantes de cada Classe deste Filo são descritos a seguir.
4.3.1 Parasitos da Classe Cestoda no intestino
Todos os cestódeos encontrados em Bothrops atrox, tanto os de Caxiuanã quanto os de
Belém, apresentavam características marcantes da Ordem Proteocephalidea – como a vitelaria
em formato folicular – e da Família Proteocephalidae – como a localização das glândulas
vitelínicas na região medular (Figura 9F). Todos os indivíduos analisados possuem um
escolex com quatro ventosas, mas dois tipos morfológicos destes cestódeos foram
encontrados.
O primeiro morfotipo ocorreu em uma serpente de Belém (1 escolex) e em 4 das
serpentes de Caxiuanã (total de 16 escolex), obtidas através da Coleção Herpetológica do
Museu Paraense Emílio Goeldi (Quadro 2). Foram encontrados também dois cestódeos do
morfotipo 1 na serpente coletada e necropsiada a fresco (serpente 11C, ver Quatro 2), os quais
se apresentavam em melhores condições de análise (Figura 9B, E, F, G). Os helmintos
apresentam estróbilo com proglotides não embricados, em estágio imaturo, maduro e
gravídico. Nos proglotides maduros pode-se observar a presença de numerosos testículos
medulares esféricos distribuídos em duas faixas laterais (Figura 9D, E, F, G, H), bolsa do
cirro piriforme robusta que se direciona transversalmente da região próxima da linha mediana
do proglotide até a lateral (Figura 9C, D, E) onde há o poro genital, o sentido que a bolsa do
cirro se direciona e o lado que o poro genital se localiza são irregularmente alternados entre os
proglotides, ao longo do estróbilo; ovários medulares bilobulados localizados na margem
anterior dos proglotides estendidos transversalmente para os dois lados da linha mediana
(Figura 9E, G, H); glândulas vitelínicas distribuídas em duas faixas longitudinais nas margens
da região medular (Figura 9E, F, G, H); útero se estendendo ao longo da linha mediana com
ramos laterais (Figura 9G e H). O escolex possui quatro ventosas uniloculares redondas e não
possui órgão apical (Figura 9A e B).
O segundo morfotipo encontrado em número de seis indivíduos, em apenas uma das
serpentes da FLONA de Caxiuanã, possui um escolex sem órgão apical, com quatro ventosas,
cada uma com pregas musculares internas que dão a elas um formato característico (Figura 10A e
B), e todos os espécimes apresentavam-se com um estróbilo pequeno apenas com proglotides
imaturos (Figura 10A, C, D), nos quais foi possível observar a disposição dos primórdio dos
órgãos genitais semelhante aos proglotides imaturos do morfotipo 1 (Figura 10C e 9C,
respectivamente).
60
Figura 9: Fotomicrografias de cestódeos da Família Proteocephalidae, do morfotipo 1,
encontrados no intestino de serpentes da espécie Bothrops atrox provenientes de Belém-PA e da
FLONA de Caxiuanã.
Figura 9A: Porção anterior do cestódeo encontrado no intestino, mostrando os aspectos
morfologicos do escolex, sem órgão apical e contendo quatro ventosas redondas.
Espécime de parasito coletado de serpentes já depositadas na Coleção Herpetológica do
MPEG (Barra = 50µm).
Figura 9B: Porção anterior do cestódeo, mostrando o escolex contendo quatro ventosas
bem arredondadas e sem órgão apical. Espécime de parasito coletado a fresco da serpente
capturada na expedição a FLONA de Caxiuanã, relizada em fevereiro de 2012 (Barra =
100µm).
Figura 9C: Aspecto geral do proglotide imaturo de um cestódeo coletado de serpentes já
conservadas na Coleção do MPEG, onde pode-se observar o início da formação: do útero
(ut) na linha mediana longitudinal; da bolsa do cirro (bc), em posição transversa voltada
para a margem esquerda do segmento; e do primórdio dos dois ovários (ov), localizado em
uma das margens do proglotide (Barra = 50µm).
Figura 9D: Proglótide parcialmente maduro do cestódeo, mostrando a bolsa do cirro (bc),
os testículos (te), dispersos em duas faixas laterais longitudinais, e do útero (ut). Os
ovários (ov) ainda não estão formados. Trata-se de um espécime encontrado em um
hospedeiro já fixado da Coleção do MPEG (Barra = 100µm).
Figura 9E: Proglótide maduro do cestódeo coletado a fresco do intestino, com todos os
órgãos genitais completamente formados e bem conservados, bolsa do cirro (bc),
testículos (te), o útero (ut), os ovários (ov) formados, podendo-se observar também as
duas linhas longitudinais marginais em que se localizam as glândulas vielínicas (gv)
(Barra = 200µm).
Figura 9F: Corte transversal de um proglotide maduro de um dos cestódeos coletados a
fresco na expedição a Caxiuanã. Observa-se a luz do útero (ut) localizada na região
mediana do corte, cortes de alguns testículos (te) localizados nas duas faixas laterais do
segmento e também de algumas glândulas vitelínicas (gv) nas extremidades marginais do
proglótide. Todos estes órgãos se localizam na região medular (rm), mais interna, do
corpo do cestódeo, a qual é delimitada pelos canais excretores e fibras musculares
longitudinais, cujos cortes transversais são perceptíveis. Mais externamente a área
delimitada por estes canais e fibras está a região cortical (rc) do corpo do cestódeo (Barra
= 100µm).
Figura 9G: Proglótide grávido de um cestódeo coletado a fresco onde, além dos órgãos
reprodutores: bolsa do cirro (bc), testículos (te), ovários (ov) e glândulas vitelínicas (gv),
se observa também os ovos esféricos contidos no útero (ou), agora com prolongamentos
transversais (Barra = 200µm).
Figura 9H: Proglótide gravido de um cestódeo coletado de serpentes já fixadas no
MPEG, onde se observa todos os órgãos genitais: bolsa do cirro (bc), testículos (te),
ovários (ov), glândulas vitelínicas (gv), e também os ovos o útero (ou), todos em estado
menos conservado (Barra = 200µm).
61
62
Figura 10: Fotomicrografias de cestódeos da Família Proteocephalidae, do morfotipo 2,
encontrados no intestino de serpentes da espécie Bothrops atrox provenientes da FLONA de
Caxiuanã.
Figura 10A: Visão geral do corpo de um espécime juvenil do cestódeo do intestino do
tipo 2, mostrando o caráter morfológico diferencial das suas ventosas (círculos
tracejados) e a ausência de órgão apical no escolex, e o início da formação do
estróbilo (Barra = 100µm).
Figura 10B: Detalhe da morfologia da ventosa do cestódeo do tipo 2 que possui
pregas musculares internas (setas), o que lhe confere um formato característico (Barra
= 100µm).
Figura 10C: Porção final de um dos espécimes jovens de cestódeos do tipo 2
encontrados no intestino de B. atrox, a qual já apresenta segmentação evidente e o
início da formação dos órgãos genitais: útero (ut), bolsa do cirro (bc), e princípio dos
ovários (ov) (Barra = 100µm).
Figura 10D: Visão geral de um espécime de jovem de cestódeo do morfotipo 2,
mostrando o corpo com um maior grau de desenvolvimento dos proglótides, porém
ainda com pouca evidência de segmentação (Barra = 200µm).
63
64
4.3.2 Parasitos da Classe Trematoda nos ductos urinários
Um total de 15 trematódeos da Família Plagyorchidae parasitos dos ductos urinários
foram encontrados em três B. atrox de Belém. Cinco parasitos foram coletados de dois
hospedeiros obtidos a partir da Coleção Herpetológica do MPEG, e 10 trematódeos estavam
parasitando a serpente necropsiada a fresco em Belém-PA. Notou-se que se tratavam do
mesmo tipo morfológico.
Após o processamento e a análise por microscopia de luz observou-se as seguintes
características morfológicas: forma elíptica do corpo achatado dorsoventralmente com a
extremidade anterior mais estreita e sendo a extremidade posterior a região com a maior
largura (Figura 11A). Toda a superfície do tegumento é revestida por numerosos tubérculos
dispostos em fileiras transversais (Figura 11D e F), os quais são menores e mais frequentes
na região anterior e maiores e menos frequentes na região posterior. A ventosa oral é ventral
e subterminal e assemelha-se em tamanho e formato a ventosa ventral, que se localiza no
final do terço anterior do corpo (Figura 11A, B, C). Da abertura oral estende-se uma pré-
faringe simples e curta, seguida de uma faringe muscular (Figura 11B). O esôfago curto se
bifurca em região anterior a ventosa ventral, seguindo-se dois cecos intestinais que se
estendem até a metade do terço posterior do corpo (Figura 11A).
O ovário encontra-se logo após a ventosa ventral deslocado para a direita, os testículos
situam-se no terço médio do corpo entre os cecos e em posição oblíqua entre si, e a bolsa do
cirro possui um formato claviforme e se estende longitudinalmente da região posterior da
ventosa ventral até a região entre a bifurcação do intestino e o acetábulo, onde se localiza o
poro genital (Figura 11C). As glândulas vitelínicas se dispõem em duas fileiras laterais que
se estendem da altura do acetábulo até o nível do primeiro testículo (Figura 11A). O útero
repleto de ovos se estende desde a região do ovário continuando em giros até a extremidade
posterior do corpo com uma porção intercecal e outra mais volumosa na extremidade
posterior. Os ovos possuem forma típica, com operculo terminal (Figura 11E). A vesícula
excretora tem forma de “I”, com poro excretor subterminal.
65
Figura 11: Fotomicrografias de trematódeos da Família Plagiorchiidae, coletados a fresco
nos ductos urinários de Bothrops atrox provenientes de Belém-PA.
Figura 11A: Visão geral ventral do corpo do trematódeo, mostrando a disposição dos
órgãos internos e das ventosas (vo) e ventral (vv). Os órgãos genitais se localizando na
metade anterior do corpo, com a bolsa do cirro (bc) localizada atrás da ventosa oral e
as glândulas vitelínicas (gv) distribindo-se em duas pequenas fileiras laterais. O poro
genital (pg) se localiza entre as duas ventosas, o ovário (ov) está em posição anterior
aos dois testículos (te) e estes últimos se posicionam obliquamente entre si (Barra =
200µm).
Figura 11B: Detalhe da forma e da musculatura da ventosa oral (vo) e da faringe (fa)
(Barra = 50µm).
Figura 11C: Detalhe da forma da ventosa ventral (vv), ou acetábulo, e a posição
relativa da bolsa do cirro que se estende longitudinalmente por trás da musculatura
interna da ventosa. O poro genital (pg) se localiza logo em frente a este órgão de
fixação (Barra = 50µm).
Figura 11D: Detalhe da superfície do tegumento próximo a região do ovário do
trematódeo. Observa-se de os tubérculos que recobrem a superfície corporal
aumentam de tamanho à medida que se aproximam porção posterior (pp), ficando
também mais esparsados entre si (Barra = 20µm).
Figura 11E: Detalhe de uma região do útero do trematódeo, onde se observa os ovos
com formato típico (Barra: 20µm).
Figura 11F: Porção terminal do corpo do trematódeo, onde se observa o tamanho
aumentado dos tubérculos da superfície do corpo (Barra = 20µm).
66
67
4.3.3 Parasitos da Classe Trematoda no estômago e no esôfago
Na região do esôfago e estômago das serpentes necropsiadas de ambas as localidades
foi encontrada uma grande quantidade de trematódeos parasitos. Nas serpentes obtidas da
Coleção Herpetologica do MPEG, em três hospedeiros de Belém foram coletados 29
parasitos, e em quatro hospedeiros da FLONA de Caxiuanã foram coletados 30 trematódeos.
No espécime de Bothrops atrox coletado e necropsiado a fresco na FLONA de Caxiuanã,
foram encontrados cerca de 300 trematódeos no estômago. Após o processamento e análise,
estes parasitos foram classificados também na Família Plagiorchiidae. Mesmo apresentando
caracteres morfológicos semelhantes entre si, pelas grandes diferenças encontradas nos
parâmetros morfométricos, as populações de trematódeos foram observadas separadamente, a
seguir, os trematódeos encontrados em serpentes preservadas no MPEG e aqueles encontrados
na coleta de campo são descritos em detalhes.
4.3.3.1 Microscopia de luz de trematódeos coletados de serpentes obtidas a partir da Coleção
Herpetológica do Museu Paraense Emílio Goeldi
Entre os trematódeos obtidos a partir da Coleção Herpetológica, aqueles provenientes
de serpentes de Belém se encontravam em melhores condições para análise. Estes foram
encontrados no esôfago de três espécimes de B. atrox. Tomando-se os parâmetros
morfométricos de oito exemplares de trematódeos de Belém, observou-se que não há grande
variação nas medidas obtidas de indivíduos de um mesmo hospedeiro.
Os trematódeos da FLONA de Caxiuanã ocorreram em quatro serpentes analisadas da
Coleção do Museu Paraense Emílio Goeldi. Em um dos hospedeiros foram encontrados
trematódeos de 3,27mm a 7,23mm de comprimento (dados da amostra de parasitos utilizada
para a análise morfométrica da Tabela 1) e em outra serpente esta variação ocorreu de
2,74mm a 3,93mm (dados não apresentados). Os trematódeos desta localidade de coleta não
se encontravam em um estado favorável de fixação, apresentando diversos estados
fisiológicos, com alterações no formato natural do corpo, como se pode observar nas imagens
de microscopia eletrônica de varredura na sessão seguinte (Figura 13). Apesar de este fato
dificultar a obtenção de medidas, foram calculados os parâmetros morfométricos, e relações
de proporção entre estruturas, de seis indivíduos coletados de um único hospedeiro. As
medidas e comparações dos trematódeos das duas localidades de coleta estão apresentadas na
Tabela 1.
Quanto à morfologia geral do corpo esses parasitos são semelhantes entre si. A Figura
12 mostra estas características gerais, com a disposição dos órgãos internos. Foi possível
68
observar que os trematódeos parasitos do esôfago e estômago de Bothrops atrox possuem um
corpo com formato alongado e rombo nas extremidades, pouco achatado dorsoventralmente, e
apresentando uma elevação da linha longitudinal mediana do corpo na face dorsal. O
tegumento é espesso e alguns indivíduos possuem espinhos que recobrem a face ventral do
corpo. Os espinhos são largos na base e direcionados ântero-posteriormente.
A ventosa oral é ventral e subapical. O acetábulo (ventosa ventral) localiza-se no
início do terço médio do corpo. Na microscopia de luz não se detectou a presença de papilas
em nenhum dos órgãos de fixação. Partindo da abertura da ventosa oral existe uma curta pré-
faringe e em seguida uma faringe muscular. O tubo digestório continua em um esôfago e
cecos que se bifurcam na região mediana do corpo entre as duas ventosas. Os cecos se
estendem até a metade do terço posterior do corpo.
O ovário, destro-lateral, se localiza no terço médio do corpo, logo após a ventosa
ventral. Os dois testículos são oblíquos e posicionam-se no terço médio, logo após o ovário,
estando o testículo direito mais a frente que o esquerdo. A bolsa do cirro tem formato
claviforme, posicionada ventro-lateralmente para a esquerda. Posiciona-se transversalmente
no final do terço anterior, a frente do acetábulo. O poro genital se encontra na margem lateral
esquerda do corpo, e a metraterma esta disposta paralelamente à extensão da bolsa do cirro.
As glândulas vitelínicas se encontram dispostas na linha mediana do corpo e se
estendem desde o nível da bifurcação do tubo digestório até a região dos testículos. O útero,
repleto de ovos, inicia-se na proximidade do ovário, estendendo-se até a extremidade
posterior, se enovelando em vários giros e formando massa compacta de ovos que recobre
todo o terço posterior do corpo, até retornar ao nível da bolsa do cirro, onde desemboca na
metraterma.
A glândula excretora tem forma de “Y” com haste inferior alongada e poro excretor
terminal. Os ovos possuem forma típica, com uma dobra longitudinal e um opérculo em uma
das extremidades.
69
Figura 12: Ilustração taxonômica, obtida por microscopia de luz (com o auxílio de câmara
clara), de trematódeos da Família Plagiorchiidae parasito do estômago e esôfago de Bothrops
atrox, da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA, obtidos a partir de hospedeiros preservados na
coleção herpetológica do Museu Paraense Emílio Goeldi. Visão geral do helminto, onde se
observa a disposição dos órgãos internos: a ventosa oral muscular (vo) em posição subapical,
a faringe muscular (fa), as glândulas vitelínicas localizadas na linha mediana do corpo (gv), a
bolsa do cirro (bc), na lateral esquerda do corpo desembocando no poro genital, a ventosa
ventral ou acetábulo (vv), o ovário (ov), os testículos (te), o útero (ut) repleto de ovos, e os
cecos intestinais (ci) (Barra = 500 μm).
70
12
71
Tabela 1 - Parâmetros morfométricos, e relações de proporção entre estruturas (em destaque),
de trematódeos da Família Plagiorchiidae parasitos do esôfago e estômago de Bothrops atrox.
Os exemplares foram obtidos de hospedeiros conservados na Coleção Herpetológica do
MPEG e cada população, oito espécimes de Belém e seis da FLONA de Caxiuanã, teve as
medidas feitas separadamente.
Parâmetros morfométricos Trematódeos de Belém (baseado 8 espécimes)
Trematódeos da FLONA de
Caxiuanã (baseado em 6 espécimes)
comprimento total 6,86 ± 0,59 (5,68-7,71)mm 5,31 ± 1,48 (3,87-7,23)mm
largura ao nível dos testículos 1,55 ± 0,22 (1,20-1,89)mm 1,52± 0,40 (1,17-1,96)mm
comprimento da ventosa oral 0,68 ± 0,08 (0,53-0,77)mm 0,55 ± 0,16 (0,33-0,72)mm
largura da ventosa oral 0,66 ± 0,05 (0,54-0,69)mm 0,64 ± 0,09 (0,53-0,73)mm
razão comp. vent. oral/ comp. total 9,95 ± 1,16 (7,30-11,09)% 10,49 ± 1,69 (7,88-12,40)%
comprimento do acetábulo 0,61 ± 0,12 (0,51-0,89)mm 0,57 ± 0,14 (0,37-0,73)mm
largura do acetábulo 0,60 ± 0,06 (0,52-0,68)mm 0,59 ± 0,13 (0,43-0,73)mm
razão comp. acetábulo/ comp. total 8,95 ± 1,66 ( 7,02-12,71)% 10,78 ± 1,07 (9,56-12,65)%
comprimento da faringe 244,15 ± 12,96 (226,31-258,41) 271,71 ± 50,90 (221,05-336,84)
largura da faringe 276,15 ± 41,93 (184,21-315,79) 288,15 ± 64,84 (210,52-371,05)
razão comp. faringe/ comp. total 3,58 ± 0,33 (3,12-4,08)% 5,25 ± 0,66 (4,00-5,81)%
comprimento da bolsa do cirro 566,27 ± 242,06 (436,84-831,58) 605,26 ± 109,28 (463,16-721,05)
comprimento do ovário 335,14 ± 65,07 (236,84-410,53) 296,02 ± 100,69 (226,32-431,58)
largura do ovário 335,08 ± 78,09 (231,57-463,16) 360,51 ± 120,46 (173,58-510,53)
razão comp. ovario/ comp. total 4,92 ± 0,06 (3,26-6,39)% 5,54 ± 0,80 (4,57-6,59)%
comprimento do testículo direito 452,33 ± 147,45 (226,32-652,63) 468,42 ± 96,88 (352,62-610,53)
largura do testículo direito 485,02 ± 136,50 (263,15-689,47) 560,96 ± 95,59 (463,16-668,42)
comprimento do testículo esquerdo 457,42 ± 121,88 (226,32-573,68) 503,51 ± 158,13 (331,58-773,68)
largura do testículo esquerdo 465,23 ± 135,75 (263,15-660,53) 545,26 ± 99,21 (436,84-805,26)
comprimento dos ovos (media de 10) 23,97 ± 2,44 (18,92-26,23) 25 ± 0,94 (23,83-26,17)
largura dos ovos (media de 10) 11,18 ± 0,90 (10,21-12,86) 12,21 ± 0,86 (10,77-13,44)
razão comp. ovos/ comp. faringe 9,89 ± 0,86 (8,36-11,07)% 9,45 ± 1,65 (7,50-11,63)%
4.3.3.2 Microscopia eletrônica de varredura de trematódeos coletados de serpentes obtidas a
partir da Coleção Herpetológica do Museu Paraense Emílio Goeldi
Trematódeos de ambas as localidades foram utilizados para a análise por microscopia
eletrônica de varredura. O corpo de formato alongado, achatado dorsoventralmente e com a
extremidades rombas pode ser observado e a linha mediana longitudinal na face dorsal se
apresenta bem destacada (Figura 13A e B). A face ventral do corpo é recoberta por numerosos
espinhos, sendo estes mais escassos à medida que se distribuem em direção ao terço posterior
do corpo. Os espinhos variam entre dois formatos: espinhos mais alongados e pontiagudos,
72
com inserção também alongada, e espinhos curtos e com inserção arredondada (Figuras13C e
14F, G). A face dorsal tem superfície rugosa (Figura 14E).
