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UNIVERSIDAD TÉCNICA DE COTOPAXI
UNIDAD ACADÉMICA DE CIENCIAS AGROPECUARIAS Y RECURSOS
NATURALES
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA
TESIS PREVIA LA OBTENCIÓN DE TÍTULO DE MÉDICO VETERINARIO
ZOOTECNISTA
AUTOR
HEREDIA JAGUACO LUIS ENRIQUE
DIRECTOR:
Dr. XAVIER CRISTÓBAL QUISHPE MENDOZA
LATACUNGA – ECUADOR
2015
TEMA:
“EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA INMUNITARIA EN
TERNERAS CON LA APLICACIÓN DE PROPÓLEO, POLEN Y
MIEL EN EL CANTÓN MEJÍA, PROVINCIA DE PICHINCHA
HACIENDA MAYRITA”
i
AUTORIA
Yo Luis Enrique Heredia Jaguaco con CI: 172317187-0 postulantes del TEMA
“EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA INMUNITARIA EN TERNERAS CON
LA APLICACIÓN DE PROPÓLEO, POLEN Y MIEL EN EL CANTÓN
MEJÍA, PROVINCIA DE PICHINCHA HACIENDA MAYRITA”, cumpliendo
con el compromiso investigativo, declaro que mencionada investigación es de autoría
propia.
Atentamente:
…………………………………………………
Egresado
Luis Enrique Heredia Jaguaco
CC: 172317187-0
ii
AVAL DEL DIRECTOR DE TESIS
En mi calidad de Director de Tesis “EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA
INMUNITARIA EN TERNERAS CON LA APLICACIÓN DE PROPÓLEO,
POLEN Y MIEL EN EL CANTÓN MEJÍA, PROVINCIA DE PICHINCHA
HACIENDA MAYRITA”, presentado por el egresado Luis Enrique Heredia Jaguaco,
como requisito previo a la obtención al grado de Médico Veterinario Zootecnista, de
acuerdo con el Reglamento de Títulos y Grados, considero que el trabajo mencionado
ha sido prolijamente realizada las correcciones emitidas por el Tribunal de Tesis. Por
tanto, autorizo la presentación de este empastado.
ATENTAMENTE
………………………………………….
Dr. XAVIER CRISTÓBAL QUISHPE MENDOZA
DIRECTOR DE TESIS
iii
AVAL DE LOS MIEMBROS DEL TRIBUNAL
En calidad de miembros de tribunal de grado aprueban el presente informe de
investigación de acuerdo a las disposiciones reglamentarias emitidas por la
Universidad Técnica de Cotopaxi y CAREN por cuanto, el postulante Luis Enrique
Heredia Jaguaco con el tema de TESIS “EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA
INMUNITARIA EN TERNERAS CON LA APLICACIÓN DE PROPÓLEO,
POLEN Y MIEL EN EL CANTÓN MEJÍA, PROVINCIA DE PICHINCHA
HACIENDA MAYRITA, ha considerado las recomendaciones emitidas
oportunamente y reúnen los méritos suficientes.
Por lo antes expuesto se autoriza realizar los empastados, correspondientes, según la
normativa institucional.
Atentamente:
…………………………………………………
Dr. RAFAEL ALFONSO GARZON JARRIN
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
…………………………………………………..
Dr. LUIS ALONSO CHICAIZA SANCHEZ
MIEMBRO DEL TRIBUNAL
……………………………………………………
Dr. EDWIN ORLANDO PINO PANCHI
OPOSITOR
iv
v
DEDICATORIA
A Dios por otorgarme la fuerza y la constancia para poder terminar este valioso
trabajo investigativo el cual me permitirá dar un gran paso para poder llegar a cumplir
mis ideales.
A mis queridos padres, Pablo Heredia y Delia Jaguaco, por darme la vida y guiarme
por el camino del bien sin importarles las adversidades que se han presentado siempre
han seguido apoyando incondicionalmente, a mi hermano Alejandro Heredia, por
estar siempre ayudándome e inspirándome para seguir adelante y cumplir todas mis
metas.
A la mujer más especial en mi vida Sandra Fonseca, quien con sus palabras de
aliento, su confianza y su amor ha estado guiándome por el buen camino, estando
incondicionalmente siempre a mi lado, en los buenos y malos momentos,
animándome siempre a continuar.
Luis Enrique Heredia Jaguaco
vi
AGRADECIMIENTO
A la Universidad Técnica de Cotopaxi, a la Carrera de Medicina Veterinaria por
haber abierto las puertas de tan prestigiosa institución.
A mis docentes quienes han depositado toda su confianza y experiencia, en especial a
mi director de tesis Dr. XAVIER CRISTÓBAL QUISHPE MENDOZA quien con
sus conocimientos y paciencia me ha guiado para llegar a la culminación de mi
trabajo investigativo.
Finalmente agradezco a todas las personas que hicieron posible mi paso por la
universidad, familiares, compañeros y amigos, los cuales fueron un apoyo
incondicional para poder sobresalir día a día y poder cumplir una meta más en mi
vida.
Luis Enrique Heredia Jaguaco
vii
PRELIMINARES
AUTORÍA..................................................................................................................... i
AVAL DE LA DIRECTORA...................................................................................... ii
AVAL DE LOS MIEMBROS DEL TRIBUNAL....................................................... iii
AVAL DE TRADUCCION……………….……........................................................ iv
DEDICATORIA.......................................................................................................... iv
AGRADECIMIENTO................................................................................................. vi
PRELIMINARES....................................................................................................... vii
ÍNDICE DE CONTENIDO………………………………………...……………….viii
RESUMEN................................................................................................................. xii
ABSTRACT.............................................................................................................. xiii
INTRODUCCIÓN......................................................................................................xiv
viii
CAPITULO 1
1. GENERALIDADES .............................................................................................. 1
1.1 Sistema inmune .................................................................................................. 2
1.1.1 Timo ............................................................................................................. 3
1.1.2 Medula ósea ................................................................................................ 3
1.1.3 Placas de Peyer .......................................................................................... 4
1.1.4 Órganos linfoides secundarios .................................................................. 4
1.1.5 Ganglios linfáticos ..................................................................................... 4
1.1.6 Tipos de inmunidad: ................................................................................... 5
1.2 Manejo del ternero ............................................................................................. 8
1.2.1 Atención de la ternera del nacimiento ...................................................... 8
1.2.2 La separación inmediata la ternera .......................................................... 8
1.2.3 Calostratura ................................................................................................ 8
1.3 Inmunoglobulinas en el calostro y su importancia......................................... 10
1.3.1 Curación del ombligo ............................................................................... 10
1.3.2 Identificación ............................................................................................ 11
1.3.3 Alojamiento ............................................................................................... 11
1.3.4 Alimentación ............................................................................................. 12
1.3.5 El destete ................................................................................................... 13
1.3.6 Crianza de terneras de 0 a 42 días......................................................... 13
1.3.7 Manejo de terneras de 6 a 7 semanas a tres meses................................ 14
1.4 Principales enfermedades de las terneras ....................................................... 14
1.4.1 Parasitismo ............................................................................................... 15
1.4.2 Pierna negra ............................................................................................. 17
ix
1.4.3 Principales tipos de diarreas en los terneros ......................................... 17
1.5 El propóleo ....................................................................................................... 18
1.5.1 Composición del propóleo ....................................................................... 19
1.5.2 Actividad biológica................................................................................... 19
1.6 El polen ............................................................................................................. 20
1.6.1 Composición del polen ............................................................................. 21
1.6.2 Actividad biológica del polen .................................................................. 21
1.7 La miel de abeja ............................................................................................... 21
1.7.1 Composición de la miel de abeja............................................................. 22
1.7.2 Actividad Biológica de la Miel de Abeja ................................................ 23
CAPITULO 2
2 MATERIALES Y MÉTODOS .............................................................................. 24
2.1 Características del lugar de la investigación................................................... 24
2.1.1 Ubicación del ensayo. .............................................................................. 24
2.2 Recursos Materiales ......................................................................................... 25
2.2.1 Materiales de oficina ................................................................................ 25
2.2.2 Materiales de campo ................................................................................ 26
2.2.3 Insumos y Recursos animales. ................................................................. 26
2.2.4 Instalaciones ............................................................................................. 27
2.3 Tipo de investigación ....................................................................................... 27
2.3.1 Investigación experimental ...................................................................... 27
2.3.2 Investigación descriptiva ......................................................................... 27
x
2.4 Metodología ...................................................................................................... 27
2.4.1 Métodos ..................................................................................................... 27
2.4.2 Técnicas .................................................................................................... 28
2.5 Diseño experimental ......................................................................................... 28
2.5.1 Cuadro de tratamientos ........................................................................... 29
2.5.2 Unidades experimentales ......................................................................... 29
2.6 Manejo del ensayo ............................................................................................ 29
2.6.1 Preparación del área de estudio ............................................................. 29
2.6.2 Desarrollo de la investigación. ............................................................... 30
2.7 Toma de muestras ............................................................................................. 34
2.8 Duración del trabajo ......................................................................................... 34
2.9 Variables evaluadas. ......................................................................................... 34
2.9.1 IgA (inmunoglobulina) ............................................................................. 34
2.9.2 Peso ........................................................................................................... 34
2.9.3 Talla .......................................................................................................... 35
2.9.4 Mortalidad ................................................................................................ 35
2.9.5 Morbilidad ................................................................................................ 35
2.9.6 Costos ........................................................................................................ 35
CAPITULO 3
3 RESULTADOS Y DISCUSIÓN .......................................................................... 36
3.1 Variable inmunoglobulinas .............................................................................. 36
3.1.1 Primer muestreo Ig G ............................................................................... 36
xi
3.1.2 Primer muestreo Ig M .............................................................................. 38
3.1.3 Primer muestreo Ig A ............................................................................... 40
3.1.4 Segundo muestreo Ig G ............................................................................ 41
3.1.5 Segundo muestreo Ig M ............................................................................ 43
3.1.6 Segundo muestreo Ig A............................................................................. 44
3.1.7 Talla .......................................................................................................... 46
3.1.8 Peso ........................................................................................................... 48
3.1.9 Mortalidad y Morbilidad ........................................................................ 51
3.1.10 Costos ........................................................................................................ 52
4 CONCLUSIONES ................................................................................................. 53
5 RECOMENDACIONES ....................................................................................... 54
6 BIBLIOGRAFIA ................................................................................................... 55
ANEXOS ........................................................................................................................ 66
xii
RESUMEN
El presente trabajo, se realizó en la Provincia de Pichincha Cantón Mejía Hacienda
Mayrita un estudio serológico para determinar la cantidad de inmunoglobulinas tipo
A, G, y M, en terneras de 3 días de edad, utilizando 3 compuestos diferentes (polen,
propóleo, y miel) adicionados a la leche al 10%, con el objetivo de elevar el
porcentaje de inmunoglobulinas en el animal.
Las muestras sanguíneas para el estudio fueron extraídas al inicio de la investigación
antes de la aplicación de los tratamientos y la segunda toma de muestras al finalizar la
aplicación de los mismos, las muestras se obtuvo mediante punción en la vena sacra
con una aguja de Vacutainer en una cantidad de 5 ml por animal que fueron
colocadas en tubos y enviadas al laboratorio Vet Lab.
