instruct ivo 2008
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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
MANUAL DE LABORATORIO DE FISIOLOGÍA HUMANA
( QFI )
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
3a EDICIÓN 2008
AUTORES
Dr Guillermo Chambert Castillo
M. en C. Alicia Lanzagorta Sánchez Dra Ma. del Rocío Elizabeth Ortiz Butrón
Dra. Norma Paniagua Castro Dra Lucía Quevedo Corona
Dr Sergio Roberto Zamudio Hernández M. en C. Gerardo Norberto Escalona Cardoso
CONTENIDO
Programa del curso práctico.........................................................................1
Objetivos generales......................................................................3 Normas de laboratorio..................................................................4 Receptores sensoriales...............................................................5 Arco reflejo en el humano...........................................................10 Adquisición de un reflejo condicional..........................................14 Sistema nervioso autónomo.......................................................18 Hormonas tiroideas.....................................................................20 Hormonas sexuales....................................................................23 Control del vaciamiento gástrico.................................................30 Regulación de la glucemia..........................................................33 Efectos provocados por la postura y el ejercicio sobre la presión arterial y la ventilación pulmonar......................36 Volúmenes pulmonares (espirometría).......................................39 Función renal...............................................................................45 Apéndice......................................................................................47
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PROGRAMA DE PRÁCTICAS
Sesión No.
1 Organización
2, 3 Práctica No. 1 Receptores sensoriales
4, 5 Práctica No. 2 Arco reflejo en humano
6 Práctica No. 4 Adquisición de un reflejo condicionado
7, 8 Seminario
9 Examen
10 Práctica No. 5 Sistema nervioso autónomo
11 Seminario
12, 13 Práctica No. 6 Hormonas tiroideas
14, 15 Práctica No. 7 Hormonas sexuales
16, 17 Seminario
18 Examen 19 Práctica No. 8 Control del vaciamiento gástrico 20, 21 Práctica No. 9 Regulación de la glucemia
22 Práctica No. 10 Efectos provocados por la postura y el ejercicio sobre la presión arterial y la ventilación pulmonar
23, 24, 25 Seminario
26 Examen
27 Práctica No. 11 Volúmenes pulmonares (Espirometría)
28 Práctica No. 12 Función renal
29, 30 Seminario
31 Examen
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Objetivo General del Curso Práctico
Que el alumno conozca las técnicas básicas de experimentación de
esta disciplina, basándose en el método científico.
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NORMAS DE LABORATORIO 1.- Los equipos no deben exceder un máximo de 6 personas. 2.- Cada equipo ocupará una mesa que será la misma durante todo el
curso. 3.- Los alumnos deberán usar bata en las sesiones prácticas. 4.- En las prácticas que se requiera, cada equipo deberá contar con al
menos un estuche para disección que contenga como mínimo: Tijeras de punta fina Pinzas de disección Aguja de disección Bisturí con hoja
5.- Durante todo el curso cada equipo deberá traer al menos una franela, un marcador indeleble y cinta adhesiva.
6.- Al terminar la sesión práctica, el laboratorio deberá quedar limpio, la
mesa limpia, banco en su lugar, los animales muertos en una bolsa de plástico y sin papeles en el piso.
7.- El material roto, descompuesto o extraviado, deberá reponerse en las
siguientes dos semanas de haber ocurrido el percance. De lo contrario, los integrantes del equipo no tendrán derecho a asistir a las sesiones prácticas y exámenes siguientes.
8.- Los exámenes del curso teórico-práctico se realizarán en los días
preestablecidos. 9.- Sólo se tendrá derecho a calificación si se ha cumplido con un mínimo
de un 80% de asistencias. Se tomará como retardo la llegada dentro de los 10 min después de la entrada. Tres retardos constituyen una falta.
10.- Dentro del laboratorio no se permite la ingestión de alimentos ni fumar. 11.- La entrega de reportes será el día acordado por los maestros y
alumnos.
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PRÁCTICA No. 1 RECEPTORES SENSORIALES CUESTIONARIO 1.- ¿Qué se entiende por receptor sensorial? 2.- ¿Cuáles son las funciones de un receptor sensorial? 3.- ¿Qué función desempeñan los receptores sensoriales en el mantenimiento de la
homeostasis? 4.- ¿Cómo se clasifican los receptores sensoriales? 5.- Explique las características de un potencial generador y diga cuáles son los
fenómenos iónicos y eléctricos que le dan origen. 6.- ¿Qué se entiende por modalidad sensorial? Contestar al finalizar la práctica: 7.- ¿Cómo está relacionada la estructura química de cada sustancia utilizada en el
experimento VII, con el estímulo que produce el sabor? 8.- Explique a qué se debe la distribución de los colores obtenido en el campo visual. 9.- Explique a qué se debe el fenómeno de postimágenes, basándose en la teoría de
Young-Helmholtz y la teoría de los procesos oponentes de Hering. OBJETIVO Analizar las características funcionales de algunas modalidades sensoriales, explicar el funcionamiento de los receptores involucrados en ellas y señalar su importancia en la homeostasis. MATERIAL Por equipo: -1 estesiómetro -6 vasos de pp de 50 ml -1 compás -1 termómetro industrial de 0-50°C -1 cinta métrica - hisopos - gasas - cronómetro - 6 tarjetas de colores Por grupo: - algodón - soporte universal - anillo de hierro - rejilla con centro de asbesto - mechero de Bunsen - matraz Erlenmeyer de un litro
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SUSTANCIAS - bisulfato de quinina 0.2% - sacarosa 5% - ácido cítrico 2% - cloruro de sodio 2% - soluciones de sacarosa al 0.03, 0.062, 0.125, 0.25, 0.5, 1 y 2%. - sacarosa (cristales) - agua destilada DESARROLLO Experimento I. Exploración de receptores cutáneos. 1.- Seleccionar en la piel del dorso de la mano un área con vello de 1 cm
2. Dividirla en
25 subdivisiones de 4 mm2.
