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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA Determinación de la presencia de Mycoplasma haemofelis en refugios felinos de la ciudad de quito y sus valles”. Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título de Médico Veterinario Zootecnista AUTORA TAPIA GILER DIANA ELIZABETH TUTOR DR. RENÁN MENA PÉREZ COTUTORA DRA. NADIA LÓPEZ Quito, Febrero 2018

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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

“Determinación de la presencia de Mycoplasma haemofelis en refugios

felinos de la ciudad de quito y sus valles”.

Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del

Título de Médico Veterinario Zootecnista

AUTORA

TAPIA GILER DIANA ELIZABETH

TUTOR

DR. RENÁN MENA PÉREZ

COTUTORA

DRA. NADIA LÓPEZ

Quito, Febrero 2018

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ii

© DERECHOS DE AUTOR

Yo, Diana Elizabeth Tapia Giler en calidad de autora y titular de los derechos

morales y patrimoniales del trabajo de titulación investigación “Determinación

de la presencia de Mycoplasma haemofelis en refugios felinos de la ciudad

de Quito y sus valles” modalidad presencial , de conformidad con el Art. 114

del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS

CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedemos a favor de

la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no

exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente

académicos. Conservamos a mi/nuestro favor todos los derechos de autor

sobre la obra, establecidos en la normativa citada.

Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la

digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual,

de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación

Superior

.

La autora declara que la obra objeto de la presente autorización es original en

su forma de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo

la responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta

causa y liberando a la Universidad de toda responsabilidad.

En la ciudad de Quito, 11 de diciembre del 2017.

Diana Elizabeth Tapia Giler

Cd. N°:1722015649

Dirección electrónica: [email protected]

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iii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN

Yo, Renán Patricio Mena Pérez en mi calidad de tutor del trabajo de

titulación, modalidad presencial , elaborado por DIANA ELIZABETH TAPIA

GILER ; cuyo título es: “DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE

Mycoplasma haemofelis EN REFUGIOS FELINOS DE LA CIUDAD DE

QUITO Y SUS VALLES”, previo a la obtención del Grado a la obtención del

Título de Médico Veterinario Zootecnista ; considero que el mismo reúne

los requisitos y méritos necesarios en el campo metodológico y

epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal

examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo

sea habilitado para continuar con el proceso de titulación determinado por

la Universidad Central del Ecuador.

Quito, a los 3 días del mes de agosto del 2017

Dr. Renán Patricio Mena Pérez

CI: 1717090433

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iv

APROBACIÓN DE LA CO-TUTORA DEL TRABAJO DE TITULACIÓN

Yo, Nadia Valeria López Paredes en mi calidad de cotutora del trabajo de

titulación, modalidad presencial , elaborado por DIANA ELIZABETH TAPIA

GILER ; cuyo título es: “DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE

Mycoplasma haemofelis EN REFUGIOS FELINOS DE LA CIUDAD DE

QUITO Y SUS VALLES”, previo a la obtención del Grado a la obtención del

Título de Médico Veterinario Zootecnista ; considero que el mismo reúne

los requisitos y méritos necesarios en el campo metodológico y

epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal

examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo

sea habilitado para continuar con el proceso de titulación determinado por

la Universidad Central del Ecuador.

Quito, a los 20 días del mes de noviembre del 2017

Dra. Nadia Valeria López Paredes

CI: 1712538691

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v

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL

El tribunal constituido por: Dra. Susana Gallo Presidenta, Dra. Juliette

Cardier Vocal Principal y Dra. Yolanda Cedeño Vocal Principal

Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la

obtención del título (o grado académico) de Médico Veterinario Zootecnista,

presentado por la señorita Diana Elizabeth Tapia Giler.

Con el título: “DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE Mycoplasma

haemofelis EN REFUGIOS FELINOS DE LA CIUDAD DE QUITO Y SUS

VALLES”.

Emite el siguiente veredicto: (aprobado/reprobado) __________________

Fecha: _________________________

Para constancia de lo actuado firman:

Nombre y Apellido Calificación Firma

Presidente: Dra. Susana Gallo _______ __________

Vocal 1 Dra. Juliette Cadier _______ __________

Vocal 2 Dra. Yolanda Cedeño ______ __________

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vi

DEDICATORIA

A Dios por guiarme y mostrarme que este es el camino correcto.

A mi familia, sobre todo a mis padres por todo su esfuerzo y apoyo que

me han brindado siempre.

A mis peludos por siempre ser la respuesta.

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vii

AGRADECIMIENTOS

A mi familia por apoyarme en este sueño.

A mi tutor el Dr. Renán Mena y Cotutora Dra. Nadia López por brindarme

la guía y apoyo durante el desarrollo de esta investigación

A los docentes que conforman la Facultad de medicina Veterinaria y

Zootecnia por brindarme la guía, conocimientos, consejos, experiencias

durante la carrera.

A la Ing. Natali Chamba y la Empresa Inventagri por el apoyo y la

colaboración brindada durante la fase de diagnóstico molecular.

A la Dra. Paulina Cabezas por su colaboración en la fase de diagnóstico

Al Dr. César Tapia por brindarme el apoyo, confianza y permitirme

enriquecer mi experiencia profesional en la Veterinaria Cocker, durante

todo este tiempo. Gracias por dejarme ser parte de este equipo.

A mis amigas y amigos por su apoyo en los buenos y malos que hemos

pasado a lo largo de este camino.

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viii

ÍNDICE GENERAL

pág.

© DERECHOS DE AUTOR ............................................................................................ ii

INFORME DE TUTOR ...................................................... ¡Error! Marcador no definido.

INFORME DE COTUTORA ............................................. ¡Error! Marcador no definido.