Con los resultados obtenidos se obtuvo la siguiente diferencia de inmunoglobulinas
en el primer muestreo frente al muestreo final para el caso de inmunoglobulinas G la
diferencia para el grupo de propóleo es de 172,8 mg/dl para el polen resulto un
diferencia negativa de 17,88 mg/dl, para la miel diferencia negativa 94,84 mg/dl, y
para el tratamiento testigo una diferencia negativa de 72,75 mg/dl.; Para la
inmunoglobulina M se obtuvieron las siguientes cantidades; para el grupo de
propóleo existió una diferencia negativa de 1. 54 mg/dl para el polen diferencia
negativa de 5,82mg/dl, para la miel diferencia negativa de 12,74 mg/dl, y para el
tratamiento testigo diferencia negativa 10,39 mg/dl.; Para la inmunoglobulina A en el
grupo de propóleo de 0,94 mg/dl para el polen diferencia negativa de 0,11 mg/dl, para
la miel diferencia negativa de 7,47 mg/dl, y para el tratamiento testigo diferencia
negativa de 2,74 mg/dl.
Analizando los datos se logró llegar a la conclusión de que la mejor alternativa en
esta investigación resulto ser la administración de propoleo ya que en el caso de la
inmunoglobulina G y A logro aumentar la cantidades de inmunoglobulinas a pesar de
que estadísticamente no logro demostrarlo.
xiii
ABSTRACT
In this researd was conducted in the Pichincha Province Mejia Canton Mayrita
Farm a serological survey to determine the amount of immunoglobulin type A, G, y
M, in calves of three days old , using 3 different compounds (pollen, propolis,
honey) added milk 10%, with the aims of increasing the percentage of
immunoglobulins in the animal.
The blood samples for the study were taken at the beginning of the investigation
before application of treatments and second sample at the end of the implementation
there of, the samples were obtained by puncture in the sacral vein with a needle
Vacutainer in an amount of 5 ml per animal that were placed in tubes and sent to the
laboratory Vet Lab.
In the first sample was obtained average of immunoglobulin G the difference for the
group of propolis is 172.8 mg / dl for pollen resulted in a negative difference of 17,
88 mg / dl, honey refusal to 94.84 mg / dl difference to the control treatment and a
negative difference of 72.75 mg / dl .; For immunoglobulin M the following amounts
were obtained; propolis for the group there was a negative difference of 1. 54 mg / dl
for the negative difference pollen 5,82mg / dl for the negative difference honey 12.74
mg / dl, and the negative control treatment difference 10, 39 mg / dl .; For
immunoglobulin A in the group of propolis of 0.94 mg / dl for the negative difference
Pollen 0.11 mg / dl for the negative difference honey 7.47 mg / dl, and the negative
difference of control treatment 2.74 mg / dl.
Analyzing the data was reached the conclusion that the best alternative in this
research turned out to be the administration of propolis as in the case of
immunoglobulin G and A increase achievement amounts of immunoglobulins
although achievement prove statistically
xiv
INTRODUCCIÓN Desde muchos años atrás probablemente desde el asentamiento de la producción
bovina en el Ecuador específicamente en el Cantón Mejía Provincia de Pichincha se
viene practicando la cría de terneras de reemplazo pero los ganaderos no tienen muy
en cuenta las bondades de los productos naturales para combatir enfermedades
bacterianas víricas y fúngicas evitando el uso excesivo de fármacos y ocasionando
problemas en las terneras al momento de su crianza.
Esta investigación se realizara debido a que no existe un adecuado manejo de las
terneras con respecto al sistema inmunitario de las terneras estas quedan
inmunológicamente susceptibles a cualquier enfermedad. Las enfermedades más
comunes que se observan en las explotaciones lecheras son las diarreas las cuales
podemos combatir con productos naturales como un tratamiento alternativo. La
investigación beneficiará a esta explotación lechera, ya que la producción de leche
requiere un parto al año por lo cual se obtiene un terneros recién nacido para
reemplazo o para la venta que necesitara tener un sistema inmunológico adecuado
para sobrevivir sin problema los primeros 6 meses de vida.
Es necesario que se oriente a los productores del Cantón Mejía sobre la especial
atención que deben tener en el cuidado de las terneras recién nacidos adicionando a
sus dietas productos naturales, especialmente en los primeros meses de vida ya que es
cuando la ternera tiene la capacidad de absorción de inmunoglobulinas, las cuales
formaran su sistema inmune, lo que lograra que estos animales no se enfermen al
tener una inmunidad eficiente por lo que no requerirán de tratamientos con fármacos.
xv
OBJETIVOS
Objetivo general
Evaluar la respuesta inmunitaria en terneras con aplicación de propóleo, polen
y miel en el Cantón Mejía, Provincia de Pichincha”
Objetivos específicos
Analizar cuál de los tratamientos es el más adecuado (propóleo, polen y miel)
para elevar la inmunidad e incrementar los niveles de inmunoglobulina G, M
y A
Evaluar los parámetros zootécnicos (peso y talla) adicionando a la leche
propóleo polen y miel para ver cuál tratamiento es el más eficiente.
Determinar los porcentajes de mortalidad y morbilidad en terneras con la
adición en la leche de propóleo polen y miel para ver la eficiencia de cada
uno.
Determinar el costo de la adición de los tratamientos con propóleo, polen y
miel en la alimentación de la ternera para establecer cuál de los productos
naturales se puede ofertar al pequeño y mediano productor.
HIPÓTESIS
Hipótesis nula
Ho. La utilización de propóleo, polen y miel no aumentara el nivel inmunitario en las
terneras.
Hipótesis alternativa
Ha La utilización propóleo, polen y miel aumentara el nivel inmunitario en las
terneras.
1
CAPITULO I En este capítulo se detalla una breve revisión bibliográfica que se tomó en cuenta
para realizar la investigación, con temas referentes al sistema inmune de la ternera
respuesta inmunitaria, manejo, enfermedad más comunes en terneras y propiedades
farmacológicas de la miel el polen y el propóleo.
1. GENERALIDADES A estos bóvidos domésticos se les aplicó el nombre científico Bos taurus en el siglo
XVIII, antes del desarrollo de la biología evolutiva. Se reconoció la estrecha relación
entre razas domésticas y silvestres, el estatus científico de las especies domésticas fue
cuestionado, y la mayoría de los biólogos no las consideran más que formas
domesticadas de las especies salvajes originales. (GROGNET, 2000
TAXONOMIA
Reino Animalia
Filo Chordata
Subfilo Vertebrata
Clase Mammalia
Subclase Theria
Orden Arteodactila
Suborden Runinatia
Familia Bovidae
Genero Bos
Especie B. prigenius
Subespecie Taurus
2
Las crías recién nacidas de la vacas son los terneras o becerras y las ejemplares
jóvenes son conocidas como: añojas cuando cumplen un año, erales cuando tienen
más de un año y novillas hasta la edad adulta. Dentro de la crianza de las recien
nacidadas tenemos lo que es la etapa de lactante, es una de las etapas criticas en el
desarrollo futuro, comprende el periodo, desde el nacimiento hasta los 75 dias de
vida.(ALDAN, 2008)
En la explotación y manejo de las razas especializadas en producción de leche existen
normas y métodos para criar hembras de reemplazo y toretes reproductores, cuyo
manejo es igual para ambos sexos en los primeros seis meses de vida. Al nacer el
ternero permanece con su madre durante 2 o 3 días tomando calostro que le
transmiten anticuerpos y nutrientes que les dan unas defensas contra el medio
ambiente y nuevo hábitat en forma pasiva los cuales van disminuyendo pasivamente
hasta los 2 o 3 meses, cuando deben recibir los biológico que les transmiten y generan
una protección activa. (RAMIREZ, 2004)
1.1 Sistema inmune
El sistema inmune, es un mecanismo de defensa altamente especializado, su propósito
es el de proteger al huésped de la muerte, después que éste ha sido infectado por
bacterias oportunistas patogénicas, virus, hongos, protozoarios. Muchas veces el
origen de estos agentes, no necesariamente provienen de los establos y alimento, los
cuales son las víctimas más fáciles. (ALDANA, 2011)
El sistema inmunitario está constituido por los denominados órganos linfoides, y por
las células que participan en la respuesta inmunitaria. Los órganos linfoides se
subdividen en primarios y secundarios.
Los órganos linfoides primarios son:
Timo
Placas de Peyer
3
Médula Ósea (TIZARD, 2000)
1.1.1Timo
El timo es un órgano linfoide primario, necesario para el desarrollo de la respuesta
inmune celular. Se trata de un órgano glandular localizado en los dos canales de la
región cervical y lo componen de cuatro a cinco lóbulos. Los lóbulos contienen
células epiteliales, agrupadas en forma laxa y, cada uno de dichos lóbulos, se
encuentra cubierto por una cápsula de tejido conectivo. (VERDESOTO, 2001)
La parte externa de cada lóbulo, llamada corteza aparece densamente infiltrada de
linfocitos. En cambio la parte interna, llamada médula, contiene menos linfocitos y
las células epiteliales se observan con claridad. Los linfocitos T se originan en la
médula ósea, pero se transforman dentro del timo después de unirse a los receptores
en la pared de los capilares tímicos. (VERDESOTO, 2001)
1.1.2Medula ósea
Es un órgano hematopoyético que produce todas las células sanguíneas incluyendo
los linfocitos. También actúa como un órgano linfoide primario donde las
poblaciones de linfocitos pueden madurar. (ESTUPIÑAN, 2006)
La medula ósea tiene dos compartimentos:
Hematopoyético
Vascular
Ambos se alternan en capas, en zonas en forma de cuña dentro de los huesos largos.
Las zonas hematopoyéticas la medula ósea de la medula ósea contienen precursores
de todas las células sanguíneas, así como macrófagos y linfocitos. El compartimento
vasculartiene sinusoides sanguíneas que aparecen revestidos por células endoteliales
y atravesados por células reticulares y macrófagos. (GUTIEREZ, 2010)
4
1.1.3Placas de Peyer
Son acúmulos de tejido linfoide que se encuentra en la submucosa del intestino
delgado. Se han descrito dos tipos, las del yeyuno y las del íleum. Las placas del
ileum están consideradas órganos linfoides primarios en rumiantes. Su
funcionamiento es equivalente al de la bolsa de Fabricio en aves, maduración y
diferenciación de los linfocitos B, los cuales son envidos a los tejidos linfoides
periféricos donde producirán inmunoglobulinas específicas. (TIZARD, 2000)
1.1.4Órganos linfoides secundarios
Son aquellos donde se disponen los linfocitos ya maduros e inmunológicamente ya
competentes y donde se producen las respuestas inmunitarias frente a estímulos
antigénicos y estos son:
Ganglios linfaticos
Bazo
Amígdalas (LEON, 2007)
1.1.5Ganglios linfáticos
Son redondeadas en forma de frejol están ubicadas estratégicamente a lo largo de los
canales linfáticos. En el ternero la linfa fluye por el conducto torácico a razón de
medio litro por hora. Su función es la de retener los antígenos que puedan llegar a
través de los líquidos linfáticos y proceder a su presentación y procesamiento
antigénico mediante la colaboración de los macrófagos y los linfocitos que lo
componen. (RUTZ, 2009)
1.1.5.1 Bazo
Una forma muy simplificada de entender el funcionamiento del bazo desde el punto
de vista inmunológico es imaginarlo como una especie de gran ganglio linfático
5
encargado de capturar Ag presentes en el torrente sanguíneo y proporcionar el
microambiente necesario para que se desarrolle una respuesta inmunitaria
Tiene las siguientes funciones:
Filtra la sangre y en tal proceso se extraen tanto partículas antigénicas
localizadas en el torrente circulatorio como células envejecidas.
