manual de necropsia de odontocetos - … · este manual (uhart et al. protocolo de necropsia de...

PALABRAS DE LA

MANUAL DE NECROPSIA DE

ODONTOCETOS

Comité de Varamientos y Mortalidades Masivas

Asociación de Médicos Veterinarios de Fauna Silvestre de Chile

Manual de Necropsia de Odontocetos - AMEVEFAS

PALABRAS DE LA DIRECTIVA

Durante los últimos años se han observado diversos eventos de varamientos y mortalidades

masivas de especies hidrobiológicas en las amplias costas del mar de Chile. Este documento nace de

la profunda necesidad de aunar criterios para responder en forma adecuada ante inminentes nuevos

eventos, con el propósito de ser utilizado como una guía rápida de referencia para la necropsia de

cetáceos dentados (odontocetos). Es así como la Asociación de Médicos Veterinarios de Fauna

Silvestre (AMEVEFAS) de Chile, a través de su Comité de Varamientos y Mortalidades Masivas,

entrega esta herramienta que contribuye a realizar una adecuada necropsia en condiciones de campo,

y así mismo dirigir la toma y preservación de muestras biológicas para obtener la mayor información

posible a partir de los individuos varados. Las muestras biológicas deberán ser tomadas considerando

la reglamentación vigente para Chile, mediante autorización de SERNAPESCA para especies

hidrobiológicas. La correcta determinación de las causas del varamiento permitirá, además de aumentar

el conocimiento de estas especies, adoptar medidas de manejo que ayuden a disminuir el riesgo de

este tipo de eventos.

Es un honor y privilegio para nosotros liderar este grupo de profesionales, a quienes

agradecemos sus conocimientos, tiempo y dedicación para elaborar el presente manual.

Betsy Pincheira Lazo, DVM

Presidenta AMEVEFAS

Daniel González Acuña, M.V., Ph.D.

Vicepresidente AMEVEFAS

Francisca Astorga Arancibia, M.V., MSc, Ph.D.

Secretaria AMEVEFAS

María Ignacia Meza Cerda, M.V.

Tesorera AMEVEFAS

Foto Portada ©Daniel Casado MAYO, 2017 www.amevefas.cl


PRESENTACIÓN Y AGRADECIMIENTOS

El presente manual corresponde a una recopilación de guías de disección, tomas de muestras y

manuales de necropsia de mamíferos marinos publicados por distintas organizaciones alrededor del

mundo. Agradecemos la enorme contribución de Marcela Uhart, Judy St Leger, Maria Morell y Joseph

Geraci (†) quienes amablemente nos permitieron utilizar parte de sus textos, fotografías y diagramas en

este manual (Uhart et al. Protocolo de necropsia de ballena franca austral, Raverty et al. Killer whale

necropsy and testing protocol, Morell and Andre, Ear extraction and fixation protocol y Geraci and

Lounsbury, Marine Mammals Ashore, fifth edition). Así mismo, incorpora experiencias, interpretaciones

y planteamientos de los miembros del Comité de Varamientos y Mortalidades Masivas de AMEVEFAS.

En este sentido, no pretende ser una referencia exhaustiva sobre la técnica de necropsia o de hallazgos

patológicos, enfermedades y/o causas de varamientos en odontocetos, sino más bien una guía rápida

de condiciones de campo que busca facilitar el trabajo de médicos veterinarios que se vean en la

necesidad de realizar necropsias de estos animales.

Hemos acotado esta revisión a odontocetos ya que representan el grupo de cetáceos que varan

con mayor frecuencia en las costas de Chile, además de ser un grupo de mamíferos marinos que

pueden representar un desafío para quienes no tengan experiencia en realizar necropsias en estas

especies, mientras que las necropsias de pinnípedos y mustélidos son convencionalmente

extrapolables de las técnicas y procedimientos normalmente utilizados en carnívoros domésticos.

Finalmente, esperamos que este manual represente una primera aproximación para estandarizar

los procedimientos de respuestas a varamientos en Chile y que próximamente podamos formar entre

múltiples actores, una red nacional de atención temprana a varamientos.

Mauricio Seguel, DVM, PhD(c), DACVP

Coordinador

Comité de Varamientos y Mortalidades Masivas

AMEVEFAS

Miembros del Comité de Varamientos y Mortalidades Masivas que elaboraron y editaron este

documento:

Mario Alvarado Rybak Galaxia Cortés Hinojosa María Ignacia Meza Cerda

Olivia Blank Hidber Catherine Dougnac Opitz María José Navarrete Talloni

María José Brain A. Cayetano Espinosa Miranda Betsy Pincheira Lazo

Constanza Cifuentes Josefina Gutiérrez Mauricio Seguel


1

INTRODUCCIÓN

Las necropsias son realizadas para conseguir un mayor acercamiento a la causa de muerte de

un animal. En el caso de los mamíferos marinos esto puede ayudar a determinar la causa del

varamiento. En una necropsia se generan una serie de datos, observaciones y diagnósticos que ayudan

a establecer, confirmar o refutar hipótesis sobre la causa de un varamiento. Se requiere de

investigación en terreno y de subsecuentes análisis de laboratorio, para confirmar las potenciales

causas del varamiento de ser posible, ya que no en todos los casos puede atribuirse la muerte de un

individuo o de un grupo de animales a una sola causa.

Mediante la realización sistemática de necropsias bajo un protocolo estandarizado, se facilitará

la comparación de datos entre eventos de mortalidad. Así mismo, el monitoreo de patógenos

específicos y el análisis de causas antrópicas de varamientos es de suma importancia para evaluar el

estatus sanitario, la presencia de potenciales zoonosis y el nivel de intervención humana sobre las

poblaciones de Mamíferos Marinos.

Además de intentar determinar la causa de muerte de los individuos en un evento, la necropsia

nos puede ayudar a conocer información biológica de la especie, sobre todo si son especies poco

comunes y/o con limitada información disponible. De tal forma, en estas especies, los eventos de

varamientos bien estudiados son esenciales para conocer aspectos de la biología de la especie,

relación genética de los grupos, alimentación, entre otros. Aunque este no es el primer objetivo de un

proceso de investigación de varamientos, es información básica que permitirá en futuros eventos contar

con información de base, la cual es invaluable al momento de investigar las causas de un varamiento.

El presente manual está pensado como una guía rápida de terreno para médicos veterinarios

sin mayor experiencia en necropsia de odontocetos, biólogos, ecólogos, biólogos marinos u otros

profesionales afines que responden a eventos de varamiento de cetáceos.