A ventosa oral possui formato alongado, ovalado e está em posição subapical ventral.
Nos espécimes da FLONA de Caxiuanã a borda é bem destacada e nela observa-se a presença
de papilas simples, arredondadas. Seis papilas volumosas se organizam na borda externa da
ventosa, em duas fileiras simétricas. Outras papilas menores e numerosas se distribuem
perifericamente à borda da ventosa (Figura 13D). Já os espécimes de Belém possuem a
ventosa oral mais internalizada, dentro de sulco que se abre na extremidade anterior (Figura
14A). Não foram observadas papilas. O acetábulo tem formato arredondado com borda
destacada e rodeada por espinhos curtos nos espécimes de ambas as localidades (Figuras 13G
e 14B). Somente nos espécimes de Belém observou-se papilas na borda da ventosa ventral
(Figura 14H).
Na margem ventral lateral esquerda do corpo está localizado o poro genital desses
trematódeos, na região entre as duas ventosas. Este poro se apresenta de forma simples e
abertura larga, oval, rasa, onde pode ser observado a liberação de ovos ou gametas masculinos
(Figuras 13E, F e 14C, H). O poro excretor foi observado na extremidade posterior do
helminto em posição terminal, com um formato simples arredondado (Figura13 H e I).
73
Figura 13: Microscopia eletrônica de varredura de exemplares do trematódeo da Família
Plagiorchiidae parasito do estômago e esôfago de Bothrops atrox, da FLONA de Caxiuanã,
Melgaço- PA, obtidos a partir de hospedeiros preservados na Coleção Herpetológica do
Museu Paraense Emílio Goeldi.
Figura 13A: Visão geral latero-dorsal do trematódeo, mostrando a forma das
extremidades do corpo e a posição da ventosa oral (Barra = 300 μm).
Figura 13B: Visão dorsal do trematódeo mostrando a protuberância longitudinal
mediana (Barra = 500 μm).
Figura 13C: Detalhe dos espinhos tegumentares ventrais, evidenciando formato
alongado e inserção estreita (Barra = 10 μm).
Figura 13D: Detalhe da ventosa oral, com 6 papilas distribuídas lateralmente (setas),
dispostas na borda externa da ventosa (Barra = 50 μm).
Figura 13E: Região lateral esquerda anterior do trematódeo, onde se observa o poro
genital (seta) (Barra = 120 μm).
Figura 13F: Detalhe da abertura simples do poro genital com a presença de dois ovos
(Barra = 50 μm).
Figura 13G: Detalhe da ventosa ventral ou acetábulo, rodeada de pequenos espinhos
tegumentares (Barra = 100 μm).
Figura 13H: Extremidade terminal do trematódeo, evidenciando a localização do
poro excretor (seta) (Barra = 50 μm).
Figura 13I: Detalhe da abertura do poro excretor, mostrando o seu formato simples e
arredondado (Barra = 10 μm).
74
13
75
Figura 14: Microscopia eletrônica de varredura de exemplares do trematódeo da Família
Plagiorchiidae parasito do estômago e esôfago de Bothrops atrox, de Belém – PA, obtidos a
partir de hospedeiros preservados na Coleção Herpetológica do Museu Paraense Emílio
Goeldi.
Figura 14A: Visão latero-ventral da extrtemidade anterior do corpo do trematódeo,
mostrando espinhos recobrindo a face ventral, e o formato da ventosa oral, localizada
no interior de um sulco longitudinal (Barra = 100 μm).
Figura 14B: Detalhe da transição entre a face ventral do corpo do trematódeo (parte
superior), que é recoberta de espinhos tegumentares, e face dorsal (parte inferior),
onde não há espinhos (Barra = 50 μm).
Figura 14C: Região anterior do trematódeo, onde se observa a ventosa oral e, em
posição lateral há o poro genital (seta) (Barra = 200 μm).
Figura 14D: Detalhe do poro genital do trematódeo, onde se nota a presença de um
ovo sendo liberado e vários gametas masculinos (Barra = 20 μm).
Figura 14E: Visão latero-ventral da região do acetábulo. Observa-se os espinho da
região ventral e o formato arredondado da abertura da ventosa (Barra = 200 μm).
Figura 14F: Detalhe interno da borda do acetábulo, mostrando a presença de duas
papilas (setas) (Barra = 20 μm).
Figura 14G: Detalhe de espinhos ventrais do trematódeo, mostrando o formato
alargado e a sua inserção ressaltada (Barra = 10 μm).
Figura 14H: Detalhe de outro formato de espinhos ventrais do trematódeo, sendo
estes mais pontiagudos com a pase de inserção mais alongada (Barra = 20 μm).
Figura 14I: Ovos dos trematódeos em formato típico, com opérculo terminal bem
evidente (Barra = 10 μm).
76
14
77
4.3.3.3 Microscopia de luz de trematódeos coletados a fresco da serpente capturada na
FLONA de Caxiuanã (expedição de fevereiro de 2012)
No espécime de B. atrox necropsiado a fresco na FLONA de Caxiuanã, foram
encontrados cerca de 300 exemplares de trematódeos aderidos a mucosa do estômago. Sob
microscopia de luz, estes parasitos apresentam características morfológicas semelhantes aos
trematódeos coletados do mesmo sítio de infecção das outras serpentes de Caxiuanã, no
entanto as medidas do corpo e dos órgãos internos são bem menores, assim como a
quantidade de ovos no útero.
Os trematódeos apresentam corpo elíptico (Figura 15A), medindo 3,28 ± 0,58 (2,52-
4,51) × 1,59 ± 0,26 (1,24-2,00), com largura mensurada na altura do acetábulo. Destaca-se na
região dorsal do helminto uma estrutura alongada que se estende da linha média do terço
anterior até o final do terço posterior, denominada quilha.
Nota-se um tegumento pouco espesso, constituído por pequenos e numerosos
espinhos que estão distribuídos ventralmente e direcionados para a região posterior do
helminto. A ventosa oral, com presença de papilas, posiciona-se ventralmente e em posição
subterminal, medindo 0,58 ± 0,04 (0,52-0,64) × 0,58 ± 0,04 (0,52-0,65) (Figura 15B). O
acetábulo localiza-se no terço médio do corpo com 0,52 ± 0,03 (0,47-0,58) × 0,53 ± 0,05
(0,47-0,63) (Figura 15C). Possui uma pré-faringe curta associada à faringe muscular, medindo
292,58 ± 31,43 (263,15-331,57) × 301,05 ± 32,52 (263,15-368,42). Seu tubo digestório
continua em um esôfago e a bifurcação que origina os cecos intestinais ocorre na região
medial entre a ventosa oral e o acetábulo. Os cecos intestinais, direito e esquerdo, são sub-
iguais e se estendem do final do terço anterior até o início do terço posterior (Figura 15A).
O ovário esférico encontra-se na linha mediana do corpo, diversas vezes próximo ou
diretamente atrás da ventosa ventral, e mede 259,46 ± 21,51 (226,21-289,47) × 286,83 ±
45,85 (226,21-373,68). Os testículos, arredondados, situam-se logo abaixo do acetábulo e são
intercecais e oblíquos. O testículo direito mede 401,05 ± 78,06 (278,94-521,05) × 304,21 ±
60,15 (210,52-436,84), enquanto o testículo esquerdo 385,10 ± 80,50 (289,47-521,05) ×
279,00 ± 58,28 (210,52-421,05). A bolsa do cirro possui um formato claviforme, estendendo-
se transversalmente da linha mediana acima da ventosa ventral até a margem esquerda do
corpo, evidencia-se pelo seu grande volume, medindo 655,78 ± 38,21 (621,05-747,36) ×
203,68 ± 18,74 (178,94-242,10) (Figura 15D). O poro genital, localizado anteriormente ao
acetábulo, é extracecal e submarginal esquerdo. As glândulas vitelínicas encontram-se
dispostas na linha mediana do corpo e se estendem da região da bifurcação dos cecos até as
proximidades do final dos testículos (Figura 15A).
78
O útero apresenta-se pouco extenso, disposto em pequenos giros, percorrendo desde o
ovário até a região posterior do helminto e volta a subir em direção ao poro genital. Apresenta
pequena quantidade de ovos, os quais medem 28,03 ± 1,96 (22,79-29,48) × 13,60 ± 0,57
(12,98-14,15) e caracterizam-se por possuírem forma típica e opérculo terminal (Figura 15E).
A vesícula excretora tem forma de Y, com braços curtos, e poro excretor terminal.
Tabela 2 - Proporções de parâmetros morfométricos de trematódeos da Família
Plagiorchiidae parasitos do estômago de Bothrops atrox, coletados a fresco na expedição de
fevereiro de 2012, à FLONA de Caxiuanã.
Proporções de parâmetros morfométricos Trematódeos da FLONA de Caxiuanã
(baseado em 10 espécimes coletados a fresco)
razão comp. vent. oral/ comp. total 18,26 ± 3,07 (13, 96-22,22)%
razão comp. acetábulo/ comp. total 16,25 ± 2,66 (11,89-19,84)%
razão comp. faringe/ comp. total 9,06 ± 1,11 (7,35-10,59)%
razão comp. ovario/ comp. total 8,15 ± 1,55 (5,02-10,21)%
razão comp. ovos/ comp. faringe 9,68 ± 1,22 (7,87-11,80)%
79
Figura 15: Ilustração taxonômica obtida por microscópio de luz (com o auxílio de câmara
clara) dos trematódeos da Família Plagiorchiidae parasitos do estômago, coletados do
espécime de Bothrops atrox necropsiado a fresco na FLONA de Caxiuanã, estado do Pará
(expedição de fevereiro de 2012). Destaca-se a visão geral do helminto, com a disposição dos
órgãos internos e detalhes de algumas estruturas importantes.
Figura 15A: Visão geral do trematódeo em posição ventral. Observa-se o formato
elíptico do corpo, a posição das duas ventosas e a distribuição dos órgãos internos. As
glângulas vitelínicas (gv) localizam-se na linha mediana do corpo. O ovário (ov) no
mesmo nível do acetábulo, deslocado para a direita. Os testículos (te) estão no terço
médio do corpo em posição oblíqua entre si. O útero (ut), com poucos ovos, se
estende da região do ovário até a porção terminal e retorna até próximo a bolsa do
cirro (Barra = 300 μm).
Figura 15B: Detalhe da estrutura muscular interna da ventosa oral, em posição
subapical, e do formato da faringe muscular (Barra = 80 μm).
Figura 15C: Detalhe da ventosa ventral ou acetábulo, com a sua estrutura muscular e
a posição relativa do ovário (Barra = 80 μm).
Figura 15D: Detalhe da bolsa do cirro, na lateral esquerda do corpo, desembocando
no poro genital sub-lateral esquerdo. Nota-se a presença da vesícula seminal (vs) e do
cirro (cr), assim como da metraterma (mt) que se estende próxima e no mesmo
sentido da bolsa do cirro (Barra = 90 μm).
80
15
81
4.3.3.4 Microscopia eletrônica de varredura de trematódeos coletados a fresco da serpente
capturada na FLONA de Caxiuanã (expedição de fevereiro de 2012)
O corpo elíptico do trematódeo apresenta-se achatado ventralmente, com região dorsal
protuberante em seu eixo longitudinal, estendendo-se da linha média do terço anterior até o
final do terço posterior. Esta elevação é denominada quilha, que confere ao helminto um
aspecto tri facetado, com três arestas longitudinais que se unem na extremidade posterior do
trematódeo (Figura 16A, B, e C).
O tegumento apresenta estriações. A face ventral do corpo encontra-se recoberta por
pequenos e numerosos espinhos tegumentares de formato alongado, e inserção também
alongada, voltados para a extremidade posterior do corpo (Figura16F).
A ventosa oral, subterminal, localiza-se ventralmente na extremidade anterior do
helminto, apresentando uma borda muscular sobressalente e pequenas estriações radiais.
Observa-se a presença de 12 papilas situadas na borda externa desta ventosa, dispostas em
duas fileiras simétricas, cada uma com seis papilas, sendo que duas destas são pareadas. Além
destas, numerosas papilas menores se encontram distribuídas ao redor da borda da ventosa
(Figura16D).
O acetábulo, situado no terço médio do corpo, arredondado, com bordas elevadas e
pequenas estriações radiais. Observa-se a presença de espinhos ao redor da borda desta
ventosa, e a ausência de papilas (Figura16E).
O poro genital, visualizado na face ventral do trematódeo, situa-se anteriormente ao
acetábulo, submarginal esquerdo, com abertura simples (Figura16G). O poro excretor é
terminal e apresenta uma borda bem delimitada evidenciando o seu formato arredondado
(Figura16H).
82
Figura 16: Microscopia eletrônica de varredura do trematódeo da Família Plagiorchiidae
parasito de estômago e esôfago coletado do espécime de Bothrops atrox necropsiado a fresco
na FLONA de Caxiuanã, estado do Pará (expedição de fevereiro de 2012).
Figura 16A: Visão geral ventral do helminto, mostrando a posição das duas ventosas
e do poro genital (Barra = 100 μm).
Figura 16B: Visão geral lateral do helminto, evidenciando a quilha dorsal e o aspecto
tri-facetado do corpo do trematódeo (Barra = 200 μm).
Figura 16C: Visão geral dorsal do helminto evidenciando a quilha longitudinal e
mediana (Barra = 100 μm).
Figura 16D: Detalhe da ventosa oral, mostrando papilas distribuídas lateralmente na
borda externa da ventosa. As setas e os círculos pontilhados indicam as papilas
dispostas em duas fileiras laterais simétricas. Cada fileira possui 6 papilas, sendo duas
delas pareadas (círculo pontilhado) (Barra = 20 μm).
Figura 16E: Detalhe da ventosa ventral ou acetábulo, que não possui papilas em seu
entorno (Barra = 10 μm).
Figura 16F: Detalhe dos espinhos tegumentares localizados na face ventral do
helminto, evidenciando o seu formato e inserção alongados (Barra = 3 μm).
Figura 16G: Visão ventro-lateral do terço médio do helminto, destacando-se poro
genital (seta) com abertura simples (Barra = 100 μm).
Figura 16H: Detalhe do poro excretor localizado em posição terminal do corpo (Barra
= 30 μm).
83
16
84
4.3.3.5 Análise por histologia de trematódeos coletados a fresco da serpente capturada na
FLONA de Caxiuanã (expedição de fevereiro de 2012)
Pela análise dos cortes histológicos seriados transversais, corados com
Hematoxilina/Eosina, foi possível observar o aspecto triangular do corpo do trematódeo,
evidenciando a presença de uma protuberância dorsal (quilha), oposta a face ventral que
possui espinhos tegumentares (Figura 17).
O tegumento apresenta-se relativamente espesso, acompanhado por duas camadas
musculares subjacentes, apresentando corpos celulares acidofílicos. Abaixo do tegumento
nota-se vários núcleos basofílicos, que indicam a presença de células parenquimatosas. Na
quilha encontram-se duas glândulas vitelínicas basofílicas.
Nos ramos dorsal e laterais (extremidades do corte, Figura 17) observa-se a presença
de fibras musculares transversais acidofílicas. O esôfago, localizado próximo ao centro do
corte, possui luz irregular e está rodeado por células glandulares indicadas por núcleos
basofílicos.
Figura 17: Fotomicrografia de corte histológico transversal (ao nível do esôfago) do
trematódeo da Família Plagiorchiidae parasito de estômago de Bothrops atrox, da FLONA de
Caxiuanã, obtido do espécime hospedeiro capturado na expedição à FLONA de Caxiuanã (em
fevereiro de 2012). Destaca-se: o tegumento (te); as glândulas vitelínicas (gv), localizadas na
região da quilha dorsal; a própria quilha dorsal (qd); as fibras musculares (fm), a luz do
esôfago, de formato irregular (es); e a face ventral do tegumento (fv), com a presença dos
espinhos. Coloração de Hematoxilina/Eosina (Barra = 100 μm).
85
4.4 PARASITOS PERTENCENTES AO FILO NEMATODA
4.4.1 Nematódeos parasitos do estômago e esôfago
No estômago e esôfago de dois espécimes de Bothrops atrox da FLONA de Caxiuanã
foram coletados 16 nematódeos, pertencentes às Ordens Strongilida e Spirurida.
Quatorze destes parasitos (onze fêmeas e três machos) pertencem a Família
Diaphanocephalidae (Ordem Strongylida). Pelas análises de microscopia de luz nota-se que
são helmintos alongados, com a porção anterior pouco afilada e terminada em uma
extremidade romba, onde se destaca uma capsula bucal robusta única, constituída de várias
placas, sem processos membranosos cuticulares na base da cavidade bucal (Figura 18C). O
esôfago em formato claviforme com um bulbo posterior é relativamente curto (Figura 18A, B,
C). A porção posterior se afila gradativamente. A fêmea é maior do que o macho, possui
vulva com abertura simples localizada na metade posterior do corpo e a cauda afilada e
pontiaguda simples (Figura 18D e G). O macho possui uma bolsa copuladora bem
desenvolvida e radiada e espículos de tamanhos iguais (Figura 18E e F).
86
Figura 18: Fotomicrografias obtidas de espécimes machos e fêmeas de nematódeo da Família
Diaphanocephalidae (Ordem Strongylida), coletados no esôfago e estômago de Bothrops
atrox provenientes da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA.
Figura 18A: Visão lateral do corpo de um macho em cópula com uma fêmea.
Observa-se a extenção do tubo digestório do macho, com o reduzido tamanho relativo
do esôfago (es), e a função da sua bolsa copuladora (bc) (Barra = 1mm).
Figura 18B: Visão geral lateral do corpo da fêmea, onde se nota as mesmas
características do tubo digestório, a característica romba da extremidade anterior e o
sitema genital distribuido para a parte anterior e posterior do corpo (Barra = 1mm).
Figura 18C: Visão lateral da região anterior do corpo da fêmea, onde se observa o
formato claviforme do esôfago curto e a presença de uma robusta cápsula bucal
esclerotizada (Barra = 50μm).
Figura 18D: Detalhe da abertura vulvar (vu) simples da fêmea, em vista lateral (Barra
= 100μm).
Figura 18E: Detalhe do momento da cópula, em vista lateral, onde se nota os raios da
bolsa copuladora (destacada pela área tracejada) do macho auxiliando no
posicionamento dos órgãos genitais de ambos, macho e fêmea (Barra = 100μm).
Figura 18F: Visão lateral da cauda do macho, com destaque para os espículos (ep)
longos e iguais. È possível observar com mais clareza também os raios da bolsa
copuladora (rb) (Barra = 100μm).
Figura 18G: Visão lateral da região posterior da fêmea, com o formato simples e a
cauda cônica, e a posição do ânus (an) (Barra = 100μm).