Almacena eritrocitos y plaquetas y, durante la vida fetal, participa en la
eritropoyesis. (TIZARD, 2000)
1.1.6Tipos de inmunidad:
1.1.6.1 Inmunidad Pasiva:
Depende de la incorporación de anticuerpos maternos en el organismo de cada
individuo, es de corta duración. Puede ser:
A.- Natural: Se adquiere de forma natualdiaplacentaria o vía calostro.
B.- Artificial: Por seroinmunoterapia.
1.1.6.2 Inmunidad Activa:
Se adquiere mediante la aplicación o el contacto del organismo con un antigeno
contra el cual se ha producido un anticuerpo. Esta inmunidad puede ser:
A. Inducida: A través de la vacunación.
B. Natural: Se adquiere luego de una infección.
1.1.6.3 Antigeno:
Sustancia que introducida en el organismo estimula la formación de un anticuerpo
específico.
6
1.1.6.4 Anticuerpo:
Es el producto de la reacción del organismo frente al ingreso de un antígeno. Los
anticuerpos se diferencian de la siguiente manera: (Dr PABELLO, 2011)
Inmunoglobulina M (IgM): De gran Peso Molecular, aparece antes que la
IgG. Solo se encuentra en suero sanguíneo.
Inmunoglobulina G (IgG): Representa la mayor parte de las
Gammaglobulinas y la fracción más importante en la respuesta inmune.
Presente en suero sanguíneo. Puede existir en las secreciones.
Inmunoglobulina A (IgA). Está presente principalmente en las secreciones:
calostro, sudor, secreciones de las mucosas. De gran importancia para la
protección del intestino, tracto urogenital, viasrespiratorias,ubre y ojo.
Inmunoglobulina D (IgD): Solo de importancia en el humano. Aumenta sus
niveles en infecciones crónicas
Inmunoglobulina E (IgE):
Normalmente en baja concentración. Responde a alérgenos con
mecanismos inmununopalológicos, reacciones Tipo I (Alergia y anafiaxis).
1.1.6.5 InmunoglobulinaA
La inmunoglobulina A (IgA) es la clase predominante de anticuerpo en las
secreciones seromucosas del organismo como saliva, lágrimas, calostro, leche y
secreciones respiratorias, gastrointestinales y genitourinarias. En sangre, se encuentra
como una molécula, pero en las mucosas se encuentra en forma dimérica. (IgA
secretora). Actúan como la defensa inicial contra los patógenos invasores
(virus y bacterias) antes de que penetren en el plasma; identifican a los
antígenos patógenos e impiden que se instalen en las mucosas. (Dr PABELLO, 2011)
7
CUADRO 1 Concentraciones de inmunoglobulinas antes y después del nacimiento
Concentraciones
en Mg/ml
IgG IgM IgA
Feto de 4 meses Trazas Trazas 0
Nacimiento 17 12 0
Post calostro 7000 160 40
Adultos 2600 360 40
Fuente: (AVILA, 2000)
1.1.6.6 Inmunidad pasiva
Este término es usado para describir anticuerpos protectores obtenidos pasivamente
de una fuente externa, en este caso de la madre. Los anticuerpos existentes en el flujo
sanguíneo de la vaca son incapaces de cruzar la barrera de la placenta. Los terneros
pueden recibir anticuerpos de sus madres vía calostro. Durante las últimas tres
semanas de preñez, los anticuerpos del flujo sanguíneo de la vaca se alojan en la ubre
de tal manera que en el parto, la concentración de anticuerpos en la leche alcanza su
pico y después decae rápidamente. (PÉREZ , 2009)
La absorción de anticuerpos desde el intestino al torrente sanguíneo difiere con cada
clase de anticuerpos (IgG, IgM, IgA). Cuando el ternero tiene 24 hrs. de nacido,
incontable número de anticuerpos pueden atravesar las paredes del intestino. Los
anticuerpos consumidos después de haberse cerrado el intestino no pueden alcanzar el
torrente sanguíneo, pero aún pueden ayudar a combatir agentes infecciosos dentro del
intestino (GROGNET, 2000)
8
1.2 Manejo del ternero
1.2.1Atención de la ternera del nacimiento
1) Limpiar nariz y boca (para facilitar la respiración)
2) Observar la respiración
3) Frotar con paja limpia, evitar el estrés por el frio (evaporación de líquido
fetal y con esto perdida de calor)
4) Desinfección del cordón umbilical (tintura de yodo 2-7%)
1.2.2La separación inmediata la ternera
Durante las primeras cinco a ocho horas después del parto de una vaca, se debe
procurar que la ternera recién nacido tome el calostro. La cría debe ser separada pero
no alejada de la madre, tan pronto nazca. Por razones sanitarias no es conveniente que
la ternera permanezca en el lugar del parto mucho tiempo, ni que mame directamente
de la vaca y se procede a desinfectar su ombligo (BASTIDAS, 2002)
1.2.3Calostratura
Se refiere al Tiempo, Calidad, Cantidad, Modalidad de Suministro, Conservación y el
entrenamiento del personal para alimentar la ternera durante las primeras horas de
vida La vaca recién parida debe ser ordeñada de inmediato y la ternera deberá recibir
el calostro dentro de los treinta minutos posteriores a su nacimiento, se recomienda
suministrar 2 a 3 litros mediante un biberón, no es recomendable el uso de baldes,
luego después de 8 a 12 horas después recibirá una segunda dosis de 2 a 3 litros
adicionales de calostro.
(BOTERO, 2009)
9
1.2.3.1 Composición del calostro:
1) Sustancias nutritivas: Proteínas, ácidos grasos, lactosa, vitaminas y
minerales
2) Sustancias sin acción nutritiva como: Inmunoglobulinas, péptidos, factores
de crecimiento, hormonas esteroides, hormonas tiroideas
3) Factores de crecimiento: Inmunoglobulinas y hormonas
1.2.3.2 Importancia del calostro
Como se mencionó anteriormente, el sistema inmune de la ternera al nacimiento no
posee la capacidad de producir suficientes inmunoglobulinas (Ig) que ayuden a
combatir las infecciones. Por su parte, el calostro, la primera secreción producida por
la glándula mamaria después del parto, es especialmente rico en Ig o anticuerpos, los
cuáles proveen a la ternera su protección inmunológica durante las primeras semanas
de vida (Nousiainen et al., 1994). El calostro contiene más de 106 inmunocélulas
maternas viables por mililitro, incluyendo linfocitos T y B, neutrófilos, macrófagos,
factores de crecimiento y hormonas como la insulina y el cortisol (Le Jan, 1996). El
papel de estos factores de crecimiento y hormonas juegan un papel importante en la
estimulación del desarrollo del tracto gastrointestinal y otros sistemas en la ternera
recién nacida (Davis y Drackley, 2000).
El calostro es además la primera fuente de nutrientes para la ternera después del
nacimiento. Contiene casi el doble de los sólidos totales presentes en la leche (Cuadro
1), el contenido de proteína y grasa es mayor, pero la concentración de lactosa es
menor. Vitaminas y minerales se encuentran también en mayores cantidades. En
importante recalcar como la concentración de proteínas y péptidos disminuye
rápidamente después del inicio de la lactancia (Hadorn, 1997). Igualmente, la
concentración de Ig disminuye significativamente en los ordeños subsecuentes
(Oyeniyi y Hunter, 1978; Stott et al., 1981; Davis y Drackley, 2001).
10
1.3 Inmunoglobulinas en el calostro y su importancia
El calostro contiene grandes cantidades de inmunoglobulinas que son transferidas
desde el torrente sanguíneo de la madre (Larson et al., 1980; Sasaki et al., 1983). En
el calostro se encuentran principalmente 3 tipos de Ig a saber: G, M y A. La mayoría
de Ig en el calostro bovino son de la clase G, más específicamente G1 (Muller y
Ellinger, 1981). La distribución de las diferentes clases de Ig en el calostro es variable
entre vacas (Stott et al., 1981; Petrie, 1984). Las IgG, IgA yIgM típicamente
contabilizan aproximadamente 85%, 5% y 7% del total de Ig en el calostro,
respectivamente (Larson, a 2000)
A pesar de que las otras clases de Ig tienen importantes roles fisiológicos, la
predominante cantidad de IgG hace que la medida de la concentración de IgG total o
IgG1 en el suero sanguíneo sea un indicativo adecuado de la transferencia de
inmunidad pasiva y se ha demostrado que la concentración de IgG en sangre de
terneras está claramente asociada con la sobrevivencia y salud de las mismas
(BESSER Y GAY, 2000).
1.3.1Curación del ombligo
También, es necesario “curar” el ombligo la ternera durante su primer día de vida,
para evitar las miasis o gusaneras o que se infecte. El ombligo es una puerta de
entrada para bacterias, que generalmente causan poliartritis o “peste boba”,
enfermedad que se manifiesta por inflamación de las articulaciones con acumulación
de pus, y que puede evolucionar hacia diarrea y neumonía infecciosas. Esta
enfermedad produce alta mortalidad en las terneras. Las terneras que sufren la
enfermedad y sobreviven, nunca alcanzan un desarrollo satisfactorio ni
productivo. (ALMEYDA, 2011)
El ombligo de los terneros debe curarse con glicerina yodada al 50% (glicerina
mezclada a partes iguales con tintura de yodo). La condición aceitosa de la glicerina
permite que se adhiera a la piel y al pelo del ombligo y evita que el yodo se lave con
11
el agua lluvia o con la saliva del lamido de la vaca. Igualmente, se deberá tomar y
registrar el peso de cada ternero al nacimiento y realizar la castración de los terneros
machos durante sus primeros días de vida. (AGO, 2010)
1.3.2Identificación
Durante los primeros días de vida del ternero es importante identificarlo. Esto se
puede hacer mediante un tatuaje numérico. Para ello debe limpiarse la cara interna de
la oreja, disolviendo por completo la grasa o cera natural, con un trozo de tela de
algodón empapada en alcohol, luego se aplican los números a presión con la tenaza
tatuadora, estos perforan la piel de la cara interna de la oreja de la ternera y
enseguida, sobre las perforaciones de la piel, se aplica la tinta de tatuar, de un color
que resalte sobre el color de la piel. También, pueden colocarse orejeras plásticas o
metálicas numeradas, que pueden caerse y perderse, de allí la importancia de un
tatuaje bien hecho, que es indeleble o imborrable durante toda la vida del animal.
(UDELAR)
1.3.3Alojamiento
En las fincas existen varios métodos para la cría y levante de terneras, los cuales
deben ser adaptados a cada explotación de acuerdo a los recursos disponibles.
1.3.3.1 Tipos de alojamiento
Instalaciones
Las terneras son alojadas en instalaciones especiales durante su cría y levante, es
aconsejable que en dichas instalaciones se eviten corrientes fuertes de aire,
humedades excesivas en el piso o en el ambiente, falta de ventilación o
recalentamiento de aire dentro del alojamiento. (BAYER, 2007)
12
Estaca
El manejo con estacas puede ser más ventajoso en algunas explotaciones debido a su
bajo costo y a que permite una mayor adaptación del animal al medio ambiente. Los
potreros destinados para tal fin deben ser de fácil acceso y estar cerca de la vivienda
de los operarios para tener un buen control sobre el estado de los animales.