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL .................................... v

DEDICATORIA .................................................................................................................vi

AGRADECIMIENTOS .................................................................................................... vii

ÍNDICE GENERAL ......................................................................................................... viii

LISTA DE TABLAS .......................................................................................................... x

LISTA DE ANEXOS ......................................................................................................... xi

RESUMEN........................................................................................................................ xii

ABSTRAC ........................................................................................................................ xiii

CAPÍTULO I ...................................................................................................................... 1

INTRODUCCIÓN ......................................................................................................... 1

OBJETIVOS .................................................................................................................. 3

HIPÓTESIS ................................................................................................................... 4

CAPÍTULO II ..................................................................................................................... 5

REVISIÓN DE LITERATURA ..................................................................................... 5

2.1 Etiología .............................................................................................................. 5

2.2 Factores Predisponentes.................................................................................. 7

2.3 Transmisión ................................................................................................... 7

2.4 Patogenia ............................................................................................................ 8

2.5 Diagnóstico ....................................................................................................... 10

2.6 Tratamiento ....................................................................................................... 12

2.7 Pronóstico ......................................................................................................... 13

MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................... 15

3.1 Materiales ......................................................................................................... 15

3.2 Métodos............................................................................................................. 16

CAPITULO IV .................................................................................................................. 23

RESULTADOS Y DISCUCIÓN ................................................................................ 23

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ix

CAPITULO V ................................................................................................................... 27

CONCLUSIONES....................................................................................................... 27

BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................... 28

ANEXOS .......................................................................................................................... 31

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x

LISTA DE TABLAS

pág.

Tabla 1 Signos clínicos ............................................................................ 10

Tabla 2 Ubicación de los centros de rescate ........................................... 16

Tabla 3 Población de los diferentes refugios ........................................... 17

Tabla 4 Número de gatos a muestrear ................................................... 18

Tabla 5 Positividad en cada refugio ......................................................... 24

Tabla 6 Nivel de hematocrito y pirexia en cada refugio del estudio ......... 24

Tabla 7 Ambiente de los gatos en los refugios. ....................................... 25

Tabla 8 Presencia de Ectoparásitos ........................................................ 25

Tabla 9 Resumen de cambios celulares semanales ................................ 26

Tabla 10 Prueba exacta de Fisher de los cambios celulares ................... 26

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xi

LISTA DE ANEXOS

pag.

Anexo 1 Refugio A ................................................................................... 31

Anexo 2 Refugio B ................................................................................. 31

Anexo 3 Refugio C .................................................................................. 31

Anexo 4 Hoja de registro de datos .......................................................... 32

Anexo 5 Protocolo de extracción rápida de ADN parte 1 ........................ 33

Anexo 6 Protocolo de extracción rápida de ADN parte 2 ......................... 34

Anexo 7 Guía de extracción rápida de ADN ............................................ 35

Anexo 8. Protocolo de kit PCR para Micoplasma Haemofelis parte 1 ..... 36

Anexo 9 Protocolo de kit PCR para Micoplasma Haemofelis parte 2 ...... 37

Anexo 10 Guía de uso de kit PCRun Micoplasma Haemofelis ................ 38

Anexo 11 Caso negativo (izquierda) y positivo (derecha) ........................ 39

Anexo 12 Policromasia ............................................................................ 39

Anexo 13 Cuerpos de Howell Jolly .......................................................... 40

Anexo 14 Cambios celulares ................................................................... 40

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xii

TEMA: “Determinación de la presencia de Mycoplasma haemofelis en

refugios felinos de la ciudad de quito y sus valles”.

RESUMEN

Los gatos que llegan a los centros de rescate usualmente no todos cuentan

con un buen estado de salud- sanitario, por lo que son más susceptibles en

adquirir enfermedades como la Micoplasmosis hemotrópica felina, en

donde la pulga es el principal vector de contagio, por lo que es importante

investigar sobre dicha enfermedad con el fin de sugerir la implementación

de medidas sanitarias en los refugios de la ciudad de Quito y sus valles,

que manejen gatos. Para llegar al diagnóstico de esta patología se

utilizaron dos métodos: frotis sanguíneo seriado con tinción Wright durante

3 semanas, el cual se ha manejado como prueba principal en la clínica

diaria, con la observación directa del Mycoplasma y el uso del PCRunTM

Feline Mycoplasma Molecular Detection Kit como diagnóstico definitivo de

la misma. En este estudio se muestrearon 65 individuos de los cuales 7

cumplían con los criterios de inclusión, tener un hematocrito >26% y/o una

temperatura < a 39,5°C. Obteniendo mediante frotis que el 100% de ellos

fueron negativos y con el uso del PCRunTM Feline Mycoplasma Molecular

Detection Kit se obtuvo un 29% de positividad a micoplasmosis.

Palaras claves: Mycoplasma haemofelis, Micoplasmosis hemotrópica

felina, PCRunTM Feline Mycoplasma Molecular Detection Kit.

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TITLE: “Determination of presence of Mycoplasma haemofelis in cat

shelters in Quito city ans its valleys”

ABSTRAC

Not all the cats arrive in rescue enters are in good health or sanitary

conditions, therefore, they are more likely to attain sicknesses like

Mycoplasma haemofelis, where flea is the main vector of contagiousness.

This is the reason why it is very important to research about that sickness

for the purpose of recommending implementation of sanitary measures in

the cat shelters of Quito and its valleys. Two methods were used in order to

obtain diagnosis of this pathology: Wright serial blood swab for three e,

which has been used as main proof in diary clinic, whit direct observation of

Mycoplsma and the usage of PCRun TM Feline Mycoplasma Molecular

Detection Kit as final diagnosis. 65 individuals were taken for the sample in

this study; 7 from which meet the criteria of inclusion, hematocrits >26%

and/or temperature < 39,5°C. Obtaining through swab that 100% of them

were negative and means of PCRun TM Feline Mycoplasma Molecular

Detection Kit, it was detected a 29% of positivity to mycoplasmosis.

Key words: Mycoplasma haemofelis, feline hemotropic mycoplasmosis,

PCRunTM Feline Mycoplasma Molecular Detection Kit.

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1

CAPÍTULO I

INTRODUCCIÓN

La población de animales de estima y compañía ha incrementado en la ciudad

de Quito. El poco conocimiento sobre la tenencia responsable de mascotas ha

provocado abandonos, incrementando la tasa de reproducción de animales

callejeros y evidenciando un aumento en la presencia de patologías infecciosas.

Al incrementarse la población se han creado lugares de acogida como son

albergues y refugios, que sirven como hogares de paso antes de que estos

animales lleguen a un hogar. Estos lugares no siempre disponen de ingresos

económicos constantes por lo que es complicado mantenerlos bajo un control

sanitario eficiente. En un estudio realizado en la ciudad de Quito se encontró que

la relación de perro: humano es de 2,3:1 y perro: gato es de 11:1, (Vinueza,

2015), valores que indican que la población de felinos en Quitos llega a una cifra

alarmante.