87
88
Dois dos parasitos do estômago pertencem a Família Physalopteridae (Ordem
Spirurida), sendo um deles um macho adulto e o outro uma larva. O nematódeo adulto possui
o corpo alongado (Figura 19A) e terminado anteriormente por um colarete cefálico cuticular
que fica na base de dois lábios laterais grandes, simples e triangulares armados com dentes
externos e internos (Figura 19C); o esôfago tem uma curta região anterior muscular, onde se
encontra o anel nervoso e uma longa porção glandular posterior (Figura 19B); na região
posterior do corpo o nematódeo apresenta asas caudais que se estendem paras as duas laterais,
unidas ventralmente na região pré-cloacal, e se afilando na extremidade caudal; possui
ornamentaçãos cuticulares e papilas sésseis nas regiões próximas a cloaca e papilas
pedunculadas laterais, os dois espículos são desiguais (Figura 19D e E). O nematódeo em
estado larval tem o corpo alongado e relativamente esguio (Figura 20A), extremidade cefálica
semelhante à do espécime adulto, porém sem colarete cefálico (Figura 20B), não possui
órgãos genitais formados e a cauda é alongada, afilada, e tem a extremidade romba (Figura
20C).
89
Figura 19: Fotomicrografias obtidas do espécime adulto macho da Família Physalopteridae
(Ordem Spirurida), coletado no estômago de Bothrops atrox proveniente da FLONA de
Caxiuanã, Melgaço-PA.
Figura 19A: Visão geral do corpo, mostrando o caráter robusto e o destaque das alas
caudais (ac) (Barra = 500μm).
Figura 19B: Visão lateral da região anterior do corpo, onde se observa o esôfago
dividido em uma curta porção muscular (em) anterior e uma longa porção glandular
(eg) posterior (Barra = 200μm).
Figura 19C: Detalhe da visão lateral da extremidade cefálica do nematódeo, onde se
destaca o colarete cefálico (cc) e os lábios laterais (ld) bem desenvolvidos e com
dentes (Barra = 50μm).
Figura 19D: Visão dorsal da região posterior do helminto com as alas caudais,
podendo ser visualizado os dois espículos (ep) desiguais e relativamente curtos
(Barras = 100μm).
Figura 19E: Visão ventral das alas caudais, unidas ventralmente ao corpo (*), onde se
observa os ornamentos cuticulares de sua superfície e algumas papilas (pa) sésseis e
pedunculadas (Barras = 100μm).
90
91
Figura 20: Fotomicrografias obtidas do espécime em fase larval da Família Physalopteridae
(Ordem Spirurida), coletado no estômago de Bothrops atrox proveniente da FLONA de
Caxiuanã, Melgaço-PA.
Figura 20A: Visão geral do corpo esguio do helminto, mostrando a característica do
esôfago (es) bastante alongado (ocupando quase a metade da extenção corporal)
(Barra = 200μm).
Figura 20B: Visão lateral da região anterior do corpo da larva, onde é observado a
ausência de colarete cefálico e a presença dos lábios laterais (ld) grandes e com dentes
(Barra = 20μm).
Figura 20C: Visão lateral de região caudal, onde se observa as estrias da cutícula da
larva, e a calda curta e com extremidade romba (Barra = 20μm).
92
93
4.4.2 Nematódeos parasitos do intestino
No intestino de Bothrops atrox foram encontrados um total de 36 nematódeos em 5
hospedeiros de Belém e oito nematódeos em dois hospedeiros da FLONA de Caxiuanã (ver
Quadro 2). Foram observados parasitos de pelo menos 4 Famílias, de 3 Ordens diferentes.
Vinte e nove nematódeos (24 fêmeas e 5 machos) das jararacas de Belém pertencem a
Família Katlhanidae (Ordem Ascaridida). Baseado nas análises por microscopia de luz foi
observado que são nematódeos de corpo alongado, com linhas laterais longutidinais
destacadas, mas sem alas laterais e a porção anterior é gradativamente afilada, com a
extremidade cefálica romba. Macho e fêmea possuem um esôfago de corpo alongado e porção
anterior formando uma pequena faringe, istmo pouco evidente e curto e bulbo relativamente
pequeno diferenciado em um ventrículo glandular (Figura 21A). Há um canal e um poro
excretor bem evidentes pouco acima do nível do bulbo (Figura 21A). A fêmea é cerca de três
vezes maior que o macho, é anfidelfa, com a vulva localizada anterior ao meio do corpo e o
útero contem larvas (vivipara) (Figura 21B). A cauda é longa, alargada, somente afilando-se
bruscamente (forma subulada) na extremidade com uma pequena estrutura pontiaguda (Figura
21C). Os machos possuem dois espículos, cauda afilada e curvada ventralmente com 5 a 6
pares de papilas ventrolaterais (pré-cloacais e pós-cloacais) e um par de papilas dorsais
próximo a extremidade da cauda (Figura 21D). Não possui ventosas e gubernáculo.
Quatro nematódeos do intestino (3 fêmeas e 1 macho) de serpentes de ambas as
localidades pertencem a Família Cosmocercidae (Ordem Ascaridida). Estes helmintos
são pouco alongados, possuem menos de 4 mm, e apresentam extremidades gradativamente
afiladas (Figura 22A e B). O esôfago tem o corpo anteriormente diferenciado em uma curta
faringe, e posteriormente com uma constrição alongada (istmo), continuando-se em um bulbo
com sistema valvular (Figura 22D). Também nota-se a presença de um poro excretor pouco
acima do bulbo esofágico. A fêmea tem a vulva posterior à metade do corpo, com uma vagina
muscular destacada (Figura 22C) que prossegue em dois ramos uterinos, contendo ovos não
larvados, direcionados para a região posterior e anterior (anfidelfa) (Figura 22B). A cauda é
afilada gradativamente (Figura 22F). O macho é menor que a fêmea, possui dois espículos
iguais e um gubernáculo bem esclerotizado, ventosas são ausentes (Figura 22E). Na região
pré-anal pode-se observar um par de papilas e sete pares de estruturas cuticulares elevadas
(plectanas) que suportam conjuntos de papilas; na região pos-anal observa-se três pares de
papilas ventrolaterias e um dorsal na extremidade da cauda (Figura 22E).
94
Figura 21: Fotomicrografias obtidas de nematódeos adultos, machos e fêmeas, da Família
Kathlanidae (Ordem Ascaridida), coletados no intestino de Bothrops atrox, provenientes de
Belém-PA.
Figura 21A: Visão lateral da região anterior de uma fêmea, similar em ambos os
sexos, onde se destaca o esôfago com um bulbo (bl) pequeno. Há também uma
discreta faringe anterior, além do canal e do poro excretor (pe) localizado
ventralmente, acima do nível do bulbo (Barra = 50μm).
Figura 21B: Detalhe da porção inicial do corpo do esôfago que é diferenciada em
uma curta faringe (fa) (Barra = 20 μm).
Figura 21C: Visão lateral da região posterior da fêmea, onde se observa a abertura
anal (na) a grande extensão da cauda com o formato alargado, afilando-se brucamente
somente na extremidade (formato subulado) com uma pequena estrutura pontiaguda.
Percebe-se também uma linha lateral (ld) destacada na superfície do corpo (Barra =
200μm).
Figura 21D: Visão lateral da região da vulva da fêmea, onde se observa uma abertura
vulvar simples (vu) e uma vagina alongada que se divide em dois ramos uterinos, os
quais se estendem posteriormente e anteriormente (Barra = 200μm).
Figura 21E: Visão lateral da região posterior do corpo do macho. A cauda é afilada e
curvada ventralmente, possuindo alguns pares de pequenas papilas (setas), pré-
cloacais e pós-cloacais, em disposição ventro-lateral e um par de papilas dorsais
próximo a extremidade da cauda (seta). Observa-se a presença de dois espículos (ep),
sem gubernáculo (Barra = 200μm).
95
96
Figura 22: Fotomicrografias obtidas de espécimes adultos, machos e fêmeas, da Família
Cosmocercidae (Ordem Ascaridida), coletados no intestino de Bothrops atrox, provenientes
de Belém-PA e da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA.
Figura 22A: Visão lateral geral do corpo do macho, mostrando toda a extensão do
tubo digestório e a cauda curvada ventralmente (Barra = 100μm).
Figura 22B: Visão lateral geral do corpo da fêmea, mostrando o tubo digestório, o
útero, com ovos (ov) relativamente grandes, extendido para a região anterior e
posterior, e a posição da vulva (vu) na metade posterior do corpo (Barra = 100μm).
Figura 22C: Detalhe da abertura vulvar (vu) com lábios e da vagina (va) robusta
(Barra = 20μm).
Figura 22D: Visão lateral da região anterior do corpo do macho, mostrando as
características do esôfago, comuns aos dois sexos, que possui uma curta faringe (fa)
anterior e o bulbo muscular (bl) mais largo que o corpo esofagial, e o poro excretor
(pe) localizado ventralmente logo acima do nível do bulbo (Barra = 20μm).
Figura 22E: Visão lateral da cauda do macho. Observam-se o gubernáculo
desenvolvido (gu), os espículos iguais e os sete pares de plectanas (setas), elevações
cuticulares que são ventro-laterais e pré-cloacais e que sustentam conjuntos de papilas
(Barra = 20μm).
Figura 22F: Visão lateral da região posterior da fêmea, onde se observa o formato
simples da cauda afilada e pontiaguda (Barra = 20μm).
97
98
Três dos nematódeos do intestino de serpentes de Belém são da Família
Physalopteridae (ordem Spirurida). Encontravam-se no estado larval, não possuindo nenhum
órgão genital diferenciado (Figura 23A). Foi possível observar que os helmintos possuem o
corpo alongado com a extremidade anterior apresentando dois lábios laterais grandes, simples
e triangulares, armados com dentes internos e externos e um colarete cefálico formado pela
cutícula na base dos lábios (Figura 23C). Há também a presença de um esôfago muscular
curto e um esôfago grandular bem alongado (Figura 23B). A região porterior é afilada com a
calda simples de extremidade romba (Figura 23D).
Oito nematódeos (duas fêmea e seis machos) encontrados nas duas localidades são da
Família Diaphanocephalidae (Ordem Strongylida). São parasitos alongados, com a região
anterior pouco afilada, onde há uma grande capsula bucal constituída de várias placas (Figura
24A, B, E). Não se observa processos membranosos cuticulares na base da cavidade bucal. O
esôfago é relativamente curto e tem o formato claviforme, com um bulbo posterior (Figura
24C e F). A fêmea é maior do que o macho e possui a vulva posterior ao meio do corpo com
abertura simples (Figura 24G). A cauda simples é afilada e cônica (Figura 24H). O macho
possui uma bolsa copuladora radiada e os dois espículos são iguais (Figura 24D).
99
Figura 23: Fotomicrografias obtidas dos espécimes de nematódeos em fase larval da Família
Physalopteridae (Ordem Spirurida), coletados no intestino de Bothrops atrox proveniente de
Belém-PA e da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA.
Figura 23A: Visão geral da larva, mostrando o corpo robusto com estriações
cuticulares transversais, a extensão do esôfago (es) (que ocupa quase a metade do
comprimento do corpo) e a ausência de órgãos genitais formados (Barra = 200μm).
Figura 23B: Visão lateral da região anterior do corpo, onde se observa o esôfago
dividido em uma curta porção anterior muscular (em) e uma longa porção glandular
(eg) posterior, além das estriações transversais cuticulares bem evidentes (Barra =
100μm).
Figura 23C: Detalhe da extremidade anterior da larva, em vista lateral, onde se
observa o colarete cefálico (cc) cuticular, e os lábios triangulares (ld) aramdos com
dentes (Barra = 20μm).
Figura 23D: Visão lateral da extremidade posterior do nematódeo, mostrando a cauda
curta com formato simples e extremidade romba (Barra = 20μm).
100
101
Figura 24: Fotomicrografias obtidas de espécimes machos e fêmeas de nematódeos da
Família Diaphanocephalidae (Ordem Strongylida), coletados no intestino de Bothrops atrox
provenientes de Belém-PA e da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA.
Figura 24A: Visão lateral completa do corpo do macho, mostrando o tubo digestório,
com um esôfago (es) relativamente curto e a cauda terminada em uma bolsa
copuladora (bc) (Barra = 500μm).
Figura 24B: Detalhe da capsula bucal esclerotizada em vista lateral (Barra = 50μm).
Figura 24C: Visão lateral da região anterior do macho, onde se destaca, além da
cápsula bucal (cb), o esôfago muscular de formato claviforme, com um bulbo
posterior (Barra = 200μm).
Figura 24D: Visão lateral da cauda do macho, com destaque para os raios (rb) que
compõem a bolsa copuladora e os dois espículos (ep) alongados e iguais (Barra =
100μm).
Figura 24E: Visão geral lateral do corpo da fêmea, onde é possível observar, além do
tubo digestório, os órgãos genitais distribuídos para os dois lados da abertura vulvar
(vu) que se localiza após a metade do corpo (Barra = 1mm).
Figura 24F: Visão lateral da região anterior da fêmea, onde se observa a mesma
morfologia do esôfago e da cápsula bucal do macho (Barra = 100μm).
Figura 24G: Visão lateral da porção do corpo da fêmea onde se localiza a abertura da
vulva (vu) que tem forma simples (Barra = 100μm).
Figura 24H: Visão latero-ventral da porção terminal do corpo da fêmea, onde se
destaca a abertura anal (an), em forma de fenda, e o formato da cauda simples e
afilada (Barra = 100μm).
102
103
4.4.3 Nematódeos parasitos da cavidade celomática
Na cavidade celomática de três Bothrops atrox coletadas na FLONA de Caxiuanã
foram encontrados 3 nematódeos inseridos abaixo do peritôneo visceral que recobria do
estômago.
Após as análises de microscopia de luz observou-se que uma das serpentes estava
parasitada por um nematódeo da Família Diplotriaenidae (Ordem Spirurida). O parasito
encontrado é uma fêmea que possui o corpo alongado, com cerca de 10 cm de comprimento,
uniformemente cilíndrico, com as extremidades arredondadas. O corpo é recoberto por
tubérculos alongados transversalmente (Figura 25B). A boca é pequena e possui duas
pequenas estruturas laterais quitinosas que se projetam anteriormente em forma de
“epaulettes” (Figura 25C). O esôfago possui uma curtíssima porção anterior muscular, onde
se localiza o anel nervoso (Figura 25A), e uma parte posterior glandular bastante longa. A
vulva é próxima ao início do esôfago glandular e tem dois pequenos labios (Figura 25A e D).
A Extremidade posterior é simples, terminada em uma ponta arredondada e o ânus é terminal
(Figura 25E).
As duas outras serpentes possuíam uma larva de nematódeo na sua cavidade
celomática. O corpo destes helmintos é alongado com as extremidades gradativamente
afiladas, medindo cerca de 4 cm de comprimento. A estrutura bucal é simples com uma
abertura redonda e pequena (Figura 26B), o esôfago muscular é alongado e levemente mais
largo na porção próxima ao intestino (Figura 26A). A cauda é relativamente curta e afilada
(Figura 26C). Por se tratar de uma larva, não se observa órgãos genitais diferenciados. Não foi
possível identificar taxonomicamente estes parasitos.
104
Figura 25: Fotomicrografias obtidas de um espécime, do sexo feminino, de nematódeo da
Família Diplotrianidae (Ordem Spirurida), coletado na cavidade celomática de Bothrops atrox
proveniente da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA.
Figura 25A: Visão lateral da extremidade cefálica do nematódeo, mostrando a boca
simples com duas estruturas cuticulares laterais, a pequena extenção do esôfago
muscular (em), com a presença do anel nervoso (an), e a porção inicial do esôfago
glangular (eg). Próximo ao início desta porção do esôfago está localizada a abertura
vulvar (vu) e é possível perceber que um ramo da extenção dos ovários realiza uma
curva próximo ao início do esôfago glandular (Barra = 100μm).
Figura 25B: Visão lateral de uma porção do corpo onde se podem observar os
tubérculos tranversais cuticulares (setas) (Barra = 100μm).
Figura 25C: Detalhe da região da boca onde se observa, em vista mais ventral, o
formato de estruturas características, em forma de “epaulettes”, laterais a abertura
bucal (Barra = 100μm).
Figura 25D: Detalhe da abertura vulvar (vu), com dois pequenos lábios e o início da
vagina (Barra = 100μm).
Figura 25E: Visão lateral da região caudal do nematódeo, onde se observa o final do
intestino que desemboca na abertura anal (an) terminal (Barra = 100μm).
105
106
Figura 26: Fotomicrografias obtidas de espécimes de nematódeo em estado larval coletado na
cavidade celomática de Bothrops atrox provenientes da FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA.
Figura 26A: Visão lateral da região anterior do corpo, mostrando o formato simples
do esôfago muscular, que possui uma região posterior mais alargada (Barra = 100μm).
Figura 26B: Detalhe da região anterior, mostrando o formato redondo e pequeno da
abertura bucal (Barra = 50μm).
Figura 26C: Visão lateral da região caudal do nematódeo que tem um formato
afilado. Pode-se observar o final do intestino, a ampola retal e o ânus (na). A cauda é
bruscamente afilada, curta e pontiaguda (Barra = 100μm).
107
108
4.4.4 Nematódeos parasitos do pulmão
No pulmão das serpentes da espécie B. atrox, coletadas em ambas as localidades,
considerando apenas aquelas obtidas da coleção Herpetológica do Museu Paraense Emílio
Goeldi, foi encontrado um total de 55 nematódeos, sendo que nas serpentes de Belém foram
coletados 16 parasitos, a partir de três hospedeiros, e nas serpentes da FLONA de Caxiuanã
39 parasitos foram coletados de 6 hospedeiros (Quadro 2). Além disso, o hospedeiro de
Belém necropsiado a fresco (serpente 11B, ver Quadro 2) apresentava-se parasitado por 5
destes nematódeos. Morfologicamente os nematódeos nas diferentes populações encontradas
possuem características em comum. A seguir é apresentada a descrição morfológica e
morfométrica pela técnica de microscopia de luz, baseada em 10 exemplares de Caxiuanã e 10
exemplares de Belém (sendo que desta localidade seis dos exemplares foram coletados de
serpentes preservadas no MPEG e quatro exemplares da serpente coletada a fresco).
Estes helmintos são hermafroditos, correspondendo a uma das gerações do ciclo de
nematódeos da Família Rhabdiasidae (Ordem Rhabditida). Apresentam o corpo alongado,
com as porções anterior e posterior afiladas, e revestido por uma inflação cuticular, que se
apresenta de forma mais volumosa nas extremidades do corpo (Figura 27B, D, F). Na
extremidade cefálica há uma boca simples com abertura arredondada, sem lábios e 3 pares de
papilas, um lateral, e dois sublaterias (Figura 27C). Observa-se uma cápsula bucal rudimentar
seguida de um esôfago claviforme, que mede cerca de 6,6 % do comprimento total do corpo,
com um discreto bulbo posterior, e o anel nervoso situado em seu terço mediano (Figura 27B
e D). Duas glândulas excretoras lateroventrais, que se estendem desde a região próxima ao
anel nervoso até o inicio do intestino (Figura 27B e D), o poro excretor não foi visualizado. A
vulva se encontra próxima ao meio do corpo (Figura 27A), sendo esta uma abertura
transversal simples, sem lábios, posicionada ventralmente, com uma vagina única e simples e
útero duplo, caracterizando-se como anfidelfa (Figura 27E). Os ramos uterinos se encontram
cheios de ovos larvados e não larvados (Figura 27A e G). O ânus ventral é sub-terminal, com
uma abertura simples, transversal, em formato de meia-lua, e a cauda é cônica e fina (Figura
27F).