2.- Presionar con el estesiómetro de manera aleatoria cada subdivisión, de tal forma que cada una de ellas se toque dos veces (debe ser la misma presión en todos los casos).
3.- El sujeto sometido a experimentación (sin observar) indicará cada vez que sienta el estímulo.
4.- Registrar el número de sensaciones percibidas. 5.- Rasurar el área con vello y repetir los puntos 2, 3 y 4. 6.- Realizar la misma experiencia en áreas sin vello en el antebrazo, cuello y espalda
(cerca del cuello). Experimento II. Discriminación táctil. 1.- Fijar las puntas del compás a la menor abertura posible. 2.- Tocar con las puntas del compás la piel del sujeto de experimentación en la región
de la espalda. El sujeto deberá decir si siente una o dos puntas. En el caso de sentir sólo una, abrir un poco las puntas del compás y volver a estimular hasta que sienta las dos. Medir la abertura del compás necesaria para poder percibir ambas puntas.
3.- Realizar el mismo experimento sobre la punta del dedo índice, el antebrazo, el cuello y la cara (cerca de los labios).
Experimento III. Sensibilidad propioceptiva. 1.- Estando de pie el sujeto de experimentación, con los ojos cerrados y manteniendo
los brazos extendidos ligeramente flexionados a los lados, tratar de juntar los dedos índice sobre la cabeza. En el caso de fallar en el intento, regresar a la posición original e intentarlo de nuevo.
2.- Registrar el número de intentos necesarios para conseguirlo.
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3.- Repetir la experiencia tratando de juntar los dedos índice enfrente de la cara. Experimento IV. Receptores a la temperatura. 1.- Se tendrán 3 vasos de precipitados con agua a diferente temperatura (10
oC, 37
oC
y temperatura ambiente). 2.- Introducir un dedo índice en el agua a baja temperatura por 1 minuto, y
simultáneamente el otro dedo índice en el agua a alta temperatura. 3.- Transcurrido el minuto, colocar ambos dedos índice en el vaso con el agua a
temperatura ambiente. 4.- Anotar las sensaciones percibidas. Experimento V. Post-imágenes 1.- Fijar la vista durante un minuto en la imagen a color que le proporcionará el
profesor. 2.- Trascurrido ese tiempo, dirigir la vista hacia una hoja blanca. 3.- Anotar en un diagrama los colores observados y su posición. Comparar con la
imagen original. Experimento VI. Determinación del campo visual. 1.- Trazar con lápiz en un pliego de papel bond blanco dos líneas de 1 metro,
formando un plano cartesiano. Cada cuadrante dividirlo con líneas de la misma longitud a 30 y 60 . (NOTA: Se necesitan dos planos por persona. Es necesario traerlos listos el día de la práctica.) La experiencia la realizará una persona de cada equipo.
3.- Pegar el pliego en la pared, colocando el centro de la figura a la altura de los ojos de la persona que realice la experiencia. El sujeto, a una distancia de 20 cm, mantendrá abierto sólo un ojo mirando fijamente al centro de la cruz.
4 - Otro alumno acercará una tarjeta negra por las líneas marcadas, en orden aleatorio.
5.- Anotar la distancia cuando el sujeto distingue el color real de la tarjeta. 6.- Repetir el experimento con tarjetas de colores rojo, azul, amarillo y verde (registrar
la distancia cuando se distinga el color real). 7.- Repetir los puntos anteriores con el otro ojo.
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Experimento VII. Distribución de receptores gustativos. 1.- Sobre la superficie de la lengua, determinar la distribución de los receptores a los
distintos sabores con las siguientes soluciones: Sacarosa 5% Ácido cítrico 2% Cloruro de sodio 2% Bisulfato de quinina 0.2% 2.- Con una gasa estéril secar la lengua del sujeto de experimentación. 3.- Aplicar con un hisopo las soluciones de prueba, sobre la superficie de la lengua en
las diferentes regiones marcadas en la figura 1. 4.- Enjuagarse la lengua entre cada prueba con agua destilada. 5.- Registrar en la figura 1 en qué zona se distinguió cada sabor. 6.- Después de haber sido probadas todas las sustancias, secar la lengua del sujeto y
en la parte donde se distinguió el sabor dulce, colocar un cristal de sacarosa. Con ayuda de un cronómetro, tomar el tiempo que transcurre desde su aplicación hasta que se percibe el sabor.
7.- Repetir el punto anterior sin secar la lengua. Compare el tiempo necesario para percibir el sabor entre ambas experiencias.
Figura 1 Zonas de la lengua a explorar durante la práctica.
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Experimento VIII. Umbral gustativo. 2.- Secar la lengua, y tocar con el hisopo humedecido en alguna de las soluciones la
parte donde se registró el sabor dulce. 1.- Emplear soluciones de sacarosa al 0.062, 0.125, 0.25, 0.5, 1, 2 y 4 %, para
determinar el umbral gustativo. Comenzar con la más diluida. 3.- Registrar la dilución a la que se percibe el sabor. Entre cada prueba enjuagar y
secar la lengua. 4.- Tener cuidado en que el tiempo de aplicación sea el mismo para cada prueba. 5.- Sobre las otras zonas de la lengua, aplicar la primer dilución con la cual se percibió
el sabor dulce. Observar si se distingue el sabor. PRESENTACIÓN DE RESULTADOS De la experiencia I haga una gráfica de barras del número de estímulos recibidos, contra las regiones estudiadas y compare. De la experiencia II haga una gráfica de barras de la abertura del compás a la cual se perciben las dos puntas, contra la región del cuerpo estudiada. De la experiencia VI dibujar los campos visuales de ambos ojos para cada color, a una escala de 1:10, en papel milimétrico. BIBLIOGRAFÍA Carlson N.R. Fisiología de la Conducta. 5ªEd. Edit. Allyn and Bacon, USA, 1994. Carpenter R. H. S. Neurofisiología. 2ª Ed. Edit. El Manual Moderno. México, 1996. López Antúnez. Anatomía Funcional del Sistema Nervioso. Edit. Limusa, México, 1983. Mueller G.C. y M. Rudolph. Luz y Visión. Colección Científica de Time-Life. 2ª Ed.
