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“PROPAGACIÓN IN VIVO E IN VITRO DE CINCO ESPECIES DEL GÉNERO Tillandsia EN VÍAS DE

EXTINCIÓN Y DE POTENCIAL USO SUSTENTABLE”

Guatemala, julio del año 2011

CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA (CONCYT) SECRETARÍA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA (SENACYT)

FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA (FONACYT FACULTAD DE AGRONOMÍA (FAUSAC)

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA (USAC)

INFORME FINAL

“PROPAGACIÓN IN VIVO E IN VITRO DE

CINCO ESPECIES DEL GÉNERO Tillandsia EN VÍAS DE EXTINCIÓN Y DE POTENCIAL

USO SUSTENTABLE”

PROYECTO FODECYT No. 04-2006

CARLOS ALFONSO OROZCO CASTILLO, Ph.D.

Investigador Principal

GUATEMALA, JULIO DEL AÑO 2011

i

AGRADECIMIENTOS:

La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero

dentro del Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología -FONACYT-, otorgado

por La Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología -SENACYT- y el

Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología -CONCYT-.

ii

INVESTIGADOR PRINCIPAL:

Ph.D. Carlos Alfonso Orozco Castillo

INVESTIGADOR ASOCIADO:

Ing. Agr. MSc. Héctor Alfredo Sagastume Mena


Ing. Bot. Uwe Martin Herbert Feldhoff Böhm

INVESTIGADORA ASOCIADA:

Licda. MSc. Aura Elena Suchini Farfán


Ing. Agr. Mak Mílan Cruz Sic


Ing. Agr. José Rolando Mansilla Méndez


Ing. Agr. Erick Estuardo Calderón Oliva


Biólogo Noé Ariel Castillo

iii

ÍNDICE GENERAL Página

LISTA DE ACRÓNIMOS Y ABREVIATURAS………………........................ v ÍNDICE DE CUADROS……………………………………...…………............ vi ÍNDICE DE IMÁGENES…...…….……………………………………………... ix ÍNDICE DE FOTOGRAFÍAS………………………………………………….... x ÍNDICE DE GRÁFICAS………………………………………………………… xi RESUMEN…………………………………………………............................... xii SUMMARY………………………………………………………………………. xiv

PARTE I………………………………………………………………………….. 1

I.1. INTRODUCCIÓN…………………………………………………………… 2

I.2. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA……………………………………. 5

1.2.1 Antecedentes en Guatemala……………………………………………. 5

1.2.2 Justificación del trabajo de investigación…………………………….. 5

I.3. OBJETIVOS E HIPÓTESIS……………………………………………….. 6

I.3.1. Objetivos…………………………………………………................... 6 I.3.1.1. General………………………………………………………. 6 I.3.1.2. Específicos…………………………………………............. 6 I.3.2. Hipótesis………………………………………….............................. 6

I.4. METODOLOGÍA…………………………………….................................. 7

I.4.1. Localización del experimento…………………………………........ 7 I.4.2. Material vegetal……………………………………………..……….. 8 I.4.3. Tratamientos……………….……………………………….………… 9 I.4.4. Diseño experimental……...………………………...…………......... 12 I.4.5. Análisis de la información…………………………………….…….. 12

PARTE II…………………………………………………………………………. 13

II.1. MARCO TEÓRICO………………………………………………………… 14

II.1.1. Usos de las Tillandsias……………………………….................... 14 II.1.2. Clasificación taxonómica de las Tillandsias................................ 14 II.1.3. Comercialización e importancia económica de las Tillandsias... 15 II.1.4. Propagación in vivo de las Tillandsias........................................ 17 II.1.5. Propagación in vitro de las Tillandsias........................................ 17 II.1.6. Cultivo de tejidos vegetales……………………………………...... 18 II.1.6.1 Conceptos del cultivo de tejidos vegetales……………... 18

A. Soluciones stock………………………………………….. 18

B. Medio de cultivo…………………………………………... 19

C. Etapas de la propagación in vitro……………………….. 27

D. Explante…………………………………………………… 28

E. Asepsia…………………………………………………….. 29

F. Condiciones ambientales de incubación……………….. 30

iv

PARTE III………………………………………………………………………… 31

III.1. RESULTADOS Y DISCUSIÓN............................................................ 32

III.1.1 Propagación in vivo……………………………………………………… 32

III.1.1.1 Tillandsia magnusiana………………………………………… 33

III.1.1.2 Tillandsia pruinosa……………………………………………... 37

III.1.13 Tillandsia streptophylla…………………………………………. 41

III.1.2 Propagación in vitro……………………………………………………… 45

III.1.2.1 Tillandsia pruinosa……………………………………………... 45

III.1.2.2 Tillandsia streptophylla………………………………………… 47

III.1.2.3 Tillandsia caput-medusae……………………………………... 50

III.1.2.4 Tillandsia magnusiana…………………………………………. 58

III.1.2.5 Tillandsia plagiotropica………………………………………… 62

PARTE IV………………………………………………………………………… 68

IV.1. CONCLUSIONES……………………………………………………….... 69

IV.2. RECOMENDACIONES……………………………………….……......... 71

IV.3. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS…………………………….…........ 72

IV.4. ANEXOS…………………………………………………………………… 74

PARTE V…………………………………………………………………………. 88

V.1. INFORME FINANCIERO…………………………………………………. 89

v

LISTA DE ACRÓNIMOS Y ABREVIATURAS

ANDEVA Análisis de varianza

BAP Bencilaminopurina

Bioq. Bioquímica

CITES Convenio Internacional sobre el Comercio de Especies

Amenazadas de Flora y Fauna Silvestre

cm Centímetros

CONAP Consejo Nacional de Áreas Protegidas

CONCYT Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología

et al Y colaboradores

F Valor estadístico de Fisher

FAO Organización para la Agricultura y la Alimentación

FODECYT Fondo para el Desarrollo Científico y Tecnológico

FONACYT Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología

gr. Gramos

ICTA Instituto de Ciencia y Tecnología Agrícolas

Ing.Agr. Ingeniero Agrónomo

Licda. Licenciada

m metros

MS Medio de cultivo de Murashige y Skoog (1962)

msnm Metros sobre el nivel del mar

mg/L Miligramos por litro

MSc. Magister Scientiae

No. Número

NS No significativo al 5% de nivel de significancia

ONG Organización No Gubernamental

PFNM Productos Forestales No Maderables

Pr > Fc Probabilidad de encontrar un valor mayor que la F calculada

SENACYT Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología

T. Tillandsia

vi

ÍNDICE DE CUADROS Página

Cuadro 1. Dosis de BAP evaluadas in vivo, según tratamiento…..……. 10

Cuadro 2. Dosis de BAP evaluadas in vitro, según tratamiento………... 11

Cuadro 3. Clasificación taxonómica de las Tillandsias.………………….. 15

Cuadro 4. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo……………………….…..……. 34

Cuadro 5. Prueba de Duncan para la variable número de brotes de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo………………..……… 34

Cuadro 6. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo……………….………..………. 36

Cuadro 7. Prueba de Duncan para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo………………..……… 36

Cuadro 8. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo………………………….……..…... 38

Cuadro 9. Prueba de Duncan para la variable número de brotes de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo……………..……..……... 38

Cuadro 10. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo…………………………………….. 40

Cuadro 11. Prueba de Duncan para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo………………………...…. 40

Cuadro 12. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo………………….…………….. 41

Cuadro 13. Prueba de Duncan para la variable número de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo………………………. 41

Cuadro 14. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo……………………….……….. 43

Cuadro 15. Prueba de Duncan para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo………………………. 44

Cuadro 16. Número de brotes, según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia pruinosa, propagada in vitro….………………………. 45

Cuadro 17. ANDEVA para la variable número de brotes en la especie Tillandsia pruinosa propagada in vitro…………………………………….. 46

vii

Página

Cuadro 18. Altura de brotes (cm) según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vitro……………..……………. 46

Cuadro 19. ANDEVA para la variable altura de brote de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vitro……………………...……………... 47

Cuadro 20. Número de brotes, según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vitro………………..…….. 48

Cuadro 21. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vitro…………………………..……. 49

Cuadro 22. Altura de brotes (cm) según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vitro……………...………. 49

Cuadro 23. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vitro………………..……………… 50

Cuadro 24. Número de brotes, según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro………………..…. 51

Cuadro 25. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro………………..…………… 52

Cuadro 26. Prueba de Duncan para la variable número de brotes de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro…………………... 52

Cuadro 27. Altura de brotes, según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro……………..……. 53

Cuadro 28. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro………………………..…… 54

Cuadro 29. Número de brotes, según repetición y tratamiento, en la especie Tillandsia magnusiana propagada in vitro………………………. 58

Cuadro 30. ANDEVA para la variable número de brotes en la especie Tillandsia magnusiana propagada in vitro………………………………… 59

Cuadro 31. Prueba de Duncan para la variable número de brotes, en la especie Tillandsia magnusiana propagada in vitro……………………. 59

Cuadro 32. Altura de brotes (cm) según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia magnusiana a los seis meses de propagación in vitro ………………………………………………………………………….. 60

Cuadro 33. ANDEVA para la variable altura de brote de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vitro………………………………… 61

viii

Página

Cuadro 34. Prueba de Duncan para la variable altura de brotes en la especie Tillandsia magnusiana propagada in vitro………………………. 61

Cuadro 35. Número de brotes, según repetición y tratamiento, en la especie Tillandsia plagiotropica propagada in vitro……………………… 63

Cuadro 36. ANDEVA para la variable número de brotes en la especie Tillandsia plagiotropica propagada in vitro………………………………... 64

Cuadro 37. Prueba de Duncan para la variable número de brotes en la especie Tillandsia plagiotropica propagada in vitro……………………… 64

Cuadro 38. Altura de brotes (cm.) por repetición y tratamiento, en la especie Tillandsia plagiotropica luego de transcurridos seis meses de cultivo in vitro………………………………………………………………….

65

Cuadro 39. ANDEVA para la variable altura de brote en la especie Tillandsia plagiotropica propagada in vitro………………………………... 66

Cuadro 40. Prueba de Duncan para la variable altura de brote de la especie Tillandsia plagiotropica propagada in vitro……………………… 66

Cuadro 41. Resumen de la ejecución financiera del proyecto………….. 89

ix

ÍNDICE DE IMAGENES

Página

Imagen 1. Plantas de Tillandsia caput-medusae…………………………... 8

Imagen 2. Plantas de Tillandsia pruinosa……………………..……………. 8

Imagen 3. Plantas de Tillandsia magnusiana….…………………………... 9

Imagen 4. Plantas de Tillandsia plagiotropica……………………………… 9

Imagen 5. Plantas de Tillandsia streptophylla……………………………… 9

x

ÍNDICE DE FOTOGRAFÍAS

Página

Fotografía 1. Brote de la especie Tillandsia pruinosa, con dosis de 10 mg/L de BAP, propagada in vivo…............................................................ 39

Fotografía 2. Brote de la especie Tillandsia streptophylla, con dosis de 15 mg/L. de BAP propagada in vivo…………………………….…………… 42

Fotografía 3. Plántulas de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vitro…………………………..………………………………………………….. 47

Fotografía 4. Plántulas de la especie Tillandsia streptophylla, propagada in vitro………………………………..………….……………………………… 50

Fotografía 5. Plántulas recién germinadas de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro……………………..………………….… 55

Fotografía 6. Tratamiento 1 (0 mg/L. de BAP) en la especie Tillandsia caput-medusae propagadas in vitro.......................................................... 55

Fotografía 7. Tratamiento 2 (0.5 mg/L. de BAP) en la especie Tillandsia caput-medusae propagadas in vitro.......................................................... 56



Fotografía 10. Tratamiento 5 (2.0 mg/L. de BAP) en la especie Tillandsia caput-medusae propagadas in vitro.......................................... 57

Fotografía 11. Plántulas de Tillandsia magnusiana en propagación in vitro……………………….……………………………………………………... 62

Fotografía 12. Plántulas de Tillandsia magnusiana (izquierda) Tillandsia plagiotrópica (derecha) en crecimiento in vitro…………………….……… 67

xi

ÍNDICE DE GRÁFICAS

Página

Gráfica 1. Número de brotes, según dosis de BAP, para la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo…………………………….…….. 35

Gráfica 2. Altura de brotes, según dosis de BAP, para la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo……………………………..……. 37

Gráfica 3. Número de brotes, según dosis de BAP, de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo………………………………….…… 38

Gráfica 4. Altura de brotes según dosis de BAP, de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo…………………………………….……………. 40

Gráfica 5. Número de brotes según dosis de BAP, de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo.………………….……………... 42

Gráfica 6. Altura de brotes, según dosis de BAP, de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo……………………….…………. 44

Gráfica 7. Número de brotes, según dosis de BAP, de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro………………………………. 52

Gráfica 8. Altura de brotes, según dosis de BAP, de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro………………….…..………. 54

xii

RESUMEN

Guatemala exporta anualmente millones de especímenes de flora silvestre al

extranjero con fines ornamentales. Entre los años 1994 y 2002 Guatemala

exportó, en el rubro de flores, plantas, semillas y raíces, 367,292,700 de dólares

norteamericanos a diversos países del mundo (Banco de Guatemala, 2005).

Entre las especies de mayor demanda se encuentran los “gallitos” (Tillandsia

spp.) o “Plantas del Aire”, que pertenecen a la familia Bromeliaceae, con cerca

de 2,000 especies. Esta familia está integrada por tres subfamilias:

Bromeloideae, Pitcarnioideae y Tillandsoideae. De ellas, la subfamilia

Tillandsoideae es la más numerosa con 550 especies descritas, y se distribuyen

geográficamente desde el estado de Virginia en los Estados Unidos de América

hasta Chile y Argentina (Huertas et al., 1995).

El principal uso actual de las tillandsias es como planta ornamental, sin

embargo, existen reportes que en Ecuador se utilizan partes aéreas como

antiespasmódico y como medicina para infecciones de los ojos (Ríos y Khan,

1998). Dentro de sus usos medicinales se reporta que las hojas se utilizan en

lavados para el reumatismo (Bye, 1985) y como remedio para la tos y bronquitis,

sin reportar que parte de la planta se utiliza (González, 1984).

La mayoría de empresas continúan con la sobrecolecta de la naturaleza para

utilizarlas para pié de cría o para cumplir con la demanda extranjera. Otro factor

que también amenaza y reduce las poblaciones naturales vulnerables en el país

es la destrucción de los bosques por el avance de la frontera agrícola. Las

tillandsias actualmente se encuentran incluidas en los listados de especies

amenazadas de la CITES (Convenio Internacional sobre el Comercio de

Especies Amenazadas de Flora y Fauna Silvestre) el cual, protege a especies

comercializadas a nivel mundial (Huertas et al., 1995).

http://anwyl.com/references.htm#Rios A and Khan

xiii

Para continuar con la comercialización de diferentes especies florísticas y,

además, manejarlas de forma sustentable, es necesario mejorar los métodos de

propagación convencionales in vivo (en invernaderos) y no convencionales in

vitro (por medio de cultivo de tejidos en laboratorios especializados), para lo cual

es necesario hacer algún tipo de investigación básica, que se plantea en el

presente proyecto.

El objetivo general del proyecto fue contribuir al desarrollo de metodologías que

permitan la propagación de cinco especies de tillandsias en vías de extinción.

Los objetivos específicos fueron: a) determinar el efecto de la bencilaminopurina

(BAP) sobre la propagación de tres especies de tillandsias in vivo, a nivel de

invernadero, b) determinar el efecto de la bencilaminopurina (BAP) sobre la

propagación de cinco especies de tillandsias, a nivel de laboratorio, en cultivo in

vitro.