Apenas na caracterização das glândulas excretoras foi observada diferença na
morfologia dos nematódeos coletados de serpentes obtidas da Coleção Herpetológica do
MPEG (Figura 27B) e aqueles coletados a fresco da serpente capturada em Belém (em
fevereiro de 2014) (Figura 27D). Quanto a morfometria houveram algumas diferenças entre
109
os parâmetros obtidos nos helmintos de cada localidade. A seguir é apresentada uma tabela
comparativa entre as medidas e proporções dos rhabdiasídeos coletados em cada ocasião:
Tabela 3 - Parâmetros morfométricos, e relações de proporção entre estruturas (em destaque),
de nematódeos da Família Rhabdiasidae parasitos do pulmão de Bothrops atrox. Os
exemplares utilizados foram divididos por área de coleta e por tipo de obtenção dos
hospedeiros (a partir de serpentes preservadas na Coleção Herpetológica do MPEG e a partir
da serpente coletada a fresco), sendo mensurados separadamente e comparados.
Parâmetros
morfométricos
Belém (6 espécimes coletados de
serpentes já preservadas
na Coleção Herpetológica
do MPEG)
Belém (4 espécimes coletados da
serpente necropsiada a
fresco)
FLONA de Caxiuanã (11 espécimes coletados
de serpentes já
preservadas na Coleção
Herpetológica do MPEG)
comprimento total 3,75 ± 0,75
(3,16-5,38)mm
4,19 ± 0,33
(3,84-4,61)mm
4,25 ± 0,50
(3,41-4,82)mm
largura ao nível da vulva 0,29 ± 0,04
(0,25-036)mm
0,20 ± 0,02
(0,17-022)mm
0,27 ± 0,04
(0,21-0,33)mm
posição do anel nervoso 105,52 ± 18,97
(74,02-129,87)
83,89 ± 6,85
(77,68-92,76)
120,75 ± 11,24
(106,49-142,58)
razão pos. anel nervoso/
comp. esofago
41,77 ± 7,56
(27,53-49,75)%
37,53 ± 3,56
(33,91-41,33)%
43,91 ± 4,09
(33,33-49,90)
comprimento do esôfago 253,24 ± 12,00
(233,76-268,83)
223,82 ± 4,63
(216,23-228,64)
276,03 ± 29,62
(245,45-285,71)
razão comp. esofago/
comp. total
6,95 ± 1,02
(4,83-7,76)%
5,38 ± 0,47
(4,69-5,79)%
6,59 ± 1,12
(5,38-9,26)%
largura do bulbo 61,69 ± 3,88
(57,14-68,83)
53,86 ± 2,61
(50,65-56,70)
62,45 ± 4,20
(55,84-71.42)
posição da vulva (mm) 1,78 ± 0,38
(1,45-2,61)mm
2,08 ± 0,09
(1,92-2,15)mm
2,01 ± 0,41
(1,46-2,96)mm
razão dist. vulva/comp.
do corpo
47,28 ± 1,91
(44,21-49,68)%
49,81 ± 3,11
(46,64-54,95)%
47,00 ± 7,78
(34,02-61,41)%
comprimento da cauda 119,80 ± 34,62
(51,95-162,33)
127,37 ± 19,27
(107,14-159,09)
145,28 ± 27,79
(88,31-203,90)
razão comp cauda/
comp. total
3,32 ± 1,17
(1,44-4,60)%
3,10 ± 0,36
(2,73-3,47)%
3,46 ± 0,78
(2,26-5,02)%
comprimento dos ovos
(media de 10)
71,12 ± 5,62
(61,81-78,34)
67,26 ± 5,69
(57,47-71,55)
65,53 ± 6,87
(55,91-78,18)
largura dos ovos (media
de 10)
38,48 ± 1,97
(31,03-36,88)
31,93 ± 2,16
(28,83-34,80)
30,55 ± 4,15
(27,40-30,51)
comprimento dos ovos
larvados (média de 10)
74,06 ± 3,36
(69,57-77,59)
68,87 ± 3,40
(63,12-71,94)
67,57 ± 6,59
(55,90-78,18)
largura dos ovos
larvados (média de 10)
34,47 ± 1,52
(31,67-36,23)
32,43 ± 1,57
(30,99-34,80)
34,89 ± 7,82
(29,35-54,54)
110
Figura 27: Ilustração taxonômica obtida, por microscopia de luz (com o auxílio de câmara
clara), dos nematódeos da Família Rhabdiasidae (Ordem Rhabditida) parasitos do pulmão de
Bothrops atrox no município de Belém-PA e na FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA.
Figura 27A: Visão lateral do corpo do nematódeo, mostrando a extenção do tubo
digestório, a vulva próxima ao meio do corpo e o útero duplo extendido anterior e
posteriormente (Barra = 300 μm).
Figura 27B: Região anterior do corpo em visão lateral, observando-se a glândula
excretora, o esôfago claviforme, a localização do anel nervoso e da cápsula bucal
(Barra= 100 μm).
Figura 27C: Corte apical da extremidade cefálica do nematódeo, mostrando o
formato arredondado da boca, logo abaixo a presença da cápsula bucal, a ausência de
lábios e a presença de seis papilas na superfície do corpo, distribuídas em um par
lateral e dois sublaterias (Barra = 20 μm).
Figura 27D: Outra representação da região anterior do nematódeo a partir de um
exemplar coletado a fresco, mostrando que a fixação adequada preserva melhor o
formato natural da glândula excretora (Barra = 100 μm).
Figura 27E: Detalhes da região da vulva, mostrando a sua abertura simples e o canal
vaginal (Barra = 100 μm).
Figura 27F: Visão lateral da região posterior do corpo, mostrando a porção final do
tubo digestório e o formato cônico da cauda (Barra = 100 μm).
Figura 27G: Ovos larvados e não larvados (Barra= 50 μm).
111
27
112
5 DISCUSSÃO
O trabalho de levantamento helmintofaunístico realizado em hospedeiros da espécie
Bothrops atrox encontrou parasitos classificados em pelo menos nove Famílias, entre
acantocéfalos, cestódeos, trematódeos e nematódeos. Na literatura conhecida sobre helmintos
de B. atrox no Brasil, os parasitos encontrados pertencem a quatro Famílias:
Proteocephalidae, Opisthogonimidae, Diaphanocephalidae e Ascarididae (Yamaguti, 1959;
Vicente et al., 1993; Rosselline, 2007). No presente estudo, não foram encontrados helmintos
das famílias Ophistogonimidae e Ascarididae, porém parasitos das Famílias
Centrorhynchidae, Plagiorchiidae, Kathlanidae, Cosmocercidae, Physalopteridae,
Diplotriaenidae e Rhabdiasidae ainda não haviam sido relatados em serpentes desta espécie.
Observando os dados morfológicos e morfométricos coletados e descritos neste estudo
é possível justificar o enquadarmento em cada família e discutir com maiores detalhes a
composição da helmintofauna de Bothrops atrox de acordo com a literatura correlata.
5.1 ACANTOCÉFALOS DA FAMÍLIA CENTRORHYNCHIDAE
Os acantocéfalos encontrados no intestino e na cavidade celomática de Bothrops atrox
pertencem a Classe Palaeacanthocephala, devido ao receptáculo da probóscide com parede
muscular dupla, à ausência de núcleos hipodermais e a presença de um único ligamento
interno. Pelo formato e organização dos ganchos da proboscide e a inserção do receptáculo na
porçljão interna mediana da extensão deste órgão (o que o divide em duas porções), e também
pelo tipo de hospededeiro, estes parasitos se enquadram na Ordem Poymorphida e Família
Centrorhynchidae, de acordo com a chave apresentada por Amin (1987).
A Família Centrorhynchidae possui três gêneros: Centrorhyncus Lühe, 1911, com 98
espécies descritas, Sphaerirostris Golvan, 1956, com 27 espécies descritas e Neolacunisoma
Amin e Canaris, 1997, com uma espécie descrita (Amin, 2013). Segundo Travassos (1926),
Yamaguti (1963) e Santos & Amato (2010), no Brasil, as espécies de centrorhynchídeos já
registradas são: Centrorhyncus tumidulus Rudolphi, 1819, C.giganteus Travassos, 1921, C.
polymorphus Travassos, 1925 e Sphaerirostris opimus Travassos, 1919, todas parasitas
intestinais de aves.
Muitos helmintos da Família Centrorhynchidae são conhecidos por utilizar artropodas
(isopodas e coleopteros) como hospedeiros intermediários; répteis e anfíbios, como
hospedeiros paratênicos; e aves (principalmente das ordens Falconiformes e Strigiformes) e,
113
mais raramente, mamíferos terrestres, como hospedeiros definitivos (Amin, 1985; Schmidt,
1985; Santos & Amato, 2010).
Acantocéfalos da espécie Centrorhyncus tumidulus já foram registrados parasitando,
entre outras espécies de anfíbios e répteis, Bothrops (Lachesis) lanceolatus, como hospedeiro
paratênico no Brasil, segundo Travassos (1926), porém, este autor não informa a região
espécífica onde foi registrada esta ocorrência.
O fato de se encontrarem em formas juvenis e principalmente encapsulados como
cistacantos mostra que B. atrox é um hospedeiro paratênico destes centrorhynchídeos. Não
foram encontrados acantocéfalos em nenhum dos hospedeiros necropsiados a fresco e os
parasitos que foram obtidos das serpentes já depositadas no Museu Paraense Emílio Goeldi
não estavam com a probóscide totalmente evertida, o que impediu a verificação do tamanho,
forma e quantidade de ganchos e espinhos desta estrutura, sendo aspectos fundamentais para
comparação de espécies.
Ainda assim, o fato dos acantocéfalos ocorrerem tanto na região da FLONA de
Caxiuanã, quanto na região metropolitana de Belém, com nível de parasitismo elevado,
mostra o papel importante que Bothrops atrox possui em seu ciclo de vida. Considerando que
esta serpente se alimenta de anuros e lagartos, os parasitos devem ter sido adquiridos por
ingestão de um destes hospedeiros paratênicos.
5.2 PLATELMINTOS DAS FAMÍLIAS PROTEOCEPHALIDAE E PLAGIORCHIIDAE
Dentro do Filo Platyhelminthes foram encontrados indivíduos de dois gêneros de
cestódeos (da Família Proteocephalidae) parasitando o intestino, e de outros dois gêneros de
trematódeos (da Família Plagiorchiidae), um de parasitos intestinais e outro de parasitos dos
ductos urinários, aumentando, em pelo menos mais três espécies de platelmintos, a fauna de
endoparasitos de Bothrops atrox já conhecida.
5.2.1 Cestódeos da Família Proteocephalidae
Os cestódeos encontrados parasitando o intestino de B. atrox do morfotipo um se
enquadram no gênero Ophiotaenia, pela disposição dos órgãos internos, com a vitelária
disposta em duas fileiras nas margens laterais da região medular, e pela característica do
escolex, com quatro ventosas e sem órgão apical (Figura 9), características diagnósticas deste
gênero segundo Khalil et al. (1994). Também de acordo com a chave taxonômica destes
autores e segundo as abordagens de Rego & Ivanov (2001), o morfotipo dois pode ser
114
classificado como pertencente ao gênero Crepidobothrium pela característica das ventosas,
com uma prega muscular interna, dando-lhe um formato característico, e também pelo tipo de
hospedeiro.
Helmintos do gênero Ophiotaenia são amplamente distribuídos, parasitando peixes de
água doce, anfíbios e répteis. Segundo De Chambrier et al. (2010), são conhecidas 94
espécies parasitando anfíbios e répteis, sendo 63 delas parasitas de serpentes em todo o
mundo. Segundo as revisões que abordam os cestódeos brasileiros (Yamaguti, 1959; Schmidt,
1986) e o trabalho de De Chambrier et al. (2010), há 10 espécies de Ophiotaenia parasitando
serpentes no Brasil, e entre elas quatro espécies parasitam serpentes do gênero Bothrops: O.
azevedoi De Chambrier & Vaucher, 1992; O. catzeflisi De Chambrier & Vaucher, 1992; e O.
euzeti De Chambrier & Vaucher, 1992; que ocorrem em Bothrops jararaca; O. calmetti
Barrois, 1898, que ocorre em Bothrops atrox. Yamaguti (1959) e Dyer (1986) relatam a
ocorrência de Ophiotaenia calmetti em Bothrops atrox também em outros dois países da
região Neotropical, Venezuela e Equador. Outras ocorrências desta espécie de cestódeo são
registradas em Bothrops jararaca, no Brasil, na Argentina e na Ilha da Martinica (América
Central), e em Bothrops lanceolathus também na Martinica (Santos & Rolas, 1973; Dyer,
1986).
O gênero Crepidobothrium possui cinco espécies descritas e é parasita exclusivo de
serpentes neotropicais (Rego & Ivanov, 2001). Três destas espécies, C. gerrardi (Baird,
1960), C. garzoni De Chambrier, 1988, e C. viperis (Beddard, 1913), ocorrem em serpentes
do gênero Bothrops, com distribuição no Brasil e em outros países (Yamaguti, 1959;
Rosselline, 2007; Rego & Ivanov, 2001). No presente trabalho, pelo estagio imaturo em que
se encontravam os cestódeos do morfotipo 2 (ver Figura 10), não foi possível descrever
caracteres importantes para a identificação de espécies, como a morfologia de testículos,
ramos uterinos e bolsa do cirro. De forma semelhante, Silva et al. (2001) relataram a
ocorrência de cestódeos do gênero Crepidobothrium em Bothrops moogeni, no estado de São
Paulo, Brasil, porém estes não puderam ser totalmente caracterizados por não apresentarem
proglotides grávidos.
De Chambrier (1989, apud Silva et al., 2001, p. 379) e, mais recentemente, De
Chambrier et al. (2010) ressaltam uma provável característica de cestódeos proteocephalideos
de possuírem especificidade em relação aos seus hospedeiros, sendo que são poucos os casos
conhecidos em que uma espécie destes helmintos parasita mais de uma espécie de réptil ou
anfíbio.
115
Baseados nesta hipótese, Silva et al. (2001) afirmam que a espécie de
Crepidobothrium encontrada por eles em B. moogeni pode ser nova. Da mesma forma, esta
especificidade parasito/hospedeiro pode indicar que os cestódeos deste gênero, encontrados
em B. atrox, representam uma nova espécie.
Por outro lado, a validade da hipótese é contrariada pelo fato de Ophiotaenia calmetti
ocorrer em mais de uma espécie de Bothrops. Em relação a estes casos, De Chambrier et al.
(2010) afirmam que geralmente muitas variações morfológicas e morfométricas são
encontradas entre as populações de uma mesma espécie de Ophiotaenia que ocorrem em
hospedeiros de espécies distintas, e que isto pode indicar que se tratam de espécies de
cestódeos diferentes. Sendo assim, uma revisão das características de O. calmetti em seus
diferentes hospedeiros é necessária. Além disso, mais análises precisam ser feitas para que se
esclareça se esta é a espécie a qual os cestódeos do tipo 1, encontrados no presente trabalho,
pertencem.
5.2.2 Trematódeos da Família Plagyorchidae, parasitos do tubo digestório e ductos
urinários
Duas espécies de trematódeos da Família Plagiorchiidae foram encontradas
parasitando o trato digestório e os ductos urinários de Bothrops atrox nas localidades
estudadas. Os plagiorchiideos são um importante grupo de platelmintos de serpentes
brasileiras que possui três espécies conhecidas parasitando serpentes do gênero Bothrops. No
entanto, nenhuma espécie desta Família havia sido registrada ainda para a B. atrox.
Os trematódeos dos ductos urinários possuem características como: o corpo
moderadamente alongado, ventosas localizadas no terço anterior do corpo, bolsa do cirro bem
desenvolvida, voltada para a região anterior ao acetábulo e glândulas vitelínicas distribuidas
em duas curtas fileiras laterais. Estas são características diagnósticas do gênero Styphlodora,
grupo de trematódeos que ocorrem no sistema digestório e excretor de serpentes e labartos
varanídeos, com distribuição em diversas regiões biogeográficas, de acordo com Bray et al.
(2008). No trabalho de Thatcher (1993) três espécies são relatadas na região Neotropical e
estas ocorrem em serpentes. No Brasil apenas Styphlodora gili tem como hospedeiros, além
de um colubrídeo, duas espécies de viperídeos, Bothrops alternatus e B. jararaca, todos na
região sudeste do país (Rosselline, 2007; Pinto et al., 2012). Mais análises são necessárias
para comparar os trematódeos encontrados nas vias urinárias de Bothrops atrox com S. gili ou
com as outras duas espécies já relatadas em serpentes brasileiras.
116
Pinto et al. (2012) afirmam que, provavelmente, o ciclo destes parasitos envolve
anfíbios como segundos hospedeiros intermediários, o que pode indicar o modo como B.
atrox adquire a infecção por Styphlodora sp., já que alimenta-se destes vertebrados.
5.2.2.1 Trematódeos do Gênero Sticholecita Prudhoe, 1949 (Trematoda: Plagiorchiidae)
parasitos do estômago e esôfago de Bothrops atrox
Os trematódeos parasitos do estômago e do esôfago analisados neste trabalho possuem
várias características em comum entre as populações encontradas: corpo com formato elíptico
e alongado, tegumento armado com espinhos, ventosa oral subterminal, com papilas;
acetábulo na metade anterior do corpo; faringe presente; bifurcação do intestino na região
anterior do corpo, cecos se estendendo para a metade posterior; dois testículos na metade
posterior do corpo, pós-ovarianos e com posição obliqua entre si; bolsa do cirro relativamente
volumosa e localizada na metade anterior do corpo, com o poro genital sublateral; ovário
submediano e pré-testicular; útero passando entre os testículos e estendendo-se para a
extremidade posterior; vitelária dispondo-se na linha mediana do corpo; glândula excretora
em forma de Y, com os braços curtos; e o poro excretor terminal. Segundo a chave
taxonômica de Bray et al. (2008), todas estas características estão incluídas na diagnose da
Família Plagiorchiidae Lühe, 1901, com destaque para a ventosa oral com papilas e o poro
genital na metade anterior do corpo, que são aspectos chaves para esta Família.
O fato de os trematódeos parasitos de B. atrox, de Belém e da FLONA de Caxiuanã,
apresentarem as glândulas vitelínicas agrupadas em uma única linha na região mediana do
corpo indica que eles pertencem ao gênero Sticholecitha Prudhoe, 1949, segundo as
características deste grupo apresentadas por Bray et al. (2008).
Todas as características morfológicas encontradas nestes platelmintos são semelhantes
às descritas originalmente para Sticholecitha serpentis, por Prudhoe (1949), única espécie
descrita para este gênero até o momento.
No entanto, apesar de todas estas semelhanças entre si e em relação a Sticholecitha
serpentis, os trematódeos do estômago e esôfago de B. atrox analisados possuem alguns
pontos importantes de divergência. A diferença de tamanho entre os helmintos coletados de
serpentes da Coleção Herpetológica do MPEG e aqueles coletados a fresco, na expedição
realizada em 2012, é bem evidente, além da quantidade de ovos destes ser bem menor que a
daqueles. A microscopia eletrônica de varredura também mostra diferenças na disposição e
quantidade de papilas e morfologia geral do corpo (Figuras 13, 14 e 16). Os trematódeos das
117
serpentes obtidas a partir da Coleção Herpetológica, apesar de serem de localidades
diferentes, aparentam ser da mesma espécie, ainda com as diferenças observadas na
microscopia eletrônica de varredura, como a forma da ventosa oral, por exemplo, o que pode
ser explicado pelo fato de estes helmintos terem sido fixados in loco, dentro dos órgãos dos
hospedeiros, podendo assim ter sido conservados em estados fisiológicos distintos de
contração muscular.
Comparando os trematódeos deste estudo com Sticholecitha serpentis, os dados
morfométricos divergem em alguns pontos, principalmente observando os parasitos
encontrados na serpente capturada na expedição à Caxiuanã (fev/2012). Enquanto
Sticholecitha serpentis possui comprimento entre 5,2 a 8,4 mm e largura entre 1,2 e 2 mm
(Prudhoe, 1949), os trematódeos encontrados em Caxiuanã, coletados em campo, medem de
2,52 a 4,51 mm de comprimento e de 1,24 a 2 mm de largura. Os trematódeos obtidos de
serpentes da Coleção Herpetológica do Museu Emílio Goeldi, tanto os da FLONA de
Caxiuanã quanto os de Belém-PA, possuem medidas do corpo mais aproximas daquelas
descritas para Sticholecitha serpentis. Apesar de Prudhoe (1949) não ter feito o cálculo de
proporções corporais para esta espécie, foi possível comparar os valores dos intervalos de
variação e da média de seus diversos parâmetros morfométricos. A Tabela 4 mostra esta
comparação entre trematódeos do estômago e esôfago de Bothrops atrox de Belém-PA
obtidos de serpentes do Museu, os trematódeos coletados a fresco em Caxiuanã e a única
espécie conhecida para o gênero Sticholecita.