Ediciones Culturales Internacionales, México. p. 126-137, 1984. Stratton D. B. Neurofisiología. Ed. Limusa, México, 1984. Schiffman, H.R. La Percepción Sensorial. 2ª Ed. Edit. Limusa Noriega, México, 1997.
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PRÁCTICA No. 2 ARCO REFLEJO EN HUMANO CUESTIONARIO 1.- ¿Qué es un arco reflejo? ¿De qué partes consta? 2.- ¿Qué papel juegan los reflejos en la homeostasis? 3.- ¿Existe prioridad de unos reflejos sobre otros? 4.- Explique detalladamente el reflejo miotático o de estiramiento. 5.- ¿Cuál es el significado médico del reflejo de Babinski? 6.- Diga la respuesta esperada en cada uno de los reflejos a estudiar en esta práctica. OBJETIVO
Entender el concepto de arco reflejo como unidad funcional y explicar los eventos que tienen lugar en cada componente del arco reflejo.
Señalar su importancia en la homeostasis. MATERIAL Por equipo: - lámpara de bolsillo - 2 abatelenguas - martillo para reflejos - vela - rejilla de alambre - 2 vidrios de reloj Por grupo: - algodón - balanza digital SUSTANCIAS - sacarosa al 10% - jugo de limón DESARROLLO Se inducirán los reflejos enumerados a continuación en los sujetos de experimentación. Anote sus observaciones y llene el cuadro anexo para resultados. 1.- Palpebral Con una hilaza o mechita de algodón tocar la córnea. 2.- Fotomotor Cubrir los ojos del sujeto de experimentación y colocarlo frente a una fuente de luz.
Destapar los ojos. 3.- Consensual Cubra el ojo derecho y acercar una fuente luminosa frente a él. Observando la
pupila izquierda, descubrir el ojo tapado.
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4.- Palatino Tocar el paladar con un abatelenguas. 5.- Faríngeo Tocar la pared de la faringe con un abatelenguas. 6.- Cutáneo pupilar Pellizcar el cuello abajo del lóbulo de la oreja con los dedos. 7.- Epigástrico Este reflejo puede inducirse de dos formas distintas: Golpear ligeramente el
abdomen o pasar una punta roma de abajo hacia arriba del abdomen. 8.- Rotuliano El sujeto deberá estar sentado con las piernas cruzadas. Golpear el tendón
rotuliano de la pierna que queda por arriba. Hacer que el sujeto enganche los dedos de ambas manos y trate de separarlas haciendo un esfuerzo, simultáneamente vuelva a golpear el tendón rotuliano ¿se modifica la respuesta?
9.- Aquiliano Colocar la rodilla de la pierna izquierda sobre un banco pequeño, el pie derecho
debe apoyarse en el piso. Golpear el tendón de Aquiles del pie izquierdo con el martillo para reflejos.
10.- Reflejo Plantar Sin zapato ni calcetín pasar el agitador o un objeto de punta roma por la parte
inferior del pie, desde el talón hasta los dedos a través del arco. Repetir la experiencia en un niño pequeño (tres a nueve meses, signo de Babinski), compare las respuestas.
11.- Salival Enjuagar la boca del sujeto de experimentación. Colocar un algodón (pesado
previamente) en el maxilar inferior por debajo de la lengua, después de 30 segundos sacar el algodón y pesarlo. Calcular la cantidad de saliva recolectada. Mojar otro pedazo de algodón en la solución de sacarosa y humedecer la parte inferior de la lengua del sujeto. Colectar la saliva durante 30 segundos con un algodón previamente pesado, como en el caso anterior. Repita esta última ex-periencia utilizando un algodón humedecido en jugo de limón.
12.- Nistagmo Hacer girar lentamente al sujeto hacia el lado derecho, observar el movimiento de
los ojos. Hacer girar rápidamente al sujeto 5 veces, cuando el sujeto se detenga, cuantificar
el movimiento oscilante de los ojos. Repita la experiencia con 10 y 15 giros. Anote sus observaciones.
13.- Respuesta triple de acomodación a) Imágenes de Purkinje. Introducir al sujeto a un cuarto oscuro, pedirle que observe una vela
encendida situada aproximadamente a 10 cm. Observar las imágenes formadas en la córnea y en el cristalino del sujeto (figura 2). Con la vela colocada en el mismo sitio pida al sujeto que enfoque su vista a un objeto lejano. Observar nuevamente las imágenes formadas.
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Figura No. 2 Imágenes de Purkinje en el ojo no acomodado, A, y en el acomodado para
la visión cercana, B. a y a', imágenes de la cara anterior de la córnea. b y b', imágenes de la cara anterior del cristalino. c y c', imágenes de la cara posterior del cristalino.
b) Rejilla El sujeto enfocará el texto de un libro colocado aproximadamente a un metro de
distancia de sus ojos, a través de una rejilla interpuesta aproximadamente a 30 cm de sus ojos. Pedirle al sujeto que enfoque la rejilla. Observar la convergencia de los ojos y el diámetro de la pupila.
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS Complete el cuadro anexo indicando para cada reflejo estudiado el receptor, vía aferente, eferente y centro integrador. Agrupe y analice los resultados obtenidos en los experimentos 11 y 12. BIBLIOGRAFÍA Carpenter R. H. S. Neurofisiología. 2ª Ed. Edit. El Manual Moderno. México, 1998. Guyton A. C. Tratado de Fisiología Médica. 10ª Ed. Mc Graw-Hill Interamericana. México,
2001. House E. L., Pansky B. y Siegel A. Neurociencias. Enfoque sistemático. Ed. Mc Graw-
Hill,México, 1982. López Antúnez. Anatomía Funcional del Sistema Nervioso. Ed. Limusa, México, 1983. Gilman S. Y Newman, S.W. Neuroanatomía y Neurofisiología Clínicas de Manter y Gatz.
4ª edición. Edit. El Manual Moderno. México, 1998.