La metodología, de manera sintética, consistió en evaluar cuatro dosis de

bencilaminopurina para la propagación in vivo de tres especies de tillandsias. Al

mismo tiempo se hizo una evaluación de propagación in vitro, utilizando cinco

dosis de bencilaminopurina, en cinco especies de tillandsias.

Al finalizar la investigación se obtuvieron los siguientes resultados: a) Una

metodología desarrollada para la propagación in vivo de tres especies de

tillandsias en invernadero, b) Una metodología desarrollada para la propagación

in vitro de cinco especies de tillandsias a nivel de laboratorio de Biotecnología.

El presente proyecto contribuirá para coadyuvar al uso y manejo sostenible de

este recurso natural nativo de la biodiversidad del país, ayudará a la lucha por

evitar la extinción de especies en peligro, contribuirá a generar y mantener

fuentes alternas de trabajo, diversificar la producción agrícola, generar ingresos

de divisas, y consecuentemente, el mejoramiento de la calidad de vida del

pequeño y mediano productor de tillandsias.

xiv

SUMMARY

Annualy Guatemala exports millions of specimens of wild flora with ornamental

purpouse. Between the years 1994 and 2002 Guatemala exports, including

flowers, plants, seeds and roots, US$ 367,292,700 to differents countries around

the world (Bank of Guatemala, 2005). Between the mayor demand species are

the “gallitos” (Tillandsia spp.) or “Air Plants”. These plants integrate the

Bromeliaceae family, with near 2,000 species. This family is formed by three

subfamilies: Bromeloideae, Pitcarnioideae y Tillandsoideae. Of them, the

subfamily Tillandsoideae is the most numerous with 550 species describes. The

geografical distribution begins in Virginia (USA) and ends in Chile and Argentina

(Huertas et al., 1995).

The main use of the tillandsias is as ornamental plants, however, in Ecuador

reports exist using aerial parts as espasmodic and medicinal use in eyes

infections (Ríos y Khan, 1998). Among the medicinal use it reports the use of

leaves in washes for reumatism (Bye, 1985) and as medicine for cof and

bronquitis without reporting the part of the plant used (González, 1984).

The majority of the comercial enterprises continue with the overcolect from the

wild for use as inicial plants or for the satisfaction of the external demand.

Another factor that menace and reduce the vulnerable wild populations of the

country is the destruction of the forest by the advance of the agriculture border.

Rigth now the tillandsias are included in the menace of the CITES list

(International Convenium for the Comerce of the Wild Flora and Fauna of

Endengerouse Species) who protects comercial species around the world


In order to continue with the comerce of the differents floral species and, in

addition, handle it in a sustainible way, is necessary to impruve the methods of in

vivo conventional propagation (in greenhouses) and in vitro no conventional


xv

propagation (by tissue culture in specialized laboratories), it is necessary to do

some type of basic research, this is the main objective of the present project.

The general objective of the project was to contribute to the development of

methods that permits the propagation of five on extinction way tillandsia species.

The specific objectives were: a) determinate the effect of the bencilaminopurine

(BAP) on the in vivo propagation of three tillandsia species, at the greenhouse

level, b) determinate the effect of the bencilaminopurine (BAP) on the in vitro

propagation of five tillandsia species, at the laboratory level.

The methodology, in a sintetic way, consist in evaluate four dose of

bencilaminopurine for the in vivo propagation of three tillandsia species. At the

same time, was evaluated the in vitro propagation, using five dose of

bencilaminopurine, in five tillandsia species.

At the end of the research the results were the following: a) one methodology

was developed for the in vivo propagation of three tillandsia species in

greenhouse, b) one methodology was developed for the in vitro propagation of

five tillandsia species in tissue culture laboratory.

This project will contribute to help to use and sustainable handle of this native

natural resource of the our biodiversity of the country, it helps to fight again the

extintion of the endengerouse species, will contribute to generate and mantaine

fonts of labor, diversificate the agriculture production, generate income foreings

and, in consecuence, improve the quality of life of the medium and little tillandsia

producer.

- 1 -

PARTE I

- 2 -

I.1 INTRODUCCIÓN

Además de la madera los bosques producen una multitud de bienes y servicios

entre los cuales se pueden mencionar la flora nativa silvestre; diversos

productos forrajeros, comestibles, materiales de construcción, artesanales,

industriales; así como resinas, gomas y leña, entre otros. Muchos de ellos son

usados de manera cotidiana por las poblaciones que habitan el bosque; mientras

que algunos otros son vendidos en mercados no totalmente diferenciados y

temporales, hacia economías locales o regionales. El valor de éstos bienes, con

frecuencia referidos como productos forestales no maderables (PFNM), es sólo

una parte del valor del bosque; ya que éste proporciona adicionalmente otros

beneficios tales como: servicios ambientales (captura de agua, protección al

suelo, captura de carbono, etc.) y la biodiversidad, por mencionar algunos;

mismos que rara vez son considerados al realizar un manejo integral del bosque.

Las tillandsias son un tipo de plantas epífitas, que crecen en asociación sobre

árboles como: encinos, pinos y otras coníferas. Son plantas lampiñas, cubiertas

de escamitas blancas, fruto capsular, alargado dehiscente en tres valvas, que

almacenan agua en pequeños bulbos en vez de una roseta basal. Necesitan sol

y sustratos ligeros. Generalmente crecen sobre árboles y rocas. Son originarias

de América tropical y subtropical (México, Brasil y República Dominicana).

Pueden estar tanto en interiores como en exteriores. Se adaptan muy bien a la

luz, incluso la luz solar directa. Necesitan riego (sin encharcar) y mojar las hojas

dos o tres veces por semana y fertilizante mensualmente durante el verano

(Ríos y Khan, 1998).

Las tillandsias pertenecen a la familia Bromeliaceae, con cerca de 2,000

especies. Esta familia está integrada por tres subfamilias: Bromeloideae,

Pitcarnioideae y Tillandsoideae. De ellas, la subfamilia Tillandsoideae es la más

numerosa con 550 especies descritas. Se distribuyen geográficamente desde el


- 3 -

estado de Virginia en los Estados Unidos de América hasta Chile y Argentina


El atractivo de estas plantas se debe a que tienen formas muy peculiares, son

fáciles de cuidar, no requieren de tierra, maceta, ni mucha humedad y se facilita

su transporte. Estas plantas pueden aguantar semanas sin ser regadas o

rociadas y en algunas especies los períodos de sequía y humedad alterna,

provocan enrollamiento de las hojas, dándoles apariencia “rizada” muy vistosa


Las tillandsias, en su época de floración, nutren a especies de aves, como por

ejemplo el colibrí, y a la vez, éstas aves son alimento para otras aves, como por

ejemplo el Halcón Pigmeo, de tal manera que al desaparecer estas especies de

plantas, están desapareciendo también otras especies de la biodiversidad del

país. Las tillandsias almacenan agua, lo que permite que dentro de ellas vivan

larvas de insectos, que utilizan las ranas arborícolas para su alimento y estas, a

su vez, sirven de alimento a los tecolotes. Esto refleja una perspectiva de

impacto ecológico e importancia del proyecto que aquí se presenta (Feldhoff,

2005).

En los últimos años estas plantas han aumentado de popularidad,

principalmente en Europa, Asia y Estados Unidos de América, abarcando más

de 35 diferentes especies. Las exportaciones reportadas por la Ventanilla Única

(CONAP) de tillandsias asciende a más de 25,000 plantas anuales por especie.

Los países de mayor importación de dichas especies son: Alemania, Estados

Unidos de América, Italia, Holanda, Austria, Bélgica y México. Guatemala se ha

constituido en uno de los principales exportadores de estas plantas (Huertas et

al., 1995).

Guatemala es uno de los pocos países, a nivel mundial, que comercializa las

tillandsias. Guatemala exporta anualmente millones de especímenes de flora

- 4 -

silvestre al extranjero con fines ornamentales. Entre los años 1994 y 2002

Guatemala exportó, en el rubro de flores, plantas, semillas y raíces, 367,292,700

de dólares norteamericanos a diversos países del mundo (Banco de Guatemala,

2005). Entre las especies de mayor demanda se encuentran los “gallitos”

(Tillandsia spp.) o “Plantas del Aire”. Guatemala cuenta con 72 especies del

género Tillandsia, de las cuales alrededor de 30 son comerciales.

- 5 -

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

I.2.1 Antecedentes en Guatemala

Según el Banco de Guatemala (2005), para poder exportar tillandsias hacia otros

países es necesario estar inscrito en CONAP. Pocas de las empresas inscritas

en CONAP han logrado cierto grado de cultivo bajo medios controlados,

incluyendo cultivo por medio de semillas, la mayoría de empresas continúan con

la sobrecolecta de la naturaleza para utilizarlas para pié de cría o para cumplir

con la demanda extranjera. Otro factor que también amenaza y reduce las

poblaciones naturales vulnerables en el país es la destrucción de los bosques

por el avance de la frontera agrícola. Tal es el caso de especies como Tillandsia

caput-medusae, Tillandsia pruinosa, Tillandsia magnusiana, Tillandsia

streptophylla y Tillandsia plagiotropica, las cuales actualmente se encuentran

incluidas en los listados de especies amenazadas de la CITES (Convenio

Internacional sobre el Comercio de Especies Amenazadas de Flora y Fauna

Silvestre) el cual, protege a especies comercializadas a nivel mundial (Huertas et

al., 1995) y en la lista roja de Flora Silvestre del Consejo Nacional de Áreas

Protegidas (CONAP).

I.2.2 Justificación del trabajo de investigación

Para continuar con la comercialización de las diferentes especies de tillandsias y

manejarlas de forma sustentable, es necesario mejorar los métodos de

propagación convencionales (in vivo, en invernaderos) y no convencionales (in

vitro, por medio de Cultivo de Tejidos en laboratorios de Biotecnología), para lo

cual es necesario hacer algún tipo de investigación básica. Este proyecto es la

fase inicial del trabajo que debe hacerse para tal fin.

http://www.inbio.ac.cr/bims/k03/p13/c046/o0161/f01384/g007315/s021390.htm



- 6 -

I.3 OBJETIVOS E HIPÓTESIS

I.3.1 Objetivos

I.3.1.1 General

Contribuir al desarrollo de metodologías que permitan la propagación de cinco

especies de tillandsias en vías de extinción.

I.3.1.2 Específicos

A. Determinar el efecto de la bencilaminopurina (BAP) sobre la propagación de

tres especies de tillandsias in vivo, a nivel de invernadero.

B. Determinar el efecto de la bencilaminopurina (BAP) sobre la propagación de

cinco especies de tillandsias, a nivel de laboratorio en cultivo in vitro.

I.3.2 Hipótesis

A.1 La bencilaminopurina (BAP) tiene efecto sobre la propagación de cinco

especies de tillandsias in vivo, a nivel de invernadero.

A.2 No existe efecto de la bencilaminopurina en la propagación de cinco

especies de Tillandsia in vivo, a nivel de invernadero.

B.1 La bencilaminopurina (BAP) tiene efecto sobre la propagación de cinco

especies de tillandsias, a nivel de laboratorio en cultivo in vitro.

B.2 No existe efecto de la bencilaminopurina en la propagación de cinco

especies de Tillandsia, a nivel de laboratorio en cultivo in vitro.

- 7 -

I.4 METODOLOGÍA

I.4.1 Localización del experimento

El trabajo de invernadero se realizó en uno de los invernaderos de la empresa

“Clavela del Aire”, ubicada en la aldea Sajcavillá (14º 42’ 28.91” latitud norte y

90º 37’ 9.63” longitud oeste), municipio de San Juan Sacatepéquez,

departamento de Guatemala, ubicado en el kilómetro 27.5 carretera a San

Raymundo. Sajcavillá se encuentra a una altura de 2,014 metros sobre el nivel

del mar, tiene una precipitación pluvial anual de 1,250 mm, una temperatura

promedio anual de 20 grados centígrados, una temperatura mínima promedio

anual de 15 grados centígrados, una temperatura máxima promedio anual de

27.5 grados centígrados y una humedad relativa promedio anual de 75%.

Una parte del trabajo de investigación in vitro se realizó en el laboratorio de

Biotecnología del Instituto de Ciencia y Tecnología Agrícolas (ICTA), ubicado en

el kilómetro 21.5 carretera al Pacífico, Bárcena, Villa Nueva, Guatemala (14º 31’

4.97” latitud norte y 90º 36’ 59.26” longitud oeste). El ICTA se encuentra a una

altura de 1,453 metros sobre el nivel del mar, tiene una precipitación pluvial

anual de 1,250 mm, una temperatura promedio anual de 17.5 grados

centígrados, una temperatura mínima promedio anual de 12.5 grados

centígrados, una temperatura máxima promedio anual de 27.5 grados

centígrados y una humedad relativa promedio anual de 72.5%.

La otra parte del trabajo de investigación in vitro se realizó en el laboratorio de

Cultivo de Tejidos de la Facultad de Agronomía de la Universidad de San Carlos

de Guatemala (14º 35’ 6.79” latitud norte y 90º 33’ 11.81” longitud oeste). La

FAUSAC se encuentra a una altura de 1,484 metros sobre el nivel del mar, tiene

una precipitación pluvial anual de 1,250 mm, una temperatura media anual de

17.5 grados centígrados, una temperatura mínima promedio anual de 12.5

- 8 -

grados centígrados, una temperatura máxima promedio anual de 25 grados

centígrados y una humedad relativa promedio anual de 75%.

I.4.2 Material vegetal

Se utilizaron cinco especies de tillandsias, todas ellas en vías de extinción, que

fueron las siguientes:

Tillandsia caput-medusae.

Tillandsia pruinosa.

Tillandsia magnusiana.

Tillandsia plagiotropica.

Tillandsia streptophylla.

Imagen 1. Plantas de Tillandsia caput-medusae.

Fuente: Tomado de www.nisc.co.za

Imagen 2. Plantas de Tillandsia pruinosa.


- 9 -

Imagen 3. Plantas de Tillandsia magnusiana.


Imagen 4. Plantas de Tillandsia plagiotropica.


Imagen 5. Plantas de Tillandsia streptophylla


I.4.3 Tratamientos

I.4.3.1 Experimentos en invernadero

A. Se seleccionaron 40 plantas por tratamiento, por cada especie. Todas ellas

de características uniformes en peso y número de hojas. Se aceptó una

diferencia en peso de ± 1.5 gramos.

- 10 -

B. En cada planta se seleccionaron únicamente 10 hojas, con su respectivo

meristemo. Las plantas tenían, en promedio, 12 hojas, por lo que se

descartaron dos hojas superiores.

C. Se procedió a decapitar (con tratamiento químico) todas las plantas para

uniformizar su crecimiento. Antes de aplicar el químico la planta permaneció,

previamente, 24 horas sin riego. Después de la decapitación la planta

permaneció 48 horas sin riego. Posteriormente, se aplicó riego, tres veces

por semana, a todos los tratamientos.

D. Catorce días después, se empezó el tratamiento para estimular el

crecimiento de los meristemos, con aplicaciones de cuatro dosis de

bencilaminopurina (BAP). Las dosis evaluadas se describen en el cuadro 1.

Cuadro 1. Dosis de BAP evaluadas in vivo, según tratamiento.

Tratamiento Dosis de BAP (mg/L.)

1 0 (testigo)

2 5

3 10

4 15

Fuente: FODECYT 04-2006.

E. Los tratamientos se aplicaron tres veces por semana, a la misma hora,

durante seis semanas consecutivas. Al tratamiento 1 únicamente se le aplicó

agua.