En base a esta problemática, asociaciones municipales como Urbanimal y

albergues o refugios privados, acogen a estos animales en lugares con limitada

capacidad, provocando un colapso rápido de los mismos. Este hacinamiento

aumenta el riesgo de contagio y transmisión de enfermedades, además de los

conflictos de convivencia que se pueden llegar a dar entre los miembros de los

refugios.

Un factor de riesgo importante en la transmisión de ciertas enfermedades es la

presencia de ectoparásitos, principalmente de la pulga (Ctenocephalides felis,

Ctenocephalides canis), la cual es uno de los vectores de contagio de

Micoplasmosis hemotrópica felina, siendo considerada por algunos autores

como pandémica. Se transmite por medio de contacto de heridas, mordeduras y

de manera iatrogénica; la vía transplacentaria aún se encuentra en estudio; por

lo que es de gran importancia conocer el grado de presencia de la enfermedad

en estos lugares.

A nivel nacional se han realizado investigaciones usando como método

diagnostico la observación directa, frotis, encontrando en Machala, donde la

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2

prevalencia de micoplasmosis es del 7,89% (Martínez, 2012) mientras que en

Guayaquil se obtuvo una prevalencia del 37,25 % (González, 2014). En la ciudad

de Quito se realizan análisis individuales sobre casos compatibles con esta

patología, pero no se han reportado para saber el porcentaje de aparición de la

misma.

La Micoplasmosis hemotrópica felina es una enfermedad bacteriana producida

por el Mycoplama haemofelis, previamente conocido como Hemobartonella felis

o Eperitrozoon felis.

Hasta la fecha se conocen los siguientes tipos de mycoplasma

• Mycoplasma haemofelis (Mhf)

• Candidatus Mycoplasma Haemominutum (Mhm)

• Candidatus Mycoplasma turicensis (Mtc)

• Candidatus Mycoplasma haematoparvum (Mhp)

.

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3

OBJETIVOS

Objetivo general

• Determinar la presencia de Micoplasmosis hemotrópica felina en

centros de rescate de la ciudad de Quito y sus valles.

Objetivos específicos

• Identificar gatos positivos a Micoplasmosis hemotrópica felina en

refugios de animales rescatados mediante frotis seriado y la detección

molecular mediante el kit PCRun.

• Identificar la asociación de Micoplasmosis hemotrópica felina con

factores como estado anémico-febril, características celulares en frotis,

ambiente y la presencia de ectoparásitos en lo gatos de estudio.

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4

HIPÓTESIS

H0: En los refugios felinos de la ciudad de Quito y sus valles existe Mycoplasma

haemofelis

H1: En los Refugios felinos de la Ciudad de Quito y sus valles no existe

Mycoplasma haemofelis

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5

CAPÍTULO II

REVISIÓN DE LITERATURA

2.1 Etiología

La anemia hemotrópica felina se produce por el Mycoplasma haemofelis que

anteriormente se la denominaba Haemobartonella felis, pero con el avance de

las técnicas moleculares y por medio de codificación y secuenciación de ADN se

encontró que el Mycoplasma haemofelis tiene relación filogenéticamente más

con el género Mycoplasma.

Mycoplasma haemofelis es una bacteria gram negativa perieritrocitaria de forma

cocoide, incapaz de producir energía y sintetizar algunos componentes

celulares, por lo que depende de una célula anfitriona, como es el eritrocito, para

poder desarrollarse y producir los signos clínicos (Cushing, 2013).

Se han realizado estudios a nivel mundial donde los resultados de prevalencia

varían según las regiones y condiciones climáticas. En Reino Unido, mediante

observación directa, se obtuvo una prevalencia entre el 5,15 y 42%; mientras

que en Estados Unidos en el año 2001 se reportó un 19,5%. En el año 2013 se

realiza otro estudio en Reino Unido, en el cual se obtiene una prevalencia del

18,5% y en Suiza en el 2005 se reporta una prevalencia del 8,5 % (Tasker S. B.-

J., 2003) .

A nivel nacional se han realizado investigaciones en Machala, donde la

prevalencia fue del 7,89% (Martínez, 2012) mientras que en Guayaquil se obtuvo

una prevalencia del 37,25 % (González, 2014).

La mayoría de las veces se presenta en fase subclínica, pero existen casos que

se manifiestan de forma aguda, causando una anemia hemolítica grave y pirexia

(Neimark, 2002). Los microorganismos poseen una membrana simple y su

citoplasma contiene gránulos, se puede observar algunos organelos y vacuolas

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6

en su interior. La microscopía electrónica permite observar la adherencia del

hemoparásito a ciertos puntos de la membrana del eritrocito.

Se han identificado cuatro especies en gatos domésticos:

(a) Ohio o Mycoplasma haemofelis (Mhf), la más patógena.

(b) California o Candidatus Mycoplasma haemominutum (Mhm), menos

patógena.

(c) Mycoplasma turicensis (Mtc) (Sykes, 2009).

(d) Candidatus Mycoplasma haematoparvum (Mhp) (Sykes, 2010).

Cada una de las especies tiene una presentación variada, siendo así que la

Micoplasmosis dada por Mhf, al ser la especie más patógena, causa cuadros de

anemias hemolíticas intensas acompañada de una reticulocitosis,

normoblastosis y en ocasiones leucopenia y trombocitopenia, junto con cuadros

febriles e ictericia; evidente aún en animales inmunosuprimidos por

enfermedades virales asociadas como la leucemia viral felina (FeVL) o

inmunodeficiencia viral felina (FIV) (Sykes, 2009).

La Micoplasmosis causada por Mhm. puede considerarse levemente patógena,

en gatos inmunocompetentes; provocando ocasionalmente cuadros anémicos.

En caso de que los gatos presenten patologías que afecten al sistema

inmunológico, está micoplasmosis puede cursar con cuadros anémicos intensos

y puede darse el caso de que estos estén siendo desencadenados por otros

factores, a diferencia, de gatos inmunosuprimidos infectados por Mhm. Los

cuales curzan con cuadros anémicos intensos (Sykes, 2009).

En caso de las infecciones producidas por Mtc no se ha llegado a establecer la

verdadera patogenicidad, aunque parece considerablemente menos patógeno a

comparación de Mhf en los gatos infectados de forma natural (Sykes, 2010).

En algunos gatos pueden producirse infecciones simultáneas con múltiples

especies de hemoplasmas (Sykes, 2009).