1. BIOSEGURIDAD

La seguridad de las personas involucradas en un examen post mortem es una prioridad. Se debe

asumir siempre que en las carcasas de mamíferos marinos se encuentran organismos zoonóticos, es

decir microorganismos animales capaces de infectar y causar enfermedad en seres humanos. Por esto,

al manipular tejido y/o animales muertos, se deben tomar importantes medidas de bioseguridad, tanto

personales como para con terceros. Para reducir el riesgo de contaminación se deben utilizar

elementos de protección personal (EPP) tales como: guantes desechables, gafas, mascarilla o escudos

contra salpicaduras, overoles desechables, botas, etc. (ver ANEXO 1). En caso de poseer una herida,

ésta debe estar adecuadamente vendada antes de comenzar la necropsia y cualquier lesión durante la

necropsia debe ser limpiada exhaustivamente, vendada y registrada (documentada). Un completo kit de

primeros auxilios debe estar en terreno en todo momento, mientras dure el procedimiento. Evitar la

intervención de personas ajenas a la investigación. Lo ideal es organizar los grupos de trabajo previo al

procedimiento, según capacidades y experiencia, y mantener un orden para evitar cualquier lesión

durante la necropsia.

2. MATERIALES Y ORGANIZACION DEL EQUIPO DE TRABAJO

Antes de comenzar una necropsia, el equipamiento necesario debe estar montado y accesible.

Es importante considerar al inicio de cualquier procedimiento, una asignación correcta y ordenada de


2

los roles de las personas que trabajarán durante la necropsia. Debe haber un encargado o jefe de

grupo que dirija al resto del equipo y que esté a cargo de su seguridad, un encargado del material

fotográfico y audiovisual, por lo menos tres personas en la necropsia (al menos uno o dos cortando y

los otros ayudando a traccionar), un encargado de registro escrito (reporte de necropsia), y un

encargado del muestreo (marcando las muestras tomadas, ordenándolas, asignar el medio de

preservación y verificando que se han sacado todas las muestras establecidas en un inicio). En el

ANEXO 1 se encuentra una lista de chequeo de los materiales a utilizar en las distintas etapas del

procedimiento de necropsia.

3. FOTOGRAFÍA

Las fotografías corresponden al material visual que complementa las descripciones escritas de

cada área examinada de una carcasa. De manera complementaria, ayudan a los patólogos a evaluar

lesiones macroscópicas y realizar observaciones en relación a alguna muestra para su análisis.

Inicialmente, tomar una fotografía del panorama completo (idealmente una foto aérea, puede

apoyarse con el uso de drones). Recolectar otras evidencias del terreno, de ser necesario. Antes de

comenzar se debe también tomar fotografías de la superficie externa del animal, de ser posible, una

imagen de cuerpo completo por ambos lados, derecho e izquierdo.

En lo posible, documentar fotográficamente los ojos, boca, espiráculo, piel, glándulas

mamarias, orificios genitales y ano. Al fotografiar lesiones específicas, asegurarse de tomar una imagen

del tejido/órgano completo para referenciar la ubicación y tamaño de la lesión en el órgano/cuerpo, así

como obtener imágenes del detalle de la anormalidad. Si el tejido u órgano fue extraído del cuerpo,

limpiar el exceso de sangre con un suave chorro de agua fría y secar, de ser necesario para evitar

brillos no deseados en la fotografía, para capturar de mejor manera la lesión.

Todas las fotografías deben incluir una escala en centímetros (cm) y una tarjeta de

identificación (photo ID card) que contenga la siguiente información (puede utilizarse una pizarra

blanca):

● Número/nombre del terreno

● Especie y tarjeta de identificación del ejemplar

● Fecha

● Localización del varamiento

Si la etiqueta es demasiada grande y dificulta la toma de fotografías con poca distancia

focal, entonces se puede tomar una fotografía de la etiqueta e inmediatamente después tomar la foto de

lesión o tejido en cuestión. El mayor objetivo de las etiquetas es individualizar las múltiples fotografías,

de igual manera a como se rotula y almacena una muestra biológica.

El ANEXO 2 muestra una tarjeta de identificación en blanco, a modo de ejemplo. Tanto la

escala, la tarjeta de identificación, así como el área de interés, deben estar debidamente enfocadas y

legibles.


3

4. MORFOMETRÍA

La morfometría provee información básica acerca de la historia y biología de los animales. Se

debe obtener la mayor cantidad de medidas posibles. Deben registrarse aquellas medidas externas que

caracterizan la carcasa (por ejemplo especie, sexo, edad, lesiones superficiales y condición).

Las medidas deben ser tomada en cm, la única excepción la constituye la medición del espesor

de la grasa (blubber), registrada en milímetros (mm). El peso debe ser registrado ya sea como el peso

real o una estimación en kilogramos.

Si la carcasa se encuentra intacta, medir el largo total del cuerpo (LT) desde la punta del

rostrum (no la mandíbula inferior) hasta la línea media de la aleta caudal, con el animal posicionado en

decúbito esternal (ventral). Si existe descomposición o daño por algún animal carroñero, el LT debe ser

estimado y registrado, indicando que es una estimación. Medidas parciales tales como la distancia

desde el hocico hasta el ano o, desde el ombligo hasta la punta de la aleta caudal, pueden ayudar a

estimar el LT si a la carcasa le faltan extremidades (Pugliares et al., 2007) (Ver Anexo 3).

Todas las mediciones, a excepción del diámetro del animal, deben ser paralelas al eje

longitudinal del cuerpo y no siguiendo los contornos del mismo. Además, se recomienda tomar

fotografías de la forma en la que se tomaron las medidas para objetivizar los resultados.

5. METODOLOGÍA

Se recomienda registrar la necropsia o evento de varamiento con un número o código, así

como también una identificación individual de cada animal, en caso de haberlos. Estos datos deben

estar incluidos en cada una de las muestras colectadas y fotografías. Para identificar lesiones y tomar

muestras, todos los órganos deben ser examinados y seccionados, idealmente a intervalos regulares.

Las lesiones deben ser descritas y fotografiadas antes y después de una incisión, tomando en

consideración: tamaño, distribución (focal, multifocal, difusa), forma, color, contenido, consistencia,

aspecto, olor. Además de las lesiones, algunos tejidos son sistemáticamente colectados para estudios

de histopatología, parasitología, bacteriología, virología, toxicología e historia de vida.

Para evitar la contaminación por parte de microorganismos intestinales, se recomienda

diseccionar el tracto digestivo al final de la necropsia.

