1

Mise au Point

Taxonomie et phylogénie de Cutibacterium (ex-Propionibacterium) acnes et pathologies

inflammatoires cutanées

S. Corvec1 *, M-A. Dagnelie2, A. Khammari2, B. Dréno2

1 Service de Bactériologie, CHU de Nantes, CRCINA, Université de Nantes, France

2 Service de Dermatologie, CHU de Nantes, CRCINA, CIC 1413, Université de Nantes,

France

* Auteur Correspondant.

Adresse e-mail : stephane.corvec@chu-nantes.fr (Stéphane Corvec)

2

Résumé

Depuis sa découverte, Propionibacterium acnes a subi différents changements de

noms. Désormais appelé Cutibacterium acnes depuis 2016, nous présentons l’histoire et les

bases de ces changements taxonomiques avec la description, au sein d’un nouveau genre

Cutibacterium, de cinq espèces de l’écosystème cutané. En effet, les techniques

microbiologiques modernes ont permis de mieux distinguer les espèces et sous-espèces mais

elles ont aussi permis de séparer des sous-types au sein de la population de Cutibacterium

acnes. La phylogénie et les techniques de typage moléculaire permettent ainsi une meilleure

compréhension des sous-types impliqués dans certaines pathologies inflammatoires cutanées,

notamment l’acné, les folliculites ou l’hypomélanose maculeuse progressive.

Mots clés : Cutibacterium acnes; phylotypes; MLST; SLST; folliculite; acné;

hypomélanose maculeuse progressive

3

Avec l’avènement des nouvelles techniques de séquençage à haut débit, l’étude du

microbiote a révolutionné l’investigation de l’écosytème cutané. L’une des bactéries

prédominantes au sein des follicules pilosébacés et de leurs orifices reste Propionibacterium

acnes. Cette bactérie commensale cutanée fait partie du microbiote cutané [1]. Elle colonise

principalement les glandes sébacées et les follicules pileux de la peau humaine, avec une

densité de colonisation différente en fonction de la topographie. En effet, selon qu’il s’agit du

visage, de l’épaule, du dos ou du tronc, le nombre de follicules pilosébacés est variable en

particulier en fonction du sexe [2]. Enfin, cette bactérie peut aussi être trouvée dans la bouche,

les narines, le tractus génito-urinaire et le gros intestin [3].

Historiquement, P. acnes a été isolé pour la première fois il y a plus de 100 ans, chez

un patient souffrant d’une maladie cutanée chronique appelée « acné vulgaire » [4]. A la suite

de cette découverte, P. acnes a subi quelques errances taxonomiques. Il a été successivement

classé parmi les espèces de Bacillus puis parmi les espèces de Corynebacterium [5,6].

Toutefois, en 1946, Douglas et Gunter ont pu démontrer que cette espèce bactérienne était

plus proche des membres du genre Propionibacterium, puisqu’à l’image des autres espèces de

ce genre, elle fermente le lactose en acide propionique en atmosphère anaérobie [7],

conduisant au maintien d’un pH acide au niveau de la peau (favorable à cette flore de

barrière) et limitant l’implantation de bactéries pathogènes telles que Staphylococcus aureus

ou Streptococcus pyogenes [8,9].

Le genre Propionibacterium, décrit par Orla-Jensen en 1909, appartient au phylum des

Actinobacteria et à la classe des Propionibacteriales [3,9,10]. Au sein de ce genre, les espèces

les plus connues sont : Propionibacterium freudenreichii pour sa précieuse contribution au

fromage suisse [11] ; Acidipropionibacterium acidipropionici pour son effet bénéfique sur le

métabolisme bovin [12] ; mais surtout P. acnes pour son rôle dans l’acné ainsi que sa

mauvaise habitude de contaminer les prélèvements humains [13,14]. Traditionnellement, au

sein de ce genre, les espèces ont été séparées, avec d’un côté, les « propionibactéries dites

classiques » et de l’autre, les « propionibactéries dites cutanées » [15]. Le terme informel

« Propionibacteria classiques » a été attribué aux espèces isolées de produits laitiers, par

opposition à celles trouvées sur la peau, anciennement appelées corynébactéries [15].