La cuerda a utilizar debe ser resistente a tener como mínimo 1,5 metros de largo, el
nudo es fijo, dejando una pequeña luz sobre el cuello del animal para evitar que la
cría se ahorque. En lo posible contar con estacas que faciliten la rotación de la cuerda.
Siempre garantizar un acceso permanente de los animales al agua fresca desde los
primeros días de vida, la cual requiere de un recipiente diferente al destinado para
concentrado o suplemento mineral. Esos recipientes se deben lavar como mínimo una
vez al día. (BAYER, 2007)
1.3.4Alimentación
Cuando las crías son alimentadas con ayuda de baldes se recomienda que los mismos
cuenten con chupos que facilitan el consumo de la leche o el sustituto lácteo. El
consumo directo sobre el balde aumenta la posibilidad de presentarse una bronco-
aspiración. El suministro de leche o sustitutos lácteos debe realizarse a temperatura
corporal, es decir entre 38 y 40°C.Fundamentalmente la nutrición de una cría incluye
el garantizar el consumo máximo de 400 litros de leche o lactoreemplazador durante
todo el periodo de cría en forma gradual y permanente. El consumo del concentrado
puede iniciarse desde el cuarto día de nacimiento pero siempre en forma escalonada,
hasta alcanzar unos 2 Kilos/día a los tres meses de edad. Cuando un animal logre un
consumo de 1.5 Kilos /día de concentrado durante tres días en forma consecutiva, se
puede dejar de suministrar leche o lactoreemplazador de manera definitiva.
(UDELAR)
13
1.3.5El destete
Llevando a cabo de manera adecuada todas las prácticas de Manejo y Calendario
Sanitario podemos realizar el destete de 45 a 90 días Después del calostro, las
terneras recibirán de dos a tres litros de leche cada 12 horas, la leche debe darse tibia
para evitar el cólico.
A partir de los 35 días la cantidad de leche no debe pasar de 2 litros cada 12 horas,
con el fin de ir preparando a la ternera al destete A partir del cuarto día de edad
recibirán cantidades crecientes de una buena ración de inicio, que debe cambiarse
todos los días, dar siempre una nueva ración por día Simultáneamente se les ofrecerá
agua fresca y limpia, este es el aspecto más descuidado en la crianza de terneras,
generalmente el productor no da agua o da a ternera agua de acequia lo cual
ocasiona diarreas o parasita tempranamente. No es conveniente ofrecer forraje de
ninguna clase a esta edad. (GARCIA, 2000)
La ternera estará lista para el destete, cuando consuma más de 800 gramos de ración
al día, por dos o tres días seguidos, esto ocurre generalmente a los 30 a 35 días de
edad Recomendamos lograr un consumo de 1.0 Kilogramo diario de inicio para
iniciar el destete No destetar terneras débiles o enfermas (AGO, 2010)
1.3.6Crianza de terneras de 0 a 42 días
Después del calostro las terneras recibirán 2 a tres litros de leche cada 12 horas. La
leche debe ofrecerse siempre a la misma temperatura. A partir de los 35 días de edad,
la cantidad de leche no debe pasar de 2 litros cada 12 horas, a fin de ir preparando a
la ternera al destete
A partir del 4º día de edad recibirán cantidades crecientes, de una buena
ración de inicio, la cual debe cambiarse todos los días, o sea si hay residuos
retirar y colocar una nueva ración por día
14
Simultáneamente se les dará agua potable, que debe cambiarse también
diariamente.
No dar forraje de ninguna clase a esta edad
La ternera estará lista para el destete cuando consuma más de 800 gramos de
ración de inicio al día, por 2 o 3 días seguidos, esto suele ocurrir a los 30 a 35
días de edad
Se recomienda obtener un consumo de 1.0 kilogramo diario de inicio para
iniciar el destete
No destetar terneras débiles o enfermas (BASTIDAS, 2002)
1.3.7Manejo de terneras de 6 a 7 semanas a tres meses
Disponer de varios corralitos para albergar o criar grupos de 5 a 10 terneritas
como máximo y según el tamaño del establo, teniendo en cuanta un área de 5
a 6 metros cuadrados por cada ternera.
En cada corralito, vacío y limpio, entrará simultáneamente un grupo de
terneras de cuna; que a los tres meses de edad los desocuparán juntas. Estas
terneras seguirán recibiendo una ración de inicio y agua suficiente hasta que
cumplan tres meses.
A partir de los meses de edad recibirán, por primera vez forraje (un heno de
tallo fino y muchas hojas). El concentrado de inicio se irá reemplazando con
concentrado para terneras de 3 a 6 meses de edad, recría o crecimiento.
(BOTERO, 2009)
1.4 Principales enfermedades de las terneras
Las enfermedades de los terneros son aquellas que se presentan durante el primer mes
de vida.
Las enfermedades de las terneras pueden clasificar de la siguiente manera:
15
• Tempranas: son las enfermedades en terneros que se presentan dentro
de las primeras 48 horas, que pueden ser la malnutrición debido a un
inadecuado amamantamiento, hipotermia por exposición al frío o la
colibacilosis o diarrea de los neonatos;
• Retardadas: son las enfermedades en terneras que se presentan dentro
de los días 2-7 después del parto, por ejemplo, la incapacidad para
amamantarse que resulta en la emaciación o la colibacilosis o diarrea
de los neonatos;
• Tardías: se presentan después de la semana 1 y hasta la semana 4, por
ejemplo la enterotoxemia. (LAVET, 2014)
1.4.1Parasitismo
Se conocen tres tipos de parásitos que más afectan a las terneras:
1.4.1.1 Parásitos redondos o lombrices.
Las hembras de un tipo de lombriz ponen huevos los cuales son expulsados en el
excremento, ya en el exterior y con buenas condiciones de humedad y temperatura al
poco tiempo se forma dentro de ellos una larva microscópica que sale a reventar el
huevo. Otras lombrices ponen los huevos con la larva dentro y ya en la tierra, con
buenas condiciones revientan (eclosionan) y salen las larva.
Algunas lombrices después de adultas viven en los tubitos de los pulmones
(bronquios) causándoles problemas respiratorios. El efecto de las lombrices está
determinado por la edad, los tipos y cantidad de parásitos que presente y el estado
nutricional del animal observándose:
Diversos grados de diarrea al no efectuarse bien la digestión.
Anemia y baja de las defensas al absorber sangre e inyectar sustancias
venenosas (toxinas).
Graves neumonías en los pulmones. (GELVEZ)
16
1.4.1.2 Parásitos planos, tenias o solitarias.
Las solitarias del ganado permanecen en los intestinos, cuando están llenas de huevos
desprenden parte de su cuerpo y con ellas los huevos, éstos son arrastrados por el
agua o son comidos por escarabajos que viven en el zacate. Luego los animales los
ingieren al tomar agua contaminada con huevos o al comer los escarabajos junto al
zacate y así se infestan.
Las solitarias o tenías viven en el intestino delgado, cuando son muy abundantes
pueden producir diarrea debido a que impiden la buena digestión de los alimentos.
(RAIZMAN , 2013)
1.4.1.3 Coccidias.
Son parásitos del mismo grupo de las amebas. Los animales infestados al defecar
desprenden huevos que contaminan el agua y el pasto contagiando de esa manera a
otros animales.
Estos parásitos dañan la parte interna de los intestinos (mucosa) de los terneros, sobre
todo el intestino grueso provocando hemorragia o diarrea de sangre. Aunque esta
diarrea rara vez se aflige el ternerito, puede complicarlo si no está bien nutrido. Para
cada uno de estos parásitos se necesitan medicamentos diferentes, aunque las medidas
preventivas son las mismas.
Los parásitos en los intestinos causan mayor daño a los animales entre 1 y 18 meses,
razón por la cual deben desparasitarse con más regularidad. Los animales adultos son
más resistentes al daño que causan los parásitos, al menos que estén desnutridos o
debilitados por otra enfermedad que les mantenga baja las defensas. Con frecuencia
los terneros se infestan con varios tipos de parásitos internos a la vez
(poliparasitismo), causándole consecuencias más graves. (BASTIDAS, 2002)
17
1.4.2Pierna negra
Es una enfermedad que ataca al ganado joven de 3 meses hasta los 3 años y se
caracteriza por hinchazón de los músculos de las piernas, caderas, pecho, lomo o en
las paletas con presencia de gases debajo del cuero en la zona inflamada. También se
pueden inflamar otros músculos del cuerpo o la garganta. La bacteria que la produce
se encuentra normalmente en los intestinos de los terneros y bovinos adultos también
en las ovejas y en las cabras. Cuando la bacteria entra en contacto con el aire se
envuelve en una coraza o espora que lo hace muy resistente a la resequedad y al sol
por lo que puede permanecer viva en el suelo durante años, así como en cadáveres
muertos por esta enfermedad. Los animales se contagian principalmente al ingerir las
esporas que están en el pasto o agua contaminados. Es más común que ocurra en
verano y generalmente en terneros de destete de preferencia los más hermosos del
grupo, rara vez puede aparecer en terneros de 2 meses y en vacas de 10 a 12 años.
(SONI, 2000)
1.4.3Principales tipos de diarreas en los terneros
Las diarreas es una de las principales causas de muertes en los terneros las cuales, al
igual que los procesos respiratorios o neumonías, les da con más frecuencia a los
terneros que no han bebido calostro a tiempo o han bebido poco calostro en los
primeros días de nacido.
1.4.3.1 Diarrea digestiva, curso blanco, diarrea de leche, o empacho de leche.
Este tipo de diarrea es común en terneras recién nacidas hasta tres meses, se relaciona
con el consumo excesivo de leche sobre todo cuando por descuido se les deja mucha
leche en la teta, cuando hay cambio de manos a la hora del ordeño o cuando las
terneras maman durante la noche. La diarrea es blanca y con coágulos de leche sin
digerir. Si se toman medidas a tiempo esta diarrea por lo general no tiende a
complicarse y el animalito se recupera solo. En la diarrea digestiva o empacho de
18
leche, por lo general el animal se recupera sin tener que aplicar otra cosa, lo principal
es no darle leche durante unas horas (LAVET, 2014)
1.4.3.2 Diarrea por parásitos.
Se presentan por lo regular en terneras mayores de 3 meses o destetados y son
producidas por lombrices, ténias o fasciólas que viven en el cuajar, en los intestinos o
en el hígado las que además de chuparles la sangre hacen que la digestión no se
realice normalmente lo que provoca diarrea líquida, oscura y con mal olor que les
ensucia la cola y en ocasiones se observan manchas de sangre. Algunos tipos de
lombrices alternan diarrea con estreñimiento. Como tratamiento de las diarreas
parasitarias lo primero que haremos es curarles los parásitos con antiparasitarios de
amplio espectro repitiendo el tratamiento entre los 14 a 21 días después, debemos
valorar además el estado de deshidratación (MAQUIROS, 2000)
1.4.3.3 Diarrea de sangre o coccidiosis.
Ataca a terneras desde 1 mes hasta 1 año, con mayor frecuencia durante el invierno
pues es un parásito que abunda en la humedad y facilita el contagio cuando
comparten poco espacio en los corrales, es decir viven en condiciones de
hacinamiento. Al inicio las heces son líquidas con poca o ninguna sangre y al
agravarse se vuelve más sanguinolenta, puede observarse desde manchas de sangre o
coágulos hasta sangre mezclada con el excremento. (LAVET, 2014)
1.5 El propóleo
Es una sustancia resinosa, que varía desde el color verde parduzco hasta el negro,
dependiendo de su origen botánico y de la presencia de flavonoides. Es conocido
desde el antiguo Egipto, donde era usado para embalsamar cadáveres. La palabra
propóleo es de origen griego: pro (delante o antes) y polis (ciudad), lo que significaría
"protección de la ciudad"; sin embargo, fue a finales del siglo XIX durante la guerra
19
de los Boers, en Suráfrica, cuando tuvo la mayor aplicación en tratamientos de
heridas como cicatrizante (POLAINO, 2004)
1.5.1Composición del propóleo
Pero también está compuesta de vitaminas, aminoácidos esenciales, resinas, bálsamos
y flavonoides 50% de compuestos fenólicos, flavonoides (responsables de la
actividad antiviral), ácidos aromáticos, aldehídos aromáticos, triglicéridos fenólicos
además Provitamina A, Vitaminas B3, Lactosas, Polisacáridos y Aminoácidos.