5.1 Examen externo

➢ Evaluación de carcasas

Registrar las condiciones ambientales en las que se encuentra la carcasa; presencia de

residuos antrópicos, líquidos y sólidos, presencia de otros animales muertos (identificar especies y

cantidad aproximada). De ser posible identificar la especie y sexo de cada animal. También registrar la

posición y distribución inicial de cada carcasa en el lugar de varamiento. Para esto, se puede utilizar un

cuadricóptero o drone, para la toma de fotografías aéreas. Es importante poder determinar si los

animales vararon vivos o fueron arrastrados por la corriente a ese lugar, en base a la posición y signos

de movimiento sobre la superficie arenosa o rocosa (excoriaciones y laceraciones en zonas ventro-

laterales del cuerpo) de los animales. Es importante además recorrer la periferia de la locación en al

menos 1000 mt a la redonda en búsqueda de otras especies (mamíferos, aves, reptiles, invertebrados,

etc.) que puedan estar relacionadas al caso (vivo, muerto, moribundo).


4

Antes de comenzar una necropsia, se debe determinar el estado/código de las carcasas según

la escala utilizada mundialmente, establecida por el Smithsonian Institution’s Marine Mammal Events

Program, anteriormente conocido como el Scientific Event Alert Network (Marine Mammals Ashore,

Geraci & Lounsbury) que categoriza la condición post mortem de carcasas de cetáceos (Tabla 2).

Frecuentemente, las carcasas se encontrarán en algún grado de descomposición, lo cual

tendrá implicancias directas en la interpretación de resultados y muestras obtenidas en la necropsia. De

preferencia, las necropsias son realizadas en carcasas frescas (< 48 hrs de muerte); sin embargo,

existe información que puede obtenerse a partir de carcasas en cualquier estado de descomposición

(por ejemplo, muestras para genética e historia de vida).

Si se sospecha de interacción humana, la necropsia debe realizarse de todas maneras,

independiente del nivel de descomposición. Muchos atributos asociados a una muerte traumática, son

preservados incluso en carcasas descompuestas. En general, se recomienda recolectar la mayor

cantidad de muestras posibles; posteriormente pueden ser descartadas, pero normalmente nuevas

muestras no pueden ser recolectadas una vez que la carcasa se ha eliminado.

En la Tabla 2 se describen los distintos grados de descomposición de una carcasa, y el

potencial análisis respectivo.

Tabla 2. Estado de descomposición de las carcasas (Rowles et al., 2001; Geraci, J. R., and Lounsbury,

V.J., 2005).

Código

Definición Aspecto Macroscópico Tipo y

propósito de

muestras a

colectar

Interpretación

1

Vivo -

Morfometría,

sangre para

estudios de

hematología,

serología,

función inmune,

bioquímica

clínica,

hormonas

reproductivas,

análisis

nutricionales.,

biopsias, orina,

enfermedades

infecciosas,

imágenes

diagnósticas.

-


5

2 Muerto fresco

Apariencia normal, sin

distensión abdominal; mínima

sequedad y arrugas en

epidermis, ojos y/o

membranas mucosas;

músculos firmes; grasa

(blubber) firme blanca o semi-

traslúcida; órganos internos

intactos; hígado aún con

integridad física. Olor fresco,

sin protrusión de lengua o

pene, cerebro firme sin

decoloración. Poca acción de

carroñeros.

Morfometría,

sangre,

histopatología,

orina,

enfermedades

infecciosas,

parasitología,

contaminantes,

biotoxinas,

genética, historia

de vida.

Estudios

sanguíneos

limitados (sangre

cardíaca para

serología).

Exacerbación

bacteriana puede

observarse en

cultivos y/o

histopatología. Puede

haber autolisis en

histopatología.

3

Descomposición

moderada

Carcasa intacta, leve

distensión abdominal y

protrusión de lengua y pene;

algunas áreas de la piel

desprendiéndose o fisurada;

grasa puede estar infiltrada

con sangre y aceitosa;

músculos blandos y con poca

definición; todos los órganos

internos incluído hígado aún

con integridad macroscópica

pero están suaves y friables.

Membranas mucosas secas,

ojos hundidos o ausentes,

sangre hemolizada y

uniformemente rojo oscuro,

intestinos con gas, cerebro

blando con tinte rojo oscuro,

frágil pero puede ser

removido en forma intacta.

Morfometría,

patología

macroscópica,

parasitología,

genética, historia

de vida,

histopatología

(limitada);

marginal para

toxicología (útil

para metales y

algunas

biotoxinas,

marginal para

organoclorados).

Autolisis

habitualmente

enmascara la

evaluación

histológica; la

descomposición

puede alterar análisis

enzimáticos,

bioquímicos y

químicos, incluyendo

la cantidad y calidad

de lípidos.

4

Descomposición

avanzada

Carcasa puede estar intacta

pero colapsada. Evidente

distensión abdominal; áreas

completamente desprovistas

de epidermis y piel; órganos

internos con falta de

integridad y extremadamente

friables; grasa con bolsas de

gas y aceite acumulado.

Músculos casi licuefactos y de

desprendimiento fácil, sangre

negra y líquida. Intestinos

llenos de gas. Cerebro rojo

oscuro con bolsas de gas y

consistencia de puré. Daño

Morfometría,

patología

macroscópica

(limitado),

parasitología,

genética, historia

de vida, análisis

de metales

pesados.

Autolisis

habitualmente

enmascara la causa

de muerte, la

distensión y autolisis

puede alterar la

morfometría.


6

severo por carroñeros, fuerte

olor.

5 Descomposición

avanzada

Momificado; esqueleto. Piel

puede colgar sobre huesos,

tejidos disecados.

Limitada

morfometría,

edad, patología

sistema

esquelético

(limitado),

genética.

Causa de muerte

raramente

determinada.

Figura 1. Carcasa de marsopa espinosa (Phocoena spinipinnis) en código 2. La piel es lisa,

brillante y de coloración similar a un animal vivo. Nótese que además existe sangre fresca (roja)

alrededor de la boca, indicando que el animal murió recientemente. (Fotografía: Carola Valencia).


7

Figura 2. Carcasa de marsopa espinosa (Phocoena spinipinnis) en código 3 temprano. Existe

pérdida parcial de capas superficiales de la epidermis en algunas zonas del cuerpo y moderado

meteorismo (hinchazón) de la carcasa. (Fotografía: Mauricio Seguel).

Figura 3. Carcasa de calderón (Globicephala melas) en código 4. Existe pérdida de las capas

más superficiales de la epidermis en la mayor parte de la carcasa (decoloración) y colapso o pérdida de

piel con exposición de cavidades en otras áreas (región pélvica y esternal). Nótese que en la parte

posterior existe una carcasa código 5 (restos esqueléticos). (Fotografía: Daniel Casado).

En el caso de ser posible, la carcasa debe ser posicionada acostada hacia el lado derecho,

aunque ambos lados de la carcasa deben ser examinados externamente. Ver ANEXO 4 con las

muestras estándares a considerar durante el examen de Necropsia.

➢ Parámetros Externos:

a) Condición corporal

Emaciado________ No Emaciado________ Indeterminado________ No examinado________

*Individuos emaciados suelen exhibir hundimiento de la musculatura dorsal y cuello.