Les « propionibactéries classiques » incluent des espèces rarement impliquées en

pathologie cutanée [15]. A l’inverse, le groupe cutané comprend les espèces P. acnes,

Propionibacterium avidum et Propionibacterium granulosum. Récemment, deux nouvelles

espèces cutanées de ce groupe ont été décrites dans la littérature. Elles sont proches mais

4

différentes de P. acnes (Figure 1). La première, Propionibacterium namnetense, a été décrite

initialement à Nantes, en France, lors d’un sepsis osseux, à point de départ sur l’extrémité

cutanée d’un fixateur externe [16,17]. La deuxième, dénommée Propionibacterium humerusii,

a été isolée d’un humérus par Butler et al., mais n’a jamais été validée taxonomiquement

selon les règles de l’art [18].

L’arrivée de nouveaux outils et technologies a conduit à une refonte de la taxonomie

de cette famille bactérienne, notamment sur la base d’analyses génomiques (ARNr 16S et

core-genome) [15]. Ainsi, un nouveau genre bactérien appelé Cutibacterium regroupe tous les

ex-Propionibacterium cutanés. Désormais, les dénominations d’usage deviennent

Cutibacterium acnes, Cutibacterium avidum, Cutibacterium granulosum, Cutibacterium

namnetense et Cutibacterium humerusii.

Concernant la population de C. acnes et ses sous-types, initialement déterminés par

séquençage partiel des gènes recA ou tly, il existe désormais grâce aux techniques

génomiques, six groupes phylogénétiques : IA1, IA2, IB, IC, II et III [19]. Ces deux dernières

années, il a été proposé que ces phylotypes de C. acnes soient dissociés en trois sous-espèces :

C. acnes subsp. acnes pour le phylotype I, C. acnes subsp. defendens pour le phylotype II et

C. acnes subsp. elongatum pour le phylotype III, sur la base notamment de différences

morphologiques [20,21]. Ces différences peuvent être observées par microscopie électronique

mais aussi après coloration de Gram, soulignant le pléïomorphisme de cette bactérie, avec des

formes courtes et des formes longues branchées (Figure 2). Cette nouvelle taxonomie est

basée sur des différences phylogénétiques, mais aussi sur un pourcentage d’hybridation ADN-

ADN entre les sous-types inférieur à 80 % . Par ailleurs, contrairement aux isolats de C. acnes

de type II et III, les isolats de C. acnes de type I sont décrits comme β-hémolytiques, comme

C. avidum (Figure 3) [22,23].

De manière contemporaine à cette taxonomie, différentes techniques de typage

moléculaire ont été développées pour relier un sous-groupe de C. acnes à une pathologie

particulière. Outre l’étude des phylotypes (IA1, IA2, IB, IC, II et III), le typage de neuf

« gènes de ménage » via le séquençage partiel (Multi-Locus Sequence Typing, MLST)

permettant la détermination d’une Séquence Type (ST) ou Complexe Clonal (CC) ou via une

seule séquence discriminante (Single-Locus Sequence Typing, SLST) a permis de distinguer

différents clones. Il existe une corrélation entre phylotypes et complexes clonaux : IA1/CC18,

IA2/CC28, IB/CC36, II/CCC53 et III/CC43 [24]. En raison de la multiplicité des

méthodologies, un article de synthèse a récemment proposé une harmonisation et un schéma

simple pour obtenir la phylogénie d’un isolat de C. acnes en fonction du nombre d’isolats à

5

analyser et du degré de précision de la phylogénie souhaité [24]. Ces techniques sont utilisées

dans d’autres pathologies dans lesquelles C. acnes joue un rôle, telles que les infections sur

matériel, l’adénome prostatique ou la sarcoïdose.

En dermatologie clinique, le phylotype IA1 appartenant au complexe clonal 18 et au

type SLST A1 prédomine dans les lésions d’acné, qu’elle soit modérée ou sévère, située sur le

visage [25] ou dans le dos [26]. En effet, il apparait que le développement de l’acné n’est pas

corrélé à une augmentation de la l’abondance relative de C. acnes dans le follicule pilosébacé.