F. Todos los tratamientos se abonaron con un fertilizante foliar. La fertilización

se hizo tres veces por semana al mismo tiempo que se hizo la aplicación del

riego.

G. Las variables de respuesta en éste experimento fueron las siguientes:

- Número de brotes.

- Altura de brotes.

- 11 -

I.4.3.2 Experimentos in vitro

Los principales procedimientos en la fase in vitro fueron los siguientes:

A. Los explantes iniciales para la fase in vitro fueron semilla botánica,

provenientes del invernadero de la empresa “Clavela del Aire”, ubicada en

San Juan Sacatepéquez.

B. Previo a la siembra de las semillas se procedió a su desinfección, mediante

el uso de hipoclorito de calcio al uno por ciento, durante 15 minutos, luego,

se lavaron las semillas, tres veces, en agua destilada estéril. Posteriormente,

se sumergieron las semillas en alcohol etílico al 70% durante un minuto, y

por último, se lavaron tres veces con agua destilada estéril. Finalmente, se

procedió a su siembra en el medio de cultivo MS (Murashige y Skoog, 1962),

a un cuarto de su concentración original (George, E.F. 1995).

C. Una vez germinadas las semillas (alrededor de un mes) se procedió a la

evaluación de los tratamientos para la propagación de las plántulas. Para

cada una de las especies se evaluaron cinco tratamientos en la fase in vitro,

los cuales se describen en el cuadro 2 (Feldhoff, 2005).

Cuadro 2. Dosis de BAP evaluadas in vitro, según tratamiento.

Tratamiento Dosis de BAP (mg/L.)

1 0 (testigo)

2 0.5

3 1.0

4 1.5

5 2.0


D. Por cada tratamiento se sembraron entre 4 y 25 explantes germinados,

dependiendo de la disponibilidad de semillas.

E. Las variables de respuesta se midieron cada mes y fueron las siguientes:

- 12 -

- Número de brotes.

- Altura de brotes.

I.4.4 Diseño experimental

En ambos experimentos, tanto el de invernadero como el in vitro, el diseño

experimental fue un Diseño Completamente al Azar, con arreglo factorial de los

tratamientos. Para cada especie se hizo un experimento por separado. El

modelo utilizado fue el siguiente:

Yij = µ + Bi + Є

Donde:

Yij = variable de respuesta de la ij-ésima unidad experimental.

µ = efecto de la media general de la población.

Bi = efecto de la i-ésima dosis de BAP.

Єij = error asociado a la ij-ésima unidad experimental.

I.4.5 Análisis de la información

Para los datos que se obtuvieron de cada una de las variables de respuesta se

hizo una prueba de normalidad por medio de la prueba de Shapiro-Wilk. Para las

variables de respuesta que tuvieron una distribución de frecuencia normal se

hizo un análisis de varianza (ANDEVA) por medio del programa estadístico SAS.

Las variables que resultaron con diferencias estadísticas significativas al 5%, se

les hizo una prueba de separación de medias, por medio de la prueba de rango

múltiple de Duncan. Finalmente, los resultados se resumieron en cuadros.

- 13 -

PARTE II

- 14 -

II.1 MARCO TEÓRICO

II.1.1 Usos de las Tillandsias

El principal uso de las tillandsias es como planta ornamental, sin embargo,

existen reportes que en Ecuador se utilizan partes aéreas como

antiespasmódico y como medicina para infecciones de los ojos (Ríos y Khan,

1998).

Dentro de sus usos medicinales se reporta que las hojas se utilizan en lavados

para el reumatismo (Bye, 1985) y como remedio para la tos y bronquitis, sin

reportar que parte de la planta se usa (González, 1984).

II.1.2 Clasificación Taxonómica de las Tillandsias

El género Tillandsia spp. (Bromeliaceae) pertenece a la subfamilia

Tillandsioideae. La última revisión taxonómica del género fue realizada por Smith

y Downs (1977) para la Flora Neotrópica, en la cual se consideraron siete

subgéneros basados en la morfología floral. El género más relacionado con

Tillandsia es Vriesea, los que se separan exclusivamente por la ausencia o no,

respectivamente, de dos apéndices en forma de lígula sobre la superficie abaxial

de los pétalos (Smith y Downs, 1977). Sin embargo, estas consideraciones

taxonómicas han generado controversia y discrepancias entre los especialistas

(Brown et al. 1993; Grant 1993; Holst 1994; Luther y Sieff, 1994, 1997; Betancur

y Jaramillo, 1998). El género Tillandsia contiene aproximadamente 460 especies

(Holst, 1994) que se distribuyen desde el sur de los Estados Unidos hasta el

norte de Argentina, incluyendo las islas de las Antillas, con un rango altitudinal

que va desde el nivel del mar hasta alrededor de los 3,800 msnm. (Smith y

Downs, 1977). En Guatemala se encuentra una gran diversidad de especies

(alrededor de 69) y están distribuidas por todo el país, la mayoría con potencial

para su comercialización especialmente hacia Estados Unidos y Europa


- 15 -

(Feldhoff, 2005). En el cuadro 3 se describe la más reciente clasificación

taxonómica de las tillandsias (García y Betancur, 2002):

Cuadro 3. Clasificación taxonómica de las Tillandsias.

Reino Plantae

Phyllum Magnoliophyta

Clase Liliopsida

Orden: Bromeliales

Familia Bromeliaceae

Género Tillandsia

Especies Tillandsia caput-medusae, Tillandsia pruinosa, Tillandsia magnusiana, Tillandsia streptophylla y Tillandsia plagiotropica

Nombres comunes Gallitos, tillandsias, claveles del aire, plantas del aire.

Fuente: García y Betancur, 2002.

II.1.3 Comercialización e importancia económica de las Tillandsias

Las tillandsias son de gran relevancia en la vida de las poblaciones humanas

que viven, ya sea en el bosque o en las áreas circunvecinas, debido a que

obtienen de estos recursos múltiples productos tanto para el autoconsumo,

como para la comercialización (Feldhoff, 2005).

La caracterización biológica, económica y social de los productos forestales no

maderables es un elemento de vital importancia tanto para los productores y

comerciantes, como para los funcionarios relacionados con la administración del

bosque, y para el público en general interesado por la diversidad de las especies

que cohabitan en el bosque.




- 16 -

Desde una perspectiva productiva, una caracterización de este tipo debe

generar información sobre las especies con uso actual y potencial, su

localización, normatividad relacionada con su aprovechamiento; así como

algunas peculiaridades de su mercado, todas ellas variables de relevancia para

productores y comerciantes.

Por otra parte la caracterización integral de los PFNM coadyuva a difundir el

conocimiento sobre la amplia diversidad de especies con usos específicos, en la

que se destacan sus requerimientos de hábitat y su biología; además de su

estatus, y la percepción actual de su sustentabilidad. La disponibilidad de ésta

información para todos los participantes en el manejo del bosque, hace posible

plantear estrategias de uso sustentable que conlleven al aprovechamiento

integral del ecosistema forestal.

Para elegir las especies con mayor importancia en la región se consideran los

siguientes criterios de selección: a) Tener un mercado doméstico bien definido,

ya sea a nivel local, regional o nacional, b) Tener un mercado internacional bien

definido, aunque no estuviese desarrollado en el ámbito nacional, c) Tener un

aprovechamiento lícito, identificado por la autoridad, d) Alta frecuencia de uso en

las comunidades locales y/o centros urbanos. Para el primer criterio se

considera la demanda y oferta de las especies en los mercados locales y

regionales. En el caso del segundo criterio se considera la información

disponible, referente al mercado de exportación y de importación, en diversas

fuentes tales como FAO, ONG’s y demás organizaciones relacionadas con el

uso y manejo de productos forestales no maderables. El aspecto legal del

aprovechamiento se determina a través de la información del CONAP, institución

que cuenta con registros de las especies recolectadas en orden de importancia

por su nivel de uso. Finalmente, la frecuencia de uso se analiza mediante la

realización de encuestas y/o entrevistas a recolectores, distribuidores o

comercializadores y funcionarios o prestadores de servicios técnicos. Con base

en estos criterios se define la lista de especies de mayor importancia.

- 17 -

II.1.4 Propagación in vivo de las Tillandsias

No se tiene ninguna referencia, ni a nivel nacional ni a nivel mundial, sobre la

propagación in vivo de alguna tillandsia, por lo que, en este campo, esta

investigación es pionera a nivel mundial.

II.1.5 Propagación in vitro de las Tillandsias

Muy pocos trabajos, a nivel mundial, se han realizado con el género Tillandsia,

algunos de los cuales se mencionan a continuación:

Semillas de tres especies de Tillandsia fueron germinadas in vitro y produjeron

brotes múltiples en 13 meses de cultivo. Diferentes concentraciones de medio

Murashige y Skoog (completo, a la mitad de su concentración, y la mitad de

macronutrientes y micronutrientes completos), suplementados con 25 mg/L. de

NaFeEDTA, fueron usados para la germinación. Para brotes múltiples el mejor

medio de germinación fue usado con diferentes combinaciones de BAP y ANA

(reguladores del crecimiento) agregados (0.5/0.5 mg/L. o 1.0/0.5 mg/L.)

(Chukwujekwu y Van Staden, 2002).

Un trabajo de micropropagación fue realizado, como un medio de conservación

de especies de origen nativo del género Tillandsia spp. para evitar así su

extinción, para lo cual se utilizó embriones inmaduros que posteriormente se

propagaron in vitro. Con el empleo de ésta técnica una gran cantidad de

cultivares de Tillandsia fueron exitosamente cultivados. Ésta técnica también

produjo una buena tasa de multiplicación de las plantas regeneradas (Labus y

Abel, 2002).

- 18 -

II.1.6 Cultivo de tejidos vegetales

La técnica de Cultivo de Tejidos Vegetales se define como: el cultivo de células,

tejidos y/u órganos extraídos de plantas, que se mantienen bajo condiciones

artificiales y permiten producir plantas que poseen todas las características de la

planta madre, es decir que es una técnica de propagación vegetativa en

condiciones artificiales (Luther, H.E.; Sieff, E. 1994, Smith, L.B.; Downs, R.J.

1977).

El cultivo de tejidos (cultivo in vitro) constituye un método excelente y rápido

para propagar plantas. Los medios utilizados se basan en un medio sintético de

crecimiento, el cual estimula el crecimiento (D-1935).

Al realizar las metodologías de propagación in vitro, se tiene el precepto de

totipotencia de una célula, lo cual se define como la capacidad de desarrollar a

un individuo completo, basado en que toda célula contiene la información

genética necesaria para poder dar origen a un individuo completo, en el cultivo

de tejidos in vitro, se desarrollo al darle aplicación al fenómeno de la totipotencia,

que forma parte de la teoría celular actual (Barceló J. G., Nicolás, B. Sabater y

R. Sánchez. 1992., González, E.M. 1984).

II.1.6.1 Conceptos del cultivo de tejidos vegetales

A. Soluciones stock

El crecimiento de las plántulas in vitro depende de los medios utilizados y por lo

tanto de las soluciones preparadas. El medio base utilizado para la presente

investigación fue el de Murashige & Skoog (1962); la concentración de sales y

vitaminas, así como la preparación de reguladores del crecimiento fueron las

adecuadas para el normal crecimiento de las plántulas en las fases de iniciación

y multiplicación descritas en la metodología y propuesta en los objetivos mismos.

- 19 -

La preparación de las soluciones stock se basa en la agrupación de los

componentes inorgánicos, macronutrientes, micronutrientes, solución de hierro,

myo-inositol, vitaminas así como el regulador del crecimiento bencilaminopurina,

a diferentes concentraciones (Hurtado D.V. y M.E. Merino. 1987. Mroginski, L.A.

y Roca, W.M. 1993).

B. Medio de cultivo

Los medios de cultivo constituyen un elemento fundamental para el cultivo “in

vitro” de células, tejidos, protoplastos, anteras y para lograr el desarrollo de

embriones, embrioides, organogénesis, micropropagación, etc. Los medios de

cultivo tienen una serie de componentes generales y específicos cuya presencia

y concentración estará en dependencia del objetivo que se persiga en su

utilización (Mroginski, L.A. y Roca, W.M. 1993). Así, los medios de cultivo

pueden ser líquidos o tener un soporte sólido, tienen sustancias minerales,

vitaminas, aminoácidos, azúcares, fitohormonas, etc. También pueden contener

por ejemplo extractos naturales, según su finalidad y no todos llevan un

complemento completo de todos los factores. Para la presente investigación se

utilizó el medio de Murashige y Skoog 1962, completo modificado en

combinación del regulador de crecimiento bencilaminopurina.

a. Soporte utilizado en le medio de cultivo

Los medios de cultivo pueden ser sólidos y líquidos. En este último caso

también puede utilizarse como soporte papel filtro o perlas de cristal. Los medios

sólidos o semisólidos según la concentración del soporte, llevarán distintos

componentes que tienden a solidificar y mantener el material cultivado en la

superficie. Entre las sustancias más utilizadas se encuentra el agar (Mroginski,

L.A. y Roca, W.M. 1993).

El agar solidifica el medio y forma un complejo coloidal con débil poder de

retención iónica.

- 20 -

El agar presenta algunos inconvenientes; el principal consiste en ofrecer una

aireación insuficiente que puede afectar el crecimiento de algunos tejidos. Por

otra parte, la composición del agar es variable, y a veces mal definida y podría

aportar oligoelementos que actúan favorablemente sobre el crecimiento.

La concentración óptima de agar es variable con el origen comercial del agar

utilizado y el objetivo del cultivo. Las concentraciones más utilizadas varían entre

6-10 g/L. La consistencia de los medios de cultivo para la siembra de los

explantes del género Tillandsia fue sólido, esto con la finalidad de proporcionar

soporte (George, E.F. 1995).

b. Componentes minerales utilizados

Los componentes minerales esenciales para la vida de las plantas se dividen en:

i. Macroelementos: se utilizan en grandes cantidades: carbono, oxígeno,

hidrógeno, nitrógeno, fósforo, azufre, potasio, calcio y magnesio.

ii. Oligoelementos o microelementos: aunque son necesarios en menor

cantidad, juegan un papel esencial en los mecanismos enzimáticos como

activadores o constituyentes de las coenzimas. Los principales microelementos

son: hierro, cobre, zinc, manganeso, molibdeno, cobalto y boro (George, E.F.

1993).

Las exigencias minerales varían con la especie, la naturaleza del tejido y su

estado fisiológico, pero, además, también varían con el método de cultivo y el

tipo de organogénesis estudiado. Por ejemplo, los meristemos, y en forma

general, los tejidos con actividad metabólica elevada, pueden presentar

importantes necesidades en potasio.

En los medios de cultivo se aportan cantidades elevadas de elementos

minerales, superiores a las necesidades efectivas de los tejidos. Los problemas

que se plantean deben enfocarse en términos de potenciales osmóticos.

- 21 -

Se han utilizado numerosos medios minerales para el cultivo “in vitro” de tejidos

y órganos. Algunos de estos medios de cultivo se han puesto a punto para

objetivos muy determinados; por ejemplo, para la multiplicación de especies de

Lemna spp., la germinación y cultivo de protocormos de orquídeas, el cultivo de

embriones, la neoformación de flores, la androgénesis, etc. (George, E.F. 1993.

Hurtado D.V. Y M.E. Merino. 1987).

En los primeros tiempos de la historia de los cultivos “in vitro”, no se efectuaron

estudios particulares sobre el medio mineral. Se perseguía la obtención de

masas de tejidos no organogénicos que pudieran trasplantarse indefinidamente.

Los pioneros de esta técnica utilizaron los medios minerales utilizados en

estudios de la nutrición mineral de plantas (en condiciones no asépticas) o de

fragmentos de plantas, por ejemplo los medios Knop y White (Mroginski, L.A. y

Roca, W.M. 1993 ).