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7

2.2 Factores Predisponentes

Existen factores que pueden aumentar la susceptibilidad del gato frente a la

enfermedad, como la presencia de ectoparásitos hematófagos, y cuadros de

inmunosupresión como los provocados por enfermedades virales, por ejemplo,

el Virus de Inmunodeficiencia Felina (FIV) o Leucemia viral Felina (FeVL). En

cuanto a la edad, raza y sexo no se ha llegado a demostrar una susceptibilidad

específica; pero en investigaciones recientes, se ha encontrado que los machos

jóvenes tienen mayor probabilidad de contagio de la enfermedad. Algunos

autores consideran que este hecho se debe a su comportamiento, ya que se

pueden presentar peleas, y contagio de ectoparásitos durante el vagabundeo

(Foster, 2012).

2.3 Transmisión

Las formas de contagio son varias:

(a) Transmisión entre individuos: de forma experimental se han realizado

inoculaciones de sangre completa infectada vía peritoneal, oral, subcutánea,

intravenosa.

(b) Inoculación subcutánea por peleas: se creía poco probable, pero en la

actualidad se considera una vía de contagio por la presencia de heridas, las

cuales entran en contacto con la saliva y sangre contaminada. Estudios

recientes han logrado aislar Mycoplasma haemofelis en heces y saliva de

gatos (Santos, 2008; Tasker, 2010).

(c) Ectoparásitos: La pulga se considera como un potencial vector en la

transmisión de la enfermedad. Estudios recientes indican que

Ctenocephalides felis contagia la enfermedad de manera experimental

(Spada et al, 2014).

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8

(d) Vertical: Las vías: transplacentaria, transmamaria y uterina se han

planteado como posibles formas de contagio, pero aún no han sido

comprobadas.

(e) Iatrogénica: En caso de las trasfusiones con sangre contaminada.

2.4 Patogenia

2.4.1 Periodo de incubación.

Mediante estudios experimentales, se ha determinado que en promedio la

aparición de síntomas varía entre 2 a 34 días siendo el pico de bacteriemia entre

las 2 a 3 semanas post infección; lo que no está directamente relacionado con la

presentación de síntomas (Foster,2012; Tasker, 2010).

Se describen cuatro fases en la infección por Mycoplasma:

(a) Fase Prepara sistémica. - se da luego de que el gato es expuesto al

microorganismo, antes que este inicie su reproducción. La cual puede durar de

dos a tres semanas y luego pueden iniciar los signos clínicos, también se pueden

encontrar pacientes asintomáticos o que presenten signos hasta 6 semanas

después (Foster, 2012; Cushing, 2013).

(b) Fase Aguda.- Se evidencian los microorganismos mediante observación

directa en frotis y a su vez se hacen notorios los signos clínicos; caracterizados

por cuadros piréxicos, anémicos, ocasionados por la capacidad del Mycoplasma

sp para adherirse a la membrana eritrocitaria, afectando su integridad y por tanto

reduciendo su vida media; además se presume la producción de anticuerpos

antieritrocitarios o específicos a hemoplasmas, causando una reacción Ag-Ac-

Complemento y produciendo hemolisis. Los eritrocitos infectados son retirados

por los macrófagos de bazo, hígado, médula y pulmón (Mayors lab, 2016), por lo

que la gravedad de la anemia se relaciona con el estado inmunitario y esplénico,

debido a que los eritrocitos secuestrados a este nivel pierden su biconcavidad,

debilitando a su membrana (Tasker, 2010).

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9

(c) Fase de Recuperación. – El volumen glomerular vuelve a la normalidad o se

aproxima a la misma. Los microorganismos no tienden a ser vistos en frotis

sanguíneo (Sykes., 2003).

(d) Fase asintomática. – Los gatos no presentan signos clínicos, pero se

convierten en portadores crónicos lo cual puede durar 2 años o más, donde la

replicación y la eliminación del Mycoplasma sp se encuentra en equilibrio. En

algunos casos se puede dar la recidiva de la enfermedad debido a situaciones

de estrés, enfermedades sistémicas, neoplasias, preñez y retrovirus (Tasker,

2004; Harvey, 2006; Miranda, 2008; Foster, 2012; Cushing, 2013).

2.4.2 Signos clínicos.

Se han registrado tres categorías de presentaciones clínicas, pero no es posible

catalogar a todos los gatos en una de estas. La variabilidad clínica depende de

la patogenicidad del agente y la variación en la susceptibilidad del huésped y

cantidad inoculada (Cushing, 2013).

(a) Gatos cachorros y algunos adultos: presentan anemia hiperaguda,

letargia, palidez e hipotermias repentinas. Antes de la presentación de estos

síntomas por lo general se encuentran en estado normal.

(b) Algunos gatos cachorros y la mayoría de los adultos: cursan por

cuadros febriles, anemia aguda, debilidad, palidez, soplos cardíacos,

esplenomegalia, ictericia, dolor corporal difuso, disnea y taquipnea.

(c) Gatos adultos: pueden presentar cuadros de anemia leve con fiebre

moderada, debilidad y baja de condición corporal (Tasker, 2004).

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10

Tabla 1 Signos clínicos

Agudo Crónico

Letargia

Anemia

Hepatomegalia

Esplenomegalia

Dolor corporal

Taquipnea

Disnea

Pirexia

Ictericia

Pérdida de peso

Anemia moderada

Pirexia intermitente

Foster, D. (2012). Haemobartonella felis. Manual de hematología y transfusión

en pequeños animales (Ediciones, pp. 109–118).

2.5 Diagnóstico

Debido a que el microorganismo es incultivable fuera del hospedador, los

métodos diagnósticos se ven reducidos. Los frotis de sangre periférica sometidos

a distintas tinciones siguen siendo el de preferencia al momento del diagnóstico,

sin embargo, los avances en técnicas moleculares han permitido tener pruebas

como el PCR que pueden implementarse en el protocolo diagnóstico, adicional

a las pruebas de biometría y química sanguínea que complementan el

diagnóstico.

2.5.1 Frotis sanguíneo.

Se debe tener en cuenta que la sensibilidad fluctúa de 0 al 37,5% y la

especificidad entre el 84 al 98% en casos de Mhf, a diferencia de Mhm y Mtc, los

cuales son difíciles de evidenciar mediante esta técnica (Sykes, 2009).