Ainsi, que ce soit par culture ou bien par technique analysant le microbiome (analyse

métagénomique, par amplification du gène codant pour l’ARN 16S), il n’existe aucune

différence sur le plan quantitatif entre un prélèvement réalisé à partir d’une peau normale et

un prélèvement provenant d’une lésion d’acné (papule ou nodule) [27,28]. En réalité, il s’agit

plus d’un déséquilibre de la flore bactérienne au sein même des sous-groupes de C. acnes,

avec une perte de la diversité de ces sous-groupes et une sur-représentation d’un seul

phylotype, notamment le phylotype IA1 [26]. L’hôte joue un rôle important par la

composition de son sébum, son microbiote et le niveau d’activation de son immunité innée.

Différentes équipes ont montré que les différents phylotypes décrits modulent l’immunité

innée de manière différente [29,30]. En effet, les souches de C. acnes stimulent l’immunité

innée par interaction avec les Toll-Like Recepteurs (TLR), en particulier TLR2 et TLR4

[31,32]. Par ailleurs, en fonction de son appartenance à un phylotype, l’immunité innée au

niveau cutané est modulée de manière différente, avec une stimulation sélective de certains

biomarqueurs [29,30,33]. Récemment, les interactions au sein du microbiote se sont avérées

jouer un rôle notoire dans la physiopathologie de cette pathologie cutanée inflammatoire

chronique avec un nouvel acteur clé : Staphylococcus epidermidis. Ce dernier intervient dans

l’homéostasie du microbiote cutané en interagissant avec les différents groupes

phylogénétiques de C. acnes [34–36]. Ainsi, l’équilibre microbien au niveau de la peau est en

partie lié à l’action de bactériocines de chaque espèce actives sur les autres espèces.

Dans le domaine des folliculites, l’étude microbiologique des prélèvements a mis en

évidence différents types de Cutibacterium en fonction de la présentation clinique. Des clones

de C. acnes proches de ceux présents dans l’acné, en particulier ceux appartenant au

phylotype IA1 et au complexe clonal CC18, ont été rapportés dans des folliculites simples du

cuir chevelu alors que C. namnetense était plutôt associé à la folliculite épilante de

Quinquaud. A l’inverse, S. aureus est plus souvent mise en évidence dans les folliculites

chéloïdiennes de la nuque (« acné chéloïdienne de la nuque »), probablement source de

6

suppurations chroniques en lien avec le pouvoir pathogène de cette bactérie [37,38],

impliquée également dans la dermatite atopique [39].

Enfin, deux équipes viennent de démontrer une nette prédominance du phylotype III

de C. acnes appartenant au complexe clonal CC43 chez les patients présentant une

hypomélanose maculeuse progressive (HMP) [40,41]. En 2016, une étude a rapporté, pour la

première fois, une analyse génétique détaillée des populations d'isolats de C. acnes provenant

de prélèvements de peau lésionnelle et non lésionnelle, chez des patients atteints de HMP.

Une association statistique forte entre les souches appartenant au phylotype III et les lésions

observées a ainsi été observée. L’analyse comparative des génomes des souches isolées a

permis de mettre en évidence plusieurs régions génomiques spécifiques ou absentes des

souches de phylotype III par rapport aux autres phylotypes, en particulier des gènes impliqués

dans le métabolisme, le transport et la régulation transcriptionnelle [41]. Ces travaux ont été

confirmés en 2017 par une équipe danoise, rapportant une prédominance de ce phylotype III

au sein des prélèvements en zone atteinte, avec près de 74 % des séquences analysées

appartenant à ce sous-type. Il est intéressant de noter qu'un traitement efficace de l’HMP

(limécycline et peroxyde de benzoyle) est associé à une modification de la composition de la

population de C. acnes en réduisant sensiblement la proportion de C. acnes de type III. Un

nouvel équilibre dans la distribution des phylotypes de C. acnes permet une amélioration

clinique [40]. Ces informations concourent à la une possibilité de nouvelles approches

thérapeutiques avec des pré- ou probiotiques dans ces pathologies cutanées impliquant un tel

déséquilibre des communautés bactériennes de C. acnes.