En 1962, Murashige y Skoog propusieron un medio para la investigación del

crecimiento óptimo de callos de tabaco (Nicotiana tabacum). Este medio es

netamente superior a los medios anteriormente usados para iniciar la

organogénesis, y particularmente para la neoformación de yemas.

A partir de estos resultados, el medio MS se ha empleado de una manera muy

general para todos los tipos de cultivo “in vitro”. Además, puede afirmarse que

ha sido la utilización del medio MS junto con el empleo de fitohormonas

apropiadas (citokininas y auxinas), lo que ha permitido el éxito de los trabajos

sobre organogénesis en cultivo “in vitro” (Mroginski, L.A. y Roca, W.M. 1993).

El medio MS está caracterizado, principalmente, por un contenido muy fuerte de

nitrógeno (60 meq/L apróx.) del cual 1/3 está aportado en forma reducida (NH4+)

y por una concentración igualmente elevada en potasio.

- 22 -

El intento de adaptar más estrechamente la composición de la solución mineral

de base al material utilizado y al tipo de cultivo (células aisladas, callo,

androgénesis, neoformación de yemas, embriogénesis, etc.) ha llevado a la

difusión de un elevado número de medios diferente. Los medios actuales se

distinguen por un elevado contenido en nitrógeno, la presencia de iones NH4+ y

la inversión de la relación Ca/K, con predominio del potasio. Sin embargo, según

la especie y la naturaleza del cultivo, no se pueden determinar las

concentraciones óptimas sin realizar ensayos previos, especialmente para el

nitrógeno y el potasio (Zryd, J.P. 1988).

Los microelementos resultan indispensables para el crecimiento, intervienen

como activadores de sistemas enzimáticos. Se suministran al medio de cultivo

bien con el objetivo de evitar cualquier carencia o se utilizan a concentraciones

elevadas con el objetivo de provocar una activación del crecimiento. Murashige y

Skoog (1962) utilizan un medio con (Mn, Zn y B) en concentraciones elevadas

sin toxicidad aparente, otros resultan tóxicos a bajas concentraciones (Cu y Ni).

c. Componentes orgánicos

Dentro de los componentes orgánicos de los medios de cultivo tenemos

azúcares, vitaminas, aminoácidos, productos orgánicos estimulantes y

reguladores del crecimiento.

i. Azúcares: Los tejidos y células cultivadas “in vitro” son ampliamente

heterótrofos con respecto al carbono debido a la ausencia o insuficiencia de

asimilación clorofílica. Luego, resulta indispensable añadir azúcares a los

medios de cultivo, siendo los dos más utilizados la sacarosa y la glucosa.

La concentración óptima del azúcar en los medios de cultivo varía entre 20–80

g/L., en dependencia del tipo de cultivo, material vegetal, etc. Los azúcares

presentan una acción metabólica y energética (Mroginski, L.A. y Roca, W.M.

- 23 -

1993). Otros autores vinculan la necesidad de azúcares con problemas

osmóticos o de un efecto indirecto sobre el metabolismo de los reguladores

endógenos. Se ha demostrado que la galactosa, la lactosa y la rafinosa inhiben

la síntesis de auxina en los coleóptilos de avena (Avena sativa L.) por

mecanismos no dilucidados (Ankler, 1974). Los inhibidores de la síntesis de

auxina estimulan la embriogénesis a partir de masas de tejidos embriogénicos

de Citrus sinensis, c.v. Shamouti (Kochba y col., 1978). Igualmente, la galactosa

estimula la embriogénesis en forma similar, a partir de masas de tejidos que no

habían producido jamás embriones, previamente; plantean la hipótesis de una

inhibición por la galactosa para la conversión del indolacetaldehido en AIA.

ii. Vitaminas: Las vitaminas favorecen el crecimiento de los tejidos en

cultivos “in vitro” y no se excluye que la falta de alguna de ellas pueda ser un

factor limitante de los fenómenos de organogénesis.

La tiamina (0.1-1.0 mg/L.) tiene un efecto claro en los medios de cultivo.

También se han señalado efectos favorables para el ácido nicotínico, la

peridoxina y la riboflavina sobre el crecimiento de los cultivos.

El compuesto que más frecuentemente se añade a los medios de cultivo es el

meso-inositol (myo-inositol), se emplea en concentraciones entre 50-500 mg/L. y

su efecto se evidencia sobre la proliferación de tejidos y sobre la activación de la

organogénesis.

El ácido ascórbico (1-10 mg/L.) y el ácido cítrico (50-100 mg/L.) se utilizan en

ocasiones no como vitaminas sino como antioxidantes para evitar el

oscurecimiento de determinados tejidos (George, E.F. 1995).

iii. Aminoácidos: El aporte de aminoácidos favorece la proliferación de callos,

aunque cuando más se acude a los mismos es en las experiencias sobre la

organogénesis y en la multiplicación vegetativa in vitro. Las mezclas de

- 24 -

aminoácidos parecen también presentar efectos sinérgicos estimulando

fuertemente la proliferación de callos y la organogénesis. Los efectos obtenidos

mediante el aporte de aminoácidos parecen muy variables según la especie y el

tipo de morfogénesis estudiada. Hasta el momento no es posible establecer una

regla general.

iv. Productos orgánicos estimulantes: En los medios de cultivo con

frecuencia se han utilizados numerosos productos o extractos naturales de

composición variable y no bien definida, con distintos resultados. Entre estos

productos pueden citarse:

Extracto de levadura (0.5 - 1.0 g/L.)

Hidrolizado de caseína (0.5 - 3.0 g/L.)

Peptona

Agua de coco (5 - 15 %)

Albumen inmaduro de maíz

Jugo de plátano, tomate y de naranja

Extractos de diversos hongos

Savia de la vid o de abedul, etc. (George, E.F. 1995).

De ellos, el agua de coco es el más utilizada, cuya composición ha sido

estudiada por diferentes autores e inicialmente por Shantz y Steward (1952). Se

han detectado diversos componentes que enriquecen los medios de cultivo,

entre ellos: vitaminas, aminoácidos y sus amidas, diversos azúcares y sus

hexitoles, predominando el inositol y el sorbitol; y reguladores del crecimiento

endógenos: auxinas y citokininas (isopenteniladenina).

d. Reguladores del crecimiento

Los reguladores del crecimiento y el desarrollo de las plantas actualmente se

agrupan en cinco categorías: auxinas, giberelinas, citokininas, ácido abscísico y

- 25 -

etileno. Además de estas sustancias naturales (reguladores endógenos) existen

numerosos productos de síntesis que pueden utilizarse como reguladores del

crecimiento en el cultivo in vitro.

En los métodos de propagación in vitro se emplean ampliamente las auxinas; en

la organogénesis y las aplicaciones a la multiplicación vegetativa está

ampliamente ligada a la utilización conjunta de auxinas y citokininas. La

importancia de las giberelinas en cultivo in vitro está mucho más restringida. El

ABA (ácido abscísico) y los compuestos que desprenden etileno se utilizan con

menor frecuencia en casos más específicos (George, E.F. 1995. Mroginski, L.A.

y Roca, W.M. 1993).

i. Auxinas: Son compuestos que tienen un núcleo indólico, éste se sintetiza

a partir del aminoácido Triptófano que se sintetiza por la vía Shikímica, la

principal auxina es el ácido 3-indolacético (AIA), pero también se pueden

emplear el ácido 3-indol propiónico (AIP) y el ácido 3-indol butírico (AIB), aunque

son auxinas relativamente débiles. Otros compuestos sintéticos pueden

comportarse como auxinas muy débiles (ácido fenilacético) o fuertes: ácido

naftalenacético (ANA), el ácido 3 naftoxiacético (NOA), etc. El 2,4 D (ácido 2,4

diclorofenoxiacético) es una auxina muy fuerte.

Las propiedades de las distintas auxinas son diferentes. El AIA es la auxina

natural más difundida en las plantas, es ampliamente utilizado en los medios de

cultivo pero es sensible a la degradación enzimática (AIA-oxidasa) y a la

fotoxidación. El ANA es una auxina fuerte que se utiliza para inducir la

rizogénesis, a veces en asociación con el AIB.

El efecto de las auxinas está estrechamente ligado al alargamiento celular, que

se explica por sus efectos sobre la celulosa–sintetasa, el aumento de la

plasticidad parietal y el aumento de la absorción de agua. Por esta razón una

práctica usual es evaluar el efecto auxínico mediante la evaluación del

- 26 -

incremento del peso fresco de los tejidos. Las auxinas también tienen un efecto

marcado sobre la división celular (citocinesis).

Otros efectos auxínicos son: inducen la rizogénesis, pero a su vez

indirectamente “inhiben” el crecimiento de las raíces; intervienen en la

dominancia apical de las yemas, en el desarrollo del fruto (transformación de las

paredes del ovario para formar las paredes del fruto). También inducen la

floración de la piña y son responsables de los tropismos de las plantas (George,

E.F. 1995).

ii. Citokininas: Las citokininas son derivados purínicos, en especial

derivados de la adenina, que se han reportado en pequeñas cantidades en el

agua de coco, jugo de tomate, extractos de flores, tubérculos y nódulos

radicales, en frutos y semillas inmaduras de maíz (zeatina) hidrolizadas de tRNA

de plantas o microorganismos, etc.

Entre las citokininas naturales tenemos la zeatina, la isopentenil-adenina (IPA),

la dimetil amino-purina, la dihidroxizeatina, la metilzeatina, etc. Son citokininas

sintéticas la kinetina (KIN: 6-furfunil aminopurina) el BAP o BA (N-6- bencil

aminopurina o N6-benciladenina). Recientemente se ha descrito que la N-6-

bencil aminopurina (BAP) o N6-benciladenina (BA) ha sido aislada de plantas y

constituye también una citokinina natural.

Además de esas citokininas derivadas de las purinas, han sido descritas otras

citokininas no purínicas como el thidiazuron (TDZ) y el CPPU (N-(2-cloro-4-

piridil)-N-fenil urea. Estos compuestos tienen una actividad histoquímica muy

alta y son muy eficientes en las plantas maderables. En cultivos de tejidos, el

BAP y las citokininas sintéticas Kinetina y TDZ (thidiazuron) son las más

frecuentemente usadas (Mroginski, L.A. Y Roca, W.M. 1993).

- 27 -

Las citokininas estimulan la división celular (cariocinesis) en cultivo de tejidos

vegetales y tienen un efecto sinérgico en este sentido con las auxinas. Por esta

razón, una forma de evaluar un efecto citokinina es mediante el estudio del

incremento en peso seco.

Se han reportado otros efectos de las citokininas, por ejemplo: estimulan el

alargamiento celular de discos de hojas etioladas; inducen la formación de

órganos en una gran variedad de cultivos de tejidos in vitro (morfogénesis);

controlan la formación de proplastidios en cloroplastos; mantienen la maquinaria

de síntesis de proteínas mediante la regulación de la síntesis del RNA; retrasan

la senescencia; etc.

Las citokininas que se usan con mayor frecuencia en los medios de cultivo son:

la kinetina (KIN), la 6-bencilaminopurina (BAP), la 2-isopenteniladenina (IP) y la

zeatina. El BAP se emplea con frecuencia debido a su gran actividad y su bajo

costo. Generalmente las citokininas se evitan o se emplean en dosis muy débiles

en los medios de enraizamiento porque presentan un efecto inhibidor sobre la

rizogénesis (Barceló J., G. Nicolás, B. Babater y R. Sánchez. 1992).

C. Etapas de la propagación in vitro

Para la ejecución de trabajos in vitro es importante la secuencia de eventos

asociados con la multiplicación de material vegetal mediante esta técnica

siguiente manera:

a. Etapa 0. Acá se selecciona el tipo de material a trabajar, el cual debe de

tener las características idóneas para su iniciación en el laboratorio.

b. Etapa I. Llamada etapa de iniciación o establecimiento, en la cual se

selecciona el tipo de explante a trabajar y se establece como cultivo inicial.

c. Etapa II. Acá se multiplica el cultivo, en si son los brotes producidos lo

cual dependerá del medio de cultivo para su crecimiento.

- 28 -

d. Etapa III. Etapa en la cual se evidencia el enraizamiento de los explantes,

la finalidad es producir una planta autótrofa que pueda sobrevivir a las

condiciones ambientales deferentes a las del laboratorio.

Generalmente, las condiciones del medio de cultivo están asociadas a cada una

de las etapas, en la cual las modificaciones y aplicaciones de los reguladores del

crecimiento inciden en el crecimiento de los explantes.

e. Etapa IV. Transferencia final de las plántulas, a condiciones de

invernadero (Mroginski, L.A. Y Roca, W.M. 1993).

Las etapas que comprendió el presente trabajo de investigación en el género

Tillandsia fueron las 0, I y II, siendo la etapa II, la enmarcada en los objetivos

propuestos.

D. Explante

Es una parte de un tejido o de un órgano que se aísla del resto de la planta con

fines de cultivo. La selección del explante puede hacerse teniendo en cuenta el

sistema de propagación de la planta.

La elección de un explante apropiado constituye el primer paso para el

establecimiento de los cultivos; en primera instancia, dicha elección esta

determinada por el objeto perseguido y la especie vegetal utilizada. En el caso

de especies propagadas vegetativamente, los brotes jóvenes y los ápices

meristemáticos han sido generalmente la fuente de los explantes (Mroginski,

L.A. y Roca, W.M. 1993).

En base al objetivo de la presente investigación el explante utilizado fue la

semilla propia de las especies trabajadas, las cuales se germinaron en el medio

de cultivo específico para su crecimiento. El crecimiento de los explantes para su

evaluación en las concentraciones de BAP, se realizaron ligeros cambios en la

- 29 -

composición de los medios, especialmente en el tipo de regulador de

crecimiento.

La respuesta de los explantes cultivados in vitro pueden variar notablemente con

el desarrollo y edad ontogénica. El éxito de la obtención de las plantulas in vitro

depende en gran medida de su estado de desarrollo al momento de su cultivo, la

propagación de la mayoría de las especies requiere de la utilización de

explantes provenientes de materiales juveniles.

El tamaño del explante es otro aspecto que se debe tomar encuenta para el

establecimiento de los cultivos, cuanto más grande sea, mayores son las

posibilidades de sobrevivencia dentro del medio de cultivo, aunque trae riesgos

de contaminación con microorganismos. El efecto del tamaño del explante

puede apreciarse en cualquier sistema de cultivo e independientemente de la

fuente de donde proviene dicho explante (Mroginski, L.A. y Roca, W.M. 1993).

E. Asepsia

La asociación explante-medio y las condiciones físicas en que normalmente se

incuban los cultivos conforman un ambiente propicio para la proliferación de los

microorganismos (bacterias, hongos) los cuales pueden provocar la muerte de

los cultivos, así como competir con el explante por el medio de cultivo o

modificarlo, el evitar las contaminaciones con microorganismos es un aspecto

básico que se debe de tener en cuenta para el éxito, no solamente en el

establecimiento de los cultivos si no también en su incubación y manipulación.

Es difícil lograr cultivos complemtamente estériles en el estricto sentido de la

palabra, un ejemplo clásico, es probable que los virus presentes en el explante

persistan en los cultivos, esta salvedad para establecer los cultivos asépticos es

conveniente o necesario: a) trabajar en amibientes adecuados; b) esterilizar los

medios de cultivo; c) desinfectar superficialmente los explantes, liberándolos de

- 30 -

bacterias y hongos exógenos y d) realizar los cultivos de acuerdo a las normas

de asepsia.