8

b) Marcas de redes o hilos de pesca: Indicar Sí, No, Indet., NE (No Examinado). Describir

detalladamente en caso de ser positivo.

Cabeza ______ Aleta dorsal ______ Aleta izq ______ Aleta der.______ Pedúnculo _____ Otros ____

c) Equipo de pesca presente en el animal: (Sí) o (No)

d) Retención de equipo de pesca: (Sí) o (No)

e) Lesiones penetrantes: Sí____ No____ Indet.____ N/E____

f) Mutilaciones: ¿Cuerpo cortado o mutilado? Sí____ No____ Indet.____ N/E____

g) Hemorragias/Hematomas: Sí____ No____ Indet.____ N/E____

Descripción adicional _______________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

Lesiones:

- Identificar si es una lesión reciente o antigua (tejido cicatricial).

- Realizar un bosquejo con los patrones de las lesiones/cicatrices mayores.

- Indicar la profundidad de la lesión: epidermis, dermis, grasa, músculo y/o comunicación con

cavidad interna.

➢ Información del Evento

Fecha de Varamiento: __________________________________________________

Fecha de Hallazgo: ____________________________________________________

Eutanasia / Muerte Natural

Fecha y Hora de Muerte: ________________________________________________

Fecha y Hora de Necropsia: _____________________________________________

Almacenamiento Previo a Necropsia: ______________________________________

Locación de Varamiento: ________________________________________________

Latitud / Longitud: S_________________________ / O________________________

➢ Determinación del sexo

Para determinar el sexo de cetáceos menores, examinar la línea media ventral del animal.

Machos y hembras presentan una comisura genital entre el ombligo y el ano. En hembras, debe haber

menos de 10cm de distancia entre el centro de la apertura anal y la comisura genital. Mientras que en

machos, la distancia entre el ano y la comisura genital es mucho mayor.

Una comisura mamaria puede observarse a cada lado de la comisura genital en la mayoría de

las hembras de cetáceos, aunque algunos machos podrían presentar esta característica.


9

➢ Estimación de edad

La edad es un parámetro importante de medir bajo una perspectiva epidemiológica, por otra

parte, provee información importante para entender características biológicas básicas de una especie.

Actualmente la edad es estimada a partir del recuento de las capas de crecimiento depositadas en

algunos tejidos como los dientes y con menor frecuencia en huesos. Las clases de edad o de

maduración pueden ser estimadas mediante el tamaño corporal (largo), fusión de epífisis, color de la

piel o parámetro reproductivos. El largo promedio permite diferenciar si un ejemplar es adulto o

neonato. Neonatos pueden ser identificados por la presencia de papilas linguales y cordón umbilical. El

largo intermedio entre un adulto y un neonato permite clasificar al animal como juvenil. Finalmente, un

animal viejo se caracteriza por un tamaño comparable al de un adulto, asociado a una atrofia muscular

a lo largo del tronco, pérdida dentaria o piezas dentales excesivamente desgastadas, aplicando además

el criterio del observador para su estimación.

**Para Globicephala melas por ejemplo, se ha descrito que individuos cuyo largo total sea menor a 300

cm son crías lactantes. Largos totales sobre 480 cm en machos y 375 cm en hembras son clasificados

como adultos (Oremus et. al., 2013).

➢ Integumentos

El examen externo debe incluir la investigación y descripción de los ojos, boca, espiráculo,

ombligo, aperturas genitales y ano. Al examinar los ojos, buscar decoloración, lesiones o descargas.

Muestras de ojos frescos para histopatología deben almacenarse de preferencia en solución de

Davidson (100 mL ácido acético, 300 mL etanol 96%, 200 mL formalina tamponada al 10%, 300 mL

agua destilada) (proporción tejido: solución = 1:10). De no ser posible preparar solución de Davidson se

pueden fijar en formalina tamponada al 10%.

Se recomienda documentar cualquier lesión, presencia de parásitos y el color de la mucosa

bucal. Tomar nota de dientes gastados, rotos o ausentes. Además obtener tórulas para cultivo y

examinar el ombligo en neonatos buscando signos de infección y grado de cicatrización. Buscar

lesiones, descargas o masas alrededor de las aperturas genitales. Obtener muestras de cualquier

situación considerada anormal para muestras de histopatología, microbiología e investigaciones

moleculares. Si el animal posee glándulas mamarias, tratar de extraer leche y observar el color,

consistencia y estimar la cantidad de cm3 o mL.

➢ Dientes

Los dientes del centro de la mandíbula inferior son recolectados para análisis de historia de

vida. Pueden extraerse usando un extractor de dientes o herramientas semejantes, moviéndolos hasta

que suelten. Evitar dañar el diente para no perjudicar la muestra. Muestras dentales deben

almacenarse congeladas.

➢ Piel y Tejido Adiposo

Examinar y documentar cualquier cicatriz, abscesos, ulceraciones, erosiones, heridas y

parásitos en piel. Tomar nota del tamaño (largo x ancho x profundidad/alto), forma, color, textura,

localización y distribución de cualquier anormalidad. Remover alrededor de 2 cm3 de piel desde la

punta de la aleta dorsal o cola para genética (congelar y colocar en DMSO) e histología. Una muestra

de piel sin grasa adherida es de preferencia para genética (tomar la piel lo más limpia posible, sin la


10

presencia de otros tejidos), mientras que toda sección de piel que presente anormalidades o en su

defecto de zonas con tejido adiposo son de preferencia para histopatología. (Estar seguro de haber

tomado ya todas las medidas morfométricas antes de colectar estas muestras).

Muestras de piel para isótopos estables (estudio de ecología trófica) deben almacenarse

congeladas. Tejido para genética puede ser fijado en Dimetil Sulfoxido (DMSO) saturado con

NaCl o en su defecto en una cantidad suficiente (proporción mínima tejido:alcohol 1:8) de etanol

96%.

Evaluar el tejido adiposo subcutáneo: su espesor, color, textura. Buscar parásitos u otras

anormalidades en la capa de grasa. Obtener muestras de tejido adiposo para histología (de preferencia

unida a la piel) y contaminantes (solo tejido adiposos, sin piel). Al tomar muestras para contaminantes

asegurarse de colectar la grasa sin piel o músculo adherido; tomar muestras de la misma ubicación en

diferentes carcasas para poder compararlas.

Para la determinación de contaminantes todas las muestras, incluídas piel y grasa,

deben congelarse.

➢ Músculo esquelético

Obtener muestras de músculo para histopatología y contaminantes. Los músculos estándar

para evaluación histopatológica con los epiaxiales e hipoaxiales (longissimus dorsi, psoas, etc).