En résumé, après avoir été sous-estimé et considéré presque toujours comme un

contaminant de prélèvements, C. acnes a démontré dans la dernière décennie qu’il jouait un

rôle significatif, à travers ses différents sous-groupes, dans plusieurs affections cutanées. Le

développement des nouvelles méthodes d’analyse a révélé la fabuleuse histoire de C. acnes

comme un partenaire pour assurer le maintien de l’homéostasie cutanée, mais aussi comme

une bactérie à deux visages impliquée dans différentes dermatoses inflammatoires.

Déclaration de liens d’intérêts : Les auteurs déclarent ne pas avoir de liens d’intérêts.

7

Références

[1] Grice EA, Kong HH, Conlan S, Deming CB, Davis J, Young AC, et al. Topographical

and temporal diversity of the human skin microbiome. Science 2009;324:1190–2.

[2] Otberg N, Richter H, Schaefer H, Blume-Peytavi U, Sterry W, Lademann J. Variations

of hair follicle size and distribution in different body sites. J Invest Dermatol 2004;122:14–9.

[3] Aubin GG, Portillo ME, Trampuz A, Corvec S. Propionibacterium acnes, an emerging

pathogen: from acne to implant-infections, from phylotype to resistance. Med Mal Infect

2014;44:241–50.

[4] Orla-Jensen S. Die hauptlinien der natürlichen bakterienssystems. Zentralbl Bakteriol

Parasitenk Infektionskr Hyg Abt 1909;2:305–346.

[5] Cummins CS, Johnson JL. Corynebacterium parvum: a synonym for

Propionibacterium acnes? J Gen Microbiol 1974;80:433–42.

[6] Gilchrist T. A bacteriological and microscopical study of over three hundred vesicular

and pustular lesions of the skin, with a research upon the etiology of Acne vulgaris. Johns

Hopkins Hospital Report 1900;9:409–30.

[7] Whitman W, Parte A, Goodfellow M, Kampfer P, Busse HJ, Trujillo M, et al. The

Actinobacteria. Bergeys Man. Syst. Bacteriol., vol. 5, J. T. Staley, M. P. Bryant, N. Pfennig &

J. G. Holt. Baltimore: Williams & Wilkins; 2012.

[8] Achermann Y, Goldstein EJC, Coenye T, Shirtliff ME. Propionibacterium acnes:

from Commensal to Opportunistic Biofilm-Associated Implant Pathogen. Clin Microbiol Rev

2014;27:419–40.

[9] Douglas HC, Gunter SE. The taxonomic position of Corynebacterium acnes. J

Bacteriol 1946;52:15–23.

[10] Patrick S, McDowell A. Genus I. Propionibacterium. Bergeys Man. Syst. Bacteriol.,

M. Goodfellow, P. Kämpfer, H-J. Busse, M. E. Trujillo, K-I. Suzuki, W. Ludwig & W. B.

Whitman. Springer; 2012, p. 1138–56.

[11] Abeijón Mukdsi MC, Falentin H, Maillard MB, Chuat V, Medina RB, Parayre S, et al.

The secreted esterase of Propionibacterium freudenreichii has a major role in cheese

lipolysis. Appl Environ Microbiol 2014;80:751–6.

[12] Francisco CC, Chamberlain CS, Waldner DN, Wettemann RP, Spicer LJ.

Propionibacteria fed to dairy cows: effects on energy balance, plasma metabolites and

hormones, and reproduction. J Dairy Sci 2002;85:1738–51.

[13] Beylot C, Auffret N, Poli F, Claudel JP, Leccia MT, Del Giudice P, et al.

Propionibacterium acnes: an update on its role in the pathogenesis of acne. J Eur Acad

Dermatol Venereol 2014;28:271–8.

[14] Mollerup S, Friis-Nielsen J, Vinner L, Hansen TA, Richter SR, Fridholm H, et al.