(GONZALES, A. 2008).
CUADRO 2.- Composición del propóleo
Elementos Porcentaje
Resinas y Balsamos 50 – 55 %
Cera 30 – 40 %
Aceites volátiles aromáticos 5 – 10 %
Polen 5 %
Sutancias organicas y minerales 5 %
(Clemet, 2012)
1.5.2Actividad biológica
La actividad biológica del propóleo es muy grande, pudiendo englobarse en:
1.5.2.1 Actividad bactericida
Posee propiedades antimicrobianas, bacteriostáticas, antibacterianas de amplio
espectro proporcionadas por los acidos benzoicos, oxibenzoico, cafeico, ferulico y
flavononas, las cuales actúan frente a microorganismos como: Bacillussubtilis,
20
Bacillusalvei, Proteusvulgaris, Bacilo de Koch y Staphylococcusaureus. . (DUBUA,
2009)
1.5.2.2 Actividad antimicótica
Lapinocembrina presente en el propóleos es el principal responsable de esta
actividad, principalmente en algunas cepas del género Cándida.
1.5.2.3 Actividad antiparasitaria
Refiere su efectividad contra la Giardialamblia, y como control en 67%
de Eimeira spp. (Coccidios) en aves.
1.5.2.4 Actividad anti-viral
Posee un alto control frente a los virus de la influenza, combate en un porcentaje
considerable al Newcastle, los virus HSV-1 (Herpes virus), polio virus, la fiebre del
valle de Rift, la infección vírica bursal, el reo virus. (ASIS, 2009)
1.6 El polen
Es considerado un polvillo diminuto muy fino de color amarillo, producido por los
órganos masculinos de las plantas, encargado de fecundar sus órganos femeninos, el
mismo que las abejas recogen de las flores con sus patas, lo humedecen con néctar
dándole la forma de pequeñas bolitas que transportan a la colmena para alimentar a
las crías, considerando un complemento vitamínico, energizante y promotor
inmunológico. (POLAINO, 2004)
Considerado el único alimento en el mundo perfectamente completo, ya que contiene
todas las vitaminas y minerales que necesita el ser humano. Además tiene un alto
valor en proteínas y otras sustancias valiosas que contienen enlaces fisicoquímicos y
es seriamente afectado por las temperaturas altas y rayos ultravioletas. (POLAINO,
2004)
21
1.6.1Composición del polen
De primera mano conocemos que es un gran energizante, natural, también cumple
papeles muy importantes como son: Antibacteriano, Anti-inflamatorio,
Antiparasitario, Anti-alergénico, Anti-toxico, Anti-colesterol, Anti-depresivo,
Bioestimulante, Dietético, Depurativo, Mejora la flora intestinal, Disminuye el riesgo
de enfermedades genéticas. ( (DUBUA, 2009)
CUADRO 3.- Composición del polen
Elementos Porcentaje
Proteína 16 – 30 %
Almidón 1 – 7 %
Azucares 0 – 15 %
Lípidos 3 – 10 %
(Maslet, 2008)
1.6.2Actividad biológica del polen
El polen gracias a su alto porcentaje de hidratos de carbono lo convierten en un
complemento alimenticio ideal en etapas de escasa energía. Contiene un 20% de
proteínas para el buen funcionamiento del organismo y un gran número de minerales
Y oligoelementos que ayudan a la función celular, muscular y esquelética. Su aporte
en vitamina A y la rutina son excelentes para el crecimiento y la vitamina B equilibra
el sistema nervioso. (DUBUA, 2009)
1.7 La miel de abeja
La miel es un fluido dulce y viscoso producido por las abejas a partir del néctar de las
flores o de secreciones de partes vivas de plantas o de excreciones de insectos
chupadores de plantas. Las abejas lo recogen, transforman y combinan con la enzima
22
invertasa que contiene la saliva de las abejas y lo almacenan en los panales donde
madura.El consumo de miel de abeja es altamente beneficioso para las aves, ya que se
ha comprobado que la miel es una gran fuente de energía, estimula la formación de
glóbulosrojos porque posee ácido fólico, ayudando también a incrementar la
producción de anticuerpos. (AVILA, 2000)
1.7.1Composición de la miel de abeja
Es antiséptico, antibiótico, preservador y endulzador natural. Al suministrar
regularmente miel de abeja a las aves estaremos enriqueciendo su alimentación, ya
que esto tendrá un efecto emoliente por que ayudará a la digestión y fortificando el
pecho, los nervios y los pulmones. Contiene vitaminas B, C, D y E, además de
minerales, agua y enzimas.
Sus efectos sobre la piel son excelentes, ya que cura úlceras, inflamación de ganglios
y toda clase de infecciones de la piel. (THUN, 2012).
FIGURA 1.- Composición de la miel
(Rober, y otros, 2006)
Componente Rango Contenido Típico Agua 14 – 22 % 17 %
Fructosa 28 – 44 % 38 % Glucosa 22 – 40 % 31 % Sacarosa 0.2 – 7 % 1 % Maltosa 2 – 16 % 7.5 %
Otros Azucares 0.1 – 8 % 5 % Proteínas Y Aminoácidos 0.2 – 2 %
Vitaminas Enzimas Hormonas Ácidos Orgánicos Y Otros
0.5 – 1 %
Minerales 0.5 – 1.5 % Cenizas 0.2 - 1 %
23
1.7.2Actividad Biológica de la Miel de Abeja
1.7.2.1 Actividad antibacteriana
Se ha demostrado que la miel inhibe la formación de biofilms (comunidades de
bacterias). La miel altera la forma en la que las bacterias se comunican unas con otras
y debilita la virulencia bacteriana, lo que hace que ciertos patógenos sean más
susceptibles a los antibióticos convencionales. La capacidad antibacteriana de la miel
es el resultado de cinco factores: (MORETA, J. 2007).
1.7.2.2 Peróxido de hidrógeno
Ha sido descrito como uno de los principales responsables de la actividad
antibacterial de la miel. Es un potente agente antimicrobiano.
A.- Azúcar: Su alta concentración en azúcar hace que tenga capacidad para matar las
bacterias a través de un proceso denominado lisis osmótica.
B.- Metilglioxal: Compuesto antibacteriano. (MORETA, J. 2007).
B.- Ácido:La miel tiene un pH de 3,5 aproximadamente, un entorno ácido que
favorece la ralentización del crecimiento bacteriano. (PASTOR, D. 2007).
Defensina-1: Proteína que producen las abejas y añaden a la miel y que actúa de
potente ingrediente antibacteriano,contribuyen a la actividad antibacteriana de la miel
contra Bacilluscereus, E. coli, Salmonella, y Streptococcuspyogenes.
1.7.2.3 Actividad antioxidante
Porque tienen en cuenta algunos aspectos de metabolismo, ingesta y ubicación del
compuesto antioxidante en las células. Hacen uso de células cancerosas o glóbulos
rojos, con un precursor de tinción agregado en el interior del citosol de la célula, que
sólo se convierte en un medio de contraste si está dañado por el estrés oxidativo.
(PORTELA, 2012)
24
CAPITULO II
2 MATERIALES Y MÉTODOS En este capítulo se presenta una breve descripción del lugar donde se ejecutó la
presente investigación, materiales, métodos utilizados, condiciones geográficas y
climáticas, la población de pollos y la distribución en cada lote y se detallan los
pasos que se siguió para realizar el siguiente experimento.
2.1 Características del lugar de la investigación.
2.1.1Ubicación del ensayo.
2.1.1.1 Ubicación política y geográfica
Provincia: Pichincha
Cantón: Mejía
Parroquia: Aloasi
Barrio: San Javier
Hacienda Mayrita
2.1.1.2 Límites
Norte: Propiedad Sr. Antonio Jaguaco
Sur: Hda San Javier
Este: Reserva el Corazón
Oeste Rancho Merceditas
25
2.1.1.3 Coordenadas geográficas
Latitud: 0º 24’ Sur
Longitud: 78º31’ Occidental
Altitud: 2725 m.s.n.
2.1.1.4 Condiciones climáticas
Temperatura: 12 Cº
Nubosidad: Dispersas
Clima: Templado
Velocidad del viento: 16 km/h
Altitud: 2.933 msnm
Pluviosidad: 1.7mm
Viento:14 ESTE
Horas luz: 12 horas/día
GOBIERNO A.D. MUNICIPAL DEL CANTÓN MEJÍA
2.2 Recursos Materiales
2.2.1Materiales de oficina
a) Carpetas
b) Computadora
c) Impresora
d) Grapadora
e) Calculadora
26
f) Memoria USB
g) Libreta de apuntes
h) Registros
2.2.2Materiales de campo
Guantes.
Mandil.
Mascarillas
Overol.
Sogas
Jáquimas
Estacas
Botas.
Biberones
Jeringas
Baldes
Gorra.
2.2.3Insumos y Recursos animales.
a) Terneras
b) Miel de abeja
c) Polen
d) Propóleo
27
2.2.4Instalaciones
Las instalaciones en las que permanecieron fue un potrero de 100 metros de largo por
50 metros de ancho el cual contiene ray grass, pasto azul, trébol blanco.
2.3 Tipo de investigación
2.3.1Investigación experimental
La investigación experimental está integrada por un conjunto de actividades
metódicas y técnicas que se utilizan para recabar información y datos sobre el tema a
investigar. Se presenta mediante la manipulación de una variable experimental no
comprobada, en condiciones rigurosamente controladas, con el fin de describir de qué
modo o por qué causa se produce una situación o acontecimiento particular.
(MARQUEZ, 2012)
Este tipo de diseño nos ayuda a nuestra investigación ya que ejercer un estricto
control sobre el experimento por medio del establecimiento tanto de grupos de
comparación a fin de manipular la variable independiente como la equivalencia de los
grupos por medio de la asignación aleatoria en las terneras.
2.3.2Investigación descriptiva
Nos ayuda en nuestra investigación a recoger los datos sobre la base de la hipótesis de
estudio, exponer y resumir la información de manera cuidadosa y luego analizar
minuciosamente los resultados, a fin de extraer generalizaciones significativas.