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DATOS
REFLEJO ESTÍMULO RECEPTOR V. AFERENTE C. INTEGRADOR V. EFERENTE RESPUESTA FUNCIÓN
Palpebral
Fotomotor
Consensual
Palatino
Faríngeo
Cutáneo-pupi-lar
Epigástrico
Rotuliano
Aquiliano
Plantar
Salival
Nistagmo
Acomodación
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PRÁCTICA No. 3
ADQUISICIÓN DE UN REFLEJO CONDICIONAL CUESTIONARIO: 1.- ¿Cuál es la relación de los reflejos condicionales con el aprendizaje?. 2.- ¿Cómo se logra formar un reflejo condicional?. 3.- ¿Cuáles son los mecanismos propuestos para el aprendizaje?. 4.- ¿Cuántas formas de aprendizaje conoce?. 5.- ¿Cuál es la diferencia de los condicionamientos formados durante la práctica con
el pavloviano?. 6.- ¿Cuáles son los factores que afectan la formación de un reflejo condicional?. OBJETIVO: Observar el proceso de aprendizaje en ratas y humanos mediante la asociación de estímulos nocivos con distintos tipos de estímulos condicionales. MATERIAL: POR EQUIPO: POR GRUPO: - estimulador SMI. - cámara de reflejos condicionados - 2 alambres para el estimulador. - seguro. - jaula de reflejos condicionales. - cronómetro. - lámpara - perilla de hule. - caja de plástico con tapa para rata. - guante de carnaza DESARROLLO: I. RATA: a) Condicionamiento al estereotipo: 1.- Insertar en la piel del dorso de la rata un seguro que a su vez deberá conectarse al
estimulador SMI. Para cerrar el circuito introduzca a la rata en la jaula* como se muestra en la fig. 5 y conecte un segundo electrodo en la jaula de reflejos condicionales.
* La base de la jaula debe estar humedecida. 2.- La rata debe permanecer en la jaula un tiempo basal de 15 segundos.
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Figura 5 Esquema del circuito para formar el reflejo condicional.
3.- Colocar el selector "voltage range" del estimulador en la posición 0-100 V (ver
apéndice p. 56-57), aplicar estímulos eléctricos continuos, con una frecuencia de 50 Hz, duración de 0.2 ms y la intensidad más baja (0 V). Aumentar progresivamente la intensidad de los estímulos hasta que la rata dé muestras de sentir la estimulación y salga de la jaula. En adelante, mantenga constante esta intensidad.
Nota importante: Si la rata da muestras de sentir muy intensamente los estímulos, pero no sale de la jaula, dejar de aumentar la intensidad y mantener la estimulación eléctrica hasta que la rata salga. Tomar el tiempo que tarde en salir desde el inicio de la estimulación. 4.- Suspender la estimulación y permitir que la rata permanezca fuera de la jaula
durante al menos un minuto. 5.- Regresar a la rata al interior de la jaula. Si sale antes de 15 seg, se considera que
el reflejo condicional al estereotipo se ha formado. Si permanece más de este
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tiempo, aplicar de nuevo la estimulación eléctrica. 6.- Repetir el punto anterior cuantas veces sean necesarias para que se forme el
condicionamiento. 7.- Anotar el número de repeticiones (ensayos) que se necesitan para formar el reflejo
condicional. b) Extinción del condicionamiento al estereotipo: 1.- Para extinguir el reflejo condicional formado en la experiencia previa, se debe
colocar a la rata dentro de la jaula tantas veces como sea necesario para que permanezca en ella, al menos, el tiempo basal. Por supuesto, no se debe aplicar la estimulación eléctrica en ningún momento.
2.- Si después de regresar a la rata 20 veces a la jaula, aún no permanece en ella,
esperar 1 hora y repetir el procedimiento 20 veces más. Si con estos 40 ensayos no se logra la extinción, se puede considerar que el reflejo condicional formado es inextinguible, cuando menos, a corto plazo. (Si lo desea, puede tratar de extinguirlo en la próxima sesión de laboratorio).
3.- Anotar el número de ensayos necesarios para lograr la extinción. c) Condicionamiento con estímulo condicional definido: Esta experiencia se realiza en una cámara de reflejos que consta de dos
compartimentos a los que se les puede aplicar una corriente eléctrica de 20-30 V en el piso.
1.- Limpiar la jaula con solución de pino. 2.- Colocar a la rata en el compartimento de la derecha. 3.- Aplicar un estímulo luminoso y, 5 s después, el estímulo eléctrico, sin interrumpir el
estímulo luminoso. 4.- Anotar el tiempo que tarda en pasar al compartimento de la izquierda. Si tarda
más de 30 s, empujarla hacia dicho compartimento, con la mano debidamente protegida. Suspender ambos estímulos.
Nota importante: Si la rata salta al recibir el estímulo eléctrico, no permita que se
quede colgada de las paredes de la cámara, porque ese será el reflejo condicional que se forme. Si la rata se cuelga, deberá ser regresada al compartimento de la derecha, las veces que sean necesarias, hasta que pase al lado izquierdo.
4.- Dejar transcurrir dos minutos y repetir el procedimiento las veces necesarias para
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que la rata pase al lado izquierdo con el estímulo luminoso y antes de recibir el estímulo eléctrico.
II. Humano: 1.- A uno de los integrantes del equipo, hágale escuchar una palmada; inmediata-
mente después, aplíquele una corriente de aire en el ojo con ayuda de una perilla de hule.
2.- Después de 1 minuto, repetir el punto anterior, hasta obtener la respuesta refleja
(cierre de los párpados) al escuchar la palmada. 3.- Anotar el número de ensayos necesarios para obtener la respuesta refleja al
estímulo condicional. PRESENTACIÓN DE RESULTADOS: 1.- Establezca para cada experiencia, cuáles son los estímulos incondicional,
condicional y las respuestas a cada uno de ellos. 2.- Indique el número de refuerzos necesarios para lograr el condicionamiento. 3.- Realice las gráficas correspondientes de ensayos contra número de aciertos
(número de animales de todo el grupo que respondieron correctamente). BIBLIOGRAFÍA: Darnell J., H. Lodish y D. Baltimore, 1993. Biología Celular y Molecular. 2ª Ed. Edit.