Para la desinfección se pueden utilizar una variedad de productos químicos,

pero en la actualidad es casi generalizado el empleo de alcohol al 70% y de

hipoclorito de calcio al 1%, así como bactericidas, funguicidas y acaricidas.

En algunos casos es importante agregar un tensoactivo, como el Tween-20 a

una concentaración 0.01 al 0.1%, es conveniente agitar (80-150 rpm) el explante

conjuntamente con la solución desinfectante.

Luego se hace necesario remover los restos del producto, mediante varios

lavados con agua destilada estéril y operando en la cámara de transferencia, y

como mínino tres lavados (Mroginski, L.A. y Roca, W.M. 1993).

F. Condiciones ambientales de incubación

Se hace necesario que los cultivos sean incubados en ambientes controlados,

por lo menos en lo que se refiere a la luz y a la temperatura; estos factores han

sido poco estudiados y la poca información existente es fragmentaria.

Las respuestas morfológicas pueden ser alteradas por la temperatura de

incubación, así como la calidad, intesidad y duración de la luz. Generalemente

para el establecimiento de los cultivos, se hace necesario una fuente luminosa

compuesta de lámparas fluorescentes (del tipo luz de día) y lámparas

incandescentes que brinden entre 1,000 y 4,000 lux de iluminación.

Comúnmente se utiliza un ciclo de fotoperíodo/escoperíodo de 16/8 horas; la

temperatura debe de ser de 25 ± 2 ºC, la misma en este rango se considera

adecuada (Mroginski, L.A. y Roca, W.M. 1993).

- 31 -

PARTE III

- 32 -

III.1 RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Los experimentos se dividieron en dos tipos, experimentos in vivo (en

invernadero) y experimentos in vitro (en laboratorio de Biotecnología). A

continuación se presentan los resultados obtenidos en cada uno de los tipos de

experimentos.

III.1.1 Propagación in vivo

Esta investigación se realizó en dos fases: la primera consistió en una etapa de

estímulo floral para la posterior decapitación y de ésta manera estimular a la

planta a emitir brotes laterales, y una segunda fase, que se refiere a la etapa de

inducción del crecimiento de las yemas laterales, donde se evaluó el efecto de la

bencilaminopurina en las tres especies de tillandsias, siendo éstas: Tillandsia

pruinosa, Tillandsia magnusiana y Tillandsia streptophylla. Los resultados se

analizaron separadamente por cada especie.

Para la inducción de la floración se utilizó etileno en su nombre comercial Ethrel.

Esto fue utilizado con la finalidad de que las tillandsias se prepararan,

biológicamente, para producir hijuelos, por medio de su proceso biológico

normal, que consiste en que después de producir la espiga floral, la planta

estimula las yemas laterales para el crecimiento de hijuelos, por lo que si se

desea que la planta esté en condiciones de emitir brotes laterales antes de su

ciclo normal, se tiene que utilizar el etileno.

Se aplicó el etileno durante tres días, en los cuales no se aplicó riego. Esto con

la finalidad de que la planta sufriera de leves quemaduras y así se llegara a un

estado de e strés, por lo que la planta se vió obligada a emitir la espiga floral.

Durante esta etapa no se aplicó fertilizante foliar, debido a que la planta estuvo

pasando por una etapa de estrés y la misma no estaba en la disponibilidad de

- 33 -

asimilarlos, además, el fertilizante se aplica diluido en riego y en esta etapa no

estaba indicado.

La variedad que mayor estrés sufrió, al momento de la aplicación del etileno, fue

la Tillandsia magnusiana. El tiempo a floración, después de aplicado el etileno,

fue de un mes, presentándose una floración uniforme en todas las especies de

tillandsias en evaluación. Fue entonces cuando se le eliminó manualmente la

espiga floral que estaba en crecimiento, con la finalidad de que la planta no

desperdiciara nutrientes en floración.

Cabe mencionar que si no se lleva a cabo la decapitación, es mas tardado el

proceso de crecimiento de los meristemos. El escoger plantas que hayan emitido

la espiga floral anteriormente hace que la flor se desarrolle en los meristemos

laterales causando deformaciones.

A las 28 semanas después del inicio de las aplicaciones de BAP se hicieron las

evaluaciones de los tratamientos. A continuación se presentan los resultados por

especie y por variable de respuesta.

III.1.1.1 Tillandsia magnusiana

A. Número de brotes

En el cuadro 4 se presenta el análisis de varianza para la variable de respuesta

número de brotes emitidos por la planta. En el mismo se observa que hubo

diferencias significativas. En el caso de la Tillandsia magnusiana, se considera

que el mejor tratamiento fue 15 mg/L. de BAP, con él se consiguió un mayor

número de brotes después del corte de la planta madre, superando en 56% al

testigo y en 25% al segundo mejor tratamiento (cuadro 5). Los tratamientos de 5

mg/L. y el testigo no presentaron diferencias estadísticamente. El promedio de

17.2 brotes por planta, indica el alto potencial que ésta planta tiene para ser

- 34 -

explotada comercialmente, o bien para reintroducirla en su hábitat. Sin embargo,

el alto número de brotes hace que los mismos salgan débiles y de poco tamaño,

pero esto no es un inconveniente, debido a la alta recuperación de los mismos

en las mesas de cultivo. En la gráfica 1, se puede apreciar que existe una

tendencia a que a mayor dosis de BAP se producen más brotes, por lo que se

recomienda evaluar dosis más altas que 15 mg/L. de BAP, pues existe la

posibilidad potencial de mejorar los resultados encontrados en ésta

investigación.

Cuadro 4. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo.

Fuente de Variación

Grados de

Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculado

F Tabulado

(5%)

Tratamientos 3 908.47 302.8233 16.80* 3.24

Error 16 288.448 18.028

Total 19 1196.918

Coeficiente de variación = 39% * = diferencia significativa al 5%


Cuadro 5. Prueba de Duncan para la variable número de brotes de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo.

Tratamiento

(mg/L de BAP) Número de Brotes

Prueba de Duncan

(al 5%)

15 17.2 a

10 9.8 b

5 1.5 c

0 0.7 c


- 35 -

Gráfica 1. Número de brotes según dosis de BAP, de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

0 5 10 15

Dosis de BAP (mg/L)

Nú

me

ro d

e B

rote

s


B. Altura de brotes

En el cuadro 6, se presenta el análisis de varianza para la variable de respuesta

altura de brotes emitidos por la planta. En el mismo se observa que hubo

diferencias significativas entre tratamientos pues el valor de F calculado (4.48)

es mayor que el valor de la F tabulada (3.24). El mejor tratamiento fue el de 5

mg/L, siendo el resto iguales entre si (cuadro 7). A pesar de que el tratamiento

de 15 mg/L. fue el que tuvo la media más baja, se considera como una segunda

opción pues no existe diferencias significativas entre todos los tratamientos

(excluyendo al de 5 mg/L). En el caso de la Tillandsia magnusiana, a partir de

dos centímetros, se considera que una planta no dependerá de la planta madre

y se dice que es apta para que siga su crecimiento en las mesas de cultivo con

un adecuado plan de fertilización hasta que lleguen al punto de exportación.

Como la media del tratamiento con 15 mg/L supera los dos centímetros, se le

- 36 -

sigue considerando como una buena opción para producir hijuelos, debido a que

lo que interesa en este estudio es aumentar la cantidad de brotes en cada

planta. En la gráfica 2 se puede observar que existe una clara tendencia de que

mientras más BAP sea aplicado mayor es la disminución en la altura de los

brotes.

Cuadro 6. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo.


Grados de

Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada F

Tabulada (5%)

Tratamientos 3 4.6626 1.5542 4.48* 3.24

Error 16 5.5504 0.3469

Total. 19 10.2130



Cuadro 7. Prueba de Duncan para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo.

Tratamiento

(mg/L de BAP)

Altura de Brotes

(cm)

Prueba de Duncan

(al 5%)

5 3.5 a

10 2.7 b

0 2.6 b

15 2.1 b


- 37 -

Gráfica 2. Altura de brotes según dosis de BAP, de la especie Tillandsia magnusiana propagada in vivo.

2

2.5

3

3.5

0 5 10 15

Dosis de BAP (mg/L)

Alt

ura

de

Bro

tes

(c

m)


III.1.1.2 Tillandsia pruinosa


El análisis de varianza para la variable de respuesta número de brotes, presentó

diferencias significativas entre tratamientos, pues el valor de la F calculada

(94.74) es mayor que el valor de la F de tabla (3.24) al 5% de nivel de

significancia (cuadro 8). Se considera que el mejor tratamiento fue 15 mg/L. de

BAP, pues con él se consiguió un mayor número de brotes supervivientes

después del corte de la planta madre, superando en 30% al testigo y en 7% al

segundo mejor tratamiento. Los tratamientos de 5 mg/L. y el testigo no

presentaron diferencias estadísticamente (cuadro 9). En la gráfica 3 se puede

observar una tendencia clara de que a medida que se incrementa la dosis de

BAP también se incrementa el número de brotes, por lo que se recomienda

evaluar dosis mayores que 15 mg/L. de BAP para establecer hasta donde es

posible incrementar el número de brotes.

- 38 -

Cuadro 8. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo.


Grados de

Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

F Tabulada

(5%)

Tratamientos 3 67.360 22.4533 94.74* 3.24

Error 16 3.792 0.2370

Total. 19 71.152



Cuadro 9. Prueba de Duncan para la variable número de brotes de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo.

Tratamiento


Prueba de Duncan

(al 5%)

15 5.8 a

10 4.8 b

5 1.9 c

0 1.6 c


Gráfica 3. Número de brotes según dosis de BAP, de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo.

1

2

3

4

5

6

0 5 10 15

Dosis de BAP (mg/L)

Nú

mero

de

Bro

tes


- 39 -

Fotografía 1. Brote de la especie Tillandsia pruinosa, con dosis de 10 mg/L. de BAP, propagada in vivo.


B. Altura de brotes

El ANDEVA para la variable altura de brotes, mostró diferencia significativa entre

tratamientos a un nivel del 5% (cuadro 10). De acuerdo con la prueba de Duncan

al 5% (cuadro 11), el nivel con 0 mg/L. (testigo), presentó la mayor altura de

brotes. En segundo lugar le sigue la dosis de 5 mg/L. Estadísticamente las dosis

de 10 y 15 mg/L. son iguales entre sí. Al igual que la Tillandsia magnusiana, la

Tillandsia pruinosa logra desarrollarse en mesas de cultivo a partir de los dos

centímetros. El nivel de 15 mg/L. de BAP, aunque fue el que más brotes obtuvo,

no alcanzó a llegar a la altura mínima para ser cultivado en las mesas de

crecimiento (1.7 cm), por lo que se toma una segunda opción que sería el nivel

10 mg/L. que alcanza los dos centímetros necesarios para su posterior

desarrollo. En la gráfica 4 se puede apreciar una tendencia bien clara en cuanto

a que a mayor cantidad de BAP aplicada disminuye la altura de los brotes.

- 40 -

Cuadro 10. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo.



Cuadro 11. Prueba de Duncan para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo.

Tratamiento

(mg/L de BAP)

Altura de Brotes

(cm)

Prueba de Duncan

(al 5%)

0 2.7 a

5 2.4 b

10 2.0 c

15 1.7 c


Grafica 4. Altura de brotes según dosis de BAP, de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vivo.

1.5

2

2.5

3

0 5 10 15

Dosis de BAP (mg/L)

Alt

ura

de

Bro

tes

(c

m)



Grados de

Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

F Tabulada (5%)

Tratamientos 3 2.5371 0.8457 24.40* 3.24

Error 16 0.5546 0.0347

Total. 19 3.0917

- 41 -

III.1.1.3 Tillandsia streptophylla


Según el ANDEVA (cuadro 12), existieron diferencias estadísticas significativas

entre tratamientos, debido a que la F calculada (19.62) es mayor que la F

tabulada (3.24) al 5% de nivel de significancia, por lo que se realizó la prueba de

separación de medias múltiple de Duncan. Según la prueba de Duncan (cuadro

13) se considera que el mejor tratamiento fue 15 mg/L. de BAP, pues con él se

consiguió un mayor numero de brotes después del corte de la planta madre,

superando en 31% al testigo y en 12% al segundo mejor tratamiento. El resto de

los tratamientos (10 mg/L. de BAP, 5 mg/L. de BAP y testigo) no presentaron

diferencias estadísticamente superior a la de 15 mg/L.

Cuadro 12. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo.


Grados de

Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

F Tabulada

(5%)

Tratamientos 3 48.96 16.32 19.62* 3.24

Error 16 13.312 0.832

Total. 19 62.272



Cuadro 13. Prueba de Duncan para la variable número de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo.

Tratamiento

(mg/L. de BAP) Número de Brotes

Prueba de Duncan

(al 5%)

15 5.7 a

10 4.0 b

5 3.0 b

0 1.4 c


- 42 -

Gráfica 5. Número de brotes según dosis de BAP, de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo.

Fuente: FODECYT 04-2006. Fotografía 2. Brote de la especie Tillandsia streptophylla, con dosis de

15 mg/L. de BAP propagada in vivo.


1

2

3

4

5

6

0 5 10 15

Dosis de BAP (mg/L)

Nú

me

ro d

e B

rote

s

- 43 -

B. Altura de brotes

En el cuadro 14 se presenta el ANDEVA para la variable de respuesta altura de

brotes, en el que se observa que existen diferencias significativas entre

tratamientos, pues la F calculada (70.86) es mayor que la F tabulada (3.24), al

5% de nivel de significancia. Según la prueba de Duncan al 5% (cuadro 15)

todos los tratamientos son diferentes entre sí, estadísticamente, por lo que el

mejor tratamiento fue el testigo (0 mg/L. de BAP), siguiendo el de 5 mg/L. de

BAP, y en último lugar el de 15 mg/L. A pesar de que el tratamiento 15 mg/L. de

BAP fue el que obtuvo la media más baja, sobrepasa los tres centímetros que

requiere la Tillandsia streptophylla para continuar el crecimiento en las mesas de

trabajo hasta alcanzar el tamaño adecuado para la exportación, por lo que se

considera como una opción viable para producir hijos. En la gráfica 6 se puede

observar que a medida que se incrementa la dosis de BAP, disminuye la altura

de los brotes.

Cuadro 14. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo.


Grados de

Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

F Tabulada

(5%)

Tratamientos 3 12.9640 4.3213 70.86* 3.24

Error 16 0.9757 0.0610

Total 19 13.9397



- 44 -

Cuadro 15. Prueba de Duncan para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vivo.

Tratamiento

(mg/L de BAP)

Altura de Brotes

(cm)

Prueba de Duncan

(al 5%)

0 5.8 a

5 5.3 b

10 4.6 c

15 3.6 d

Fuente: FODECYT 04-2006. Gráfica 6. Altura de brotes, según dosis de BAP, de la especie Tillandsia

streptophylla propagada in vivo.

3.5

4

4.5

5

5.5

6

0 5 10 15

Dosis de BAP (mg/L)

Alt

ura

de

Bro

tes

(c

m)


- 45 -

III.1.2 Propagación in vitro

III.1.2.1 Tillandsia pruinosa A. Número de brotes

En el cuadro 16 se muestran el número de brotes formados en los diferentes

tratamientos en la especie Tillandsia pruinosa luego de transcurridos seis

meses. Al realizar el ANDEVA de los datos vemos que no hay diferencia

significativa entre los diferentes tratamientos utilizados (cuadro 17), debido a que

el valor de F calculado es menor que el valor de F tabulado, por lo que se

rechaza la hipótesis nula.

Cuadro 16. Número de brotes, por tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vitro.