Propionibacterium acnes: Disease-Causing Agent or Common Contaminant? Detection in

Diverse Patient Samples by Next-Generation Sequencing. J Clin Microbiol 2016;54:980–7.

8

[15] Scholz CFP, Kilian M. The natural history of cutaneous Propionibacteria and

reclassification of selected species within the genus Propionibacterium to the proposed novel

genera Acidipropionibacterium gen. nov., Cutibacterium gen. nov. and

Pseudopropionibacterium gen. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2016.

doi:10.1099/ijsem.0.001367.

[16] Aubin GG, Bémer P, Kambarev S, Patel NB, Lemenand O, Caillon J, et al.

Propionibacterium namnetense sp. nov., isolated from a human bone infection. Int J Syst Evol

Microbiol 2016.

[17] Aubin GG, Kambarev S, Bémer P, Lawson PA, Corvec S. Draft Genome Sequence of

Highly Rifampin-Resistant Propionibacterium namnetense NTS 31307302T Isolated from a

Patient with a Bone Infection. Genome Announc 2016;4.

[18] Butler-Wu SM, Sengupta DJ, Kittichotirat W, Matsen FA, Bumgarner RE. Genome

sequence of a novel species, Propionibacterium humerusii. J Bacteriol 2011;193:3678.

[19] McDowell A, Barnard E, Nagy I, Gao A, Tomida S, Li H, et al. An expanded

multilocus sequence typing scheme for Propionibacterium acnes: investigation of

“pathogenic”, “commensal” and antibiotic resistant strains. PloS One 2012;7:e41480.

[20] Dekio I, Culak R, Misra R, Gaulton T, Fang M, Sakamoto M, et al. Dissecting the

taxonomic heterogeneity within Propionibacterium acnes: proposal for Propionibacterium

acnes subsp. acnes subsp. nov. and Propionibacterium acnes subsp. elongatum subsp. nov.

Int J Syst Evol Microbiol 2015;65:4776–87.

[21] McDowell A, Barnard E, Liu J, Li H, Patrick S. Proposal to reclassify

Propionibacterium acnes type I as Propionibacterium acnes subsp. acnes subsp. nov. and

Propionibacterium acnes type II as Propionibacterium acnes subsp. defendens subsp. nov. Int

J Syst Evol Microbiol 2016. doi:10.1099/ijsem.0.001521.

[22] Corvec S, Luchetta J, Aubin GG. Letter to the Editor: Is Hemolysis a Clinical Marker

of Propionibacterium acnes Orthopedic Infection or a Phylogenetic Marker? Am J Orthop

(Belle Mead NJ) 2015;44:E61-62.

[23] Corvec S. Clinical and Biological Features of Cutibacterium (Formerly

Propionibacterium) avidum, an Underrecognized Microorganism. Clin Microbiol Rev

2018;31.

[24] Dagnelie MA, Khammari A, Dréno B, Corvec S. Cutibacterium acnes molecular

typing: time to standardize the method. Clin Microbiol Infect 2018;24:1149-55.

[25] Paugam C, Corvec S, Saint-Jean M, Le Moigne M, Khammari A, Boisrobert A, et al.

Propionibacterium acnes phylotypes and acne severity: an observational prospective study. J

Eur Acad Dermatol Venereol JEADV 2017;31:e398–9. doi:10.1111/jdv.14206.

[26] Dagnelie MA, Corvec S, Saint-Jean M, Bourdès V, Nguyen JM, Khammari A, et al.

Decrease in Diversity of Propionibacterium acnes Phylotypes in Patients with Severe Acne

on the Back. Acta Derm Venereol 2018;98:262-7.

9

[27] Fitz-Gibbon S, Tomida S, Chiu BH, Nguyen L, Du C, Liu M, et al. Propionibacterium

acnes strain populations in the human skin microbiome associated with acne. J Invest

Dermatol 2013;133:2152–60.

[28] Barnard E, Shi B, Kang D, Craft N, Li H. The balance of metagenomic elements

shapes the skin microbiome in acne and health. Sci Rep 2016;6:39491.