Omega S.A. España, Barcelona p. 861-864. Ganong F.W., 2000. Fisiología Médica. 17ª Ed. Edit. Manual Moderno, México. Chambert C.G., 1973. Efecto de inhibidores de la transaminasa de los ácidos gama-
aminobutírico/alfacetoglutarato (T-gaba) sobre los mecanismos del aprendizaje. Tesis Profesional. México, D.F.
Kandel E.R, T.M. Jesell y J.H. Schwartz. 1997. Neurociencia y conducta. Edit. Prentice Hall. México p 695-740.
Russek M., 1965. Consideraciones teóricas sobre los mecanismos del aprendizaje. II. Hipótesis neurofisiológica e hipótesis neuroquímica. Ciencia. p. 7-14.
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PRÁCTICA No. 4
SISTEMA NERVIOSO AUTÓNOMO CUESTIONARIO 1.- ¿Qué órganos son inervados por el SNA? Haga un esquema. 2.- Explique el efecto de la inervación simpática y parasimpática sobre el músculo liso
y el cardíaco. 4.- ¿Qué sustancia es el neuromodulador de cada una de las ramas del SNA? 5.- ¿Qué relación existe entre la adrenalina y la pilocarpina con el SNA? 6.- ¿ Cuáles son los receptores a la adrenalina y a la acetilcolina en los efectores? OBJETIVO Observar el efecto de la administración de sustancias parasimpático y simpático-
miméticas sobre algunas variables fisiológicas. MATERIAL Por equipo: - caja de plástico para rata con tapa -3 jeringas de 1 ml con aguja - vaso de precipitados de 50 ml - electrodos de aguja. - cronómetro - balanza de canasta Por grupo: - polígrafo - acoplador del neumógrafo de impedancia - acoplador universal - cable de entrada de tres polos y cable de acople SUSTANCIAS - adrenalina 500 g/ml - clorhidrato de pilocarpina 0.75 mg/ml - pentobarbital sódico (anestesal) - solución salina 0.9% DESARROLLO 1.- Cada equipo contará con dos ratas macho (testigo y problema). Administre a las
ratas una dosis de pentobarbital sódico de 35 mg/kg de peso corporal. 2.- Determinar antes de iniciar el tratamiento (valores basales) y cada 5 minutos a
partir del inicio del tratamiento, durante 25 minutos, las siguientes variables (ver apéndice p. 65-66):
a) Frecuencia y amplitud respiratoria (calibrar). b) Frecuencia cardiaca.
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c) Presión arterial.
d) Observar los cambios en la secreción lagrimal, salival y nasal, así como del grado de piloerección, micción y defecación.
3.- El tratamiento consistirá en administrar por vía intraperitoneal, a la rata problema,
el fármaco indicado por el profesor, el cual puede ser adrenalina (500 g/kg) o pilocarpina (0.75 mg/kg).
4.- Administrar a la rata testigo solución salina al 0.9% en una dosis de 1 ml/kg. 5.- Anotar sus resultados en la tabla anexa.
DATOS
Tiempo (min)
Frecuencia Cardiaca (lat/min)
Presión arterial media (mmHg)
Frecuencia respiratoria (vent/min)
Amplitud respiratoria (mm)
Basal
5
10
15
20
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PRESENTACIÓN DE RESULTADOS. Expresar en gráficas los resultados obtenidos en la medición de cada variable (ordenadas) contra tiempo (abscisas). BIBLIOGRAFÍA. Bowman C. W. and M. J. Rand. Farmacología. Bases Bioquímicas y Patológicas.
Aplicación Clínica. Ed. Interamericana, México 1985. Ganong W. F. Manual de Fisiología Médica. 17ª Ed. Edit. El Manual Moderno, México,
2000. Goodman S. L. y Goodman G. A.. Las Bases Farmacológicas de la Terapéutica. Ed.
Médica Panamericana, México, 1991.
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PRÁCTICA No. 5 HORMONAS TIROIDEAS
CUESTIONARIO: 1.- ¿Cuáles son las funciones de las hormonas tiroideas?. 2.- ¿Qué factores externos producen aumento o disminución de la concentración
plasmática de las hormonas tiroideas?. 3.- Describa el mecanismo de acción de las hormonas tiroideas. Contestar al finalizar la práctica. 4.- De acuerdo con los resultados obtenidos en su práctica: ¿Cuál es la importancia de esta glándula en el organismo?. 5.- En las ratas observadas en el laboratorio, explique: ¿cómo se encuentran los
niveles sanguíneos de las hormonas TRH, TSH, T3 y T4?. OBJETIVO: Observar algunos de los efectos que ejerce la hormona triyodotironina sobre el metabolismo de la rata. MATERIAL: Por equipo: - Estuche de disección (sólo el día del sacrificio). - 2 jaulas individuales. - 2 botellas con bebedero - 2 comederos metálicos - caja de plástico con tapa para rata. - 2 termómetros de 0-50
oC
- 1 balanza de un platillo - 1 probeta de 500 ml - 1 pipeta de 1 ml graduada - 1 cronómetro - balanza con canasta para rata. Por grupo: - Fisiógrafo (el día del sacrificio) - vaselina sólida - balanza analítica Soluciones: - solución de triyodotironina sódica de 1 mg/ml - NaOH 0.1 N
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DESARROLLO: 1.- Cada equipo contará con dos ratas, una testigo y otra recibirá el tratamiento con
hormonas tiroideas (T3). La dosis oral diaria deberá ser de 120 g/kg de peso; si se considera que una rata de peso corporal de 250 g ingiere aproximadamente 30 ml de agua de la llave, deberá prepararse una solución que contenga 30 g de triyodotironina en 30 ml de agua potable (1 g/ml). Preparar 350 ml de esta solución y poner en el bebedero.