118
Tabela 4 - Parâmetros morfométricos, e relações de proporção entre estruturas (em
destaque), de trematódeos do gênero Sticholecitha Prudhoe, 1949. Comparação dos dados
originais da descrição da espécie Sticholecitha serpentis, de Prudhoe (1949), e dos dados
obtidos das populações de trematódeos do estômago e esôfago de Bothrops atrox do
município de Belém-PA e da FLONA de Caxiuanã, Portel-PA. Todas as medidas foram
convertidas para milímetros, para facilitar a comparação com os dados de Prudhoe (1949).
Parâmetros
morfométricos Trematódeos de Belém
(baseado 8 espécimes)
Trematódeos da FLONA de
Caxiuanã
(espécimes coletados a fresco)
Sticholecitha
serpentis
Prudhoe, 1949
comprimento total 6,86 ± 0,59 (5,68-7,71)mm 3,28 ± 0,58 (2,52-4,51)mm 5,20 - 8,40 mm
largura ao nível dos
testículos 1,55 ± 0,22 (1,20-1,89)mm 1,59 ± 0,26 (1,24-2,00)mm 1,20 - 2,00 mm
comprimento da ventosa
oral 0,68 ± 0,08 (0,53-0,77)mm 0,58 ± 0,04 (0,52-0,64)mm 0,56 - 0,65 mm
largura da ventosa oral 0,66 ± 0,05 (0,54-0,69)mm 0,58 ± 0,04 (0,52-0,65)mm 0,56 - 0,65 mm
razão comp. vent. oral/
comp. total 9,95 ± 1,16 (7,30 - 11,09)% 18,26 ± 3,07 (13, 96-22,22)% ---
comprimento do acetábulo 0,61 ± 0,12 (0,51-0,89)mm 0,52 ± 0,03 (0,47-0,58)mm 0,45 - 0,60 mm
largura do acetábulo 0,60 ± 0,06 (0,52-0,68)mm 0,53 ± 0,05 (0,47-0,63)mm 0,45 - 0,60 mm
razão comp. acetábulo/
comp. total 8,95 ± 1,66 (7,02-12,71)% 16,25 ± 2,66 (11,89-19,84)% ---
comprimento da faringe 0,24 ± 0,01 (0,23-0,26)mm 0,29 ± 0,03 (0,26-0,33)mm 0,21 - 0,25 mm
largura da faringe 0,28 ± 0,04 (0,18-0,31) mm 0,30 ± 0,03 (0,26-0,37)mm 0,21 - 0,25 mm
razão comp. faringe/
comp. total 3,58 ± 0,33 (3,12-4,08)% 9,06 ± 1,11 (7,35-10,59)% ---
comprimento da bolsa do
cirro 0,57 ± 0,24 (0,44-0,83)mm 0,66 ± 0,04 (0,62-0,75)mm ---
comprimento do ovário 0,33 ± 0,06 (0,24-0,41)mm 0,26 ± 0,02 (0,23-0,29)mm 0,48 - 0,50 mm
largura do ovário 0,33 ± 0,08 (0,23-0,46)mm 0,29 ± 0,05 (0,23-0,37)mm 0,30 - 0,45 mm
razão comp. ovário/
comp. total 4,92 ± 0,06 (3,26-6,39)% 8,15 ± 1,55 (5,02-10,21)% ---
comprimento do testículo
direito 0,45 ± 0,15 (0,23-0,65)mm 0,40 ± 0,08 (0,29-0,52)mm 0,40 - 0,50 mm
largura do testículo
direito 0,48 ± 0,13 (0,26-0,69)mm 0,30 ± 0,06 (0,21-0,44)mm 0,46 - 0,48 mm
comprimento do testículo
esquerdo 0,46 ± 0,12 (0,23-0,57)mm 0,39 ± 0,08 (0,29-0,52)mm 0,50 - 0,75 mm
largura do testículo
esquerdo 0,46 ± 0,13 (0,26-0,66)mm 0,28 ± 0,06 (0,21-0,42)mm 0,45 - 0,50 mm
comprimento dos ovos
(media de 10)
0,024 ± 0,002 (0,019-
0,026)mm
0,028 ± 0,002 (0,023-
0,029)mm
0,025 - 0,027
mm
largura dos ovos (media
de 10)
0,011 ± 0,001 (0,010-0,013)
mm
0,014 ± 0,001 (0,013-
0,014)mm
0,012 - 0,015
mm
razão comp. ovos/
comp. faringe 9,89 ± 0,86 (8,36-11,07)% 9,68 ± 1,22 (7,87-11,80)% ---
119
Sticholecita serpentis foi descrito parasitando uma serpente da Família Colubridae
Chironius carinatus (Linnaeus, 1758), em 1949, no Suriname (Prudhoe, 1949). Depois desta,
apenas mais duas ocorrências desta espécie foram registradas, ambas no Brasil: parasitando
Xenodon severus (Linnaeus, 1758), na região amazônica, e Bothrops moogeni Hoge, 1966,
em São Paulo (Correa, 1980; Barrella & Silva, 2003).
Em relação a esta última ocorrência Barrela & Silva (2003) mostram que os
trematódeos encontrados na boca e no esôfago de Bothrops moojeni, identificados como
Sticholecitha serpentis e Opisthogonimus sp., apresentaram populações com grande variação
de tamanho, de acordo com a carga parasitária de cada hospedeiro em que se encontravam.
Segundo eles, em serpentes que apresentaram infecção por 51 parasitos, estes possuíam em
torno de 2,86 mm de comprimento enquanto em outras serpentes, com dois parasitos
coletados apenas, a medida dos trematódeos chegou a 5,47 mm de comprimento.
Para os trematódeos encontrados em B. atrox obtidos a partir do MPEG, em
populações de 11 e de 13 indivíduos houve grandes variações de tamanho, como observado
na sessão 4.3 (Tabela 1). Porém a situação onde esta característica foi mais evidente ocorreu
na serpente coletada a fresco, com uma população de 300 trematódeos, onde, apesar de não
haver grande variação de tamanho entre os trematódeos, observou-se que o máximo
comprimento do corpo encontrado foi de 4,51 mm, além do fato de a quantidade de ovos no
útero ser muito menor que a dos parasitos coletados de serpentes do Museu. Ainda assim, as
medidas de quase todas as estruturas internas e das ventosas foram próximas as dos
trematódeos de outras populações, inclusive as medidas de Sticholecita serpentis, como se
pode observar na Tabela 4. Assim, a maioria dos cálculos de proporções corporais dos
trematódeos coletados a fresco mostrou valores dobrados em relação às proporções dos
trematódeos de Belém (Tabela 4). É possível que, pela alta carga parasitária estes helmintos
possam ter um menor grau desenvolvimento na fase adulta, ocasionado pela disputa por
nutrientes. Além disso, outros fatores como o tipo de fixação e a fase de maturidade dos
trematódeos podem ter influenciado nas variações de parâmetros morfométricos.
Observando estes fatores e considerando as outras características taxonômicas
bastante próximas, afirma-se que esta é uma nova ocorrência para Sticholecita serpentis, no
hospedeiro Bothrops atrox, na Amazônia Oriental. Entretanto, os dados obtidos pela
microscopia eletrônica de varredura revelaram aspectos novos para este gênero de
trematódeos, como a quantidade e o formato das papilas, a morfologia externa da quilha, das
ventosas e do tegumento, os quais não haviam sido descritos por Prudhoe (1949) e em
nenhum trabalho posterior. A análise histológica foi importante para o esclarecimento de
120
aspectos morfológicos marcantes, como o formato do corpo com a presença da quilha dorsal
e a localização das glândulas vitelínicas.
Quanto à forma pela qual esses platelmintos chegam a infectar B. atrox, é importante
observar o seu ciclo de vida. Segundo Smyth (1994, apud Barrela & Silva, 2003), estes
parasitos possuem uma fase aquática, onde precisam passar por dois hospedeiros
intermediários, primeiro um gastropoda e depois um anuro, até chegar ao seu hospedeiro
definitivo. Sendo assim, é provável que serpentes adquiram a infecção por estes trematódeos
ao se alimentar de anfíbios, como afirma Barrela & Silva (2003). Este tipo de presa faz parte
da dieta da jararaca da Amazônia, principalmente quando ela se encontra em fase juvenil
(Martins e Oliveira, 1999; Macedo-Bernarde e Bernarde, 2005). Do total de 8 serpentes
encontradas neste estudo, parasitadas com trematódeos, 4 eram espécimes jovens.
5.3 NEMATÓDEOS DAS FAMÍLIAS: KATHLANIDAE, COSMOCERCIADE,
DIAPHANOCEPHALIDAE, PHYSALOPTERIDAE, DIPLOTREAENIDAE, E
RHABDIASIDAE
Representandes de seis Famílas diferentes de nematódeos foram encontrados em
Bothrops atrox. No tubo digestório ocorreram helmintos das Famílias Kathlanidae,
Cosmocercidae, Diaphanocephalidae e Physalopteridae.
No intestino, os nematódeos da Ordem Ascaridida foram os mais freqüentes. Os
helmintos da Família Kathlanidae, encontrados somente em Belém-Pa, pertencem ao gênero
Oxyascaris Travassos, 1920, devido: à ausência de alas laterias, ao formato do esôfago, com
faringe anterior e bulbo diferenciado em ventriculo glandular, e à ausência de ventosas
caudais no macho, conforme as característcas diagnósticas para este gênero apresentadas na
chave taxonômica de Chabaud (2009a). Este gênero possui espécies parasitas de anfíbios e
répteis neotropicais e foi criado por Travassos (1920) a partir da espécie tipo Oxyascaris
oxyascaris, coletada do intestino da serpente Mastigodryas (Dryadophis) bifossatus
(colubrideo), no estado do Rio de Janeiro, Brasil. Ele propôs este como o gênero tipo da nova
Família Oxyascarididae, dentro da Superfamília Subuluroidea. No entanto, posteriormente,
Oxyascaris foi realocado em uma Subfamília, Oxyascaridinae, dentro da Família Kathlanidae,
pertencente à Superfamília Cosmocercoidea, posição sistemática que permanece em trabalhos
mais atuais, como a chave de Chabaud (2009a) (Bursey & Goldberg, 2007; Chabaud, 2009a).
A espécie Oxyascaris oxyascaris ainda foi registrada em mais dois colubrídeos no
sudeste do Brasil, e também em algumas espécies de anuros em várias regiões do país
121
(Vicente et al., 1991, 1993). Na região amazônica há somente a uma ocorrência de
nematódeos deste gênero, que registra Oxyascaris sp. em um anfíbio, no Estado do Pará. O
trabalho de Bursey & Goldberg (2007) fala de outra ocorrência de Oxyascaris em serpentes,
mas somente no Paraguai. As demais espécies deste gênero, ou próximas a ele, só foram
encontradas em anfíbios. É o caso de O. mcdiarmidi Bursey & Goldberg, 2007, que ocorre em
anuros da Costa Rica, e de duas espécies do gênero Pteroxyascaris Freitas, 1958 (o outro
gênero considerado por Chabaud, 2009a, para a Subfamília Oxyascaridinae) que são parasitas
de anfíbios (Vicente et al., 1991). São necessárias mais análises para se definir a espécie de
Oxyascaris, registrada neste trabalho, que ocorre em serpentes B. atrox na região amazônica
brasileira.
Os nematódeos da Família Cosmocercidae, também encontrados no intestino de
Bothrops atrox, apresentam grupos de papilas sustentadas sobre plectanas, que são
especializações da cutícula (Figura 22E), e não apresentam ventosa pré-anal. Estas são
características diagnósticas do gênero Cosmocerca Diesing, 1861 (Vicente et al.,1991;
Chabaud, 2009a). Das 21 espécies de Cosmocerca já descritas somente as espécies C. ornata
(Dujardin, 1845) e C. rara Freitas & Vicente, 1966, descritas originalmente em anfíbios, já
foram encontradas parasitando répteis na Europa e no sudeste brasileiro, respectivamente; a
espécie C. vrcibradici Bursey & Goldberg, 2004, foi descrita como parasita natural de
lagartos nos estados brasileiros, Rondônia, Acre e Amazonas, e também no Equador. As
outras espécies são todas parasitas de anfíbios. Ao todo, sete espécies deste gênero são
encontradas no Brasil: C. brasiliensis Travassos, 1925; C. cruzi Rodrigues & Fabio, 1970; C.
parva Travassos, 1925; C. rara Freitas & Vicente, 1966; C. travassosi Rodrigues & Fabio,
1970; C. freitasi Silva, 1954; e C. vrcibradici Bursey & Goldberg, 2004 (Vicente et al., 1991;
1993; Bursey & Goldberg, 2004).
Baseados em outros trabalhos, Bursey & Goldberg (2004) relataram que C. ornata
seria registrada erroneamente em lagartos e que a infecção por este parasito em serpentes seria
uma consequência do hábito de se alimentar de anfíbios, o que faria deste réptil um
hospedeiro facultativo e não definitivo. É possível que o mesmo esteja ocorrendo com
Bothrops atrox das localidades estudadas. Por outro lado, a existência de duas espécies, C.
rara e C. vrcibradici, que parasitam répteis brasileiros, sendo a segunda encontrada em
lagartos da região amazônica, pode indicar a possibilidade de uma infecção natural desta
serpente com Cosmocerca sp., apesar da baixa carga parasitária encontrada.
Para comparar a espécie que ocorre em B. atrox com as outras já conhecidas para o
gênero no Brasil, são necessárias análises mais detalhadas principalmente da estrutura caudal
122
do macho, no entanto o único macho coletado foi encontrado com a cauda bastante curvada
(Figura 22), o que dificulta o esclarecimento do padrão de papilas e plectanas. Isto mostra a
necessidade da obtenção de outros exemplares destes parasitos para novas análises.
Pertencentes a outra Ordem, Strongylida, os parasitos de B. atrox da Família
Diaphancephalidae foram encontrados principalmente em serpentes da FLONA de Caxiuanã.
Os espécimes analisados pertencem ao gênero Kalicephalus devido à característica da cápsula
bucal (uma peça composta de várias placas e sem processos membranosos cuticulares na base
da cavidade bucal) e pela bolsa copuladora lobada e sem estrutura muscular pré-bursal,
características do gênero apresentadas em Lichtenfels (2009). Das 24 espécies descritas para
este gênero as que ocorrem no intestino de serpentes brasileiras são: K. costatus costatus
(Rud., 1819) Yorke & Maplestone, 1926, K. inermis inermis Molin, 1861, K. inermis
macrovalvulus (Caballero, 1954), K. appendiculatus Molin, 1861, K. subulatus Molin, 1861 e
K. rectiphilus neorectiphilus Schad, 1962 (Vicente et al., 1993; Silva et al., 2001; Rossellini,
2007; Pinto et al., 2010). Entre elas, as quatro primeiras já foram registradas em serpentes do
gênero Bothrops, mas somente Kalicephalus inermis inermis ocorre no intestino de Bothrops
atrox, sendo esta ocorrência registrada no Rio de Janeiro-RJ.
Helmintos do Gênero Kalicephalus são bastante recorrentes em serpentes, possuem
ciclo de vida direto e não tem grande especificidade de hospedeiros (Anderson, 2000, apud
Mello, 2013, p. 79). Segundo Vicente et al. (1993), a espécie K. inermis inermis, parasita de
B. atrox, também já foi registrada em serpentes da Família Boidae e Colubridae, em
localidades do Centro-Sul brasileiro. Em relação a distribuição geográfica, K. subulatus já foi
encontrada no estado do Pará, porém em serpentes da Família Boidae. Os parasitos do
presente estudo, encontrados em viperídeos de duas regiões do Pará, ocorreram no estômago e
no esôfago. Apesar de a maioria dos registros brasileiros de Kalicephalus serem no intestino
(Vicente et al., 1993; Silva et al., 2001; Rossellini, 2007; Pinto et al., 2010), a característica
de parasitar mais de um sítio de infecção é comum a algumas espécies deste gênero. Mais
análises são necessárias para a identificação da espécie de Kalicephalus que parasita Bothrops
atrox em Belém-PA e na FLONA de Caxiuanã (Melgaço-PA).
Os nematódeos da família Physalopteridae foram coletados de serpentes das duas
localidades, mas a maioria se encontrava na forma larval. Não foi possível definir a
subfamília a qual três das larvas (encontradas no intestino de B. atrox de Belém) pertencem,
no entanto, a presença do colarete cefálico, observado na região anterior, indica que podem
ser das subfamílias Proleptinae ou Physalopterinae, de acordo com a chave taxonômica de
Chabaud (2009b). Nesta mesma chave, porém, afirma-se que espécies da Subfamília
123
Proleptínae são parasitas de peixes. Já em relação a outra larva, encontrada no estômago de
serpente da FLONA de Caxiuanã, tomando por base a mesma referência (Chabaud, 2009b), é
possível afirmar que a extremidade cefálica é característica da subfamília Thubuneinae. No
Brasil, não há registros de nematódeos desta subfamília em serpentes.
Ainda da Família Physalopteridae, foi observado que o macho adulto do estômago de
B. atrox da FLONA de Caxiuanã apresenta o colarete cefálico na região anterior e alas
caudais unidas na porção ventral do corpo. De acordo com Vicente et al. (1993) e Chabaud
(2009b) estas características o enquadram na subfamília Physalopterinae. Os nematódeos
desta subfamília que ocorrem em serpentes brasileiras são: Physalopera liophis Vicente &
Santos, 1974, em colubrídeos, Physaloptera monodens Molin, 1860, em Boa constrictor
(boídeo) e Physaloptera obtusissima Molin, 1860, no estômago de Bothrops jararaca
(Rosselline, 2007). Mais análises são necessárias para se definir a espécie do macho adulto
encontrado em Bothrops atrox. Nos hospedeiros brasileiros do gênero Bothrops a espécie
Phyasloptera obtusissima é registrada como o único parasito representante da Ordem
Spirurida (Rosselline, 2007).
Neste estudo outro representante desta Ordem foi encontrado parasitando a cavidade
celomática de Bothrops atrox, na FLONA de Caxiuanã (Melgaço-PA). O nematódeo da
Família Diplotreaenidae se enquadra no Gênero Hastospiculum Skrjabin, 1923, devido ao
comprimento do corpo relativamente grande (cerca de 10 cm), vulva localizada na região
anterior do corpo, esôfago dividido em duas porções, abertura oral com duas estruturas
cuticulares laterais em forma de “epaulettes” e também pelo tipo de hospedeiro, de acordo
com as características diagnósticas para este gênero apresentadas em Vicente et al. (1993) e
Anderson & Bain (2009c). Hastospiculum possui duas espécies parasitando serpentes no
Brasil: H. digiticaudum Freitas, 1956, em colubrídeo do Rio de Janeiro-RJ e H. onchocercum
Chitwood, 1932, em viperídeo da espécie Crotalus durissus terrificus, no Recife-PE (Vicente
et al., 1993). No estado do Pará Pinto et al. (2010) encontraram Hastospiculum sp., também
em C. durissus. Como o único nematódeo deste gênero encontrado em B. atrox é uma fêmea e
a ausência de espécimes machos impede a observação de caracteres importantes, não foi
possível fazer a comparação com as espécies conhecidas de Hastospiculum.