➢ Sangre

Sólo puede ser obtenida de animales con código 1 o 2. Mínimo 10 mL. 5-10 mL es el óptimo

para estudios que requieran extracción de ADN. Si la sangre fue obtenida de un animal código 1 (vivo)

se debe colectar como mínimo un tubo (4 a 7 mL) con EDTA (anticoagulante) con el fin de realizar

hemograma completo. Esta muestra debe ser refrigerada (jamás congelada!) y transportada lo antes

posible a un laboratorio de patología clínica veterinaria para su análisis. Si esto no es posible, realizar

en terreno frotis sanguíneos y fijar con metanol por 1 minuto. Guardar los frotis hasta su transporte a un

laboratorio para su posterior tinción e interpretación. En el caso de carcasas código 1 o 2 se deben

colectar además 6 a 10 mL en un tubo de suero (sin anticoagulante) con el fin de extraer suero. La fase

sólida y el suero deben ser separados lo antes posible (ojala dentro de 24 horas) mediante

centrifugación. Si esto no es posible dejar la muestra en un lugar temperado (25°C) por 24 horas.

Existirá una retracción natural del coágulo lo que dejará suero disponible en el tercio superior del tubo

para ser colectado con una jeringa o pipeta. El suero debe ser congelado o a lo menos refrigerado lo

antes posible.

5.2 Examen Interno

Para detalles de técnicas de disección y reconocimiento de órganos y tejidos referirse a Pugliares et al.,

2007 (Marine Mammal Necropsy. An introductory guide for stranding responders and field biologists.

Disponible online en http://darchive.mblwhoilibrary.org/handle/1912/1823 )

En resumen, el examen interno puede dividirse en las siguientes secciones:

http://darchive.mblwhoilibrary.org/handle/1912/1823


11

• Remoción de escápula y nódulo linfático pre-escapular

• Remoción del tejido adiposo subcutáneo (blubber) y músculo esquelético:

Figura 4. Ejemplar neonato de delfín nariz de botella (Tursiops truncatus). Mediante una serie de

incisiones en piel y capa de tejido adiposo se retiran todos estos tejidos del lado izquierdo del animal.

Nótese que las costillas son ahora visibles y serán el próximo elemento a disecar y remover para

acceder a la cavidad torácica. (Fotografía: Mauricio Seguel).

• Remoción de caja costal y músculos de la pared abdominal

Figura 5. Para acceder al tórax se deben cortar los músculos intercostales paralelo a la costilla y

desarticular las costillas a nivel de la articulación vértebro-costal (esta es mucho mas fácil de separar

comparado a mamíferos terrestres) y cortar la unión cartilaginosa a nivel del esternón. Los músculos de

la pared abdominal también deben ser cortados a fin de poder acceder a la cavidad abdominal.

(Fotografía: Mauricio Seguel).


12

• Remoción de tiroides

• Remoción de timo

• Remoción de órganos cavidad torácica (remover en conjunto tráquea, nódulo linfático

tráqueobronquial, esófago, pulmones y corazón)

Figura 6. Órganos torácicos de una marsopa común (Phocoena phocoena). Nótese el amplio esófago

(E), tráquea corta (T) con prominente epiglotis y los pulmones con falta de lobulación (P). Este

espécimen posee un hematoma de gran tamaño en la superficie dorso-craneal del pulmón izquierdo.


• Examen del diafragma

• Remoción del hígado

Figura 7. Hígado de un neonato de marsopa común (Phocoena phocoena). La coloración amarillenta

es anormal y un hallazgo común en neonatos de pequeños cetáceos con balance energético negativo

(generalmente a causa de separación materna). (Fotografía: Mauricio Seguel).


13

➢ Remoción del bazo

➢ Remoción tracto gastrointestinal (estómago a colon), nódulos linfáticos mesentéricos y

páncreas

Figura 8. Cavidad abdominal de un delfín nariz de botella (Tursiops truncatus). El bazo de los cetáceos

es pequeño y redondeado (B). El sistema gastrointestinal puede ser fácilmente extraído cortando el

esófago a nivel del cardias y el colon descendente o recto. Luego se tracciona y corta al mismo tiempo

la raíz del mesenterio (M). De esta forma los órganos pueden ser extraídos en su totalidad. Además se

pueden apreciar en la fotografía el estómago (E) y Riñón(R). (Fotografía: Mauricio Seguel).


14

Remoción del sistema genitourinario y glándulas adrenales

Figura 9. Órganos reproductivos de un ejemplar de marsopa común (Phocoena phocoena). Se

aprecian en la fotografía el interior de la vagina (V) (ha sido abierta), cérvix (C), útero (U), y ovarios (O).


➢ Remoción de cabeza y cerebro


15

Figura 10. Cabeza de marsopa espinosa (Phocoena spinipinnis). Se pueden apreciar los tres cortes

necesarios para acceder a la cavidad craneana. El cerebro debe ser extraído cortando con una tijera

(en buenas condiciones) o bisturí la dura madre y las inserciones de los nervios craneanos. Nunca tirar

el cerebro tratando de extraerlo de la cavidad craneana, esto daña el tejido nervioso que es muy

sensible a presentar artefactos, especialmente en cetáceos. (Fotografía: Mauricio Seguel).

Contenido estomacal puede ser recolectado en bolsas selladas o frascos plásticos herméticos para el

estudio de hábitos alimenticios.

5.3 Exposición a sonidos

➢ Protocolo de Extracción y Fijación de Oídos de Cetáceos (Figuras y texto de Morell y Andre,

2009 y Raverty et al., 2014).

❖ Extracción

1. En el caso de animales pequeños se

recomienda remover la cabeza para facilitar la

manipulación.

Figura A. En la figura se muestra la posición del

complejo timpánico-periótico y el meatus auditivo

externo. La línea de puntos indica el lugar de

incisión para la separación de la cabeza del resto

del cuerpo. A su vez, se pueden extraer la laringe y

sistema digestivo superior para facilitar el acceso a

los oídos.

(En: Morell and Andre, 2009 y Raverty et al., 2014.)

2. La forma más efectiva de acceder a los oídos es

mediante la cuidadosa remoción de la mandíbula

inferior.

Figura B.- Corte sagital de la cabeza de un delfín

mular donde se indica la ubicación del complejo

timpánico-periótico.

(En: Morell and Andre, 2009 y Raverty et al.,

2014.)


16

3. La ubicación de la cabeza en posición decúbito dorsal y remoción de los tejidos blandos y ligamentos

(Figura C) facilitan la extracción del complejo timpánico-periótico.

Figura C.- Imagen tomada durante la necropsia de

una Phocoena phocoena en la cual se observa la

ubicación del complejo timpánico-periótico luego de

la remoción de la mandíbula inferior (en esta toma

se observa que no se ha realizado la limpieza de la

zona de extracción). (Fotografía: Maria Morell. En:

Morell and Andre, 2009 y Raverty et al., 2014).