2.4 Metodología
2.4.1Métodos
2.4.1.1 Método Experimental
Es un método para la recolección de datos en el cual se comparan las mediciones del
comportamiento de un grupo de control, como mínimo, con las mediciones de un
grupo experimental.
28
Este método se aplicará para observar los hechos intentar explicarlos y comprenderlos
a través de la observación de las terneras en estudio.
2.4.2Técnicas
La principal técnica de investigación utilizada fue la observación la cual consiste en
observar aplica el examen atento del hecho o fenómeno que se estudia con el fin de
percibir registrar y sistematizar sus diferentes notas o características y en su caso
comprobar hipótesis elaborar leyes así como formular teorías. (RUTZ, 2009)
2.5 Diseño experimental
Se utilizó un Diseño Completamente al Azar (DCA), es una prueba basada en el
análisis de varianza, en donde la varianza total se descompone en la varianza de los
tratamientos y la del error, se utiliza unidades experimentales de lo más homogéneas
posibles. Este diseño es muy recomendado para laboratorio, animales. Si existe
diferencia estadística con los datos corridos mediante el sistema estadístico
INFOSTAT, estos se evidenciaran con la prueba de DUNCAN al 0,5%
TABLA N° 1 Esquema de ADEVA
FUENTE DE VARIACIÓN GRADOS DE LIBERTAD
Total 15
Tratamiento 3
Error 12
Fuente: Directa
Elaborador: HEREDIA, Luis; 2015
29
2.5.1Cuadro de tratamientos
TABLA 2. Esquema De Tratamientos
GRUPOS MANEJO ALIMENTARIO
T1 Leche + propóleo (10%)
T2 Leche + polen (10%)
T3 Leche + miel (10%)
T0 Leche
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
2.5.2Unidades experimentales
En esta investigación se utilizó 16 terneras de la raza holstein de 3 días de edad
divididos en 4 grupos de 4 animales de los cuales 3 grupos fueron del tratamiento
experimental y un grupo como testigo.
2.6 Manejo del ensayo
2.6.1Preparación del área de estudio
Se preparó el potrero en el cual permanecieron las terneras se preparó con un mes
antes de la llegada de los animales al potrero se le realizó un corete del pasto con la
igualadora de pastos para tener un pasto uniforme al momento del ingreso de los
animales.
30
El área designada para cada animal es de 5 metros cuadrados para cada animal los
cuales permanecerán por sogueo y cambados diariamente hasta que termine el
estudio.
2.6.2Desarrollo de la investigación.
Las terneras para el experimento fueron obtenidas de distintas haciendas, raza
holstein friesian con un rango de edades entre tres y cinco días de edad y llevadas al
área de estudio previamente preparada se les coloco las jáquimas y sogas se les
procedió a identificarlas aleatoriamente con aretes identificados para cada grupo de
tratamiento y jáquimas de distintos colores para cada grupo con la siguiente
simbología:
Tratamiento 1 Jáquimas de color rojo y Aretes identificados N°1 T1 – N°4
T1 propóleo
Tratamiento 2 Jáquimas de color verde y Aretes identificados N°5 T2 – N°8
T2 polen
Tratamiento 3 Jáquimas de color azul y Aretes identificados N°9 T3 – N°12
T3 Miel
Tratamiento testigo Jáquimas de color celeste y Aretes identificados N°13
T4 – N° 16 T1
Una vez identificados los animales y colocadas en el área de estudio se les procedió a
realizar la toma de datos para el peso y la talla con la cual ingresaban los animales
para la investigación, luego se procedió a mantenerles por un día para que se
ambienten en el lugar previa a la administración de los tratamientos designados.
Al día siguiente se procedió a toma de las muestras sanguíneas por medio de la vena
yugular una cantidad de 5ml en tubos Vacutainer tapa roja correctamente
membretadas con cada tratamiento al cual pertenecían.
31
Las muestras fueron colocadas en un cooler para ser transportadas al laboratorio
“VETELAB” en el cual se encargan de analizar las muestras y remitir los resultados
para las distintas inmunoglobulinas de estudio.
La miel, el polen y el propóleo para la administración se obtuvieron del api ario del
Sr. Juan Escobar de la ciudad de Machachi el cual nos proporcionó los materiales
puros para nuestra investigación.
2.6.2.1 Preparación de las soluciones de Polen, Miel, y propóleo
2.6.2.1.1 Preparación de solución de Miel
Para la preparación de la solución al 10% de leche con miel se procedió a realizar una
simple regla de 3 en la cual tenemos los siguientes datos:
Miel: 100%
Leche: 100%
Solución 10% de miel
Leche --------- 100%-----------2000ml
Miel -------------10%-------------x?
X= 10% x 2000ml
100%
X= 200ml
Una vez aplicada la formula tenemos que para tener una solución de leche con miel al
10% tenemos que colocar 200ml de miel con 1800ml de leche para administrar al
tratamiento 3.
32
2.6.2.1.2 Preparación de solución de polen
Para la preparación de la solución al 10% de leche con polen se procedió a realizar
una simple regla de 3 en la cual tenemos los siguientes datos:
Polen: 100%
Leche: 100%
Solución 10% de leche con polen
Leche --------- 100%-----------2000ml
Polen -------------10%-------------x?
X= 10% x 2000ml
100%
X= 200ml = 200gr
Una vez aplicada la formula tenemos que para tener una solución de leche con miel al
10% tenemos que colocar 200gr de polen con 1800ml de leche para administrar al
tratamiento 2.
2.6.2.1.3 Preparación de solución de propóleo
Para la preparación de la solución de leche y propóleo se procedió de una manera
diferente ya que al ser el propóleo un material sólido y no permitir la homogeneidad
con la leche se optó por una alternativa diferente en la cual se realizó una solución
alcohólica de propóleo de la siguiente manera:
Una vez obtenido el propóleo se procedió a colocar 500gr de propóleo con 1000ml de
alcohol de 90° en un frasco de cristal y dejarlo reposar en un lugar oscuro, cada día se
procedía a mecerlo para que de esta manera el alcohol desintegre el propóleo y lo
transforme en una forma líquida.
33
Una vez transcurridos 15 días se procede a realizar el filtrado de la solución de la cual
se obtiene 1000 ml de solución alcohólica de propóleo al 50% en alcohol de 90°.
Para la preparación de la solución al 10% de leche con propóleo se procedió a aplicar
la siguiente formula:
C1xV1=C2xV2
Donde despejando tenemos que:
V2= C1xV1\C2
Propóleo: 50%
Leche: 100%
Solución 10% de leche con propóleo
Remplazando los datos tenemos:
V2= 10 x 2000 \ 50
V2= 400
Una vez aplicada la formula tenemos que para tener una solución de leche con
propóleo al 10% tenemos que colocar 400ml de la solución de propóleo previamente
realizada más 1600ml de leche para administrar al tratamiento 1.
Se administrara a siguientes tratamientos ubicados de la siguiente manera: T1
propóleo,T2 polen y T3 miel para su previa evaluación de la inmunidad
mediante análisis para cuantificar inmunoglobulina G; M; y A
34
2.7 Toma de muestras
Las muestras fueron tomadas al inicio de la investigación previa administración de
los distintos compuestos, y al final de la investigación una vez terminada la última
administración de los tratamientos.
Las muestras sanguíneas fueron extraídas mediante punción de la vena sacra
previamente desinfección del área con agujas vacutainer en una cantidad de 5 ml y
colocada en tubos Vacutainer tapa roja, para posteriormente ser enviados al
laboratorio VET-LAB de la ciudad de Machachi para su análisis.
El laboratorio se encargó de remitir los resultados 5 días después de entregadas las
muestras, los datos resultantes de inmunoglobulinas fueron remitidos en miligramos
por decilitro.
2.8 Duración del trabajo
El trabajo de campo tuvo una duración de 30 días
2.9 Variables evaluadas.
2.9.1IgA (inmunoglobulina)
Se obtuvo con ayuda de los exámenes de laboratorio para determinar los niveles
inmunológicos de las animales en experimentación, las inmunoglobulinas evaluadas
fueron: Ig G, Ig M, y la Ig A.
2.9.2Peso
El cálculo de peso se lo realizó tomando en cuenta el peso final que la ternera haya
alcanzado en el transcurso de la semana, restando el peso inicial lo cual se expresara
en kilogramos (Kg).
35
2.9.3Talla
La medición de la talla se la realizó desde la punta de las extremidades anteriores
hasta la cruz, semanalmente y será expresada en centímetros (cm)
2.9.4Mortalidad
Se refiere al porcentaje de animales muertos durante el transcurso del experimento y
se calculó de la siguiente manera
2.9.5Morbilidad
Se refiere al porcentaje de animales enfermos durante el experimento y se calculó de
la siguiente manera.
2.9.6Costos
Para el cálculo de egresos se realizó un listado de los materiales con su respectivo
valor en dólares.
36
CAPITULO III
3 RESULTADOS Y DISCUSIÓN En el presente capitulo se detalla los resultados obtenidos de la investigación en la
que se evaluó la respuesta inmunitaria en terneras con el consumo de propóleo, polen,
y miel al 10% suministrado en la leche, frente a un testigo T0 al cual no se le
administro nada.
3.1 Variable inmunoglobulinas
3.1.1Primer muestreo Ig G
TABLA 3.- Cantidad de inmunoglobulinas G previa administración de los
tratamientos
TRATAMIENTOS OBSERVACIONES PROMEDIO
Inmunoglobulina G mg/dl
Propóleo 1006,25 1162,5 1248 1159,2 1143,98
Polen 1525 1450 1537,5 993,75 1376,56
Miel 1592,85 1350 1375 1406,25 1431,02
Testigo 1487,5 1750 1462,5 1368,75 1517,18
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
37
GRAFICO 1.- Cantidad de inmunoglobulinas G previa administración de los
tratamientos
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
En la tabla 3 y grafico 1 se presentan los datos obtenidos del primer muestreo
sanguíneo realizado para la inmunoglobulinas G a las terneras del estudio, en la cual
se puede observar los datos promedio presentes para los tratamientos en el caso de
propóleo con 1143,98 mg/dl, para el polen 1376 ,56 mg/dl, para la miel 1431,02
mg/dl, y para el tratamiento testigo 1517,188 mg/dl. Se presenta el tratamiento testigo
(1517,18 mg/dl) con la cantidad más alta de inmunoglobulinas de tipo G debido a la
diferencia de inmunoglobulinas presentes en terneras de una misma edad.
Esto hace referencia a lo mencionado por LEYAN V. en el 2004 en un estudio
realizado en terneras de 4 días de edad se presentan con niveles de inmunoglobulina
G 1440 ± 62 mg/dl demostrando que nuestros animales se encuentran en un nivel
óptimo de inmunoglobulinas para iniciar el estudio y con una variación normal.
Mg/
dl
38
Para las inmunoglobulinas G (anexo 1) nos demuestra que existe diferencia
estadística (P < 0.05) presentándose con un valor de probabilidad de 0,0486 para los
tratamientos lo que nos señala que a pesar de ser terneras de un rango de edad similar
existe una variación en cuanto a la cantidad de inmunoglobulina.