Repetición Tratamiento (mg/L. de BAP)

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0

1 0 1 0 1 0

2 2 0 1 0 0

3 0 0 0 0 0

4 3 0 1 1 0

5 0 0 0 0 0

6 2 1 0 0 0

7 0 0 2 0 0

8 1 0 0 0 0

9 0 0 0 0 0

10 1 0 0 0 1

11 2 0 0 0 0

12 0 0 1 1 0

13 1 1 0 0 0

14 0 1 0 0 0

15 3 0 0 2 0

16 2 0 0 0 0

17 0 0 0 0 0

18 0 0 0 0 2

19 0 0 0 0 0

20 5 1 0 0 0

21 3 1 0 0 0

22 1 0 0 0 0

23 0 0 0 2 0

24 2 0 0 0 0

25 1 0 0 0 0


- 46 -

Cuadro 17. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vitro.


Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

F Tabulada (al 5%)

Tratamientos 4 0.0238 0.0060 0.0060 NS 2.45

Error 120 119.2307 0.9936

Total 124 119.2545


B. Altura de brotes

El cuadro 18 muestra los datos correspondiente a la altura de brotes de la especie Tillandsia pruinosa en los diferentes tratamientos luego de transcurridos seis meses. El ANDEVA de los datos nos indica que no existe una diferencia significativa entre los diferentes tratamientos utilizados (cuadro 19). Cuadro 18. Altura de brotes (cm) según tratamiento y repetición, de la

especie Tillandsia pruinosa propagada in vitro.


0.0 0.5 1.0 1.5 2.0

1 0.0 0.4 0.2 0.2 0.4

2 0.5 0.3 0.5 0.8 0.3

3 1.3 0.1 0.3 0.2 0.1

4 0.9 0.5 0.4 0.9 0.5

5 0.7 0.4 0.2 0.2 0.4

6 1.5 0.2 0.3 0.3 0.2

7 1.3 0.3 0.2 0.2 0.3

8 0.0 0.3 0.2 0.1 0.3

9 1.0 0.3 0.0 0.0 0.3

10 0.3 0.3 0.0 0.0 0.3

11 1.6 0.2 0.2 0.1 0.2

12 1.5 0.1 0.2 0.3 0.1

13 1.0 0.2 0.0 0.0 0.2

14 1.8 0.4 0.1 0.6 0.4

15 0.2 0.3 0.0 0.2 0.3

16 0.7 0.1 0.0 0.3 0.1

17 0.0 0.2 0.4 0.1 0.2

18 0.8 0.1 0.0 0.0 0.1

19 0.7 0.0 0.6 0.2 0.0

20 0.3 0.0 0.6 0.3 0.0

21 0.8 0.3 0.6 0.0 0.3

22 0.6 0.2 0.4 0.6 0.2

23 0.8 0.0 0.0 0.2 0.0

24 1.1 0.6 0.2 0.3 0.6

25 1.0 0.2 0.3 0.5 0.2


- 47 -

Cuadro 19. ANDEVA para la variable altura de brote de la especie Tillandsia pruinosa propagada in vitro.


Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

F Tabulada

(al 5%)

Tratamientos 4 0.0651 0.0163 0.017 NS 2.45

Error 120 117.9135 0.9826

Total 124 119.9135

NS = no significativo al 5% de nivel de significancia Fuente: FODECYT 04-2006.

Fotografía 3. Plántulas de la especie Tillandsia pruinosa propagadas in vitro.


III.1.2.2 Tillandsia streptophylla A. Número de brotes El cuadro 20 muestra el número de brotes en la especie Tillandsia streptophylla

en los diferentes tratamientos utilizados luego de transcurridos seis meses. El

ANDEVA (cuadro 21) del número de brotes desarrollados en ésta especie nos

- 48 -

indica que no existe una diferencia significativa entre los diferentes tratamientos

utilizados, debido a que el valor de F calculado es menor que el valor de la F de

tabla, por lo que se acepta la hipótesis nula de no diferencia entre tratamientos.

Cuadro 20. Número de brotes según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vitro.

Repetición Tratamiento (mg/L.)

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0

1 0 0 15 20 0

2 0 1 30 0 1

3 0 5 2 1 10

4 0 10 7 15 0

5 0 0 1 2 0

6 0 20 1 25 0

7 2 5 0 0 15

8 0 0 2 0 0

9 3 10 10 0 0

10 0 0 5 2 0

11 1 10 10 0 0

12 0 0 0 0 0

13 5 0 2 0 15

14 5 7 0 0 2

15 0 1 5 3 0

16 0 10 2 0 0

17 1 0 2 6 0

18 65 5 0 0 0

19 15 0 20 0 4

20 4 0 2 1 0

21 0 20 0 0 5

22 0 5 0 0 0

23 0 11 6 0 0

24 0 10 0 5 0

25 5 0 0 0 0

Promedios 4.2 5.2 4.9 3.2 2.1


- 49 -

Cuadro 21. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vitro.


Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

F Tabulada (al 5%)

Tratamientos 4 5.37 E-32 1.34E-32 1.34E-32 NS 2.45

Error 120 120.0059 1.0000

Total 124 120.0059


B. Altura de brotes

La altura de brotes de Tillandsia streptophylla, a los seis meses en los diferentes tratamientos, se muestra en el cuadro 22. El ANDEVA nos indica que no existe diferencia entre tratamientos (cuadro 23).

Cuadro 22. Altura de brotes (cm) según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vitro.

Repetición Tratamientos (mg/L.)

0.0 0.5 1.0 1.5 2.0

1 0.0 0.1 0.0 0.0 0.4

2 0.2 0.3 0.0 0.7 0.4

3 0.7 1.5 0.9 0.4 0.3

4 0.8 0.0 0.4 0.0 0.2

5 0.6 0.9 0.2 1.0 1.1

6 0.9 0.0 0.2 0.0 0.2

7 0.9 0.4 1.2 0.4 0.0

8 0.7 1.6 0.6 1.1 0.3

9 0.0 0.0 0.0 1.0 1.0

10 0.4 0.2 0.2 0.1 0.8

11 0.6 0.0 0.0 0.9 0.8

12 1.6 0.4 0.8 0.5 0.3

13 0.2 1.2 0.5 0.5 0.0

14 0.9 0.0 0.6 0.8 0.7

15 3.2 0.6 0.5 0.0 1.4

16 0.0 0.7 1.1 0.2 0.9

17 0.6 1.0 0.6 0.3 0.6

18 0.0 0.3 1.8 1.1 1.0

19 0.0 1.8 0.0 1.2 0.0

20 0.1 0.6 1.1 0.4 1.8

21 0.7 0.0 0.9 1.3 0.0

22 1.4 0.4 0.9 2.1 0.8

23 1.1 0.0 0.3 0.4 3.5

24 1.5 0.4 2.0 0.3 2.0

25 0.1 0.6 2.0 2.2 0.6

Promedios 0.7 0.5 0.7 0.7 0.8


- 50 -

Cuadro 23. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia streptophylla propagada in vitro.


Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada F

Tabulada (al 5%)

Tratamientos 4 1.2E-30 2.972E-31 1.188E-31 NS 2.45

Error 120 300.308 2.5026

Total 124 300.308

NS = no significativo al 5% de nivel de significancia

Fuente: FODECYT 04-2006. Fotografía 4. Plántula de la especie Tillandsia streptophylla

propagada in vitro.


III.1.2.3 Tillandsia caput-medusae Los datos fueron tomados a los 60 días después de la siembra in vitro. A. Número de brotes Los datos de laboratorio del número de brotes obtenidos por tratamiento y

repetición se presentan en el cuadro 24.

- 51 -

El ANDEVA (cuadro 25) detectó diferencias entre tratamientos por lo que se

procedió a hacer una separación de medias por medio de la prueba de rango

múltiple de Duncan (cuadro 26). La prueba de Duncan nos indica que los dos

mejores tratamientos fueron cuando se aplicó 1.0 y 1.5 mg/L. de BAP, con lo

cual se obtienen 22.2 y 18.5 brotes por planta en 60 días. Si no se aplica BAP

(tratamiento testigo) se obtienen 2.0 brotes por planta en 60 días.

De acuerdo con la gráfica 7, se observa que, aparentemente, la respuesta de

esta especie a la aplicación de BAP sigue una curva de tendencia cuadrática,

cuyo máximo es 1.0 mg/L. de BAP, dosis que produce el mayor número de

brotes, no existiendo una tendencia que indique lo contrario.

Cuadro 24. Número de brotes según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro.

Tratamiento

(mg/L. de BAP) Repetición Número de Brotes

0

1 2

2 3

3 1

4 2

0.5

1 15

2 18

3 18

4 18

1.0

1 21

2 18

3 24

4 26

1.5

1 12

2 18

3 22

4 22

2.0

1 14

2 15

3 10

4 8


- 52 -

Cuadro 25. ANDEVA para la variable número de brotes de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro.


Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

F Calculada Pr > Fc

Tratamientos 4 989.30 25.54** 0.0001

Error 15 145.25

Total 19 1134.55

Pr > Fc = probabilidad de encontrar un valor mayor que la F calculada ** = altamente significativo (< 1%) Coeficiente de variación = 21.7%.


Cuadro 26. Prueba de Duncan para la variable número de brotes de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro.

Tratamiento


Prueba de Duncan

(al 5%)

1.0 22.2 a

1.5 18.5 a b

0.5 17.2 b

2.0 11.7 c

0.0 2.0 d


Gráfica 7. Número de brotes, según dosis de BAP, de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro.

0

48

12

1620

24

0 0.5 1 1.5 2

Dosis de BAP (mg/L)

Nú

me

ro d

e B

rote

s


- 53 -

B. Altura de brotes

Las alturas de brotes que se obtuvieron en la especie Tillandsia caput-medusae,

para cada repetición y tratamiento se presentan en el cuadro 27.

El ANDEVA (cuadro 28) no detectó diferencias entre tratamientos a un nivel de

significancia del 5%. Las alturas de brotes, cuyas diferencias a nivel de cultivo in

vitro se consideran irrelevantes, variaron entre 2.2 y 2.5 cm (gráfica 8).

Cuadro 27. Altura de brotes, según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro.

Tratamiento

(mg/L de BAP) Repetición

Altura de Brotes

(cm)

Promedio por Tratamiento

(cm)

0

1 2.1

2.4 2 2.5

3 2.5

4 2.5

0.5

1 2.2

2.2 2 2.2

3 2.3

4 2.1

1.0

1 2.1

2.2 2 2.0

3 2.5

4 2.4

1.5

1 2.5

2.5 2 2.5

3 2.5

4 2.6

2.0

1 2.5

2.3 2 2.2

3 2.3

4 2.1


- 54 -

Cuadro 28. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro.


Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

F Calculada Pr > Fc

Tratamientos 4 0.277 2.56 NS 0.0812

Error 15 0.405

Total 19 0.682

Pr>Fc = probabilidad de encontrar un valor mayor que la F calculada NS = no significativo al 5% de nivel de significancia Coeficiente de variación = 7.0%.

Fuente: FODECYT 04-2006. Gráfica 8. Altura de brotes, según dosis de BAP, de la especie Tillandsia

caput-medusae propagada in vitro.

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

0 0.5 1 1.5 2

Dosis de BAP (mg/L)

Alt

ura

de

Bro

tes

(c

m)


- 55 -

Fotografía 5. Plántulas recién germinadas de la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro.


Fotografía 6. Tratamiento 1 (0 mg/L. de BAP) en la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro.


- 56 -

Fotografía 7. Tratamiento 2 (0.5 mg/L. de BAP) en la especie Tillandsia caput-medusae propagada in vitro.

Fuente: FODECYT 04-2006. Fotografía 8. Tratamiento 3 (1.0 mg/L. de BAP) en la especie Tillandsia

caput-medusae propagada in vitro.


- 57 -





- 58 -

III.1.2.4 Tillandsia magnusiana


En el cuadro 29 se muestran el número de brotes formados en los diferentes

tratamientos en la especie Tillandsia magnusiana luego de transcurridos seis

meses.

Cuadro 29. Número de brotes según tratamiento y repetición, en la especie Tillandsia magnusiana propagada in vitro.


0.0 0.5 1.0 1.5 2.0

1 1 3 2 5 5

2 2 2 3 6 4

3 0 1 1 3 4

4 1 2 3 5 3

5 2 3 2 3 3

6 2 3 4 5 5

7 2 2 4 6 5

8 1 3 4 5 5

9 2 1 3 4 3

10 2 3 5 3 5

11 1 2 2 3 3

12 0 2 2 4 4

13 0 1 2 4 3

14 1 2 3 3 4

15 2 3 4 5 5

16 1 2 2 3 4

17 2 2 3 3 4

18 1 3 3 4 3

19 1 3 2 5 3

20 2 3 4 5 5

21 2 2 3 4 5

22 1 2 3 3 4

23 0 2 3 4 4

24 1 2 2 6 4

25 1 3 4 5 6


- 59 -

El ANDEVA (cuadro 30) detectó diferencias significativas entre los diferentes

tratamientos utilizados. Previo al ANDEVA se realizó una trasformación de los

datos utilizando raíz cuadrada [Y’ = √(Y+1)].

Cuadro 30. ANDEVA para la variable número de brotes en la especie Tillandsia magnusiana propagada in vitro.


Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

Pr > Fc

Tratamientos 4 18.3073 4.5768 46.60 0.0001

Error 120 11.7851 0.0982

Total 124 30.0925

Coeficiente de variación = 19%

La probabilidad de encontrar un valor mayor que la F calculada fue de 0.0001, lo

cual es altamente significativo, por lo tanto se acepta la hipótesis alterna, la

bencilaminopurina (BAP) tiene efecto sobre la propagación de la especie

Tillandsia magnusiana en cultivo in vitro. Para determinación el mejor

tratamiento que induce una mayor producción de brotes, fue necesario realizar

una prueba de separación de medias para lo cual se utilizó la prueba de Duncan

a un 5% de nivel de significancia. El cuadro 31 nos indica que los mejores

tratamientos que induce a la proliferación de brotes son utilizando 1.5 y 2.0

mg/L. de BAP, pero con fines de reducir costos el mejor se considera el

tratamiento con 1.5 mg/L. de BAP, con una media de 2.0 brotes producidos.

Cuadro 31. Prueba de Duncan para la variable número de brotes, en la especie Tillandsia magnusiana propagada in vitro.

Tratamiento (mg/L. de BAP)

Número de Brotes Agrupación Duncan

al 5%

1.5 2.0 a

2.0 2.0 a

1.0 1.7 b

0.5 1.5 b

0.0 1.0 b


- 60 -

B. Altura de brotes

El cuadro 32 muestra los datos correspondientes al crecimiento, en centímetros,

en los diferentes tratamientos luego de transcurridos seis meses.

Cuadro 32. Altura de brotes (cm.) según tratamiento y repetición, de la especie Tillandsia magnusiana a los seis meses de propagación in vitro.