4. Se debe realizar una incisión con un cuchillo pequeño bordeando al complejo timpánico-periótico (se

puede utilizar un bisturí para finalizar la extracción) cortando los ligamentos que mantienen los oídos en

el seno paraótico (ver Figura D).

Figura D.- Imagen tomada durante la necropsia de una

Phocoena phocoena. La línea de puntos indica el lugar por

donde deberá realizarse la incisión para extraer el

complejo timpánico-periótico. (Fotografía: Maria Morell. En

Morell and Andre, 2009 y Raverty et al., 2014).

❖ Fijación

El oído puede fijarse colocándolo en una solución, que puede ser glutaraldehído al 2.5% con

buffer de cacodilato 0.1M, o buffer fosfato 0.1M.

Asimismo, los oídos pueden inyectarse con una mezcla de paraformaldehído 0.5% con glutaraldehído

1% y buffer fosfato 0.1M o, inyectarse con

formalina fosfatada y bufferada al 10% y ser

almacenadas en una proporción 1:10 en la

misma solución.


17

Figura E.- Localización de las ventanas redondeada y oval en el hueso periótico.

(Fotografía: Maria Morell. En Morell and Andre, 2009 y Raverty et al., 2014.)

5.4 Muestras para entidades específicas

Embolismo de tejido adiposo. En casos de trauma severo, debido a la presencia de una capa de

tejido adiposo subcutáneo abundante, se puede generar el desprendimiento de lípidos de este tejido

que se incorporan al sistema sanguíneo y obliteran vasos de pequeño calibre, generalmente en los

pulmones. Esta condición puede ser fatal, sin embargo para confirmar el diagnóstico se requieren

especímenes frescos y bien fijados para histopatología.

Gas Bubbler Disease. En muchos animales buceadores de profundidad se ha descrito que la

interferencia en sus procesos de descompresión puede desencadenar la formación de burbujas de

nitrógeno en la sangre las cuales obstruyen el flujo de ésta en diversos tejidos, causando isquemia,

hipoxia y en casos severos la muerte del animal. El diagnóstico de esta condición requiere de la

recolección casi inmediata de muestras de gases en animales muertos recientemente (menos de 24

horas) y de un examen post mortem detallado complementado con estudios histopatológicos realizados

en muestras frescas y bien preservadas (fijadas).


18

6. REPORTE DE NECROPSIA

➢ Información del Evento

Fecha de Varamiento: __________________________________________________

Fecha de Hallazgo: ____________________________________________________

Eutanasia / Muerte Natural

Fecha y Hora de Muerte: ________________________________________________

Fecha y Hora de Necropsia: _____________________________________________

Almacenamiento Previo a Necropsia: ______________________________________

Locación de Varamiento: ________________________________________________

Latitud/ Longitud: S_________________________ / O__________________________

➢ Información del Animal

Sexo: M / F / Natimorto

Longitud: ____________ cm / in / ft

Peso: ______________ lbs / Kg

Cría de Temporada / Sub-adulto / Adulto / Natimorto

Condición de Varamiento: 1 2 3 4 5 6

Condición al Momento de Necropsia: 2 3 4 5 6

Interacción Humana: Si / No / Natimorto

Varamiento Masivo: Sí / No

Número de Individuos:

Reseña histórica:____________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

______

➢ Examen externo

Condición corporal: Robusto 5 - Normal 4 - Moderado 3 - Delgado 2 - Emaciado 1

Piel: Color, condición.

Heridas/ cicatrices:

Lesiones:

Parásitos:

Fosa nasa/ Espiráculo:

Boca (lengua, úlceras, condición dental) / membrana mucosa (color):

Ojos (descargas, color, rupturas):

Oídos:

Comisura genital / ano:

Ombligo:


19

➢ Examen externo - Músculo esquelético

Tejido Adiposo:

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

Músculo:___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

Esqueleto___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________________

_____


20

BIBLIOGRAFÍA

Geraci, J. R., and Lounsbury, V.J., 2005. “Marine Mammals Ashore: A Field Guide for Strandings.”

National Aquarium in Baltimore, Baltimore.

Morell and Andre, 2009. Ear extraction and fixation protocol.

http://www.zoology.ubc.ca/files/Ear_extraction_and_fixation_protocol_UBC.pdf

Oremus, M., Gales, R., Kettles, H., and Baker, C.S., 2013. Genetic Evidence of Multiple Matrilines and

Spatial Disruption of Kinship Bonds in Mass Strandings of Long-finned Pilot Whales, Globicephala

melas. Journal of Heredity 2013:104(3):301–311.

doi:10.1093/jhered/est007

Pugliares, K., Bogomolni, A., Touhey, K., Herzig, S., Harry, C. and Moore, M., 1997. Marine mammal

Necropsy: An introductory guide for stranding responders and field biologists. Woods Hole Oceanog.

Inst. Tech. Rept., WHOI-2007-06. http://darchive.mblwhoilibrary.org/handle/1912/1823

Raverty, SA., Gaydos, JK. y St. Leger, JA., 2014. Protocolo de Necropsia y Análisis de Enfermedades

en Orcas.

Rommel, S.A., and L.J. Lowenstine., 2001. Gross and microscopic anatomy of marine mammals. Pp.

129–163. In: L.A. Dierauf and F.M.D. Gulland (eds.), CRC Handbook of Marine Mammal Medicine, 2nd

Edition, CRC Press, Boca Raton, Florida.

Rowles, T., Van Dolah, F. and Hohn A., 2001. Gross Necropsy and Specimen Protocols. IN: L.A.

Dierauf and F.M.D. Gulland (eds.), CRC Handbook of Marine Mammal Medicine, 2nd Edition, CRC

Press, Boca Raton, Florida.

Young, N., 2007. Odontocete Salvage, Necropsy, Ear Extraction, and Imaging Protocols. Pages 1-171

https://reefshark.nmfs.noaa.gov/pr/mm/sysadmin/nrsworkshop/.

http://darchive.mblwhoilibrary.org/handle/1912/1823

https://reefshark.nmfs.noaa.gov/pr/mm/sysadmin/nrsworkshop/


21

ANEXOS

ANEXO 1

Lista de implementos y materiales para necropsia de odontocetos

1. Planillas/fichas de datos.

2. GPS.

3. Instrumental: múltiples mangos para bisturí (Mango N°4 y hojas de bisturí N°4), fórceps/pinzas,

tijeras, cuchillos (3-10), afilador para cuchillos y 1-3 tablas de corte (almacenar elementos cortantes

de forma segura).