Las hormonas tiroideas pueden administrarse alternativamente por vía subcutánea con una dosis de 50 g/kg de peso disuelta en unas gotas de NaOH 0.1N y llevada a volumen con solución salina isotónica.
2.- Separar las ratas en jaulas individuales con comedero y bebedero. 3.- Realizar en ambas ratas un registro basal de las siguientes variables: - ingestión de alimento. - temperatura colonal. - peso corporal. - actividad motora (ver adelante la prueba de esta actividad en campo abierto). - consistencia de las heces (húmedas o secas). 4.- Continuar las determinaciones de las variables citadas en el punto anterior
diariamente a lo largo del tratamiento. Prueba de la actividad motora en campo abierto. La mesa se divide en cuadros de 10X10 cm. La actividad motora se cuantifica contando el número de cuadros que el animal traspasa con sus cuatro patas en un tiempo de dos minutos. Limpiar con solución de pino o algún detergente de aroma fuerte entre cada medición. 5.- Al transcurrir dos semanas, determinar, además de las variables mencionadas
anteriormente, la frecuencia respiratoria y cardiaca con el polígrafo (ver apéndice p. 65-66).
6.- Sacrificar ambas ratas por medio de una sobredosis de pentobarbital sódico vía IP.
Realizar una incisión en la piel de la región del cuello y separando los músculos localizar la tráquea. Con una lupa buscar la glándula tiroides, una estructura plana de color rosácea que se localiza a los lados de la tráquea y con un tamaño aproximado entre 2 y 3 mm. Compare el tamaño e irrigación de la tiroides en ambas ratas.
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TABLA DE DATOS EQUIPO No._______________
Peso corporal (g)
Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5 Día 6 Día 7 Día 8 Día 9 Día 10
Testigo
T3
Ingesta de alimento (g)
Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5 Día 6 Día 7 Día 8 Día 9 Día 10
Testigo
T3
Temperatura corporal (ºC)
Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5 Día 6 Día 7 Día 8 Día 9 Día 10
Testigo
T3
Consistencia de las heces
Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5 Día 6 Día 7 Día 8 Día 9 Día 10
Testigo
T3
Actividad motora
Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5 Día 6 Día 7 Día 8 Día 9 Día 10
Testigo
T3
Frecuencia cardiaca
Testigo
T3
Frecuencia respiratoria
Testigo
T3
Aspecto y tamaño de la tiroides
Testigo
T3
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS Separar los resultados obtenidos en dos grupos (testigo y problema) para cada variable. Expresar en gráficas los datos obtenidos y observar si existe diferencia entre los grupos analizados. Calcular medias, desviaciones y errores estándar, para cada caso (ver apéndice p. 72). Comparar la consistencia de las heces así como el tamaño y color de la glándula tiroides en ambos grupos. BIBLIOGRAFÍA: Greenspan S.F. y P.H. Forsham, 1995. Endocrinología Básica y Clínica. 3ª Ed. Edit. Manual Moderno. Williams, H.R., 1989. Tratado de endocrinología. 7ª Ed. Edit. Interamericana, México, D.F.
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PRÁCTICA No. 6 HORMONAS SEXUALES CUESTIONARIO. 1.- Explique cómo se realiza el control de la función ovárica 2.- Explique la relación que existe entre la función ovárica y los cambios morfológicos
observados en el útero. 3.- ¿Qué diferencias presenta el ciclo estral con el menstrual? 4.- ¿Afectará el estradiol al fenotipo y a la conducta sexual, si se le administra a una
rata macho adulta?. ¿Qué sucede si la administración ocurre en la etapa embrionaria?. Explique.
5.- ¿Cuál es el efecto de los estrógenos sobre el útero y las células vaginales? OBJETIVOS. Demostrar que el tratamiento con estrógenos mantiene el peso del útero en ratas ovariectomizadas. MATERIAL Por equipo:
- ESTUCHE PARA DISECCIÓN - 1 caja de plástico con tapa para rata - Hisopos - 4 portaobjetos - 2 jeringas de 1 ml con aguja - 1 lámpara - 2 agujas para sutura - hilo para sutura - 2 vasos de precipitados de 50 ml - 3 vasos de precipitados de 250 ml - algodón - balanza para rata
Por grupo - Puentes para tinción - Mecheros
- Frasco vitrolero (al finalizar práctica)
OPCIONAL
Tinción de Papanicolaou Por grupo:
- 17 cajas para coloración - 3 canastillas para coloración
con capacidad de 30 laminillas cada una
- 4 portaobjetos - 4 cubreobjetos
Sustancias - Pentobarbital sódico 63 mg/ml - Estrona 0.5 mg/ml - Aceite vegetal - Benzal - Solución salina 0.9% - Colorante azul de metileno
- Éter etílico (al finalizar práctica)
Sustancias: - xilol - alcohol etílico del 96%, 80%,
70%, 50%. - Alcohol etílico absoluto-xilol - Resina sintética - Colorante EA-50 - Colorante orange G - Hematoxilina de Harris
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DESARROLLO Cada equipo contará con 3 ratas hembra con un peso aproximado de 200 g, a las cuales deberá realizar un frotis vaginal diario, durante 2 semanas.
I. Obtención y tinción de los frotis vaginales:
1. Introducir cuidadosamente un hisopo previamente humedecido en solución salina, en la vagina de la rata (figura 6)
2. Con movimientos rotatorios ejercer una ligera presión sobre las paredes de la vagina
3. Colocar la muestra inmediatamente en el centro de un portaobjetos sin extenderla.
4. Fijar el frotis en el mechero, por unos segundos 5. Cubrir el portaobjetos con el colorante azul de metileno y dejarlo actuar por 5 a
10 minutos. 6. Enjuagar con agua de la llave 7. Dejar secar y observar al microscopio.
Fig. 6. Posición del orificio urogenital y rectal en la rata hembra.