0.0 0.5 1.0 1.5 2.0

1 1.2 0.8 0.7 0.3 0.2

2 0.9 1.0 0.6 0.3 0.6

3 1.5 0.9 1.0 0.4 0.5

4 0.7 0.8 0.8 0.2 0.5

5 0.8 0.6 0.7 0.5 0.4

6 0.9 0.5 0.8 0.1 0.3

7 0.6 0.9 0.9 0.1 0.2

8 1.0 1.1 1.0 0.1 0.3

9 0.6 1.1 0.6 0.3 0.4

10 0.9 0.4 0.2 0.2 0.3

11 1.3 0.8 0.8 0.3 0.4

12 1.7 0.4 0.5 0.3 0.4

13 1.9 1.2 0.6 0.4 0.4

14 1.2 0.5 0.4 0.3 0.3

15 1.4 1.1 0.9 0.4 0.2

16 0.9 0.9 0.6 0.1 0.5

17 0.9 0.8 0.9 0.2 0.2

18 1.1 0.5 0.5 0.1 0.2

19 1.2 0.8 0.6 0.2 0.3

20 0.9 0.6 0.5 0.1 0.2

21 0.8 1.0 0.8 0.4 0.3

22 0.9 0.9 0.9 0.3 0.5

23 1.6 1.5 0.6 0.2 0.2

24 1.2 0.9 0.5 0.2 0.3

25 1.1 0.6 0.6 0.2 0.2


- 61 -

El ANDEVA (cuadro 33) detectó que existen diferencias significativas entre los

diferentes tratamientos utilizados. La probabilidad de encontrar un valor mayor

que la F calculada fue de 0.0001, lo cual es altamente significativo, por lo tanto

se acepta la hipótesis alterna, la bencilaminopurina (BAP) tiene efecto sobre la

propagación de la especie Tillandsia magnusiana en cultivo in vitro. Para

determinación el mejor tratamiento que induce una mayor altura de brotes, fue

necesario realizar una prueba de separación de medias para lo cual se utilizó la

prueba de Duncan a un 5% de nivel de significancia. En el cuadro 34 se indica

que el tratamiento que induce al mayor crecimiento de las plántulas es sin

aplicar BAP (0.0 mg/L. de BAP), con una media de 1.1 cm. de altura de brote. Se

observa una tendencia de que a mayor concentración de BAP aplicado se

reduce la altura de brote, como es el caso de los tratamientos con 2.0 y 1.5

mg/L. de BAP.

Cuadro 33. ANDEVA para la variable altura de brotes de la especie

Tillandsia magnusiana propagada in vitro.


Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

Pr > Fc

Tratamientos 4 12.1133 3.0283 59.88 0.0001

Error 120 6.0688 0.0506

Total 124 18.1821


Cuadro 34. Prueba de Duncan para la variable altura de brotes en la

especie Tillandsia magnusiana propagada in vitro.

Tratamiento (mg/L. de BAP)

Altura de Brote (cm.)

Agrupación Duncan (al 5%)

0.0 1.1 a

0.5 0.8 b

1.0 0.4 b

2.0 0.3 c

1.5 0.2 c


- 62 -

Fotografía 11. Plántulas de Tillandsia magnusiana en propagación in vitro.

Fuente: FODECYT 04-2006. III.1.2.5 Tillandsia plagiotropica A. Número de brotes En el cuadro 35 se muestran los resultados obtenidos para la variable de

respuesta número de brotes formados en los diferentes tratamientos en la

especie Tillandsia plagiotropica luego de transcurridos seis meses de cultivo in

vitro.

- 63 -

Cuadro 35. Número de brotes según tratamiento y repetición, en la especie Tillandsia plagiotropica propagada in vitro.


0.0 0.5 1.0 1.5 2.0

1 0 1 2 4 5

2 1 2 3 1 2

3 0 1 1 2 1

4 1 2 3 5 2

5 2 2 2 2 3

6 0 1 3 1 5

7 2 2 4 3 1

8 1 2 1 2 5

9 0 1 3 1 2

10 2 1 2 2 5

11 1 2 1 1 2

12 0 2 1 2 4

13 0 0 2 2 3

14 1 2 1 3 4

15 1 3 2 5 1

16 1 1 1 2 2

17 2 2 1 1 4

18 1 3 2 4 3

19 1 1 1 3 2

20 0 2 0 4 5

21 2 2 1 3 3

22 1 2 1 2 2

23 0 1 3 3 4

24 1 2 1 5 2

25 1 3 2 4 3


- 64 -

El ANDEVA (cuadro 36) detectó diferencias significativas entre los diferentes

tratamientos utilizados. Previo al análisis de los datos se realizó una

trasformación de los datos utilizando raíz cuadrada [Y’ = √(Y+1)]. La probabilidad

de encontrar un valor mayor que la F calculada fue altamente significativa

(0.0001), por lo tanto se acepta la hipótesis alterna de que el BAP tiene efecto

sobre la propagación in vitro de la especie Tillandsia plagiotropica. Para

determinar las diferencias entre tratamientos se hizo una prueba de separación

de medias por medio de la prueba de Duncan, con un nivel de significancia del

5% (cuadro 37). En el cuadro 37 se observa que todos los tratamientos

superaron al testigo y que los dos mejores tratamientos fueron al utilizar 2.0 y

1.5 mg/L. de BAP, produciendo 1.7 y 1.6 brotes, respectivamente.

Cuadro 36. ANDEVA para la variable número de brotes en la especie

Tillandsia plagiotropica propagada in vitro.


Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

Pr > Fc

Tratamientos 4 13.0550 3.2637 17.29 0.0001

Error 120 22.6505 0.1888

Total 124 35.7055



Cuadro 37. Prueba de Duncan para la variable número de brotes en la

especie Tillandsia plagiotropica propagada in vitro.

Tratamiento


Agrupación Duncan

(al 5%)

2.0 1.7 a

1.5 1.6 a b

0.5 1.3 b

1.0 1.3 b

0.0 0.8 c


- 65 -

B. Altura de brotes

El cuadro 38 muestra los datos correspondiente a la altura de brotes, en

centímetros, de la especie Tillandsia plagiotropica en los diferentes tratamientos

luego de transcurridos seis meses de cultivo in vitro.

Cuadro 38. Altura de brotes (cm.) por tratamiento y repetición, en la especie Tillandsia plagiotropica luego de transcurridos seis meses de cultivo in vitro.


0.0 0.5 1.0 1.5 2.0

1 0.6 0.2 0.6 0.2 0.0

2 0.5 0.0 0.5 0.5 0.2

3 0.8 0.4 0.8 0.3 0.5

4 0.7 0.8 0.4 0.0 0.4

5 0.5 0.6 0.7 0.4 0.4

6 0.9 0.6 0.4 0.4 0.1

7 0.6 0.5 0.3 0.3 0.4

8 1.0 1.1 1.0 0.3 0.1

9 0.8 1.1 0.5 0.5 0.3

10 0.6 0.4 0.6 0.3 0.1

11 0.7 0.6 0.7 0.4 0.3

12 0.9 0.4 0.8 0.4 0.1

13 0.8 0.8 0.6 0.4 0.4

14 0.6 0.5 0.5 0.4 0.3

15 0.7 0.8 0.7 0.1 0.4

16 0.6 0.9 0.7 0.3 0.5

17 0.5 0.6 0.6 0.4 0.3

18 0.6 0.5 0.7 0.1 0.2

19 0.9 0.7 0.6 0.4 0.3

20 1.0 0.6 0.9 0.2 0.1

21 0.7 0.6 0.6 0.3 0.2

22 0.8 0.9 0.8 0.2 0.5

23 0.9 0.8 0.4 0.3 0.3

24 1.0 0.9 0.7 0.2 0.3

25 0.9 0.5 0.5 0.2 0.2


- 66 -

El ANDEVA (cuadro 39) detectó diferencias entre los tratamientos evaluados,

debido a que la probabilidad (0.0001) fue altamente significativa, por lo tanto se

acepta la hipótesis alterna de que el BAP tiene efecto sobre la altura de brotes

de la Tillandsia plagiotropica en cultivo in vitro. Para hacer una separación de las

medias se utilizó la prueba de Duncan, a un 5% de nivel de significancia. El

cuadro 40, indica que los tratamientos que produjeron una mayor altura de

brotes fueron los que contenían 0.0, 0.5 y 1.0 mg/L. de BAP, mientras que los

tratamientos que produjeron una menor altura de brotes fueron los tratamientos

4 y 5 (1.5 y 2.0 mg/L. de BAP.) Al igual que con las otras especies se observó

una tendencia de que a mayor concentración de BAP aplicado se reduce la

altura de los brotes.

Cuadro 39. ANDEVA para la variable altura de brote en la especie



Grados de Libertad

Suma de Cuadrados

Cuadrados Medios

F Calculada

Pr > Fc

Tratamientos 4 4.5339 1.1335 36.11 0.0001

Error 120 3.7672 0.0314

Total 124 8.3011


Fuente: FODECYT 04-2006. Cuadro 40. Prueba de Duncan para la variable altura de brote de la especie


Tratamiento

(mg/L. de BAP)

Altura de Brote

(cm.)

Agrupación Duncan

(al 5%)

0.0 0.7 a

0.5 0.6 a

1.0 0.6 a

1.5 0.3 b

2.0 0.3 b


- 67 -

Fotografía 12. Plántulas de Tillandsia magnusiana (izquierda) y Tillandsia plagiotropica (derecha) en crecimiento in vitro.


- 68 -

PARTE IV

- 69 -

IV.1 CONCLUSIONES

Bajo las condiciones en las que se llevaron a cabo los experimentos, y después

del análisis de los resultados, el trabajo de investigación contribuye al desarrollo

de las metodologías que permiten la propagación del género Tillandsia, por lo

anterior se concluye lo siguiente:

IV.1.1 Propagación in vivo

A. La dosis de 15 miligramos por litro de bencilaminopurina (BAP), presentó el

promedio más alto de número de brotes en las tres especies de tillandsias

evaluadas (Tillandsia pruinosa, Tillandsia magnusiana y Tillandsia

streptophylla). El número de brotes promedio fue de 17.2 brotes para

Tillandsia magnusiana, 5.8 brotes para Tillandsia pruinosa y de 5.7 para


B. Una tendencia encontrada en todas las especies fue que a mayor dosis de

BAP se producían mayor número de brotes.

C. Las dosis de bencilaminopurina (BAP) que producen las mayores alturas de

brotes, según la especie fueron: Tillandsia magnusiana, cinco miligramos por

litro; para Tillandsia pruinosa, cero miligramos por litro (testigo); y para

Tillandsia streptophylla, cero miligramos por litro (testigo). Una tendencia

encontrada en todas las especies fue que a mayor dosis de

bencilaminopurina (BAP) se producía una menor altura de brotes.

D. Considerando el número de brotes y su altura, al mismo tiempo, se estima

que los mejores tratamientos para la propagación in vivo de las tres especies

de tillandsias en estudio fueron las siguientes: para Tillandsia pruinosa, 10

miligramos por litro de bencilaminopurina (BAP); para Tillandsia magnusiana,

15 miligramos por litro de BAP; y para Tillandsia streptophylla, 15 miligramos

por litro de BAP.

- 70 -

E. La bencilaminopurina tiene efecto en la propagación de las plántulas del

género Tillandsia a nivel de invernadero, por lo tanto se acepta la hipótesis

planteada.

IV.1.2 Propagación in vitro

A. En las especies Tillandsia pruinosa y Tillandsia streptophylla no se encontró

efecto de la bencilaminopurina (BAP) sobre la inducción de brotes ni sobre la

altura de los mismos.

B. La mejor dosis para la propagación in vitro de Tillandsia caput-medusae, es

la de un miligramo de bencilaminopurina por litro de medio de cultivo,

obteniéndose 22 brotes por planta en dos meses. No se encontró efecto de la

aplicación de bencilaminopurina sobre la altura de los brotes en esta especie.

C. Para la especie Tillandsia magnusiana las mejores dosis para la propagación

in vitro fueron 1.5 y 2.0 miligramos de bencilaminopurina por litro de medio de

cultivo, obteniéndose 2.0 brotes por planta en seis meses, en ambas dosis.

D. Para la especie Tillandsia plagiotropica las mejores dosis para la propagación

in vitro fueron 1.5 y 2.0 miligramos de bencilaminopurina por litro de medio de

cultivo, obteniéndose 1.6 y 1.7 brotes por planta en seis meses,

respectivamente.

E. En base al análisis estadístico para las especies de Tillandsia caput-

medusae, Tillandsia magnusiana y Tillandsia plagiotrópica se acepta la

hipótesis, debido a que la bencilaminopurina tiene efecto en la inducción de

brotes y altura de las plántulas, a excepción de Tillandsia pruinosa y


- 71 -

IV.2 RECOMENDACIONES

Con base en los resultados obtenidos y la experiencia adquirida se recomienda

lo siguiente:

IV.2.1 Propagación in vivo

A. Evaluar dosis más altas a 15 miligramos por litro de BAP para determinar si

es posible incrementar el número de brotes en las tres especies estudiadas.

B. Realizar investigaciones con dosis de fertilizantes en las tillandsias evaluadas

para probar una mejora en las alturas de brotes, tanto en mesas de

crecimiento, como en madres reproductoras.

C. Aumentar el tiempo de espera de la planta madre reproductora en la fase de

inducción floral para que se estabilice fisiológicamente.

IV.2.2 Propagación in vitro

A. Para las especies Tillandsia magnusiana y Tillandsia plagiotropica se

recomienda evaluar dosis mayores que 2.0 miligramos por litro de

bencilaminopurina.

B. Para la inducción de brotes en Tillandsia pruinosa se recomienda utilizar el

medio de cultivo MS (Murashige y Skoog, 1962), a un cuarto de su

concentración original, sin bencilaminopurina (BAP).

C. Para la propagación in vitro de Tillandsia caput-medusae se recomienda

emplear el medio de cultivo MS (Murashige y Skoog, 1962), con adición de

un miligramo por litro de bencilaminopurina, puesto que con este tratamiento

se obtienen 22 brotes por planta, a los 60 días después de la siembra in vitro.

- 72 -

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. BANCO DE GUATEMALA. 2005. Estadísticas de Exportación por Rubro:

1994-2002. Disponible en: http://www.banguat.gob.gt/estaeco/.

2. BARCELÓ J., G. NICOLÁS, B. SABATER Y R. SÁNCHEZ. 1992. Fisiología Vegetal. Ed Pirámide SA. Madrid, 662 p.

3. BETANCUR, J.; JARAMILLO, M.A. 1998. Distribución de la familia

Bromeliaceae en dos vertientes andinas del sur de Colombia. Selbyana 19(1): 52-65.

4. BROWN, G. K.; LUTHER, H.E.; KRESS, W.J. 1993. Comments on the

responsabilities of taxonomists. J. Bromeliad Soc. 43 (4): 154-156. 5. BYE, R. 1985. Medicinal plants of the tarahumara indians of Chihuahua,

Mexico. In: Tyson,R. A. & Elerick, D. V. (Eds.). Two Mummies from Chihuahua: A multidisciplynary study. San Diego Mus. Papers No. 19: 77-104.

6. CHUKWUJEKWU, J.C.; VAN STADEN, J. 2002. Tissue culture enhances

the propagation potential of some Tillandsioideae. South African Journal of Botany 69: 217–219 en www.nisc.co.za.

7. DAVES P.J. 1995. “Plant Hormones, Physiology, Biochemistry and

Molecular Biology”, Kluwer Academic Publishers, London. 8. FELDHOFF, U.M.H. 2005 (comunicación personal). 9. GARCÍA, N.; BETANCUR, J. 2002. Dos especies nuevas de Tillandsia

(Bromeliaceae) de la cordillera oriental de Colombia. Caldasia 24(1): 1-7.

10. GEORGE, E.F. 1993. “Plant Propagation by Tissue Culture Part – 1 – The

Technology. Exegetics Ltd., Edington.

11. GEORGE, E.F. 1995. “Plant Propagation by Tissue Culture Part – 2 – In Practice. Exegetics Ltd., Edington.

12. GONZÁLEZ, E.M. 1984. Las plantas medicinales de Durango. Inventario

Básico. Cuadernos de Investigación Tecnológica.1(2): CIDIIR-IPN. 115 p.

13. GRANT, J. R. 1993. True tillandsias misplaced in Vriesea (Bromeliaceae:

Tillandsioideae). Phytologia 75(2): 170-175.