4. Cuchillos para necropsia de grandes ballenas (guadañas - flensing knives) (1-3) y ganchos con punta

apropiada junto con herramientas para afilar dichos elementos, motosierras, hachas o sierras

manuales de movimiento alternativo para cortar a través del cráneo, pecho y vértebras. Martillos,

cinceles y sierras de mano.

5. Instrumental estéril para la recolección de muestras para cultivo; alcohol para el flameado de

instrumentos.

6. Formalina / Solución buffer al 10% de formalina neutra (cantidad suficiente para el número de

muestras a tomar) en recipientes anti derrame. Bolsas plásticas con cierre hermético para limitar y

prevenir derrames.

7. Etanol 96%.

8. Agua destilada.

9. Solución salina saturada al 20% DMSO para análisis genético en un tubo con tapa rosca.

Material para preparar diluciones de preservantes: Botellas de bebida de 1 litro vacías; vasos

medidores en mL, embudos.

10. RNA-later (en caso de ser necesario para muestras frescas que requieran extracción de RNA).

11. Jeringas de diferentes medidas.

12. Recipientes sellados con tapa (desde viales hasta recipientes para residuos) para la recolección de

muestras, incluyendo, en lo posible, una nevera, hielo seco y nitrógeno líquido.

13. Bolsa Ziploc® pequeñas, medianas y grandes.

14. Hisopos (tórulas) para cultivo con medio de transporte, recipientes estériles para orina, viales

grandes de tapa rosca y portaobjetos.

15. Tubos tipo Falcon (50 ml, 100 m) para recolección de fluidos; tubos Eppendorf.

16. Papel de aluminio, bolsas de Teflón y bolsas plásticas/Whirl-paks para congelar tejidos.

17. Papel para tomar notas, etiquetas (por ejemplo, etiquetas de lavandería con clips metálicos,

marcadores a prueba de agua (Sharpie®) y lápices (para el rotulado de muestras que serán

inmersas en fijador).

18. Cinta métrica de por lo menos 20 metros de largo y reglas plásticas pequeñas de 12-15 o 30 cm.

19. Balanzas o pesolas en g/kg para pesaje de órganos y tejidos pequeños.

20. Mamelucos (en lo posible desechables e impermeables), pecheras desechables (usadas en las

industrias pesqueras), delantales, botas, guantes distintas medidas (S, M, L), gorras, máscaras y

elementos de protección para la vista y la cara.

21. Fuente de agua limpia accesible (para lavado y limpieza posterior).

22. Cámara digital, baterías de repuesto y tarjetas de memoria adicionales; trípode.

23. Fondos homogéneos para fotografía (plásticos de color azul o negro).

24. Linterna frontal y/o focos con recargas de baterías

25. 3 Pizarras pequeñas (como de 20 x 30) para la identificación de fotos (Photo ID Card- Ver Imagen

1);10 marcadores de pizarra NO permanentes.

26. Kit de primeros auxilios.


22

27. Lonas plásticas de 10 metros.

28. Mesas plegables.

29. Cadena o soga gruesa, por lo menos 20 metros.

30. Cinta plástica y postes para acordonar y proteger el área de necropsia.

31. Nevera o conservadora con hielo o ice packs para contener muestras frescas.

32. Bolsas para basura, detergente, desinfectante, cepillos y toallas de papel para limpieza.

33. Caja de plástico hermética para desecho de corto punzantes.

34. Cajas seguras para transportar tanto instrumental de ida y vuelta como para transportar las

muestras a la vuelta de forma segura.

35. Cartelería: PELIGRO – PELIGRO PARA LA SALUD PÚBLICA – NO PASAR.

36. Según locación, toldo plegable para resguardo del sol

37. Duct tape (cinta adhesiva de alta adherencia) para sellar pantalones a botas.

38. Tubos de PVC con tapas roscas para transportar cuchillos.


23

ANEXO 2

Ejemplo de Tarjeta de identificación (photo ID card) para la toma de imágenes.

(Marine Mammal Necropsy: An introductory guide for stranding responder and field biologists. Pugliares

et al., 2007).


24

ANEXO 3

Ejemplo de ficha de registro de medidas morfométricas

(Modificado de: Marine Mammal Necropsy: An introductory guide for stranding responders and field

biologists (Pugliares et al., 2007).


25

Anexo 4

Checklist de muestras a colectar para distintos fines en odontocetos (Pugliares et al.,

2007)


26

Anexo 5

NECROPSIA EN 1 HORA

En ciertas ocasiones, ya sea por factores geográficos, meteorológicos, de accesibilidad, horas luz,

número de individuos presentes u otros, es posible estar limitados en cuanto al tiempo para llevar a

cabo necropsias. Bajo estas circunstancias, a ser evaluadas in situ, se puede ejecutar este protocolo de

necropsia y así maximizar el tiempo en terreno.

Seguir la secuencia en orden:

- Recolectar datos básicos: ubicación, fecha, clase etaria, sexo.

- Fotografiar de todos los ángulos y superficies visibles, girar el individuo si es necesario.

- Morfometría básica (longitud, circunferencia (la mitad x 2 es lo mejor), altura aleta dorsal,

longitud de la base de aleta dorsal).

- Cortar y separar grasa buscando hemorragias, hematomas, fracturas óseas. Incluir revisión de

costillas, vértebras y cráneo.

- Tomar muestras de piel y grasa del dorso.

- Muestrear músculo esquelético.

- Abrir abdomen.

- Recolectar líquido abdominal, hígado, riñón, bazo, nódulos linfáticos, gónadas, útero, orina.

- Abrir tórax: incisión en diafragma facilitará el acceso, pero limitará la visualización.

- Recolectar corazón, pulmón, tráquea, timo, laringe y amígdalas.

- Recolectar contenido estomacal (o estómago completo), contenido intestinal y secciones de

intestino.

- Recolectar esófago.

- Remover 2-3 dientes del centro de la arcada del lado más accesible de la mandíbula.

- Desarticular cabeza, abrir cráneo, colectar cerebro.

- Desarticular mandíbula, colectar huesos perióticos.


27

Anexo 6

Receta para preparar formalina tamponada al 10% (histopatología) y

alcohol 70% (parasitología)

© Protocols for sample collection from bycaught birds for health (and other) studies.