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11

2.5.1.1 Técnicas de tinción.

Se pueden utilizar distintas técnicas como: Diff Quick, T15, naranja de acridina,

Wright, Wright-gienmsa

Tinción de Wright

Técnica desarrollada por el patólogo James Homer Wright en 1902, modificando

la tinción de Romanoswky, se considera policromática ya que tiñe compuestos

celulares ácidos o básicos, se emplea en la diferenciación de los elementos

sanguíneos y medulares evaluados mediante frotis. El reactivo Wright está

compuesto por eosina y azul de metileno, que al oxidarse se convierte en azur B

a una concentración de 0,8 g/L diluido en alcohol metílico. La eosina tiñe los

componentes alcalinos dando una coloración rosada anaranjada a nivel del

citoplasma y rojo intenso en caso de células eritrocitarias, en tanto que el núcleo

se adquiere una coloración morada (López et al, 2014).

2.5.2 Hematología.

El detectar el grado de anemia puede dar información de si esta es regenerativa

o no y de los cambios celulares que pueden estar presentes como anisocitosis,

macrocitosis y reticulocitosis (Foster, 2012).

2.5.3 PCR.

Con el desarrollo de las técnicas moleculares la sensibilidad y especificidad al

momento de diagnosticar micoplamosis han aumentado, esta técnica se basa en

la detección del gen 16S rRNA, la ventaja es que se puede detectar la presencia

de Mycoplasma haemofelis en el gato ya sea que se encuentra en fase aguda o

de portador, adicionalmente, es de utilidad para saber si en caso de una

transfusión sanguínea el donante es portado (Tasker et al, 2003),

2.5.4 Pruebas adicionales.

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12

En gatos que se sospeche de una enfermedad viral se recomienda realizar los

test para FeVL y FIV. Adicionalmente realizar pruebas de bioquímica sanguínea,

si bien no son específicas, pero ayudan al clínico a tener una visión más amplia

del estado del paciente al momento del tratamiento y pronóstico (Foster, 2012).

2.6 Tratamiento

Existen varias medidas terapéuticas las cuales se elegirán dependiendo de

estado del paciente.

2.6.1 Antibioticoterapia.

Para el tratamiento de micoplasmosis es habitual el uso de antibióticos

como tetraciclinas, cloranfenicol, enrofloxacina, doxiciclina, terapia inmuno-

supresora y en casos muy severos, la transfusión sanguínea es sugerida como

componentes en el tratamiento de la enfermedad (Foster, 2012).

Las tetracilinas y fluorouinolonas ayudan en la disminución de la parasitemia,

pero la capacidad de eliminar la infección no se ha demostrado, lo que sí está

comprobado es que con su uso mejoran los signos clínicos y las alteraciones

hematologías asociadas a la enfermedad (Tasker, 2010).

La doxiciclina es el antibiotico de uso predilecto, se maneja una dosis de

10mg/kg/día durante cuatro semanas, en casos de presentarse cuadros

eméticos se suguiere dismunir la dosis a la mitad en dos tomas al día. Se

recomienda administrar el medicamento junto con alimento o agua para disminuir

efectos adversos como la esofagitis con estenosis esófagica secuandaria

(Sykes, 2009).

El uso de enrofloxacina a dosis de 5 mg/kg/día ha sido efectica en gatos

infectados con Mhf de manera experimental con la precaución de que se han

dado casos de degeneración retiniana y cegera repentina asociados al uso de

esta droga (Foster, 2012).

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13

El uso de marbofloxacina a 2/mg/kg/ día ha dado buenos resultados en la

reducción de Mhf y Mhm, hasta el momento no se ha descrito efectos

desfavorables con este tratamiento (Harvey, 2006).

El uso de imidocarb se puede considerar en casos crónicos y donde los

resultados tanto con tetraciclinas y fluoroquinolonas no han sido favorables y se

usa a dosis de 5mg/kg por vía subcutánea cada dos semanas por dos a cuadro

aplicaciones (Universidad de Chile, 2010)

2.6.2 Inmunosupresión.

La corticoterapia ha estado en discución en los últimos años ya que hay estudios

que desmuestran que la eliminación del Mhf se ha visto disminuida durante su

uso, ciartos autores suguieren que solo sean usadas en casos excepcionales

donde este presenta la heolisis inmunomediada (Foster, 2012).

2.6.3 Terapias de soporte.

(a) Fluidoterapia.- Al encontrar cuadros de deshidratación es necesario

monitoriar de manea constante los valores hematologicos hasta que se

complete la terapia (Tasker, 2004).

(b) Alimentación enteral: en casos de inapetencia prolongada se recomienda

el uso de sondas nasogastricas y tubos enterales (Tasker, 2004).

(c) Hemoterapia

Las transfuciones se recomiendan en grados severos de anemia con

signos clinicos asociados. Previo al procedimiento se debe realizar la

prueba de compatibilidad sanguinea y el test de PCR al donante para estar

seguros que no este infectado y este en fase de portador (Tasker, 2004).

2.7 Pronóstico

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14

En general se considera un pronóstico de regular a favorable ya que el 65 % de

los gatos infectados se recuperan sin tratamiento y el 75% de los gatos tratados

sobreviven (Tasker, 2004).

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15

CAPÍTULO III

MATERIALES Y MÉTODOS

3.1 Materiales

En la presente investigación se utilizaron los siguientes materiales:

- Medidor portátil de Hemoglobina Mission®

- Hb100 test strip Hb hemoglobin

- Jeringas de 3ml

- Agujas hipodérmicas 23 G

- Torundas de algodón

- Alcohol

- Termómetro

- Fonendoscopio

- Cooler

- Recolector de cortopunzantes

- 100 portaobjetos

- Esparadrapo

- Bolsa para gatos

- Ketamina

- Xilacina

- Tubos minicollet con EDTA

- Guantes desechables

- Tabla de anotaciones

- Kit de extracción de ADN Biogal

- Kit de PCRun Mycoplasma haemofelis Biogal

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16

3.2 Métodos

3.2.1 Tipo de Investigación.

El presente estudio fue de tipo transversal, observacional.

3.2.2 Ubicación Geográfica.

Quito es una ciudad ubicada sobre la hoya de Guayllabamba, en las laderas

occidentales del estrato volcán activo Pichincha, en la parte oriental de los Andes y

su altitud va desde los 2800 msnm en los lugares llanos y los 3100 msnm en los

barrios más elevados la temperatura promedio oscila de 10 a 27 °C. La Ciudad se

encuentra divida en 8 zonas con 32 parroquias urbanas y 33 rurales y suburbanas.