124
5.3.1 Nematódeos do gênero Serpentirhabdias Tkach, Kuzmin e Snyder, 2014
(Nematoda: Rhabdiasidae), parasitos do pulmão de Bothrops atrox
Segundo Kuzmin (2013), a família Rhabdiasidae possui dois gêneros com espécies
que parasitam serpentes, Acantorhabdias Pereira, 1927, e Rhabdias Stiles e Hassall, 1905. Os
helmintos encontrados no pulmão de Bothrops atrox se enquadram no gênero Rhabdias
devido: a estrutura simples da boca com uma abertura arredondada, vestíbulo pequeno e
cápsula bucal pouco desenvolvida em forma de taça; pelo formato claviforme do esôfago;
pela presença de ovos larvados e não larvados no útero, e a vulva localizada próximo ao meio
do corpo; e pela presença de uma inflação cuticular característica que recobre todo o corpo.
Estas características são baseadas nos adultos hermafroditas parasitos e são apresentadas
como diagnósticas do gênero em Vicente et al. (1993) e Anderson & Bain (2009b).
O gênero Rhabdias era tido como um grupo de nematódeos que parasitam anfíbios,
lagartos e serpentes. No entanto, dado a observação de diferenças morfológicas, de ciclo de
vida, e de relações filogenéticas, através de dados de biologia molecular, as 13 espécies que
eram encontradas parasitando serpentes foram realocadas no novo gênero Serpentirhabdias,
por Tkach, Kuzmin e Snyder (2014). Eles consideraram, por exemplo, que as espécies de
Rhabdias que parasitam serpentes possuiam um menor comprimento do esôfago em relação
ao tamanho do corpo, em proporção significativa; as glândulas excretoras bastante
proeminentes; uma inflação cuticular menos acentuada; um padrão diferente de lábios, sem
pseudolábios; ovos maiores e menos numerosos do que as espécies de Rhabdias que
parasitam anfíbios e lagartos; e um ciclo de vida que gera larvas infectantes heterogônias e
homogônias (chamado ciclo strongyloide), diferentemente das outras espécies de Rhabdias
(que possuem o ciclo chamado rhabdiasoide) (Kuzmin & Tkach, 2008; Kuzmin, 2013; Tkach
et al., 2014).
Sendo assim, também apresentando estas características diferenciais, os nematódeos
do pulmão de Bothrops atrox deste estudo são classificados no gênero Serpentirhabias Tkach,
Kuzmin e Snyder, 2014. Considerando mais uma espécie descrita para este grupo em 2014
Kuzmin et al., 2014), as 14 espécies de Serpentirhabdias já conhecidas são: S. fuscovenosa
(Railliet, 1899), S. agkistrodonis Sharpilo, 1976, S. elaphe Sharpilo, 1976, S. vibakari
Kuzmin, 1996, S. horigutii Yamaguti, 1943, S. kurilensis Sharpilo, 1976, e S. martinoi
Kurochkin & Gus’kov, 1963, em serpentes da região Paleartica (somente S. fuscovenosa
ocorre também na America); S. personi Kuzmin & Tkach, 2008, em serpentes da região
125
Australiana; S. eustreptos (McCallum, 1921), na região Neartica; e S. lamothei Martínez-
Salazar & León-Règagnon, 2006, S. labiata Pereira, 1927, S. velardi Pereira, 1928, S.
filicaudalis Barrella, Santos e Silva, 2010 e S. atracti Kuzmin, Melo e Santos, 2014, na região
Neotropical, sendo que estas quatro últimas espécies ocorrem em serpentes brasileiras. As
espécies deste gênero são diferenciadas entre si por características como: a presença ou
ausência de cápsula bucal, morfologia da cauda, comprimento das glândulas excretoras em
relação ao comprimento do esôfago, morfologia dos lábios, táxon do hospedeiro e localização
geográfica (Vicente et al., 1993; Martínez-Salazar & León-Règagnon, 2006; Kuzmin &
Tkach, 2008; Barrella et al., 2010; Kuzmin, 2013; Kuzmin et al., 2014).
Na análise dos nematódeos do gênero Serpentirhabdias parasitos de Bothrops atrox no
estado do Pará, as comparações morfológicas indicam que os espécimes das diferentes
populações encontradas pertencem a uma única espécie. Os parâmetros morfométricos de três
amostras representativas de espécimes destes parasitos estão demonstrados na Tabela 3: dois
grupos de espécimes encontrados na região metropolitana de Belém e um grupo de
nematódeos encontrados na FLONA de Caxiuanã. Foi observada variação principalmente no
comprimento do corpo, do esôfago, da cauda e dos ovos entre as amostras, porém através dos
cálculos das proporções corporais, percebe-se uma compatibilidade dos dados morfométricos.
Também nesta Tabela, a comparação entre os espécimes de Serpentirhabdias que já estavam
conservados em serpentes da Coleção Herpetológica do MPEG e os espécimes coletados a
fresco mostra que, no aspecto da morfometria, a proveniência do material já fixado na
Coleção não prejudica a obtenção de dados, havendo variações de medidas comuns entre as
diferentes amostras de nematódeos. Por outro lado, este método de obtenção de hospedeiros
interfere na morfologia natural das glândulas excretoras dos parasitos, como observado na
Figura 27.
As Serpentirhabdias deste estudo possuem uma cápsula bucal, semelhante a cinco
espécies da região paleártica: S. fuscovenosa, S. agkistrodonis, S. elaphe, S. kurilensis e S.
martinoi; e a três das espécies que parasitam serpentes no continente americano: S. eustreptos,
S. lamothei e S. filicaudalis. No entanto, S. agkistrodonis, S. lamothei e S. filicaudalis
possuem morfologia diversa dos espécimes parasitas de B. atrox, pois apresentam um espinho
cuticular na ponta da cauda, sendo que a espécie aqui estudada possui uma cauda simples,
afilada e curta. Em relação ao comprimento das glândulas excretoras, a espécie estudada
possui as glândulas mais compridas que o esôfago, assim como S. agkistrodonis, S. vibakari,
S. eustreptos e S. velardi. Destas, S. vibakari e S. velardi não possuem cápsula bucal e S.
agkistrodonis possui a cauda diferente da espécie em estudo (Pereira, 1927; 1928; Martínez-
126
Salazar & León-Règagnon, 2006; Kuzmin & Tkach, 2008; Barrella et al., 2010; Kuzmin,
2013).
A cauda cônica, relativamente curta e com a extremidade afilada, encontrada nos
nematódeos do pulmão de Bothrops atrox, é comum a S. eustreptos, S. velardi, S. elaphe, S.
vibakari e S. martinoi. Destas espécies, S. velardi e S. vibakari não possuem cápsula bucal e
S. elaphe e S. martinoi possuem proporções diferentes do tamanho da glândula excretora.
Sendo assim, por todos estes caracteres, a espécie que mais se assemelha a espécie em estudo
é Serpentirhabdias eustreptos. Porém, esta espécie tem como característica a porção posterior
do corpo naturalmente espiralada (Baker, 1978; Kuzmin et al., 2003), diferente da espécie em
estudo.
Considerando a localização geográfica, ao compararmos a espécie em estudo com as
outras quatro espécies de Serpentirhabdias brasileiras, a que mais se aproxima é S.
filicaudalis, pelo fato de ser a única que possui cápsula bucal, apesar da morfologia da cauda
ser diferente. Com exceção de S. atracti, as glândulas excretoras não são bem caracterizadas
nas descrições de espécies brasileiras. Em relação ao taxon do hospedeiro, somente S. labiata
ocorre em serpentes do gênero Bothrops, no entanto este nematódeo também não possui
cápsula bucal (Pereira, 1927; 1928; Barrela et al., 2010; Kuzmin et al., 2014).
Na Tabela 5, a seguir, estão apresentados os parâmetros morfométricos da
Serpentirhabdias de B. atrox e os parâmetros das espécies S. eustreptos e S. filicaudalis, para
uma melhor comparação.
127
Tabela 5 - Parâmetros morfométricos de nematódeos do gênero Serpentirhabdias
encontrados no pulmão de Bothrops atrox, no estado do Pará (baseados nas medidas de 11
espécimes coletados de serpentes da FLONA de Caxiuanã); de Serpentirhabdias eustreptos
(McCallum, 1921) (segundo Baker, 1978, e segundo Kuzmin, 2013); e de Serpentirhabdias
filicaudalis Barrella, Santos e Silva, 2010 (segundo Barrella et al., 2010).
Parâmetros
morfométricos
Serpentirhabdias sp.
parasita de B. atrox (baseado em 11 espécimes
da FLONA de Caxiuanã)
Serpentirhabdias eustreptos
(segundo Baker, 1978/
*segundo Kuzmin, 2013)
Serpentirhabdias
filicaudalis
(segundo Barrella et al., 2010)
comprimento total (mm) 4,25 ± 0,50
(3,41-4,82)mm
6,30 ± 0,77 (4,40-7,20)mm/
*4,24 ± --- (2,42-5,02)mm
4,94 ± 0,46
(3,89–5,83)mm
largura ao nível da
vulva(mm)
0,27 ± 0,04
(0,21-0,33)mm
**0,15 ± 0,02 (0,12-0,17)mm/
*0,19 ± --- (0,11-0,23)mm
0,19 ± 0,03
(0,13-0,26)mm
posição do anel nervoso 120,75 ± 11,24
(106,49-142,58)
***147 ± 12 (121-164)/
*140 ± --- (111-179)
142,60 ± 19,00
(105,60-176,60)
razão pos. anel nervoso/
comp. esofago
43,91 ± 4,09
(33,33-49,90)%
--- /
*48,50 ± - (41,3-58,0)%
49,80 ± 6,40
(36,90-61,10)%
comprimento do esôfago 276,03 ± 29,62
(245,45-285,71)
284 ± 14 (237-314)/
*288 ± --- (235-309)
285,80 ± 16,60
(250,60-316,10)
razão comp. esofago/
comp. do corpo
6,59 ± 1,12
(5,38-9,26)%
--- /
*6,90 ± --- (5,9-9,7)%
5,80 ± 0,60
(4,90-7,50)%
largura do bulbo 62,45 ± 4,20
(55,84-71.42)
69 ± 11 (57-90)
*64 ± --- (52-67)
57,50 ± 7,10
(47,80-71,90)
posição da vulva (mm) 2,01 ± 0,41
(1,46-2,96)mm
2,70 ± 0,20 (1,90-3,20)mm/
*1,94 ± --- (1,22-2,32)mm
2,83 ± 0,28
(1,69-2,83)mm
razão dist. vulva/
comp. do corpo
47,00 ± 7,78
(34,02-61,41)%
--- /
*45,8 ± --- (41,8-50,5)%
45,90 ± 3,50
(39,90-51,7)%
comprimento da cauda 145,28 ± 27,79
(88,31-203,90)
132 ± 22 (107-180)/
*149 ± --- (99-167)
195,9 ± 23,3
(145,20-262,2)
razão comp cauda/
comp do corpo
3,46 ± 0,78
(2,26-5,02)%
--- /
*3,5 ± --- (2,8-4,1)%
3,90 ± 0,50
(3,00-5,50)%
comprimento dos ovos
(media de 10)
65,53 ± 6,87
(55,91-78,18)
--- /
*--- ---
largura dos ovos (media
de 10)
30,55 ± 4,15
(27,40-30,51)
--- /
*--- ---
comprimento dos ovos
larvados (media de 10)
67,57 ± 6,59
(55,90-78,18)
97 ± --- (87-109)/
*---
68,80 ± 7,80
(55,20-86,20)
largura dos ovos
larvados (media de 10)
34,89 ± 7,82
(29,35-54,54)
49 ± --- (42-55)/
*---
39,90 ± 3,70
(31,00-50,40)
* - parâmetros morfométricos apresentados na revisão de Kuzmin, 2013, através das medidas obtidas de
exemplares diferentes da redescrição de Baker, em 1978
** - Baker (1978) obteve as medidas da largura do corpo na altura do bulbo do esôfago, e não na altura da vulva,
como os outros autores
*** - Baker (1978) obteve a distância do anel nervoso a partir da extremidade anterior do corpo, e não da
extremidade anterior do esôfago, como os outros autores
128
Os nematódeos do gênero Serpentirhabdias estudados se aproximam em diversos
parâmetros morfométricos de S. eustreptos e de S. filicaudalis. No entanto, existe mais um
caráter morfológico que diferencia estas duas espécies: ambas apresentam lábios na estrutura
bucal, enquanto que os nematódeos de pulmão de B. atrox deste trabalho não possuem estas
estruturas. Sendo assim, trata-se de uma nova espécie para o gênero.
Sumário taxonômico
Reino: Animalia
Filo: Nematoda
Classe: Secernentea
Ordem: Rhabditida
Família: Rhabdiasidae Railliet, 1915
Gênero: Serpentirhabdias Tkach, Kuzmin e Snyder, 2014
Espécie: Serpentirhabdias n. sp.
Localidade: Belém do Pará e FLONA de Caxiuanã (Melgaço-PA)
Sítio de infecção: pulmão
Nematódeos do Gênero Serpentirhabdias possuem ciclo monoxênico. Os ovos
larvados dos parasitos, liberados nas fezes dos hospedeiros, eclodem no solo e as larvas, após
passarem por alguns estágios, podem dar origem diretamente às larvas infectantes parasitas
(geração de larvas homogônias) ou irão evoluir à fase de machos e fêmeas de vida livre. Os
filhos desta geração de vida livre darão também origem a larvas infectantes (larvas
heterogônias). A infecção no hospedeiro vertebrado ocorre quando larvas filarioides L3
infectantes (homogonias ou heterogonias) realizam penetração cultânea ou entram por via
oral. Após diversas fases de desenvolvimento estas larvas parasitas atingem o pulmão e se
tornam adultos hermafroditos (Kuzmin, 2013).
A nova espécie descrita ocorre no pulmão de Bothrops atrox em duas localidades da
Amazônia Oriental, o que demonstra a ocorrência deste ciclo em dois ambientes diferentes.
Rossellini (2007), baseado em outros trabalhos, afirma que helmintos que utilizam ciclo de
vida direto como estratégia parecem se adaptar muito bem a répteis hospedeiros. Outro
aspecto importante sobre a distribuição de helmintos do gênero Serpentirhabdias no Brasil, é
que entre as outras quatro espécies já descritas para o território brasileiro somente
Serpentirhabdias atracti ocorre na região amazônica, na FLONA de Caxiuanã, sendo esta
parasita de uma serpente da Família Dipsadidae (Pereira, 1927; 1928; Greco et al., 2004;
Barrela et al., 2010; Kuzmin et al., 2014).
129
5.4 CONSIDERAÇÕES FINAIS
Como foi demonstrado até aqui, neste levantamento de helmintofauna pelo menos 12
espécies diferentes de endoparasitos foram encontradas no hospedeiro Bothrops atrox, sendo
que uma delas, Serpentirhabdias n. sp., se trata de uma nova espécie de nematódeo. Num
estudo feito por Jiménez-Ruiz et al. (2002) são citados diversos aspectos que podem
influenciar na composição e abundância da helmintofauna de serpentes. A própria fisiologia e
hábitos alimentares do hospedeiro, por exemplo, podem ser fatores determinantes. No caso da
jararaca da Amazônia, o seu hábito generalista provavelmente contribui para a grande
variedade de helmintos parasitos encontrados. No Quadro 3, a seguir, estão apresentados
acantocéfalos, trematódeos, cestódeos e nematódeos que parasitam esta serpente na Amazônia
Oriental.
130
Quadro 3 - Helmintos encontrados em espécimes de Bothrops atrox provenientes de Belém
do Pará e da FLONA de Caxiuanã (áreas do município de Melgaço e de Portel, Pará),
discriminados a nível de Família (no caso das larvas), gênero ou espécie. Em cada sítio de
infecção o número de parasitos encontrados é informado por localidade e também é
informado o número de serpentes infectadas. Os helmintos, em um determinado tipo de sítio
de infecção, que estão em destaque, pela cor da célula do quadro, significam as ocorrências
exclusivas de uma determinada área de coleta.
Sitio de infecção Helminto
Nº total de parasitos /
Nº de serpentes parasitadas (de um total de 11 hospedeiros)
Belém - Pará FLONA de
Caxiuanã
pulmão Serpentirhabdias n. sp. 21/4 39/6
estômago e
esôfago
Sticholecitha serpentis 29/3 330/5
Kalicephalus sp. - 14/2
Larva de physalopterídeo
(Thubuneinae) - 1/1
Physalopterídeo adulto
(Physalopterinae) - 1/1
intestino
Oxyascaris sp. 29/3
Cosmocerca sp. 3/2 1/1
Kalicephalus sp. 1/1 7/2
Larvas de
physalopterídeos 3/2
Ophiotaenia sp. 1/1 17/5
Crepidobothrium sp. 6/1
Centrorhynchídeos 15/5 2/2
ductos urinários Styphlodora sp. 15/3 -
cavidade
celomática
Centrorhynchídeos
(encistados) nq/9 nq/8
Hastospiculum sp. - 1/1
Larvas de nematódeos - 2/2
nq = não quantificados
Em relação ao conhecimento sobre a helmintofauna de serpentes do gênero Bothrops
no Brasil, no Quadro 1 observa-se que entre as nove espécies, além de Bothrops atrox, já
citadas em pesquisas helmintológicas, Bothrops jararaca é a que possui mais helmintos
descritos, cerca de 18 espécies diferentes conhecidas. Tanto esta espécie quanto as outras oito
espécies de Bothrops citadas são serpentes típicas das outras regiões do território brasileiro e
não da região amazônica. Sobre outras espécies amazônicas deste gênero, como Bothrops
billineatus e B. taeniatus não há nenhum registro de helmintos parasitos na literatura.
Voltando-nos, de forma mais abrangente, para as outras serpentes da Família Viperidade no
131
Brasil, vemos que nas revisões de helmintos brasileiros a serpente de helmintofauna mais
conhecida é Crotalus durissus terrificus, que apesar de não ser típica da Amazônia, já teve
ocorrência de helmintos registrada no Estado do Pará, como mostra Pinto et al. (2010). Já
Lachesis muta, que ocorre abundantemente nesta região, não tem helmintos conhecidos
(Rosselline, 2007).
Vários dos helmintos encontrados ocorreram em ambas às localidades de coleta, mas
houveram muitos parasitos que só foram coletados em serpentes de Belém-PA ou da FLONA
de Caxiuanã (Portel-Pa e Melgaço-Pa), como pode ser observado no Quadro 3. O ambiente
em que o hospedeiro habita também tem grande influência na riqueza e abundância de
espécies de parasitos em répteis e anfíbios. No trabalho de Jiménez-Ruiz et al. (2002),
observa-se que a estabilidade de um determinado ambiente pode influenciar positivamente a
diversidade de helmintos parasitos, tanto aqueles de ciclo direto quanto aqueles que utilizam
hospedeiros intermediários. No mesmo estudo, se destaca a influência da ação antrópica no
ambiente como um fator importante para a estrutura dessas comunidades de helmintos, à
medida que geram diminuição na população de hospedeiros intermediários ou mesmo a
proliferação desequilibrada de alguns deles, por exemplo.
No caso do presente trabalho, além da diferença de composição de espécies de
hospedeiros intermediários (como artrópodas, anfíbios e répteis) que pode naturalmente haver
entre a região do município de Belém e da FLONA de Caxiuanã, fatores ambientais diversos
e a ação antrópica em diferentes dinâmicas entre as duas áreas de coleta devem influenciar nas
espécies de presas que B. atrox encontra e a quais ciclos de vida parasitários esta serpente vai
estar exposta. Para esclarecer estes aspectos outros estudos são necessários a partir dos dados
obtidos neste trabalho.
Além de contribuir para o conhecimento da biodiversidade e da ecologia parasitária,
os dados obtidos sobre a composição da helmintofauna de Bothrops atrox é o primeiro passo
para melhor entender os aspectos da relação parasito-hospedeiro. Um destes aspectos é a
patogenicidade que as infecções helmínticas podem trazer. Sobre este ponto, em 2004, Grego
et al. mostraram que espécimes de Serpentirhabdias velardi, Kalicephalus inermis e
Ophidascaris sp. podem causar pneumonia intersticial e congestão no pulmão, diferentes
graus de enterites e de gastrites em serpentes da espécie Bothrops jararaca, tanto em
hospedeiros selvagens quanto, de forma mais grave, nos hospedeiros cativos em serpentários.