[29] Jasson F, Nagy I, Knol AC, Zuliani T, Khammari A, Dréno B. Different strains of

Propionibacterium acnes modulate differently the cutaneous innate immunity. Exp Dermatol

2013;22:587–92.

[30] Yu Y, Champer J, Agak GW, Kao S, Modlin RL, Kim J. Different Propionibacterium

acnes Phylotypes Induce Distinct Immune Responses and Express Unique Surface

and Secreted Proteomes. J Invest Dermatol 2016;136:2221–8.

[31] Jugeau S, Tenaud I, Knol AC, Jarrousse V, Quereux G, Khammari A, et al. Induction

of toll-like receptors by Propionibacterium acnes. Br J Dermatol 2005;153:1105–13.

[32] Lheure C, Grange PA, Ollagnier G, Morand P, Désiré N, Sayon S, et al. TLR-2

Recognizes Propionibacterium acnes CAMP Factor 1 from Highly Inflammatory Strains.

PloS One 2016;11:e0167237. doi:10.1371/journal.pone.0167237.

[33] Nagy I, Pivarcsi A, Koreck A, Széll M, Urbán E, Kemény L. Distinct strains of

Propionibacterium acnes induce selective human beta-defensin-2 and interleukin-8

expression in human keratinocytes through toll-like receptors. J Invest Dermatol

2005;124:931–8.

[34] Christensen GJM, Scholz CFP, Enghild J, Rohde H, Kilian M, Thürmer A, et al.

Antagonism between Staphylococcus epidermidis and Propionibacterium acnes and its

genomic basis. BMC Genomics 2016;17:152.

[35] Dréno B. What is new in the pathophysiology of acne, an overview. J Eur Acad

Dermatol Venereol 2017;31 Suppl 5:8–12.

[36] Dreno B, Martin R, Moyal D, Henley JB, Khammari A, Seité S. Skin microbiome and

acne vulgaris: Staphylococcus, a new actor in acne. Exp Dermatol 2017;26:798–803.

[37] Frenard C, Dagnelie MA, Khammari A, Saint-Jean M, Boisrobert A, Corvec S, et al.

Do Cutibacterium acnes and Staphylococcus aureus define two different types of folliculitis?:

Bacteriological study of scalp folliculitis. J Eur Acad Dermatol Venereol 2018;32:e266-8.

[38] Balasubramanian D, Harper L, Shopsin B, Torres VJ. Staphylococcus aureus

pathogenesis in diverse host environments. Pathog Dis 2017;75. doi:10.1093/femspd/ftx005.

[39] Geoghegan JA, Irvine AD, Foster TJ. Staphylococcus aureus and Atopic Dermatitis: A

Complex and Evolving Relationship. Trends Microbiol 2018;26:484–97.

[40] Petersen RLW, Scholz CFP, Jensen A, Brüggemann H, Lomholt HB.

Propionibacterium acnes Phylogenetic Type III is Associated with Progressive Macular

Hypomelanosis. Eur J Microbiol Immunol 2017;7:37–45.

10

[41] Barnard E, Liu J, Yankova E, Cavalcanti SM, Magalhães M, Li H, et al. Strains of the

Propionibacterium acnes type III lineage are associated with the skin condition progressive

macular hypomelanosis. Sci Rep 2016;6:31968.

11

Figure 1 : Arbre phylogénétique après analyse de 16 séquences nucléotidiques de 1173 pb du

gène codant pour l’ARN 16S de différents Propionibacteriaceae en utilisant la méthode à 2

paramètres de Kimura avec le logiciel MEGA6.

Figure 2 : Examen direct de Cutibacterium acnes appartenant aux phylotypes IA1 (a), II (b)

et III (c)

Figure 3 : Cultures de Cutibacterium acnes : (a) phylotype IA1 présentant une béta-

hémolyse ; (b) phylotype II non hémolytique issu d’un prélèvement d’acné ; (c) phylotype III

non hémolytique issu d’un prélèvement d’hypomélanose maculeuse progressive

12

13

IA1 III II

(a) (b) (c)

14

IA1 III II

(a) (b) (c)