3.2.3 Población en estudio.

Los animales en estudio fueron gatos que se encontraban en centros de rescate

tanto de fundación como de rescatistas independientes que colaboraron en la

presente investigación, los refugios se encuentran ubicados en la provincia de

Pichincha en la ciudad de Quito y sus valles.

Tabla 2 Ubicación de los centros de rescate

Refugio Dirección

A.- Protección Animal Ecuador Ulloa y Rumipamba

B.- Rescatista Independiente Julio Larrea y Carlos V

C.- Anita Barragán (rescatista

independiente) Capelo – Valle de los chillos

Ubicación de los diferentes centros de rescate que colaboraron en la investigación

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Unidades de muestreo

Los gatos albergados en varios refugios de la ciudad y sus valles que se encuentran

interesados en la investigación suman una población de 147 gatos la cual será la

población universo.

Tabla 3 Población de los diferentes refugios

Refugio Total

A 98

B 29

C 20

Total 147

Datos del total de gatos existentes en los refugios al momento de realizar la

encuesta

Tamaño de la muestra

n = [1 − (1 − 𝑝1) 1𝑑] [𝑁 −

𝑑

2] + 1

Donde:

n tamaño de muestra requerida

d número mínimo de animales afectados esperados en la población

p1 probabilidad de encontrar al menos un caso en la muestra

N es el tamaño de la población;

n = [1 − (1 − 0.05)1/139] [147 −139

2] + 1

n= 77

Ajuste de la muestra

𝑛𝑎𝑑𝑗 𝑁 ∗ 𝑛

𝑁 + 𝑁

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18

Donde

nadj muestra ajustada

n tamaño de muestra

N tamaño de población

𝑛𝑎𝑑𝑗 147 ∗ 77

147 + 77= 50.5

- Para garantizar que la muestra sea representativa se realizó el muestreo de

65 gatos en los refugios felinos de la ciudad de Quito y sus valles, los cuales

se seleccionaron al azar en los distintos refugios, en relación al total de su

población.

Tabla 4 Número de gatos a muestrear

Refugio Total Muestra

A 98 43

B 29 13

C 20 9

Total 147 65

En base al total de gatos existentes en los refugios y al número de la muestra se

hizo una relación para determinar el número de gatos muestreados por refugio

3.2.3 Factores en estudio.

En esta investigación se realizó una evaluación físico- clínica, para detectar

cuadros febriles, presencia de ectoparásitos, simultáneamente se determinó los

niveles de hematocrito mediante el medidor portátil de Hemoglobina Mission® Hb.

Los individuos cuyo hematocrito fue menor a <26 % y temperatura mayor a

>39.5°C, se les extrajo muestras sanguíneas, mediante venopunción de la yugular

y estas fueron conservadas en tubos Minicollet con EDTA para ser procesados

mediante PCRun DNA Extraction Kit y PCRun Feline Mycoplasma Molecular

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Detection Kit y mediante punción de vena auricular se extrajo la muestra para

realizar extensiones las cuales fueron sometidas a tinción Wright, de manera

seriada durante 3 semanas.

3.2.4 Protocolos de la investigación.

3.2.4.1 Determinación de hematocrito.

Con el uso de medidor portátil de Hemoglobina Mission® Hb se determinó de

manera cuantitativa la hemoglobina (Hb) y el cálculo de hematocrito (Hct) en sangre

completa. El sistema, consiste en un medidor portátil que analiza la intensidad y

color de la luz reflectada del área del reactivo de la tira de examen, asegurando

resultados rápidos y precisos (ACON laboratories, 2010).

Procedimiento

• Prender medidor portátil de Hemoglobina Mission® Hb

• Realizar venopunción de la oreja del gato para obtener sangre

• Colocar la tira de lectura de Mission® Hb

• Esperar indicador y colocar la gota de sangre

• Esperar resultado y registrarlo (ACON laboratories, 2010).

3.2.4.2 Protocolo de PCRun ® Rapid DNA Extraction Kit.

1. Limpiar y desinfectar el área de trabajo

2. Componentes:

• PCRun tubo tapa roja con buffer para extracción de ADN

• Tubo tapa verde con diluyente de buffer para extracción de ADN

• Capilares de 50 ul

• Tapas de cierre

• Jeringa de 10 ml

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3. Encender la incubadora y programarla a una temperatura de 95 °C, una vez

que llegue a dicha temperatura continuar.

• Colocar 50 ul de sangre en el tubo de tapa roja.

• Incubar durante 5 minutos a 95°C.

• Retirar el seguro inferior del tubo tapa roja y colocarlo en el tubo tapa

verde con el diluyente del buffer.

• Centrifugar a 1500 rpm durante 1 minuto.

• Retirar el tubo con el buffer y colocar la tapa verde en el tubo con el

diluyente y el DNA extraído (Ver anexos 5, 6, 7) (Biogal, 2016).

3.2.4.3 PCRunTM Feline Mycoplasma Molecular Detection Kit.

Técnica que permite la detección cualitativa de Mycoplasma haemofelis a partir

de ADN extraído de sangre entera. PCRun es un ensayo molecular basado en

la amplificación isotérmica de parte del gen 16S RNA (Biogal, 2016) (Anexos

8,9, 10).

1. El área de trabajo debe estar limpia y desinfectada

2. Preparar todas las partes del ensayo:

• Muestra de ADN extraída

• Bolsa con tubos de reacción

• Tubos capilares para dispensar 20 μl de volumen

• Marcador permanente

3. Encender la incubadora y programar a 60°C.

4. Retirar la tira PCRun ™ de su bolsa protectora.

• Cortar y separar los tubos necesarios, los sobrantes guardar en la

bolsa de aluminio y sellar con cinta adhesiva para evitar ingreso de

humedad.

• Colocar los tubos en una superficie y observe que el pequeño pellet

blanco se encuentra en la parte inferior del tubo.

5. Etiquetar la tapa de los tubos para la identificación de la muestra.

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21

6. Abrir con cuidado la tapa de los tubos de reacción de forma individual y

coloque con un capilar 20 μl de ADN se extrajo con PCRun ™ Sample Prep Kit,

permitir que el gránulo se disuelva completamente.

7. Coloque el tubo de reacción en la incubadora (60 °C) e incubar durante

exactamente 1 hora.