CUADRO 4.- Tés de DUNCAN Cantidad de inmunoglobulinas G previa
administración de los tratamientos
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
El cuadro de DUNCAN P < 0,05 nos presenta la diferencia que existe entre los
tratamientos de propóleo frente a la miel y el testigo; no obstante no demuestra
diferencia significativa el tratamiento de propóleo y polen esto logra evidenciar en los
animales presentan diferencias de inmunoglobulinas G entre los tratamientos.
3.1.2 Primer muestreo Ig M
TABLA 4.- Cantidad de inmunoglobulinas M previa administración de los
tratamientos
TRATAMIENTOS OBSERVACIONES
PROMEDIO Inmunoglobulina M mg/dl
Propóleo 224,88 151,13 174,72 162,29 178,25 Polen 205,88 203,73 215,25 139,13 190,99 Miel 223 189 191,81 196,88 200,17
Testigo 207,51 245 210,6 205,31 217,10
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
Tratamientos Medias Propóleo 1143,99 A
Polen 1376,56 A B Miel 1431,03 B
Testigo 1517,19 B
39
GRAFICO 2.- Cantidad de inmunoglobulinas M previa administración de los
tratamientos
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
Los datos presentes en la tabla 4 y grafico 2 hacen referencia al muestreo sanguíneo
realizado para la inmunoglobulinas M a las terneras del estudio, en la cual se puede
observar los datos promedio presentes para los tratamientos para el caso de propóleo
con 178,25 mg/dl, para el polen 190,988 mg/dl, para la miel 200,17 mg/dl, y para el
tratamiento testigo 217,10 mg/dl. Se presenta el tratamiento testigo (217,10 mg/dl)
con la cantidad más alta de inmunoglobulinas de tipo M debido a la diferencia de
inmunoglobulinas presentes en terneras de una misma edad.
Los datos de análisis de varianza (anexo 2) no demuestra diferencia estadística (p >
0.05) entre los distintos grupos de tratamiento los cuales se presentan con valores de
probabilidad de 0,2677 entre tratamientos lo que nos señala que a pesar de ser
terneras de un rango de edad similar existe una variación en cuanto a la cantidad de
inmunoglobulina M..
Mg/
dl
40
3.1.3Primer muestreo Ig A
TABLA 5.- Cantidad de inmunoglobulinas A previa administración de los
tratamientos
TRATAMIENTOS OBSERVACIONES PROMEDIO
Inmunoglobulina A mg/dl
Propóleo 64,25 46,5 49,92 46,37 51,76 Polen 45,75 58 61,5 39,35 51,15 Miel 47,79 40,5 55 56,25 49,88
Testigo 56,53 70 59,23 47,52 58,32
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
GRAFICO 3.- Cantidad de inmunoglobulinas A previa administración de los
tratamientos
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
Mg/
dl
41
Los datos de la tabla 5 y grafico 3 nos presentan la cantidad de inmunoglobulinas A
en el muestreo sanguíneo realizado a las terneras del estudio, en la cual se puede
observar los promedios presentes para los tratamientos en el caso de propóleo con
51,76 mg/dl, para el polen 51,15 mg/dl, para la miel 49,88 mg/dl, y para el
tratamiento testigo 58,320 mg/dl. Se presenta el tratamiento testigo (58,32 mg/dl) con
la cantidad más alta de inmunoglobulinas de tipo A debido a la diferencia de
inmunoglobulinas presentes en terneras de una misma edad.
Esto hace referencia a lo mencionado por LEYAN V. EN EL 2004 en un estudio
realizado en terneras de 4 días de edad se presentan con niveles de inmunoglobulina
A 87 ± 43 mg/dl demostrando que nuestros animales se encuentran en un nivel
óptimo de inmunoglobulinas para iniciar el estudio y con una variación normal.
En el análisis de varianza (anexo 3) no demuestra diferencia estadística (p > 0.05)
entre los distintos grupos de tratamiento los cuales se presentan con valores de
probabilidad de 0,5608 entre tratamientos lo que nos señala que a pesar de ser
terneras de un rango de edad similar existe una variación en cuanto a la cantidad de
inmunoglobulina M previa administración de los tratamientos.
3.1.4Segundo muestreo Ig G
TABLA 6.- Cantidad de inmunoglobulinas G finalizada la administración de los
tratamientos
TRATAMIENTOS OBSERVACIONES PROMEDIO
Inmunoglobulina G mg/dl
Propóleo 1487,5 1168,75 1382,4 1228,5 1316,78 Polen 1322,25 1381,25 1443,75 1287,5 1358,68 Miel 1476 1275 1237,5 1356,25 1336,18
Testigo 1525 1493,75 1469,4 1289,6 1444,43
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
42
GRAFICO 4.- Cantidad de inmunoglobulinas G finalizada la administración de los
tratamientos
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
En la tabla 6 y grafico 4 nos presentan la cantidad de inmunoglobulinas G en el
muestreo sanguíneo realizado a las terneras una vez concluidos los 30 días de
tratamiento, en la cual se puede observar los promedios presentes para los
tratamientos en el caso de propóleo con 1316,78 mg/dl, para el polen 1358,68 mg/dl,
para la miel 1336,188 mg/dl, y para el tratamiento testigo 1444,43 mg/dl. Se presenta
el tratamiento testigo (1444,43 mg/dl) con la cantidad más alta de inmunoglobulinas
de tipo G demostrando que el tratamiento con propóleo, polen, y miel no a resultaron
de gran utilidad para aumentar la cantidad de inmunoglobulinas G en las terneras.
Los datos de análisis de varianza (anexo 4) no demuestra diferencia estadística (p >
0.05) entre los distintos grupos de tratamiento los cuales se presentan con valores de
probabilidad de 0,4046 entre tratamientos lo que nos señala que después de terminada
Mg/
dl
43
la administración de los distintos tratamientos en las terneras no existe una variación
en cuanto a la cantidad de inmunoglobulina G.
3.1.5Segundo muestreo Ig M TABLA 7.- Cantidad de inmunoglobulinas M finalizada la administración de los
tratamientos
TRATAMIENTOS OBSERVACIONES PROMEDIO
Inmunoglobulina M mg/dl
Propóleo 193,38 140,25 207,36 165,85 176,71 Polen 178,5 192,68 202,13 167,38 185,17 Miel 208,85 178,5 172,63 189,88 187,46
Testigo 212,74 209,13 211,59 193,44 206,72
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
GRAFICO 5.- Cantidad de inmunoglobulinas M finalizada la administración de los
tratamientos
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
Mg/
dl
44
Al revisar el grafico 5 y la tabla 7 se puede observar la cantidad de inmunoglobulinas
M en el muestreo sanguíneo realizado a las terneras una vez concluidos los 30 días
de tratamiento, en la cual se puede observar los promedios presentes para los
tratamientos en el caso de propóleo con 176,10 mg/dl, para el polen 185,17 mg/dl,
para la miel 187,465 mg/dl, y para el tratamiento testigo 206,72 mg/dl. Se presenta el
tratamiento testigo (206,72 mg/dl) con la cantidad más alta de inmunoglobulinas de
tipo G demostrando que el tratamiento con propóleo, polen, y miel no a resultaron de
gran utilidad para aumentar la cantidad de inmunoglobulinas M en las terneras.
En el análisis de varianza (anexo 5 ) no demuestra diferencia estadística (p > 0.05)
entre los distintos grupos de tratamiento los cuales se presentan con valores de
probabilidad de 0,2075 entre tratamientos lo que no existe una variación en cuanto a
la cantidad de inmunoglobulina M entre los grupos de polen, propóleo y miel frente
al tratamiento testigo.
3.1.6Segundo muestreo Ig A
TABLA 8.- Cantidad de inmunoglobulinas A finalizada la administración de los
tratamientos
TRATAMIENTOS OBSERVACIONES PROMEDIO
Inmunoglobulina A mg/dl
Propóleo 59,5 46,75 55,3 49,14 52,67
Polen 39,67 55,25 57,75 51,5 51,04
Miel 51,66 38,25 49,5 54,25 48,41
Testigo 57,95 59,75 59,51 45,14 55,58
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
45
GRAFICO 6.- Cantidad de inmunoglobulinas A finalizada la administración de los
tratamientos
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
En la tabla 8 y grafico 6 se presentan la cantidad de inmunoglobulinas A obtenidas en
el muestreo sanguíneo realizado a las terneras una vez concluidos los 30 días de
tratamiento, en la cual se puede observar los promedios presentes para los
tratamientos en el caso de propóleo con 52,67 mg/dl, para el polen 51,08 mg/dl, para
la miel 48,415 mg/dl, y para el tratamiento testigo 55,58 mg/dl. Se presenta el
tratamiento testigo (55,58 mg/dl) con la cantidad más alta de inmunoglobulinas de
tipo G demostrando que el tratamiento con propóleo, polen, y miel no a resultaron de
gran utilidad para aumentar la cantidad de inmunoglobulinas A en las terneras.
Los datos de análisis de varianza (anexo 6) no demuestra diferencia estadística (p >
0.05) entre los distintos grupos de tratamiento los cuales se presentan con valores de
probabilidad de 0,5513 entre tratamientos lo que nos señala que después de terminada
la administración de los tratamientos con propóleo, polen, y miel aplicados en las
terneras no existe una variación en cuanto a la cantidad de inmunoglobulina A frente
al grupo testigo.
Mg/
dl
46
3.1.7Talla
TABLA 9.- Talla de las terneras inicio de la investigación
TRATAMIENTOS Talla cm PROMEDIO
Propóleo 75 78 70 76 74,75
Polen 82 75 72 70 74,75
Miel 76 78 72 69 73,75
Testigo 76 67 75 70 72
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
GRAFICO 7.- Talla de las terneras inicio de la investigación
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
En el grafico 7 y tabla 9 se presentan los datos de talla tomadas a las terneras previo
inicio del estudio, en la cual se puede observar los datos promedio para los
tratamientos en el caso de propóleo con 74,75 cm, para el polen 74,75 cm, para la
miel 73,75 cm, y para el tratamiento testigo 72 cm. Se presenta los grupos de
tratamiento con propóleo y polen (74,75 cm) con la talla más alta seguidos por el
cm
47
tratamiento con miel (73,75 cm) y el grupo testigo (72 cm) en último lugar, esto
debido a que los animales poseen diferente genética.
Los datos de análisis de varianza (anexo 7) no demuestra diferencia estadística (p >
0.05) entre los distintos grupos de tratamiento los cuales se presentan con valores de
probabilidad de 0,7784 entre tratamientos lo que nos señala que la talla de los
terneros al inicio no demuestra diferencia significativa previa aplicación los
compuestos.
TABLA 10.- Talla de las terneras final de la investigación
TRATAMIENTOS Talla cm PROMEDIO
Propóleo 85 82 77 84 82
Polen 87 81 80 80 82
Miel 83 84 79 80 81,50
Testigo 86 70 82 75 78,25
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
GRAFICO 8.- Talla de las terneras final de la investigación
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
cm
48
Los datos presentes en el grafico 8 de las talla tomadas a las terneras una vez
finalizada la aplicación de los tratamientos se puede observar que las tallas promedio
para los tratamientos en el caso de propóleo con 82 cm, para el polen 82 cm, para la
miel 81,50 cm, y para el tratamiento testigo 78 cm. Se presenta los grupos de
tratamiento con propóleo y polen (82 cm) con la talla más alta seguidos por el
tratamiento con miel (81,50 cm) y el grupo testigo (78 cm) en último lugar, esto nos
demuestra que los tratamientos experimentales funcionaron en el desarrollo de las
terneras frente al grupo testigo que no alcanzo el nivel de desarrollo superior.