Sendo assim o conhecimento dos parasitos de Bothrops atrox ajuda no manejo desta serpente
em cativeiro.
132
6 CONCLUSÕES
1. A helmintofauna de Bothrops atrox é composta por:
(a) acantocéfalos da Família Centrorhynchidae, cestódeos do gênero Ophiotaenia,
trematódeos da espécie Sticholecita serpentis, nematódeos da Família
Physalopteridae, nematódeos dos gêneros Kalicephalus e Cosmocerca e
nematódeos da espécie Serpentirhabdias n. sp. – ocorrendo tanto na
metropolitana de Belém como na FLONA de Caxiuanã;
(b) trematódeos do gênero Styphlodora e nematódeos do gênero Oxyascaris –
ocorrendo somente na região metropolitana de Belém;
(c) cestódeos do gênero Crepidobothrium e nematódeo do gênero Hastospiculum –
ocorrendo somente na FLONA de Caxiuanã.
2. Os nematódeos da Família Physalopteridae, as espécies dos gêneros Oxyascaris,
Cosmocerca, Crepidobothrium, Styphlodora e Hastospiculum, os trematódeos da
espécie Sthicolecitha serpentis e os nematódeos da espécie Serpentirhabdias n. sp. são
novas ocorrências de parasitos para o hospedeiro Bothrops atrox.
3. Os dados obtidos pela técnica de microscopia eletrônica de varredura são novos para a
caracterização da espécie Sticholecita serpentis.
4. Serpentihabdias n. sp. é uma nova espécie de nematódeo, sendo a primeira deste
gênero a ser descrita em Bothrops atrox na região amazônica
5. Os helmintos encontrados em Bothrops atrox constituem dados novos para o
conhecimento da helmintofauna parasitária de viperídeos da região amazônica
brasileira, sendo que esta serpente é a que mais possui helmintos conhecidos nesta
região.
6. A obtenção de helmintos a partir de coleções zoológicas, já fixados no interior dos
órgãos dos hospedeiros depositados, pode trazer dificuldades no trabalho com os
platelmintos e causar danos em algumas estruturas dos nematódeos. Também não foi
possível calcular seguramente valores de prevalência das infecções helmínticas pelas
condições em que se encontravam alguns órgãos cavitários dos hospedeiros. Ainda
assim, com as técnicas utilizadas neste trabalho, foi possível a obtenção de dados
morfológicos e morfométricos dos parasitos de Bothrops atrox, e assim a descrição, de
maneira geral, da sua helmintofauna, o que demonstra a grande contribuição que
133
utilização de hospedeiros de coleções zoológicas pode trazer para o conhecimento dos
helmintos que parasitam animais sivestres.
134
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALAVA, J. J. & AGUIRRE, W. E. Scanning electron microscopy of Neoechinorhynchus sp.
(Acanthocephala: Neoechinorhynchidae), a possible new species of intestinal parasite of
the Tallfin croaker. Parasitologia Latinoamericana 60: 48 - 53, 2005.
ALBAGLI, S. Amazônia: fronteira geopolítica da biodiversidade. Parcerias Estratégicas
(12): 5-19, 2001.
AMATO, J. F. R.; AMATO, S. B.; ARAÚJO, P. B. e QUADROS, A. F. First report of
pigmentation dystrophy in terrestrial isopods, Atlantoscia floridana (van Name) (Isopoda,
Oniscidea) induced by larval acanthocephalans. Revista Brasileira de Zoologia 20: 711-
716. 2003.
AMATO, J. F. R., WALTER, A. B. e AMATO, S. B. Protocolo para Laboratório. Coleta e
Processamento de Parasitas do Pescado, 1º ed. Imprensa Universitária, UFRJ, Rio de
Janeiro, p. 81. 1991.
AMIN, O. M. Classification. In: Crompton, D. W. T. e Nickol, B. B. (eds.). Biology of the
Acanthocephala. Cambridge, Cambridge University Press, XI+ p.27-72. 1985.
AMIN, O. M. Key to the Families and Subfamilies of Acanthocephala, with the Erection of a
New Class (Polyacanthocephala) and a New Order (Polyacanthorhynchida). The Journal
of Parasitology 73(6): 1216-1219. 1987.
AMIN, O. M. Classification of the Acanthocephala. Folia Parasitologica 60(4): 273–305.
2013.
AMIN, O. M.; HA, N. V. & HECKMANN, R. A. New and already known acanthocephalans
from amphibians and reptiles in Vietnam, with keys to species of Pseudoacanthocephalus
Petrochenko, 1956 (Echinorhynchidae) and Sphaerechinorhynchus Johnston and Deland,
1929 (Plagiorhynchidae). The Journal of Parasitology 94(1): 181-9. 2008.
ANDERSON, R. C. & BAIN, O. Enoplida. In: Anderson, R. C.; Chabaud A. G. e Willmott,
S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates. Archival Volume. CAB
International, Wallingford (UK). p. 18-29. 2009a.
ANDERSON, R. C. & BAIN, O. Rhabditida. In: Anderson, R. C.; Chabaud A. G. e Willmott,
S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates. Archival Volume. CAB
International, Wallingford (UK). 30-43. 2009b.
ANDERSON, R. C. & BAIN, O. Spirurida. Diplotriaenoidea. Aproctoidea. Filarioidea. In:
Anderson, R. C.; Chabaud A. G. e Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of
Vertebrates. Archival Volume. CAB International, Wallingford (UK). 391-448. 2009c.
ANDERSON, R. C.; CHABAUD A. G. e WILLMOTT, S. Keys to the Nematode Parasites
of Vertebrates. Archival Volume. CAB International, Wallingford (UK), 463 pp. 2009.
ÁVILA, R. W. & SILVA, R. J. Checklist of helminths from lizards and amphisbaenians
135
(Reptilia, Squamata) of South America. The Journal of Venomous Animals and
Toxins including Tropical Diseases 16(4): 543-572. 2010.
BAKER, M. R. Morphology and taxonomy of Rhabdias spp. (Nematoda: Rhabdiasidae) from
reptiles and amphibians of southern Ontario. Can. J. Zool. 56: 2127-2141. 1978.
BARRELLA, T. H.; SANTOS, K. R. e SILVA, R.J. Rhabdias filicaudalis n. sp. (Nematoda:
Rhabdiasidae) from the snake Spilotes pullatus (Serpentes: Colubridae) in Brazil.
Journal of Helminthology 84, 292–296. 2010.
BARRELLA, T. H. & SILVA, R.J. Digenetic trematodes infection in a Bothrops moojeni
(Viperidae) population from a fauna recue in Porto Primavera, São Paulo State. Arq.
Bras. Med. Vet. Zootec. 55(2). 2003.
BELÉM: Secretaria Municipal de Coordenação Geral do Planejamento e Gestão (SEGEP).
ANUÁRIO ESTATÍSTICO DO MUNICÍPIO DE BELÉM, v. 17, p. 456 . 2012.
BERNARDE, P.S. & ABE, A.S. A snake community at Espigão do Oeste, Rondônia,
Southwestern Amazon, Brazil. South Am. J. Herpetol. 1(2):102-113. 2006.
BERNARDE, P.S.; ALBUQUERQUE, S.; BARROS, T.O. e TURCI, L.C.B. Serpentes do
estado de Rondônia, Brasil. Biota Neotropica 12(3): 1-29. 2012.
BÉRNILS, R.S. & COSTA, H.C. Répteis Brasileiros: Lista de espécies. Versão 2012.1.
Documento eletrônico, disponível em: http://www.sbherpetologia.org.br/. Sociedade
Brasileira de Herpetologia. Acessado em fevereiro de 2014. 2012.
BOLETTE, D. P. First record of Pachysentis canicola (Acanthocephala:
Oligacanthorhynchida) and the occurrence of Mesocestoides sp. tetrathyridia
(Cestoidea:Cyclophyllidea) in the western diamondback rattlesnake, Crotalus atrox
(Serpentes:Viperidae). The Journal of Parasitology 83(4): 751-2.1997.
BONGERS, T. & FERRIS, H. Nematode community structure as a bioindicator in
environmental monitoring. Tree 14 (6): 224-228. 1999.
BRASIL, Ministério da Saúde (MS). Manual de diagnóstico e tratamento dos acidentes
por animais peçonhentos. Brasília: Fundação Nacional de Saúde (FUNASA), 119 p.
2001.
BRASIL. Ministério do Meio Ambiente (MMA). Biodiversidade brasileira: Avaliação e
identificação de áreas e ações prioritárias para conservação, utilização sustentável e
repartição dos benefícios da biodiversidade nos biomas brasileiros. Brasília:
MMA/SBF, p. 404. 2002.
BRAY, R. A.; GIBSON, D. I. e JONES, A. Keys to the Trematoda. Vol. 3. CABI
Publishing, Wallingford, UK and the Natural History Museum, London, 824 pp. 2008.
BROOKS, D. R. & HOBERG, E.P. Triage for the biosphere: the need and rationale for
taxonomic inventories and phylogenetic studies of parasites. Comparative Parasitology
67:1–25. 2000.
136
BURSEY, C. R. & BROOKS, D. R. Nematode Parasites of Costa Rican Snakes (Serpentes)
with Description of a New Species of Abbreviata (Physalopteridae). Comparative
Parasitology 78(2): 333-358. 2011.
BURSEY, C. R. & GOLDBERG, S. R. Cosmocerca vrcibradici n. sp. (Ascaridida:
Cosmocercidae), Oswaldocruzia vitti n. sp. (Strongylida: Molineoidae), and other
helminths from Prionodactylus eigenmanni and Prionodactylus oshaughnessyi (Sauria:
Gymnophthalmidae) from Brazil and Ecuador. Journal of Parasitology 90(1): 140-145.
2004.
BURSEY, C. R. & GOLDBERG, S. R. A new species of Oxyascaris (Nematoda,
Cosmocercidae) in the Costa Rica brook frog, Duellmanohyla uranochroa (Anura,
Hylidae). Acta Parasitologica 52(1), 58–61. 2007.
BUSH, B. M. Amazonian speciation: a necessary complex model. Journal of Biogeography
21: 5-17. 1994.
CHABAUD, A. G. Ascaridida. Cosmocercoidea. Seuratoidea. Heterakoidea. In: Anderson, R.
C.; Chabaud A. G. e Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates.
Archival Volume. CAB International, Wallingford (UK). 248-308. 2009a.
CHABAUD, A. G. Spirurida. Camallanoidea. Dracunculoidea. Gnathostomatoidea.
Physalopteroidea. Rictularioidea. Thelazioidea. In: Anderson, R. C.; Chabaud A. G. e
Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates. Archival Volume. CAB
International, Wallingford (UK). 334-360. 2009b.
CHABAUD, A. G. Spirurida. Spiruroidea. Habronematoidea. Acuarioidea. In: Anderson, R.
C.; Chabaud A. G. e Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates.
Archival Volume. CAB International, Wallingford (UK). 361-390. 2009c.
CHITWOOD, B . G. Some nematodes of the superfamily Rhabditoidea as parasites of reptiles
and amphibians. J. Wash. Acad. Science 23: 508-520. 1933.
CHOI, C.; LEE, H.; GO, J.; PARK, Y.; CHAI, J. e SEO, M. Extraintestinal Migration of
Centrorhynchus sp. (Acanthocephala: Centrorhynchidae) in Experimentally Infected
Rats. Korean J. Parasitol. 48(2): 139-143. 2010.
CORREA, A. A. S. Fauna de trematódeos parasitos de ofídios da área geográfica
Brasileira. Dissertação (Mestrado em Parasitologia). São Paulo, Instituto de Ciências
Biomédicas, Universidade de São Paulo. 1980.
DE CHAMBRIER, A; AMMANN, M e SCHOLZ, T. First species of Ophiotaenia (Cestoda:
Proteocephalidea) from Madagascar: O. georgievi sp. n., a parasite of the endemic snake
Leioheterodon geayi (Colubridae). Folia Parasitologica 57(3): 197-205. 2010.
DE CHAMBRIER, A.; D’ALESSIO, M. L. e CORRÊA, F. M. Redescription de
Proteocephalus jarara (Fuhrmann, 1927) (Cestoda: Proteocephalidae) parasite de
Bothrops alternatus (Viperidae) au Brésil. Rev. Suisse Zool. 98: 15-32. 1991.
DE CHAMBRIER, S. & DE CHAMBRIER, A. Two new genera and two new species of
proteocephalidean tapeworms (Eucestoda) from reptiles and amphibians in Australia.
Folia Parasitologica 57(4): 263–279. 2010.
137
DE CHAMBRIER, A & SCHOLZ, T. A new species of Australotaenia (Cestoda:
Proteocephalidea) from a snake in Cambodia: host switching or postcyclic parasitism in a
distant region? Folia Parasitologica 59(4): 279–286. 2012.
DOS ANJOS, L. A. Herpetoparasitology in Brazil: What we know about endoparasites, how
much we still do not know. Neotropical Helminthology 5(2), 107-111. 2011.
DURETTE-DESSET, M. Strongylida. Trichostrongiloidea. In: Anderson, R. C.; Chabaud A.
G. e Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates. Archival Volume.
CAB International, Wallingford (UK). 110-177. 2009.
DURETTE-DESSET, M.C.; ALVES DOS ANJOS, L. e VRCIBRADIC, D. Three new
species of the Genus Oswaldocruzia Travassos, 1917 (Nematoda: Trichostrongylina,
Molineoidea) parasites of Enyalius spp. (Iguanidae) from Brazil. Parasite 13: 115-125.
2006.
DYER, W. G. Cestodes of Some Ecuadorian Amphibians and Reptiles. Proc. Helminthol.
Soc. Wash. 53(2): 182-183. 1986.
ELSEA, J. R. Observations on the Morphology and Biology of Longibucca eptesica N. Sp.
(Nematoda: Cylindrocorporidae) Parasitic in the Bat. Proceedings of the
Helminthological Society of Washington 20(3): 65-76. 1953.
ENDANG PURWANINGSIH & MUMPUNI. New host and locality records of snake
intestinal nematode Kalicephalus spp. in Indonesia. Asian Pacific Journal of Tropical
Biomedicine 1(2): 121-123. 2011.
FABIO, S. P. & ROLAS, F. J. T. Sobre alguns helmintos parasitos de Dryadophis bifossatus
Raddi. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 72(1/2): 49-53. 1974.
FROTA, J. G.; SANTOS-JR, A. P.; CHALKIDIS, H. M.; GUEDES, A. G. As Serpentes da
Região do Baixo Rio Amazonas, Oeste do Estado do Pará, Brasil (Squamata).
Biociências, Porto Alegre 13(2): 211-220. 2005.
GIBSON, D. I.; JONES, A. e BRAY, R. A. Keys to the Trematoda. Vol. 1. CABI
Publishing, Wallingford, UK and the Natural History Museum, London, 544 pp. 2002.
GOLDBERG, S. R. & BURSEY, C. R. Coelomic helminths of five colubrid snake species
(Serpentes, Colubridae) from Costa Rica. Phyllomedusa 6(1): 69-72. 2007.
GREGO, K. F.; GARDINER, C. H. e CATÃO-DIAS, J. L. Comparative pathology of
parasitic infections in free-ranging and captive pit vipers (Bothrops jararaca).
Veterinary Record 154: 559-562. 2004.
GUERRERO, R. Two new species of Oswaldocruzia (Nematoda: Trichostrongylina:
Molineoidea) parasites of the cane toad Rhinella marina (Amphibia: Anura) from Peru.
Acta Parasitologica 58(1): 30-36. 2013.
HARTWICH, G. Ascaridida. Ascaridoidea. In: Anderson, R. C.; Chabaud A. G. e Willmott,
S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates. Archival Volume. CAB
International, Wallingford (UK). 309-323. 2009.
138
HASEMANA, K. L. F. & CARVALHO, C. J. B. Padrões de distribuição da biodiversidade
Amazônica: um ponto de vista evolutivo. Revista da Biologia (Vol. Esp. Biogeografia):
35-40. 2011.
HICKMAN, J. L. Two new Cestodes (Genus Oochoristica) one from the lizard, Egernia
whitii, the other from the bat, Nyctophilus geoffroyi. Papers and Proceedings of the
Royal Society of Tasmania 88: 82-104. 1954.
HICKMAN, C. P. & ROBERTS, L. S. Animal Diversity. Wm. C. Brown, Dubuque, IA.
1994.
HOBERG, E. P. Foundations for an Integrative Parasitology: Collections, Archives, and
Biodiversity. Comparative Parasitology 69 (2): 124-131, 2002.
ICM-BIO, Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade. Disponível em:
http://www.icmbio.gov.br/portal/biodiversidade/unidades-de-conservacao/biomas-
brasileiros/amazonia/unidades-de-conservacao-amazonia/1928-flona-de-caxiuana.html.
Acesso em 15/02/2014.
JACOBSON, E. R. Infectious diseases and pathology of reptiles : color atlas and text.
CRC Press, Taylor & Francis Group, United States of America. 716 p. 2007.
JIMÉNEZ-RUIZ, F. A.; GARCÍA-PRIETO, L.; PÉREZ-PONCE DE LEÓN, G. Helminth
infracommunity structure of the sympatric garter snakes Thamnophis eques and
Thamnophis melanogaster from the mesa central of Mexico. Journal of Parasitology 88
(3): pp. 454–460, 2002.
JONES, A.; BRAY, R. A. e GIBSON, D. I. Keys to the Trematoda. Vol. 2. CABI
Publishing, Wallingford, UK and the Natural History Museum, London, 768 pp. 2005.
KHALIL, L.F.; JONES, A. e BRAY, R.A. (Ed). Keys to the cestode parasites of
vertebrates. Wallingford, Oxon, CAB International. 768 pp. 1994.
KUZMIN, Y. Review of Rhabdiasidae (Nematoda) from the Holarctic. Monograph. Zootaxa
3639(1): 01–76. 2013.
KUZMIN, Y.; MELO, F. T. V. e SANTOS, J. N. A new species of Serpentirhabdias Tkach,
Kuzmin & Snyder, 2014 (Nematoda: Rhabdiasidae) parasitic in the brown ground snake
Atractus major Boulenger (Reptilia: Serpentes: Dipsadidae) in Brazil. Systematic
Parasitology 89: 101–106. 2014.
KUZMIN, Y. & TKACH, V. V. Rhabdias pearsoni sp. n. (Nematoda, Rhabdiasidae) from
keelback, Tropidonophis mairii (Reptilia, Colubridae) in Australia. Vestnik zoologii
42(6): 95-100. 2008.
KUZMIN, Y.; TKACH, V. V. e SNYDER, S. D. The Nematode Genus Rhabdias (Nematoda:
Rhabdiasidae) from Amphibians and Reptiles of the Nearctic. Comparative
Parasitology 70(2): 101-114. 2003.
LENIS, C.; ARREDONDO, J. C.; CALLE, J. I. Ochetosoma heterocoelium (Digenea:
Plagiorchiidae) en ofidios de Colombia. Revista Mexicana de Biodiversidad 80: 603-
609, 2009.
139
LICHTENFELS, J. R. Strongylida. Diaphanocephaloidea. Ancylostomatoidea. In: Anderson,
R. C.; Chabaud A. G. e Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates.
Archival Volume. CAB International, Wallingford (UK). 44-68. 2009.
LIRA-DA-SILVA, R. M.; MISE, Y. F., CASAIS-E-SILVA, L. L.; ULLOA, J.; HAMDAN,
B.; BRAZIL, T. K. Serpentes de Importância Médica do Nordeste do Brasil. Gazeta
Médica da Bahia 79: 7-20, 2009.
LYMBERY, A.J. Parasites and ecosystem health. International Journal for Parasitology 35
(7): 703, 2005.
MACEDO-BERNARDE, L.C. & BERNARDE, P.S. Bothrops atrox (Common Lancehead).
Diet. Herpetol. Rev. 36(4):456. 2005.