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OPCIONAL (Tinción de Papanicolaou)
1. Fijar el frotis en una solución de alcohol etílico al 70% durante 15 min. 2. Sumergir en agua destilada durante 5 min. 3. Hematoxilina de Harris de 3 a 5 min. 4. Agua de la llave 2 min. 5. Alcohol ácido rápidamente 6. Agua destilada 1 min. 7. Agua amoniacal 3 min. 8. Alcohol 50%, 70%, 80% y 96%, 1 min. Cada uno. 9. EA-50 durante 3 min. 10. Alcohol 96% rápidamente, 11. Alcohol etílico absoluto 3 min. 12. Xilol 15 min. mínimo 13. Montar en resina sintética 14. Observar al microscopio
Características del ciclo estral. El ciclo estral en la rata tiene una duración de 4 a 5 días y se repite continuamente. Comprende una serie de cambios en el epitelio vaginal que culmina en el estro o celo, que es el único periodo durante el cual la hembra va a permitir la monta del macho. Se divide en 4 fases, (figura 7): 1. Proestro (12 horas) Es una fase de reparación caracterizada por la proliferación del epitelio vaginal. La pared vaginal contiene células epiteliales con un núcleo grande central. En un frotis vaginal es característico observar estas células y además es raro encontrar moco o leucocitos. (Por la técnica de Papanicolaou las células se ven en un tono azul-verdoso). 2. Estro (14 horas) Se le llama también etapa de calor o celo. En esta fase es donde ocurre la ovulación y la hembra es receptiva al macho. Las células del epitelio vaginal son cornificadas y han perdido su núcleo, cuando se descaman forman una agregación serosa característica. No se observan leucocitos ni moco. (Se ven células de color naranja por la técnica de Papanicolaou) 3. Metaestro (21 horas) Se inicia después de la ovulación. Después del pico del periodo de acoplamiento, se ven unas pocas células cornificadas y empiezan a aparecer leucocitos y moco, los cuales se pueden observar en el frotis. Al inicio de la fase aparecen células sin núcleo y al final empiezan a aparecer células poligonales. 4. Diestro (57 horas) Es el tiempo que transcurre entre dos períodos de acoplamiento. La mucosa vaginal es delgada. En un frotis se pueden observar varios tipos de células epiteliales, moco y especialmente leucocitos.
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Fig. 7. Frotis del epitelio vaginal de las diferentes etapas del ciclo estral de la
rata. A: Proestro, C: Estro, D: Metaestro, E: Diestro .
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a)
b)
Figura 8. a) Ovariectomía en la rata b) Aparato urogenital de la rata hembra
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II. Ovariectomía. De acuerdo con las instrucciones del profesor, realice las siguientes variantes experimentales: Falsa operada (FO), Ovariectomizada (O) y la ovariectomizada mas estrona (O+E). Antes de comenzar la cirugía sumerja el material de disección en benzal y manténgalo en esa solución durante 15 minutos mínimo. 1. Ovariectomía (Fig. 8) Anestesiar a la rata con pentobarbital sódico con una dosis de 35 mg/Kg vía intraperitoneal. Colocar en posición dorsal y con tijeras cortar el pelo de la región dorso-lumbar. Limpiar con benzal. Inmediatamente por debajo de la última costilla y hacia abajo, proceder a realizar una incisión de 1 cm a cada lado de la línea media, separando cuidadosamente la piel y el músculo, hasta localizar un pequeño paquete de grasa dentro de la cavidad abdominal, en donde se encuentran inmerso los ovarios (estructuras 4 a 5 mm en forma de moras, muy irrigadas). Proceder a ligar esa estructura y extirpar. Repita la operación del lado opuesto. Asegurarse que la extirpación sea completa. Suturar cuidadosamente las incisiones por planos (músculo y posteriormente piel). Finalmente limpiar la región con benzal y solución de antibiótico. Inyectar 1 ml de solución de antibiótico. Inyectar 1 ml de solución de antibiótico por vía intraperitoneal durante 5 días. 2. Falsa ovariectomía Realizar el procedimiento efectuado en la ovariectomía sin extraer las gónadas. III. Tratamiento de las ratas Las ratas se pesarán diariamente durante dos semanas.
1. Rata Ovariectomizada + Estrona (O+E): Administrar estrona diariamente a una dosis de 500 g/Kg de peso por vía subcutánea, durante dos semanas.
2. Rata Falsamente operada (FO): Administrar el vehículo (aceite vegetal) en un volumen en ml correspondiente a la milésima parte de su peso.
3. Rata Ovariectomizada (O): Administrar el vehículo igual que a la falsa operada. - Transcurridas dos semanas pesar las ratas y anestesiar con pentobarbital. - Obtener y pesar el útero de cada una de las ratas. - Obtener y pesar la grasa parametrial (grasa asociada que rodea a cada uno de los ovarios). - Sacrificar a las ratas por medio de una sobredosis de pentobarbital sódico vía IP.
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DATOS I. Fases del ciclo estral
Tiempo (días)
Rata 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
FO
O
O+E
Abreviaturas: FO: falsa operada; O: oviriectomizada; O+E: ovariectomizada + estrona Emplear las siguientes letras para indicar la fase del ciclo estral en que se encuentran las ratas: P: proestro; E: estro; M: metraestro y D: diestro. II. Pesos.
Rata Peso corporal inicial (g)
Peso corporal final (g)
Peso del útero
% Peso del útero
Peso grasa parametrial
% Peso de la grasa
FO
O
O+E
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS Esquematizar las observaciones microscópicas de las fases del ciclo estral de las ratas con falsa operación, ovariectomizadas y ovariectomizadas más estrona. Reportar las diferencias encontradas en los pesos de los órganos/100 g de rata de rata de todo el grupo y realizar las gráficas de barras correspondientes. Realizar una gráfica de peso corporal respecto al tiempo con los resultados obtenidos, indicando error estándar de la media (apéndice pág. 79). NOTA: Peso del órgano (g)
%Peso órgano = --------------------------------- X 100 (útero ó grasa) Peso corporal (g)
BIBLIOGRAFÍA Findlay R L A, 1987. La reproducción y el feto. Edit. El Manual Moderno, México, D. F. Ganong, F W, 1998, Fisiología Médica, 16
a ed., Edit. El Manual Moderno, México, D. F.