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http://www.nisc.co.za/

- 73 -

14. HURTADO D.V. Y M.E. MERINO. 1987. “Cultivo de Tejidos Vegetales”. Ed Trillas SA., México DF 232 p.

15. HOLST, B. K. 1994. Checklist of Venezuelan Bromeliaceae with notes on

species distribution by state and levels of endemism. Selbyana 15: 132-149.

16. HUERTAS, G.M.; DIX, M.; TOLEDO, E.; BAUER, L. 1995. Manual de

identificación de 22 especies guatemaltecas del género Tillandsia de potencial uso sustentable. Fideicomiso para la Conservación en Guatemala, Centro de Estudios Ambientales, Universidad del Valle de Guatemala. 70 p.

17. LABUS-SCHNEIDER, F.O.; ABEL, W.O. 2002. Regeneration of Tillandsia

through immature embryo culture. ISHS Acta Horticulturae 289: International Symposium on Plant Biotechnology and its Contribution to Plant Development, Multiplication and Improvement http://www.actahort.org/books/289/289_24.htm.

18. LUTHER, H.E.; SIEFF, E. 1994. De rebus Bromeliacearum I. Selbyana

15(1): 9-93. 19. ____________________. 1997. De rebus Bromeliacearum II. Selbyana

18(1): 103-148. 20. MROGINSKI, L.A. Y ROCA, W.M. 1993. Cultivo de Tejidos en la

Agricultura, Fundamentos y Aplicaciones. Centro Internacional de Agricultura Tropical, CIAT. Colombia.

21. MURASHIGE, T.; SKOOG, F. 1962. A revised medium for rapid growth

and bioassays with tobacco tissue culture. Physiol. Plant. 15:473-497.

22. ROCA, W.M., CASSAVA, EN: SHARP, W.R.; EVANS, D.A., AMIRATO,

R.V. y YAMADA, Y. 1984. Handbook of plant cell culture. V. 2, p. 269-301.

23. SMITH, L.B.; DOWNS, R.J. 1977. Tillandsioideae (Bromeliaceae). Flora

Neotropica 14(2): 663-1492.

24. TORRES A. Y L. STYER. 1990. “Técnicas e aplicacoes da cultura de tecidos de plantas”. ABCTP/EMBRAPA, Brasilia, 433 p.

25. ZRYD J.P. 1988. “Culture de Cellules, Tissus et Organes Vegetaux.

Fondements Theoriques et utilisations practiques”. Presses Polytechniques Romandes, CH – 1015 Lausanne, 258 p.

http://www.actahort.org/books/289/index.htm

http://www.actahort.org/books/289/index.htm

http://www.actahort.org/books/289/289_24.htm

- 74 -

IV.4 ANEXOS

ANEXO I. Datos originales de la propagación in vivo (en invernadero) y programa utilizado para el análisis estadístico con SAS.

Especie Repetición Tratamiento


Altura de Brotes (cm)

Pruinosa 1 0 0 0

Pruinosa 2 0 2 3.6

Pruinosa 3 0 2 3.5

Pruinosa 4 0 1 3.2

Pruinosa 5 0 2 4

Pruinosa 6 0 1 3.2

Pruinosa 7 0 2 2.9

Pruinosa 8 0 2 2.5

Pruinosa 9 0 1 3.1

Pruinosa 10 0 2 3.1

Pruinosa 11 0 2 2.9

Pruinosa 12 0 1 2.5

Pruinosa 13 0 1 2.1

Pruinosa 14 0 2 3

Pruinosa 15 0 2 2.4

Pruinosa 16 0 2 2.5

Pruinosa 17 0 2 3

Pruinosa 18 0 1 2.4

Pruinosa 19 0 1 2.3

Pruinosa 20 0 2 3

Pruinosa 21 0 1 1.9

Pruinosa 22 0 1 2.1

Pruinosa 23 0 2 2

Pruinosa 24 0 2 2.4

Pruinosa 25 0 2 2.9

Pruinosa 1 5 2 2.6

Pruinosa 2 5 2 2.5

Pruinosa 3 5 1 2.3

Pruinosa 4 5 3 2.1

Pruinosa 5 5 1 3

Pruinosa 6 5 3 2.9

Pruinosa 7 5 1 2.5

Pruinosa 8 5 3 2.7

Pruinosa 9 5 1 2.6

Pruinosa 10 5 1 2

Pruinosa 11 5 4 1.6

Pruinosa 12 5 2 1.9

Pruinosa 13 5 3 2

Pruinosa 14 5 1 3

Pruinosa 15 5 2 2.5

Pruinosa 16 5 2 2.4

Pruinosa 17 5 1 2.4

Pruinosa 18 5 1 2.5

Pruinosa 19 5 2 2

Pruinosa 20 5 2 3

Pruinosa 21 5 2 2.1

Pruinosa 22 5 2 2.2

Pruinosa 23 5 2 2.1

Pruinosa 24 5 1 2.5

Pruinosa 25 5 2 2.4

Pruinosa 1 10 3 1.9

Pruinosa 2 10 3 1.8

Pruinosa 3 10 4 2.1

Pruinosa 4 10 6 2.1

Pruinosa 5 10 3 2.3

- 75 -

Pruinosa 6 10 4 1.9

Pruinosa 7 10 5 1.5

Pruinosa 8 10 6 1.9

Pruinosa 9 10 4 2

Pruinosa 10 10 5 2.6







Pruinosa 17 10 8 2






Pruinosa 23 10 6 2



Pruinosa 1 15 6 1.2

Pruinosa 2 15 6 1.5

Pruinosa 3 15 9 1.6

Pruinosa 4 15 3 1.2

Pruinosa 5 15 5 1.8

Pruinosa 6 15 4 1.3

Pruinosa 7 15 4 1.5

Pruinosa 8 15 6 2

Pruinosa 9 15 8 2.2



Pruinosa 12 15 9 2






Pruinosa 18 15 5 2




Pruinosa 22 15 9 2




Streptophylla 1 0 0 5.2

Streptophylla 2 0 1 6




















- 76 -



































































- 77 -














Magnusiana 1 0 1 6

Magnusiana 2 0 1 5

Magnusiana 3 0 0 0

Magnusiana 4 0 1 6

Magnusiana 5 0 0 0

Magnusiana 6 0 1 5.1


Magnusiana 8 0 0 0

Magnusiana 9 0 1 6

Magnusiana 10 0 0 0


Magnusiana 12 0 0 0


Magnusiana 14 0 0 0


Magnusiana 16 0 0 0


Magnusiana 18 0 0 0


Magnusiana 20 0 0 0

Magnusiana 21 0 0 0


Magnusiana 23 0 0 0

Magnusiana 24 0 0 0

Magnusiana 25 0 0 0





Magnusiana 5 5 0 0


Magnusiana 7 5 0 0


Magnusiana 9 5 0 0




















- 78 -


Magnusiana 5 10 7 4


Magnusiana 7 10 12 3





















Magnusiana 3 15 6 3

Magnusiana 4 15 5 3






















Programa SAS utilizado: OPTIONS LS=64 PS=65 NODATE; DATA TILLANDS; INPUT ESPECIE $ REPETI BAP NUM_BRO ALT_BRO; CARDS; datos . . . ; PROC SORT; BY ESPECIE; PROC ANOVA; BY ESPECIE;

- 79 -

CLASSES BAP; MODEL NUM_BRO ALT_BRO = BAP; MEANS BAP / DUNCAN; RUN;

ANEXO II. Datos originales de la propagación in vitro (en laboratorio) y programa utilizado para el análisis estadístico con SAS.

Especie Repetición Tratamiento


Altura de Brotes (cm)

Pruinosa 1 0.0 0 0.0









Pruinosa 10 0.0 1 0.3

Pruinosa 11 0.0 2 1.6

Pruinosa 12 0.0 0 1.5

Pruinosa 13 0.0 1 1.0

Pruinosa 14 0.0 0 1.8

Pruinosa 15 0.0 3 0.2

Pruinosa 16 0.0 2 0.7

Pruinosa 17 0.0 0 0.0

Pruinosa 18 0.0 0 0.8

Pruinosa 19 0.0 0 0.7

Pruinosa 20 0.0 5 0.3

Pruinosa 21 0.0 3 0.8

Pruinosa 22 0.0 1 0.6

Pruinosa 23 0.0 0 0.8

Pruinosa 24 0.0 2 1.1

Pruinosa 25 0.0 1 1.0










Pruinosa 10 0.5 0 0.3

Pruinosa 11 0.5 0 0.2

Pruinosa 12 0.5 0 0.1

Pruinosa 13 0.5 1 0.2

Pruinosa 14 0.5 1 0.4

Pruinosa 15 0.5 0 0.3

Pruinosa 16 0.5 0 0.1

Pruinosa 17 0.5 0 0.2

Pruinosa 18 0.5 0 0.1

Pruinosa 19 0.5 0 0.0

Pruinosa 20 0.5 1 0.0

Pruinosa 21 0.5 1 0.3

Pruinosa 22 0.5 0 0.2

Pruinosa 23 0.5 0 0.0

Pruinosa 24 0.5 0 0.6

Pruinosa 25 0.5 0 0.2



- 80 -








Pruinosa 10 1.0 0 0.0

Pruinosa 11 1.0 0 0.2

Pruinosa 12 1.0 1 0.2

Pruinosa 13 1.0 0 0.0

Pruinosa 14 1.0 0 0.1

Pruinosa 15 1.0 0 0.0

Pruinosa 16 1.0 0 0.0

Pruinosa 17 1.0 0 0.4

Pruinosa 18 1.0 0 0.0

Pruinosa 19 1.0 0 0.6

Pruinosa 20 1.0 0 0.6

Pruinosa 21 1.0 0 0.6

Pruinosa 22 1.0 0 0.4

Pruinosa 23 1.0 0 0.0

Pruinosa 24 1.0 0 0.2

Pruinosa 25 1.0 0 0.3










Pruinosa 10 1.5 0 0.0

Pruinosa 11 1.5 0 0.1

Pruinosa 12 1.5 1 0.3

Pruinosa 13 1.5 0 0.0

Pruinosa 14 1.5 0 0.6

Pruinosa 15 1.5 2 0.2

Pruinosa 16 1.5 0 0.3

Pruinosa 17 1.5 0 0.1

Pruinosa 18 1.5 0 0.0

Pruinosa 19 1.5 0 0.2

Pruinosa 20 1.5 0 0.3

Pruinosa 21 1.5 0 0.0

Pruinosa 22 1.5 0 0.6

Pruinosa 23 1.5 2 0.2

Pruinosa 24 1.5 0 0.3

Pruinosa 25 1.5 0 0.5










Pruinosa 10 2.0 1 0.3

Pruinosa 11 2.0 0 0.2

Pruinosa 12 2.0 0 0.1

Pruinosa 13 2.0 0 0.2

Pruinosa 14 2.0 0 0.4

Pruinosa 15 2.0 0 0.3

Pruinosa 16 2.0 0 0.1

Pruinosa 17 2.0 0 0.2

Pruinosa 18 2.0 2 0.1

- 81 -

Pruinosa 19 2.0 0 0.0

Pruinosa 20 2.0 0 0.0

Pruinosa 21 2.0 0 0.3

Pruinosa 22 2.0 0 0.2

Pruinosa 23 2.0 0 0.0

Pruinosa 24 2.0 0 0.6

Pruinosa 25 2.0 0 0.2

Streptophylla 1 0.0 0 0.0



























































- 82 -



































































- 83 -

Caput-medusae 1 0.0 2 2.1




















Magnusiana 1 0.0 1 1.2














































- 84 -



































































- 85 -














Plagiotropica 1 0.0 0 0.6





















































- 86 -



































































- 87 -







Programa SAS utilizado: OPTIONS LS=64 PS=65 NODATE; DATA TILLANDS; INPUT ESPECIE $ REPETI BAP NUM_BRO ALT_BRO; CARDS; datos . . . ; PROC SORT; BY ESPECIE; PROC ANOVA; BY ESPECIE; CLASSES BAP; MODEL NUM_BRO ALT_BRO = BAP; MEANS BAP / DUNCAN; RUN;

- 88 -

PARTE V

- 89 -

V.1 INFORME FINANCIERO

Cuadro 41. Resumen de la ejecución financiera del proyecto.

AD-R-0013

NOVENA CONVOCATORIA

LINEA FODECYT

Nombre del Proyecto: PROPAGACIÓN IN VIVO E IN VITRO DE CINCO ESPECIES DE GÉNERO TILLANDSIA EN VÍAS DE EXTINCIÓN Y DE POTENCIAL USO SUSTENTABLE.

Numero del Proyecto: 004-2006

Investigador Principal: DR. CARLOS OROZCO CASTILLO

Monto Autorizado: Q165,660.00 PRÓRROGA AL 31/08/2007

Fecha de Inicio y Finalización: 15 MESES DEL 03/03/2006 AL 03/06/2007

Grupo Renglón Nombre del Gasto Asignación

Presupuestaria

TRANSFERENCIA En Ejecución

Menos (-) Mas (+) Ejecutado Pendiente de

Ejecutar

1 SERVICIOS NO PERSONALES

031 JORNALES Q 14,336.00 Q 14,336.00 Q -

181

ESTUDIOS, INVESTIGACIONES Y

PROYECTOS DE FACTIBILIDAD Q 110,000.00 Q12,250.00 Q 97,750.00 Q -

122

IMPRESIÓN, ENCUADERNACIÓN Y

REPRODUCCION Q 5,000.00 Q 3,086.00 Q 1,914.00 Q -

133 VIÁTICOS EN EL INTERIOR Q 3,200.00 Q6,400.00 Q 9,600.00 Q -

141 TRANSPORTE DE PERSONAS Q 6,400.00 Q 6,400.00 Q -

163

MANTENIMIENTO Y REPARACIÓN DE EQUIPO MÉDICO-SANITARIO Y DE

LABORATORIO Q 5,000.00 Q 5,000.00 Q -

2 MATERIALES Y SUMINISTROS

214

PRODUCTOS FORESTALES, MADERA,

CORCHO Y SUS MANUFACTURAS Q 756.00 Q 750.00 Q 6.00

261 ELEMENTOS Y COMPUESTOS QUÍMICOS Q 13,936.00 Q 13,936.00 Q -

262 COMBUSTIBLES Y LUBRICANTES Q 3,000.00 Q1,250.00 Q 4,250.00 Q -

263 ABONOS Y FERTILIZANTES Q 520.00 Q 520.00 Q -

264 INSECTICIDAS, FUMIGANTES Y SIMILARES Q 1,500.00 Q 1,500.00 Q -

268

PRODUCTOS PLÁSTICOS, NYLON,

VINIL Y PVC. Q 400.00 Q 400.00 Q -

289 OTROS PRODUCTOS METÁLICOS Q 250.00 Q 250.00 Q -

291 ÚTILES DE OFICINA Q 38.00 Q 38.00 Q -

3

PROPIEDAD, PLANTA, EQUIPO E

INTANGIBLES

321

MAQUINARIA Y EQUIPO DE

PRODUCCIÓN Q 600.00 Q 600.00 Q -

(-) GASTOS ADMINISTRATIVOS (10%) Q 15,060.00 Q 15,060.00 Q -

TOTAL Q 165,660.00 Q 21,986.00 Q 21,986.00 Q 165,654.00 Q 6.00

Q 150,594.00

Monto Autorizado Q 165,660.00 Disponibilidad: Q 6.00

( -) Ejecutado Q 165,654.00

Sub-total Q 6.00

( -) Apertura de Caja Chica Total por Ejecutar Q 6.00

Fuente: FODECYT 04-2006

“propagaciÓn in vivo e in vitro de cinco especies …glifos.concyt.gob.gt/digital/fodecyt/fodecyt...

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