Marcela Uhart, Luciana Gallo, Esteban Frere, Flavio Quintana. ACAP


28

RESUMEN SOBRE MUESTRAS A COLECTAR, EXCLUYENDO HISTOPATOLOGÍA, MÁS

ESPECIFICACIONES Y MEDIOS DE PRESERVACIÓN DE ACUERDO AL CÓDIGO DE

CARCASA

Muestras/Usos Cantidad Medio de preservación Código carcasa

1 2 3 4 5

ESQUELETO,

DIENTES, BARBAS,

ALETAS

Especiación, edad Seco o congelado * * * *

CABEZA (trauma

acústico) Ver protocolo *

Cristalino (edad) Congelado * *

Tapón de cerumen

(edad) 10% formalina * *

PIEL

Genética

(identificación, sexaje,

parentesco,

estructura

poblacional, etc.) 15mm x 15mm

10% DMSO/ Congelado/

˃80% etanol

* * * * *

Isótopos estables

(dieta) 3cms x 3cms

Congelado

* * * *

Histopatología 1 cm3 Formalina tamponada al

10%. Temperatura

ambiente. Proporción tejido

formalina 1:10 * *

Virología (lesiones) 1 cm3

Congelado/RNAlaterTM o

etanol como última opción * * * *

GRASA SUBCUTÁNEA


29

COP's >= 100g Congelado en vidrio/teflón * *

Biotoxinas 100g Congelado en plástico *

Ácidos grasos (dieta)

1cm x 1cm x

ancho Congelado * *

Hormonas

1cm x 1cm x

ancho Congelado * *


10%. Temperatura


formalina 1:10 * *

MÚSCULO

Genética 15mm x 15mm

10% DMSO/ Congelado/˃ 80%

etanol *

Isótopos estables

(dieta)

1cm x 1cm x

3cm Congelado * *


10%. Temperatura


formalina 1:10 * *

HÍGADO

COP's 100g Congelado en vidrio/teflón * *

Contaminantes

inorgánicos (metales)

20g Congelado en plástico * *


Contaminantes

hidrocarburos

poliaromáticos

5mL bilis, 50g

hígado

Nitrógeno líquido, protegido

de la luz

*

Virología 6 cm3


etanol como última opción * *

Isótopos estables 1cm x 1cm x Congelado * *


30

(dieta) 3cm

Histopatología 1 cm3

(MUESTREAR A

LO MENOS 3

AREAS)

Formalina tamponada al

10%. Temperatura


formalina 1:10 * *

RIÑÓN

Contaminantes

inorgánicos (metales)

20g Congelado en plástico * *


Virología 6 cm3


etanol como última opción *

Isótopos estables

(dieta)

1cm x 1cm x

3cm Congelado * *


(MUESTREAR A

LO MENOS 3

AREAS)


10%. Temperatura


formalina 1:10 * *

ADRENAL


10%. Temperatura


formalina 1:10 * *

BAZO

Virología 6 cm3



Bacteriología 6 cm3

Refrigerada o flameado y

torulado *


10%. Temperatura


formalina 1:10 * *


31

Isótopos estables

(dieta)

1cm x 1cm x

3cm Congelado * *

CEREBRO

COP's 100g Congelado en vidrio/teflón * *


Virología 6 cm3




10%. Temperatura


formalina 1:10 * *

PULMÓN

Virología 6 cm3





torulado *


(MUESTREAR A

LO MENOS 5

AREAS)


10%. Temperatura


formalina 1:10 * *

NÓDULOS

LINFÁTICOS


10%. Temperatura


formalina 1:10 * *

ESTÓMAGO E

INTESTINOS


10%. Temperatura


formalina 1:10 * *


32

TEJIDO ANORMAL

(Congelado o

refrigerado)



torulado * *

Virología 6 cm3



Virología (microscopía

electrónica)

1 mm3 Refrigerado, glutaraldehído

5%

* *


10%. Temperatura


formalina 1:10

* *

TEJIDOS FIJADOS EN

FORMALINA

Biopsia,

Histopatología,

histoanatomía


10%. Temperatura


formalina 1:10

* * *

CONTENIDO

ESTOMACAL Todos congelados

Otolitos Congelado/ etanol * * *

Picos de calamar Formalina * * *

Biotoxinas *

SANGRE

EDTA/LiH

(Hematología) >1mL

Refrigerada, al laboratorio

en 48 h *

Sola, LiH y Fl Ox

Plasma/ suero

(Bioqca, serología,

hormonas)

>5mL Congelada * * *


33

Toxicología

6mL sangre

entera Congelada * *

TÓRULAS

(bacteriología) En frío, al laboratorio en 72h * *

PARÁSITOS

Mayoría Formalina 5% y etanol 70% * * *

Tremátodos y

céstodos

Agua fresca luego 10%

solución salina con formol

* * *

HECES (parásitos,

hormonas) (Código 2:

ADN-congelado)

5g c/u Congelado y formalina 10% * * *

APARATO

REPRODUCTOR

Medir, pesar, 10% formalina

(abrir útero y seccionar

testículos (NO ovarios))

* *

FOTOS Y DATA

Verificación cruzada y

completar * * * * *


34

Tabla Resumen de muestras prioritarias a colectar según el estado de descomposición de las

carcasas. (Adaptada del Manual del Departamento del Medio Ambiente, Gobierno de Australia, 2006)

Muestra Código de carcasa

1 2 3 4 5

Datos clínicos (Signología, frecuencia respiratoria, cardíaca, etc) X

Medidas y descripción morfológica X X X X

Fotografía / descripción, posición y distribución en el lugar X X X X X

Piel en EtOH 96%, o sales de amonio con o sin DMSO X X X X ?

Biopsias en formalina tamponada al 10% X

Descripción y documentación de hallazgos macroscópicos de necropsia X X

Tejidos para histopatología en formalina tamponada al 10%, proporción

tejido:formalina 1:10, muestras incluyendo lesiones y tejido normal,

muestras de grosor no mayor a 1.0 cm

X X

Sangre en tubos para suero y tubos EDTA X X

Tórulas para cultivos microbiológicos/virología (con medio de

transporte/congelados o RNAlaterTM)

X X

Tejidos congelados para diagnóstico molecular (especialmente tejidos

afectados). RNAlaterTM permite preservar muestras a temperatura

ambiental por una semana. Etanol se puede usar en casos de

emergencia. Almacenamiento a largo plazo tiene que ser a -80 C

X X

Tejidos congelados para toxicología (guardados en papel diamante o

aluminio y sin tocar elementos plásticos como guantes)

X X ?

Parásitos externos en etanol 70% X X X

Párasitos internos limpiados en agua y posteriormente fijados en

formalina 5%

X X

Heces (parasitología, hormonas). Preservar en etanol 70% X X X

Esqueletos, dientes y barbas X X X X

Tapón de cerumen ótico, ojos X X

Contenido gástrico (preservado en etanol 70 o 96%) X X

Órganos reproductivos (preservados en formalina tamponada al 10%) X X

Cabezas o complejo óseo ótico para estudios de imagenología (extraer

bullas timpánicas con precaución y fijar inmediatamente en formalina al

10%)

X X ?


35

manual de necropsia de odontocetos - … · este manual (uhart et al. protocolo de necropsia de...

Documents