8. Al final del período de incubación (1 h), retire el tubo de la incubadora y analice

inmediatamente en el kit PCRun:

- Se necesita un dispositivo de detección de ácido nucleico desechable

para cada prueba.

- Abrir y retirar los componentes del dispositivo de detección.

o Verificar la presencia de fluido en la bombilla.

o Identificar cada una.

o Alinee la sección de la tapa del tubo de reacción PCRun ™ con el

bulbo de amortiguación.

o Aplique una ligera presión en el tubo de reacción al cartucho

Amplicon.

o Doble el cartucho Amplicon en dos para cerrar.

o Presione la palanca hacia abajo para bloquear el dispositivo.

o Espere 15-30 minutos para leer los resultados. Resultados leídos

después de 30 los minutos no son válidos

Lectura e interpretación de los resultados

Una prueba válida debe presentar una banda de control rojo. La línea de control

debe aparecer independientemente de un resultado positivo o negativo.

• Resultado positivo: aparecen dos bandas, la línea de control superior

y la línea de prueba inferior. La apariencia de la línea de control y de

la línea de prueba indica la presencia de Mycoplasma haemofelis.

• Resultado negativo: aparece solo la línea de control. La apariencia de

una línea de control solamente, indica la ausencia de Mycoplasma

haemofelis DNA o que el número de copias esté por debajo de la

detección límite (Biogal, 2016, p.1-4).

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3.2.4.4 Frotis sanguíneo.

Protocolo.

o Sujeción del felino

o Localizar la vena auricular

o Desinfectar el área a punzar con alcohol antiséptico

o Tomar la muestra con una aguja descartable 25 G o lanceta de la

vena auricular.

o Se deposita una gota de sangre, en un extremo o en el centro de un

portaobjeto bien limpio, previamente rotulado con la identificación del

paciente.

o Con el empleo de otro portaobjeto se hace un frotis o extensión de

sangre, para lo cual se coloca este último portaobjeto en un ángulo

de aproximadamente 30º - 45º con respecto al portaobjeto horizontal

y se permite que éste tome contacto con la gota de sangre.

o Es conveniente realizar dos o tres extensiones, con el fin de

seleccionar la mejor.

o Las extensiones o frotis deben secarse al aire lo más rápidamente

posible. La rápida desecación evita la deformación de los glóbulos

sanguíneos y la crenación (arrugamiento) (González, 2014).

Tinción.

• Se cubre la extensión completamente con colorante Wright y se deja actuar

durante 1 – 2 minutos. De esta forma se fija la extensión.

• Se añade al portaobjetos un volumen de agua destilada tamponada que sea

aproximadamente el doble del colorante ya presente. Se mezclan

uniformemente el colorante y el agua destilada tamponada haciendo oscilar

suavemente el soporte de tinción. Se deja actuar durante 5 minutos

• El colorante diluido se elimina lavando el portaobjetos en posición horizontal

• Se enjuaga la cara opuesta del portaobjetos, y se seca seguidamente la

extensión colocando el portaobjetos verticalmente sobre un trozo de papel

filtro (López et al, 2014).

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23

CAPITULO IV

RESULTADOS Y DISCUCIÓN

Luego de realizar el examen físico clínico y la determinación de hematocrito se

obtuvo que el 10,7% que representa 7 gatos, cuyo hematocrito y/o estado febril se

encontraban alterados, los cuales pasaron a ser sometidos a pruebas de

observación directa mediante frotis, utilizando la tinción Wright, seguidas de

pruebas moleculares con el kit PCRunTM para Mycoplasma haemofelis, obteniendo

los siguientes resultados:

- Mediante la prueba de observación directa en frotis no se evidenciaron

casos positivos, comparando con estudios realizados previamente en ciertos

lugares del país como en Cuenca, donde obtuvieron igual resultado el 0%

de casos positivos de 105 animales muestreados y en Guayaquil donde se

obtuvo el 37,25% de positividad de 400 felinos muestreados (Hidalgo, 2013;

González, 2014). Teniendo en cuenta que el frotis tiene descrita una

sensibilidad entre 0 y 37,5% y una especificidad de 84 a 98% se considera

que no es un método diagnóstico confiable. (Tabla 5) (Tasker, 2010).

- Al utilizar los kits de PCRunTM para Mycoplasma haemofelis, el 29% de los

gatos sometidos a este método diagnóstico dieron positivos a micoplasmosis

felina, teniendo en cuenta que mediante este método molecular de

diagnóstico no se han realizado estudios. En comparación a resultados

obtenidos en investigaciones realizadas en otros países mediante detección

por PCR, en el 2001 en E.E.U.U. se reportó el 19,5% , en el 2004 el 20, 5%

y en el 2006 el 27,7%, mientras en el 2003 en Reino unido se reportado el

18,5%, en Suiza en el 2005 el 8,5 % , en Korea el 14,5% en el 2007 y en

Canadá se reportó el 11,5% en el 2011 (Luria, 2004; Eberhardt, 2006; Yu,

2007; Juvet, 2010, Witman, 2010 y Stojanovic, 2011).

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Tabla 5 Positividad en cada refugio

Refugio Frotis PCRun

Positivo % Negativo % Positivo % Negativo %

A 0 0 43 66 2 3 41 63

B 0 0 13 20 0 0 13 20

C 0 0 9 14 0 0 9 14

TOTAL 0 0 65 100 2 3 63 97

Para considerar los pacientes que presentan signos clínicos de la patología, se

analizó el hematocrito y la presencia de pirexia; de acuerdo a estos criterios se

encontró que el 10,7% de los 65 gatos muestreados presentaron un hematocrito

menor al 25% y una temperatura mayor a 39,5°C (Tabla 6). Se realizó un análisis

utilizando prueba exacta de Fischer y encontró una diferencia significativa entre el

número de individuos positivos y la variación de hematocrito con un valor de

p=0.010 (p<0.05). De la misma forma se analizó la variable temperatura y se obtuvo

un p=0.010 (p<0.05); estos resultados tienen relación con lo que menciona Foster

(2012) de acuerdo a que estos signos clínicos son evidenciados en pacientes

positivos a micoplasmosis felina durante la fase aguda y el 84,6 % presentaron

infestación de ectoparásitos, en particular de la pulga, considerando que es uno de

los vectores que hace posible la transmisión del patógeno (Cushing, 2013).