Los datos de análisis de varianza (anexo 8) no demuestra diferencia estadística (p >
0.05) entre los distintos grupos de tratamiento los cuales se presentan con valores de
probabilidad de 0,5989 entre tratamientos lo cual manifiesta que no existe diferencia
notoria de los grupos tratamiento frente al grupo testigo.
3.1.8Peso
TABLA 11.- Peso de las terneras inicio de la investigación
TRATAMIENTOS Peso Kg PROMEDIO
Propóleo 48 41 39 50 44,500
Polen 58 43 40 38 44,750
Miel 40 44 38 37 39,750
Testigo 64 37 41 30 43,000
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
49
GRAFICO 9.- Peso de las terneras inicio de la investigación
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
En la tabla 11 y grafico 7 se presentan los pesos tomadas a las terneras previo inicio
del estudio, en la cual se puede observar los datos promedio para los tratamientos en
el caso de propóleo con 44,50 kg, para el polen 44,75 kg, para la miel 39,75 cm, y
para el tratamiento testigo 43 kg. Se presenta el grupo de tratamiento con propóleo
(44,50 kg) en primer lugar, en segundo lugar el polen (44,75 kg) tercero el
tratamiento testigo (43 kg) y en último lugar el tratamiento con miel (39,75 kg) esto
debido a que los animales poseen diferente genética.
En los datos de análisis de varianza (anexo 9) no demuestra diferencia estadística (p >
0.05) entre los distintos grupos de tratamiento los cuales se presentan con valores de
probabilidad de 0,8589 entre tratamientos lo que nos señala que el peso de los
terneros al inicio no demuestra diferencia significativa previa aplicación los
compuestos.
Kg
50
TABLA 12.- Peso de las terneras final de la investigación
TRATAMIENTOS Peso Kg PROMEDIO
Propóleo 69 58 55 71 63,25
Polen 79 64 64 58 66,25
Miel 58 64 48 55 56,25
Testigo 79 43 54 45 55,25
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
GRAFICO 10.- Peso de las terneras final de la investigación
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
Kg
51
Los datos presentes en la tabla 12 y grafico 10 de los pesos tomadas a las terneras
una vez finalizada la aplicación de los tratamientos se puede observar que las tallas
promedio para los tratamientos en el caso de propóleo con 63,25 kg, para el polen
66,25 kg, para la miel 56,25 kg, y para el tratamiento testigo 52,25 kg. Se presenta el
grupo de tratamiento con polen (66,25 kg) en primer lugar, en segundo lugar el
propóleo (63,25 kg) tercero el tratamiento miel (56,25 kg) y en último lugar el
tratamiento testigo (55,25 kg) esto nos demuestra que los tratamientos experimentales
funcionaron en el desarrollo de las terneras frente al grupo testigo que no alcanzo el
nivel de desarrollo superior.
El análisis de varianza presentes en el cuadro 11 no demuestra diferencia estadística
(p > 0.05) entre los distintos grupos de tratamiento los cuales se presentan con valores
de probabilidad de 0,4283 entre tratamientos lo cual manifiesta que no existe
diferencia notoria de los grupos tratamiento frente al grupo testigo
3.1.9Mortalidad y Morbilidad
Una vez concluido la investigación y después de analizar los datos obtenidos se
procedió a verificar el número de animales que ingresaron frente a los animales que
terminaron el tratamiento los cuales no mostraron variación en cuanto la mortalidad
presente en esta investigación es nulo presentando en el tratamiento testigo 4
animales vivos en el tratamiento con propóleo 4 animales vivos en el tratamiento con
polen 4 animales vivos, y en el tratamiento con miel 4 animales vivos.
En el caso de morbilidad se tuvo la presencia de 1 caso en el grupo de tratamiento con
miel el cual fue de disentería la cual no contagio a las demás terneras dándonos un
valor porcentual de 6,25% del total de animales utilizados en el estudio.
52
3.1.10 Costos
TABLA 13.- Costos tratamientos
Insumos Unidad TR Propóleo TR Polen TR Miel TR Testigo Cantidad Total Cantidad Total Cantidad Total Cantidad Total
Propóleo Lt 96 960 --- --- --- --- --- --- Polen Kg --- --- 48 720 --- --- --- --- Miel Lt --- --- --- --- 48 240 --- ---
Leche Lt 384 153,6 432 172,8 432 172,8 480 192 Total 1113,6 892,8 412,8 192
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
GRAFICO 11.- Costos tratamientos
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
En la tabla 13 y grafico 11 se puede observar el costo de cada grupo de tratamientos
en el cual el tratamiento propoleo se presenta con un gasto de 1113,6 dólares como el
costo más alto seguido por el tratamiento con polen 892,8 dólares en tercer lugar el
tratamiento con miel 412,8 dólares y en último lugar el tratamiento testigo con un
gasto total de 192 dólares una vez terminado la investigación, con estos datos se
puede recomendar el tratamiento testigo ya que la capacidad inmunoestimulante que
se pretendió demostrar no dio los resultados esperados.
$
53
4 CONCLUSIONES
De los resultados obtenidos se puede concluir que:
Analizando los datos se puede determinar que la inclusión del propóleo,
polen, y miel en la leche a pesar que numéricamente muestra diferencia
comprobable estadísticamente no consiguió demostrar la actividad
inmunoestimulante de los tratamientos frente al grupo testigo.
En cuanto a la talla y peso se puede decir que existe diferencia notable de los
grupos de tratamiento con propóleo, polen, y miel numéricamente frente a el
grupo testigo demostrando la eficacia de los distintos tratamientos para
aumentar el desarrollo del animal, a pesar de que estadísticamente no
demuestra diferencia notoria.
Al no presentarse mortalidad se puede decir que los tratamientos fueron
aceptados sin mayor inconvenientes en los animales; en el caso de ni
morbilidad se presentó un animal enfermo dándonos un porcentaje de 6,25 lo
que nos da a conocer que se consiguió eficacia en el manejo sanitario en la
alimentación de los animales.
En cuanto el análisis económico para cada tratamiento se comprobó que la
mejor opción para la investigación realizada fue el tratamiento testigo con un
gasto total de 719,7 $ ya que no influye en gastos innecesarios de los distintos
compuestos que no demostraron una eficacia relevante.
54
5 RECOMENDACIONES
Probar la inclusión del propóleo, polen, y miel en la alimentación de otra
especie zootécnica y comparar los resultados obtenidos con nuestra
investigación frente al objetivo inmunoestimulante.
Incluir en la alimentación de terneras el propóleo ya que se logró mejores
niveles de crecimiento y ganancia de peso en nuestra investigación
El uso de alternativas naturales para remplazar medicamentos químicos es
eficiente para la prevención de enfermedades y mantener bajos niveles de
morbilidad y mortalidad en la crianza de los animales
El uso de la miel resulta ser mas recomendable para incluirlo como aditivo
en la crianza ya que genera menos gastos frente al polen y al propóleo los
cuales son costosos.
55
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66
ANEXOS
67
ANEXO 1.- ADEVA Cantidad de inmunoglobulinas G previa administración de los
tratamientos
F.V. Gl Sc Cm F P-Valor
Tratamientos 3 305925,43 101975,14 3,53 0,0486
Error 12 346849,80 28904,15
Total 15 652775,23
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
ANEXO 2.- ADEVA Cantidad de inmunoglobulinas M previa administración de los
tratamientos
F.V. Gl Sc Cm F P-Valor
Tratamientos 3 3204,56 1068,19 1,49 0,2677
Error 12 8617,38 718,12
Total 15 11821,95
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
ANEXO 3.- ADEVA Cantidad de inmunoglobulinas A previa administración de los
tratamientos
F.V. Gl SC CM F P-Valor
Tratamientos 3 171,08 57,03 0,72 0,5608
Error 12 954,79 79,57
Total 15 1125,87
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
68
ANEXO 4.- ADEVA Cantidad de inmunoglobulinas G finalizada la administración
de los tratamientos
F.V. Gl SC CM F p-valor
Modelo. 3 38003,87 12667,96 1,05 0,4046
Tratamientos 3 38003,87 12667,96 1,05 0,4046
Error 12 144250,58 12020,88
Total 15 182254,45
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
ANEXO 5.- ADEVA Cantidad de inmunoglobulinas M finalizada la administración
de los tratamientos
F.V. SC GL CM F p-valor
Tratamientos 1928,90 3 642,97 1,76 0,2075
Error 4375,32 12 364,61
Total 6304,22 15
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
ANEXO 6.- ADEVA Cantidad de inmunoglobulinas A finalizada la administración
de los tratamientos
F.V. GL SC CM F P-VALOR
Tratamientos 3 108,29 36,10 0,73 0,5513
Error 12 589,84 49,15
Total 15 698,12
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
69
ANEXO 7.- ADEVA talla de las terneras inicio de la investigación
F.V. SC GL CM F p-valor
Tratamientos 20,19 3 6,73 0,37 0,7784
Error 220,25 12 18,35
Total 240,44 15
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
ANEXO 8.- ADEVA talla de las terneras finales de la investigación
F.V. GL SC CM F p-valor
Tratamientos 3 39,19 13,06 0,65 0,5989
Error 12 241,75 20,15
Total 15 280,94
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
ANEXO 9.- ADEVA peso de las terneras inicio de la investigación
F.V. Gl SC CM F p-valor
Tratamientos 3 63,50 21,17 0,25 0,8589
Error 12 1010,50 84,21
Total 15 1074,00
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
70
ANEXO 10.- ADEVA peso de las terneras finales de la investigación
F.V. SC GL CM F p-valor
Tratamientos 344,00 3 114,67 0,99 0,4283
Error 1383,00 12 115,25
Total 1727,00 15
Fuente: Directa
Autor: HEREDIA, Luis; 2015
71
ANEXO 11.- Resultados de los análisis sanguíneos a las terneras al inicio de la
investigación
72
73
ANEXO 12.- Resultados de los análisis sanguíneos a las terneras al final de la
investigación
74
75
ANEXO 13.- Fotografía materiales utilizados para la parte práctica de la
investigación.
Fuente: Directa Tomada por: HEREDIA, Luis, 2015
ANEXO 14.- Fotografía Adquisición de las terneras.
Fuente: Directa Tomada por: HEREDIA, Luis, 2015
76
ANEXO 15.- Fotografía Identificación de las terneras
Fuente: Directa
Tomada por: HEREDIA, Luis, 2015
ANEXO 16.- Fotografía Pesaje de las terneras
Fuente: Directa
Tomada por: HEREDIA, Luis, 2015
77
ANEXO 17.- Fotografía. Medición de la talla de las terneras previa administración de los tratamientos
Fuente: Directa
Tomada por: HEREDIA, Luis, 2015
ANEXO 18.- Fotografía Toma de muestras previa a la administración de los tratamientos
Fuente: Directa Tomada por: HEREDIA, Luis, 2015
78
ANEXO 19.- Fotografía Administración de los tratamientos
Fuente: Directa
Tomada por: HEREDIA, Luis, 2015
ANEXO 20.- Fotografía Muestras tomadas después de la finalización de los tratamientos para los análisis de laboratorio.
Fuente: Directa
Tomada por: HEREDIA, Luis, 2015