MARTÍNEZ-SALAZAR, E. A. & LEÓN-RÈGAGNON, V. Rhabdias lamothei n. sp.
(Nematoda: Rhabdiasidae) from Leptodeira maculata (Colubridae) in Mexico, including
new records of R. fuscovenosa (Railliet, 1899) Goodey, 1924. Zootaxa 1257: 27-48.
2006.
MARTINS, M.; ARAUJO, M. S.; SAWAYA, R. J. e NUNES, R. Diversity and evolution of
macrohabitat use, body size and morphology in a monophyletic group of Neotropical
pitvipers (Bothrops). J. Zool., Lond. 254, 529-538. 2001.
MARTINS, M. & GORDO, M.. Bothrops atrox (Common Lancehead). Diet. Herp. Rev.
24:151-152. 1993.
MARTINS, M.; MARQUES, O. A. V.; SAZIMA, I. Ecological and Phylogenetic Correlates
of Feeding Habits in Neotropical Pitvipers of the Genus Bothrops. The Journal of
Venomous Animals and Toxins including Tropical Diseases 9 (2): 319, 2003.
MARTINS, M.; OLIVEIRA M.E. Natural history of snakes in forests of the Manaus region,
Central Amazonia, Brazil. Herpetological Natural History 6:78-150, 1999.
MASCHIO, G. F. História Natural E Ecologia das Serpentes da Floresta Nacional de
Caxiuanã e Áreas Adjacentes, Pará, Brasil. Tese de Doutorado. Curso de Pós-
Graduação em Zoologia, convênio Museu Paraense Emílio Goeldi e Universidade
Federal do Pará. 2008.
MC ALLISTER, C. T.; BURSEY, C. R.; FREED, P. S. Helminth Parasites of Selected
Amphibians and Reptiles from the Republic of Ecuador. Comparative Parasitology
77(1): 52–66, 2010.
MELLO, E. M. Endo e ectoparasitos de serpentes Crotalus durissus Linnaeus, 1758
(Viperidae) de algumas localidades de Minas Gerais. Dissertação de Mestrado.
Programa de Pós-graduação em Parasitologia, Universidade Federal de Minas Gerais.
127 pp. 2013.
MIZANI, N. C.; COGO, J. C.; CAMPOS-VELHO, N. M. R. Análise Parasitológica em Fezes
de Serpentes Recebidas pelo Serpentário do Centro de Estudos da Natureza – São José
Dos Campos. In: IX Encontro Latino Americano de Iniciação Científica e V
Encontro Latino Americano de Pós-Graduação, 2006, São José dos Campos,
Programas e Resumos, São José dos Campos: Univap, vol.1. 2006.
140
MORAVEC, F.; JUSTINE, J. e RIGBY, M. C. Some camallanid nematodes from marine
perciform fishes off New Caledonia. Folia Parasitologica 53: 223-239. 2006.
MORAVEC, F. & SANTOS, C. P. Dracunculus brasiliensis sp. n. (Nematoda:
Dracunculidae) from the anaconda, Eunectes murinus (Ophidia: Boidae). Parasitol. Res.
104(3): 589-592. 2009.
MPEG, Museu Paraense Emílio Goeldi. Disponível em: http://www.museu-goeldi.br/. Acesso
em 15/02/2014.
MULDER, E. & SMALES, L. R. Dioctowittus hughjonesi sp. n. (Nematoda: Cystoopsidae)
from Liasis fuscus (Peters, 1873) (Serpentes: Boidae) from the Northern Territory
and Morelia amethistina (Schneider, 1802) from Queensland, Australia. Transactions of
the Royal Society of South Australia 130(2): 233-238. 2006.
NUNES, S. F. Dieta e Biologia Reprodutiva da Cruzeira, Bothrops Alternatus (Serpentes
– Viperidae), na Região Sul do Brasil. Dissertação (Mestrado em Ciências Biológicas).
Santa Maria, Universidade Federal de Santa Maria, 2006.
OLIVEIRA, M. E. E. S. História Natural de Jararacas Brasileiras do Grupo Bothrops
atrox (Serpentes: Viperidae). Tese de Doutorado. Instituto de Biocências, Universidade
do Estado de São Paulo, Rio Claro-SP. 123 p. 2003.
PEREIRA, C. Fauna helminthologica dos ophideos Brasileiros. Boletim Biologico de São
Paulo 10: 179–185. 1927.
PEREIRA, C. Fauna helminthologica dos ophideos Brasileiros (2º). Boletim Biologico de
São Paulo 11, 13–22. 1928.
PETTER, A. J. & QUENTIN, J. Oxyurida. In: Anderson, R. C.; Chabaud A. G. e Willmott, S.
Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates. Archival Volume. CAB International,
Wallingford (UK). 218-247. 2009.
PFAFFENBERGER, G. S; JORGENSEN, N. M. e WOODY, D. D. Parasites of Prairie
Rattlesnakes (Crotalus viridis viridis) and Gopher Snakes (Pituophis melanoleucus sayi)
from the Eastern High Plains of New Mexico. Journal of Wildlife Diseases 25(2): 305-
306. 1989.
PINTO, R. M.; MUNIZ-PEREIRA, L. C.; PANIZZUTTI, M. M. H. e NORONHA, D.
Nematode parasites of the neotropical rattlesnake, Crotalus durissus linnaeus, 1758
(Ophidia, viperidae) from Brazil: new records and general aspects. Neotropical
Helminthology 4(2): 137-147. 2010.
PINTO, H. A.; MATI, V. L. T. e MELO, A. L. New Hosts and Localities for Trematodes of
Snakes (Reptilia: Squamata) from Minas Gerais State, Southeastern Brazil. Comparative
Parasitology, 79(2): 238-246. 2012.
PIZZATTO, L. & MADI, R. R. Micrurus coralinus (coral snake). Endoparasites.
Herpetological Review 33(3): p. 215. 2002.
PRUDENTE, A. L. C. Diagnóstico das coleções brasileiras de répteis. In Coleções biológicas
de apoio ao inventário, uso sustentável e conservação da biodiversidade. Peixoto, A.
141
L. (Org.). Rio de Janeiro, Instituto de Pesquisas Jardim Botânico do Rio de Janeiro, p.
183-198. 2003.
PRUDENTE, A. L. C.; MASCHIO, G. F.; SANTOS-COSTA, M. C.; FEITOSA, D. T.
Serpentes da Bacia Petrolífera de Urucu, Município de Coari, Amazonas, Brasil. Acta
Amazonica 40(2): 381 – 386. 2010.
PRUDHOE, S. Some roundworms and flatworms from the West Indies and Surinam. III –
Trematodes. Linnean Society of London (Zoology) 41: 415-419. 1949.
REGO, A. A. & IVANOV, V. Pseudocrepidobothrium eirasi (Rego and de Chambrier, 1995)
gen. n. and comb. nov. (Cestoda, Proteocephalidea), parasite of a South American
freshwater fish, and comparative cladistic analysis with Crepidobothrium spp. Acta
Scientiarum 23(2): 363-367. 2001.
REGO, A. A. & SCHÄFFER, G. V. Sparganose em alguns vertebrados do Brasil. Problemas
na identificação das espécies de Luheella (Spirometra). Memórias do Instituto Oswaldo
Cruz 87(1), 213-216. 1992.
RICHINI-PEREIRA, V.B.; GRIESE, J.; BOSCO, S.M.G.; SILVA, R.J.; BAGAGLI, E. Road-
killed wild animals: use in molecular eco-epidemiology of fungal pathogens. The
Journal of Venomous Animals and Toxins including Tropical Diseases 12 (4): 674.
2006.
ROBERTS, L. S. & JANOVY JR, J. Gerald D. Schmidt & Larry S. Roberts' Foundations
of Parasitology. 8 ed. Nova Iorque: McGraw-Hill Higher Education. 701 p. 2009.
ROSSELLINI, M. Caracterização da helmintofauna de Helicops leopardinus (Serpentes,
Colubridae) do Pantanal Sul, Mato Grosso do Sul. Dissertação (Mestrado em Biologia
Geral e Aplicada). Botucatu, Universidade Estadual Paulista, Instituto de Biociências de
Botucatu. 54p. 2007.
SANTOS, C. P.; GIBSON, D. I.; TAVARES, L. E. R. e LUQUE, J. L. Checklist of
Acanthocephala associated with the fishes of Brazil. Zootaxa 1938. Magnolia Press. 1–
22. 2008.
SANTOS, V. G. T. & AMATO, S. B. Rhinella fernandezae (Anura, Bufonidae) a paratenic
host of Centrorhynchus sp. (Acanthocephala, Centrorhynchidae) in Brazil. Revista
Mexicana de Biodiversidad 81: 53- 56. 2010.
SANTOS, J. C. & ROLAS, F. J. T. Sobre alguns cestóides de Bothrops e de Liophis miliaris.
Atas Soc. Biol. RJ 17(1): 35-40. 1973.
SCHMIDT, G. D. Development and life cycles. In: Crompton, D. W. T. e Nickol, B. B.
(eds.). Biology of the Acanthocephala. Cambridge, Cambridge University Press, XI+p.
273-305. 1985.
SCHMIDT, G. D. CRC Handbook of tapeworm identification. Florida: CRC Press. 1986.
142
SHIH, H.; CHEN, H.; LEE, C. Acanthocephalan Fauna of Marine Fish in Taiwan and the
Differentiation of Three Species by Ribosomal DNA Sequences. Taiwania 55 (2): 123-
127. 2010.
SILVA, J. C. R. Biodiversidade e Saúde. In: FRANKE, C. R.; DA ROCHA, P. L. B.; KLEIN,
W.; GOMES, S. L. (Orgs.). Mata Atlântica e Biodiversidade. Salvador, Edufba. p. 193-
219. 2005.
SILVA, J. M. C.; RYLANDS, A. B.; FONSECA, G. A. B. The fate of the Amazonian areas
of endemism. Conservation Biology 19(3): 689-694, 2005.
SILVA, R. J. Note on the feeding habits of Opisthogonimus lecithonotus (Trematoda,
Digenea, Plagiorchiidae). Parasitol. Res. 94: 471-472. 2004.
SILVA, R. J.; BARRELLA, T. H.; NOGUEIRA, M. F. e O’DWYER, L. H. Frequency of
Helminths in Crotalus durissus terrificus (Serpentes, Viperidae) in Captivity. Rev. Bras.
Parasitol. Vet. 10(2): 91-93. 2001.
SILVA, R. J.; PORTELA, R.C. e SANTOS, F.J.M. Corallus caninus (Serpentes, Boidae): a
new host for Ophiotaenia sp. (Cestoda, Proteocephalidae). Comunication. Arq. Bras.
Med. Vet. Zootec. 58(5): 961-963. 2006.
SILVA, M. V.; SOUZA, M. B. e BERNARDE, P. S. Riqueza e dieta de serpentes do Estado
do Acre, Brasil. Revista Brasileira de Zoociências 12(2): 165-176. 2010.
SINGH, K. S. Oochoristica tandani n. sp. (Cestoda), from a Snake, Lycodon aulicus, from
India. The Journal of Parasitology 43(3): 377-379. 1957.
SIQUEIRA, L. R.; PANIZZUTTI, M. H. M.; MUNIZ-PEREIRA, L. C. e PINTO, R. M.
Description of a new ascaridoid parasite of Bothrops jararaca Wied (Reptilia, Ophidia) in
Brazil. Revista Brasileira de Zoologia 22(3): 587-590. 2005.
SIQUEIRA, L. R.; PANIZZUTTI, M. H. M., MUNIZ-PEREIRA, L. C. e PINTO, R. M.
Gross lesions induced by nematodes of Bothrops jararaca and Bothrops alternatus in
Brazil with two new records. Neotrop. Helminthol. 3(1): 29-34. 2009.
SMALES, L. R. Acanthocephala in amphibians (Anura) and reptiles (Squamata) from Brazil
and Paraguay with description of a new species. Journal of Parasitology 93: 392-398.
2007a.
SMALES, L. R. Acanthocephalans of Amphibians and Reptiles (Anura and Squamata) from
Ecuador, with the description of Pandosentis napoensis n. sp. (Neoechinorhynchidae)
from Hyla fasciata. Zootaxa 1445: 49–56. 2007b.
SMYTH, J. D. Introduction to Animal Parasitology 3 Ed. Cambridge University Press.
1995.
TELFORD JR., S. R. & BURSEY, C. R. Comparative Parasitology of Squamate Reptiles
Endemic to Scrub and Sandhills Communities of North-central Florida, U.S.A.
Comparative Parasitology 70(2): 172-181. 2003.
143
TKACH, V. V.; KUZMIN, Y. e SNYDER, S. D. Molecular insight into systematics, host
associations, life cycles and geographic distribution of the nematode family
Rhabdiasidae. International Journal for Parasitology 44: 273-284. 2014.
THATCHER, V. E. Trematódeos Neotropicais. Manaus: Instituto Nacional de Pesquisas da
Amazônia. 1993.
TRAVASSOS, L. Contribuições para o conhecimento da fauna helminthologica brazileira
XX. Revisão dos Acanthocephalos brasileiros. Parte II. Família Echinorhynchidae
Hamann, 1892, sub.-fam. Centrorhynchinae Travassos, 1919. Memórias do Instituto
Oswaldo Cruz 19: 31-125. 1926.
TRAVASSOS, L.; FREITAS, J. F. T.; KOHN, A. Trematódeos do Brasil. Mem. Inst.
Oswaldo Cruz 67: 1-886. 1969.
TURCI, L. C. B.; DE ALBUQUERQUE, S.; BERNARDE, P. S.; MIRANDA, D. B. Uso do
hábitat, atividade e comportamento de Bothriopsis bilineatus e de Bothrops atrox
(Serpentes: Viperidae) na floresta do Rio Moa, Acre, Brasil. Biota Neotrop. 9(3): 187-
206, 2009.
VICENTE, J. J., RODRIGUES, H. O., GOMES, D. C., PINTO, R. M. Nematóides do Brasil.
Parte II: Nematóides de anfíbios. Rev. Brasil. Zool. 7: 549-626. 1991.
VICENTE, J. J., RODRIGUES, H. O., GOMES, D. C., PINTO, R. M. Nematóides do Brasil.
Parte III: Nematóides de répteis. Rev. Brasil. Zool. 10: 19-168. 1993.
VICENTE, J. J., RODRIGUES, H. O., GOMES, D. C., PINTO, R. M. Nematóides do Brasil.
Parte IV: Nematóides de aves. Rev. Brasil. Zool. 12 (1): 1-273. 1995.
VICENTE, J. J., RODRIGUES, H. O., GOMES, D. C., PINTO, R. M. Nematóides do Brasil.
Parte V: Nematóides de mamíferos. Rev. Brasil. Zool. 14 (1): 1-452. 1997.
VICENTE, J. J. & PINTO, R. M. Nematóides do Brasil. Nematóides de peixes Atualização:
1985-1998. Rev. Brasil. Zool. 16 (3): 561-610. 1999.
VIEIRA, L. J. S. Biodiversidade Amazônica. Disponível em:
<http://www.bibliotecadafloresta.ac.gov.br/>. Acesso em: 15/02/2014.
VITT, L. J. & CALDWEL, J. P. Herpetology. A introductory Biology of Amphibians and
Reptiles 3 Ed. Academic Press/Elsevier. 697 pp. 2009.
WILMNS, K. Morphology and biochemistry of the pork tapeworm, Taenia solium. Current
Topics Medical Chemestry 8(5): 375-82. 2008.
WÜSTER, W.; THORPE, R. S.; PUORTO, G.; FURTADO, M. F. D.; HOGE, S. A.;
THEAKSTON, R. D. G.; WARRELL, D. A. Systematics of the Bothrops atrox Complex
(Reptilia: Serpentes: Viperidae) in Brazil: a multivariate analysis. Herpetologica 52(2):
263-271, 1996.
YAMAGUTI, S. Systema Helminthum - Trematodes. Vol. 1. London: Interscience
Publishers. 1958.
144
YAMAGUTI, S. Systema Helminthum - Cestodes. Vol. 2. London: Interscience Publishers.
1959.
YAMAGUTI, S. Systema Helminthum - Nematodes. Vol. 3. - Part I e II. London:
Interscience Publishers. 1961.
YAMAGUTI, S. Systema Helminthum - Acanthocephala. Vol. 5. London: Interscience
Publishers. 1963.
YAMAGUTI, S. Synopsis of digenetic trematodes of vertebrates. V.I-II. Keigaku
Publishing. Tokyo, Japan. 1971.
ZAHER, H. & YOUNG, P. S. As coleções zoológicas brasileiras: panorama e desafios.
Ciência e Cultura 55 (3): 24-26, 2003.
145
APENDICE 1
Dados de tombamento correspondentes a cada espécime de Bothrops atrox utilizado nesta pesquisa (identificado pelo código de registro de
necrópsia). Coleção Herpetológica “Osvaldo Rodrigues da Cunha” do Museu Paraense Emílio Goeldi.
Belém-PA
Código de Registro
de Necrópsia Nº de Tombo Sexo Maturidade Local de coleta Data de coleta
Serpente 1B MPEG 24501 ♀ Jovem Campus de pesquisa do MPEG, Belém-PA 27/04/2011
Serpente 2B MPEG 24367 ♀ Adulto Campus de pesquisa do MPEG, Belém-PA 06/08/2010
Serpente 3B MPEG 21543 ♀ Adulto Campus de pesquisa do MPEG, Belém-PA 01/12/2005
Serpente 4B MPEG 21546 ♀ Adulto Campus de pesquisa do MPEG, Belém-PA 06/02/2006
Serpente 5B MPEG 21545 ♂ Adulto Campus de pesquisa do MPEG, Belém-PA 06/02/2006
Serpente 6B MPEG 23646 ♂ Adulto Campus de pesquisa do MPEG, Belém-PA 15/09/2009
Serpente 7B MPEG 23647 ♂ Adulto Campus de pesquisa do MPEG, Belém-PA 17/09/2009
Serpente 8B MPEG 21196 ♀ Adulto Campus de Pesquisa do MPEG, Belém-PA 28/02/2005
Serpente 9B MPEG 21040 ♀ Jovem Campus de Pesquisa do MPEG, Belém-PA 07/07/2004
Serpente 10B MPEG 20269 ♀ Jovem Campus de pesquisa do MPEG, Belém-PA 25/02/2002
Serpente 11B Ainda não registrada ♂ Jovem Parque Estadual do Utinga, região metropolitana
de Belém-PA 12/03/2014
146
Dados de tombamento correspondentes a cada espécime de Bothrops atrox utilizado nesta pesquisa (identificado pelo código de registro de
necrópsia). Coleção Herpetológica “Osvaldo Rodrigues da Cunha” do Museu Paraense Emílio Goeldi.
FLONA de Caxiuanã (Melgaço-PA e Portel-PA)
Código de Registro
de Necrópsia Nº de Tombo Sexo Maturidade Local de coleta Data de coleta
Serpente 1C MPEG 20129 ♂ Adulto ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 29/01/2002
Serpente 2C MPEG 20205 ♂ Jovem ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 21/03/2002
Serpente 3C MPEG 20201 ♀ Adulto ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 19/03/2002
Serpente 4C MPEG 20075 ♀ Jovem ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 24/11/2001
Serpente 5C MPEG 19722 ♀ Jovem ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 01/02/1998
Serpente 6C MPEG 20203 ♂ Jovem ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 20/03/2007
Serpente 7C MPEG 19736 ♂ Jovem ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 20/10/1997
Serpente 8C MPEG 20918 ♂ Adulto ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 07/04/2004
Serpente 9C MPEG 20919 ♀ Jovem ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 13/04/2004
Serpente 10C MPEG 21638 ♂ Adulto ECFP/MPEG/FLONA de Caxiuanã, Melgaço-PA 31/03/2006
Serpente 11C *MSH 11542 ♂ Jovem Enseada Grande da Bahia dos Botos, FLONA de
Caxiuanã, Portel-PA 13/02/2012
*Número de campo, ainda não possui número de tombo