Tabla 6 Nivel de hematocrito y pirexia en cada refugio del estudio

Hematocrito Temperatura

Bajo % Normal % Normal % Alta %

A 4 6,15 38,00 58,46 38,00 58,46 4,00 6,15

B 1 1,54 12,00 18,46 12,00 18,46 1,00 1,54

C 2 3,08 8,00 12,31 8,00 12,31 2,00 3,08

TOTAL 7 10,77 58 89,23 58 89,23 7 10,77

Según Foster (2012) el ambiente es un factor variable ya que debido a las

condiciones climáticas la presencia de ectoparásitos es variable, por lo que se

analizó mediante prueba exacta de Fischer p=0.304 (p>0.05) determinando que el

ambiente no es un factor significativo para que se presente la enfermedad.

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Tabla 7 Ambiente de los gatos en los refugios.

Ambiente

Frecuencia Porcentaje Porcentaje

válido

Válido Interior 43 66,2 66,2

Interior y exterior 22 33,8 33,8

Total 65 100 100

La presencia de ectoparásitos es considerando como el principal vector de

transmisión de la enfermedad, usando prueba exacta de Fischer p=0.375 (p>0.05)

se analizaron los datos obtenidos en la investigación, ya que el 84,6 % presentaron

infestación de pulgas, lo que no tiene una relación significativa con la enfermedad,

ya que su presencia no predispone a que este presente la enfermedad. Tabla

Tabla 8 Presencia de Ectoparásitos

Ectoparásitos

Frecuencia Porcentaje Porcentaje

válido

Válido Si 55 84,6 84,6

No 10 15,4 15,4

Total 65 100 100

Cambios morfológicos celulares (Anexo 14)

En el presente estudio respecto anisocitosis se encontró en la primera semana en

un 85,7 %, en la segunda semana un 57,14% y la última semana un 71,43% de los

animales que fueron sometidos tanto a frotis como PCR, teniendo en cuanta que

este hallazgo se encuentra relacionado con los procesos anémicos y también está

presente en cuadros de micoplasmosis (Foster, 2012).

La policromasia, se evidenció en la primera y segunda semana con un 42,8 % y un

14,2% respectivamente. Cambio que se producen en cuadros de anemia

posiblemente regenerativos (Anexo 12) (Lima, 2011).

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26

Las inclusiones celulares como la presencia de cuerpos de Howell Jolly solamente

se evidenciaron en un 28,8% en la primera semana. Ese cambio se puede observar

cuando existen cuadros anémicos ya sean regenerativos o no regenerativos (Anexo

13) (Lima, 2011).

En un gato se reportó la presencia de linfocitos atípicos, en la primera semana; esto

representa el 28,5 %. Estas alteraciones se dan en respuesta a una afección viral,

por lo que no tiene una relevancia para el análisis de la investigación.

Pese a que los cambios celulares son evidentes en micoplasmosis no son

exclusivos de esta enfermedad, ya que están presentes en varias patologías que

cursen con cuadros anémicos, mediante prueba exacta de Fisher se obtuvo que la

presencia de los cambios celulares no tiene relación con la presencia la enfermedad

(Tabla 10).

Tabla 9 Resumen de cambios celulares semanales

CAMBIOS CELULARES SEMANA 1 SEMANA 2 SEMANA 3

Anisocitosis 85,7 57,14 71,43

Policromasia 42,8 14,2 -

Cuerpos de Howell Jolly 28,8 - -

linfocitos atípicos 28,5 - -

Tabla 10 Prueba exacta de Fisher de los cambios celulares

Cambio Celular 1ra Semana 2da Semana 3ra Semana

Anisocitosis 1 0,143 1

Policromasia 0,429 1 -

Cuerpos de Howell Jolly 1 - -

Linfocitos Atipicos 1 - 1

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27

CAPITULO V

CONCLUSIONES

- En el estudio realizado se determinó la presencia de Mycoplasmosis felina

en un 29% mediante PCRunTM Feline, Mycoplasma Molecular Detection kit

de en los refugios de la ciudad de Quito y sus valles que colaboraron en la

presente investigación, teniendo en cuenta la sensibilidad que presenta el kit

en comparación al diagnóstico por observación directa la cual no tuvo

resultados positivos; por lo que la implementación del uso de los kit PCRTM

en el diagnóstico de la enfermedad evitaría caer en un subdiagnóstico de los

pacientes. Teniendo en cuenta que no requiere numerosos equipos y

reactivos a diferencia de un PCR convencional.

- Al finalizar la presente investigación se evidenció mediante los datos

obtenidos que el ambiente no es un factor determinante para contraer la

enfermedad, pero esto es variable dependiendo de las condiciones

geográficas, ya que la infestación por pulgas es un factor de contagio,

teniendo en cuenta que todos los gatos positivos a micoplasmosis felina se

encontraban infestados de estos ectoparásitos, pero no es un factor

asociado para que se presente la enfermedad.

- Se evidenciaron cambios celulares como: anisocitosis, policomasia, cuerpos

de Howell Jolly en los gatos positivos los cuales son descritos en cuadros de

micoplasmosis aunque no están directamente asociados con la enfermedad.

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28

BIBLIOGRAFÍA

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ANEXOS

Anexo 1 Refugio A

Anexo 2 Refugio B

Anexo 3 Refugio C

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Anexo 4 Hoja de registro de datos

CONSTANTES

# REFUGIO EDAD SEXO RAZA AMBIENTE Ectoparásitos Peso Ht% T °C LINFONODOS FR FC

años H M I E SI NO

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

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Anexo 5 Protocolo de extracción rápida de ADN parte 1

Fuente: Biogal ©

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Anexo 6 Protocolo de extracción rápida de ADN parte 2

Fuente: Biogal ©

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Anexo 7 Guía de extracción rápida de ADN

Fuente: Biogal ©

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Anexo 8. Protocolo de kit PCR para Micoplasma Haemofelis parte 1

Fuente: Biogal ©

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37

Anexo 9 Protocolo de kit PCR para Micoplasma Haemofelis parte 2

Fuente: Biogal ©

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Anexo 10 Guía de uso de kit PCRun Micoplasma Haemofelis

Fuente: Biogal ©

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Anexo 11 Caso negativo (izquierda) y positivo (derecha)

Anexo 12 Policromasia

Fuente:( Aguiló,2001,pag 78)

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Anexo 13 Cuerpos de Howell Jolly

Fuente:( Aguiló,2001, pág 78)

Anexo 14 Cambios celulares

Fuente: (Sykes, 2009, pág. 33)