Neubert, D. Merker, H. J. y Kwasigroch, T. E. K. 1977. Methods in Prenatal Toxicology. Edit. Georg Thieme Publishers Stuttgart. Germany.
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PRÁCTICA No. 7 CONTROL DEL VACIAMIENTO GÁSTRICO
CUESTIONARIO 1.- a) ¿Qué hormonas controlan el vaciamiento gástrico? b) ¿Qué estímulos las secretan? c) ¿Dónde se encuentran los receptores a éstos estímulos? 2.- Dentro de los factores neurales que controlan la actividad gastrointestinal tenemos
intrínsecos y extrínsecos. Explique en qué consiste cada uno de ellos. 3.- ¿Cómo demostraría el papel del sistema nervioso parasimpático en el control de la
motilidad intestinal? 4.- ¿Si el tracto gastrointestinal se desnervara, presentaría peristaltismo? Contestar al finalizar la práctica: 5.- ¿Coinciden sus resultados con los teóricos? 6.- ¿Cómo influyen las dietas administradas sobre el vaciamiento gástrico? OBJETIVO Poner de manifiesto el control del vaciamiento gástrico al administrar dietas de diferente composición. MATERIAL: Por equipo: - MATERIAL QUIRURGICO -Balanza digital - sonda metálica Nº 20 -Balanza con canasta para rata - 3 jeringas de 5 ml -Caja de plástico con tapa - 3 vidrios de reloj - lupa - cinta métrica - papel de estrasa - frasco vitrolero - algodón Por grupo: - papel pH - 3 vasos de pp de 50 ml - 3 agitadores de vidrio - éter etílico - solución de carbón activado 10% - solución de almidón al 1 % - albúmina de huevo - grasa de tocino
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DESARROLLO
Cada equipo tendrá 2 ratas macho en ayuno de 24 h. 1.- Pesar las ratas y marcarlas. 2.- Administrar lentamente a cada una de las ratas, por intubación intragástrica 4 ml de las siguientes suspensiones (tiempo cero) de acuerdo a lo establecido por el profesor : A: 2 ml de la solución de carbón activado 5% + 2 ml de la solución de almidón 1% B: 2 ml de la solución de carbón activado 5% + 2 ml de grasa de tocino
(precalentada) C: 2 ml de la solución de carbón activado 5% + 2 ml de albúmina de huevo 3.- Sacrificar las ratas por medio de una sobredosis de pentobarbita sódico vía IP a los 30 min posteriores a la intubación. 4.- Inmediatamente después de sacrificarlas abrir el abdomen y localizar el tracto gastrointestinal (TGI). 5.- Atar un cordón de hilaza en el esfínter gastro-esofágico y otro en el píloro. 6.- Extraer desde el estómago hasta el íleon y medir desde el píloro hasta el recorrido máximo del alimento con carbón, sin estirar el intestino. 7.- Medir la longitud total del intestino delgado. Obtener el estómago y pesarlo. 8.- Como observaciones complementarias extraer muestras del contenido antral, duodenal e ileal, para determinar el pH en cada zona.
TOMA DE DATOS
DIETAS DISTANCIA RECORRIDA (cm)
% AVANCE
PESO DEL ESTÓMAGO (g)
% PESO DEL ESTÓMAGO CON RESPECTO AL PESO CORPORAL
A
B
C
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pH
Antro Duodeno Íleon
dieta A
dieta B
dieta C
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS: Expresar los resultados obtenidos en porciento de avance. Obtener el % del peso del estómago con respecto al peso corporal en cada una de las dietas. Realizar gráficas en donde se represente % de avance (ordenadas) contra tiempo (abscisas) y contra las diferentes dietas. BIBLIOGRAFÍA: Berne R. y M. Levy, 1998. Fisiología. 2ª Ed. Edit. Harcourt Brace. España. Guyton A.C., 2001. Tratado de Fisiología Médica. 10ª Ed. Edit. Interamericana-McGraw-
Hill, México. Mc Clintic R.J. y V.A. Virdoli., 1975. Experimentos de Anatomía y Fisiología. Edit. Limusa,
México. Sandford A.P., 1984. Fisiología del Aparato Digestivo. Edit. El Manual Moderno, México.
p. 43-63
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PRÁCTICA No. 8 REGULACIÓN DE LA GLUCEMIA CUESTIONARIO 1.- ¿Cuál es la importancia de que la glucemia sea una variable regulada? 2.- ¿Qué mecanismos intervienen para mantener los niveles de glucosa sanguínea en
el estado de ayuno? 3.- ¿Qué le sucede a la glucosa proveniente de la absorción intestinal? 4.- ¿Cuáles son las principales hormonas involucradas en la regulación de la
glucemia? 5.- Defina los siguientes términos: glucogenolisis, glucólisis, gluconeogénesis,
glucogénesis. 6.- ¿Por qué razón una dieta alta en carbohidratos aumenta la cantidad de grasa, y
por lo tanto el peso corporal? OBJETIVO Poner de manifiesto experimentalmente las variaciones de la glucemia en función de la condición alimentaria. MATERIAL Por equipo: -Bisturí metálico - sonda metálica - jeringa de 5 ml - caja de plástico con tapa para rata - cronómetro Por grupo: - Glucosímetro - Tiras reactivas para el glucosímetro - algodón - purina molida o alimento infantil con almidón DESARROLLO Tres días antes de la práctica, forme tres grupos de ratas macho en jaulas colectivas, cuidando que estas tengan agua y comida. Un día antes de la práctica, a dos grupos de ratas se les quitará el alimento (ayuno de 24 horas). El día de la práctica, distribuya una rata de cada grupo a todos los equipos; las ratas recibirán los siguientes tratamientos: Nota: La primer muestra de sangre (tiempo 0) se tomará antes de administrar el agua o el alimento).
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1) Rata con alimento a voluntad (ad libitum). Al tiempo cero, administrarle 5 ml de agua de la llave por vía intragástrica, por medio de la cánula metálica. 2) Rata en ayuno. Al tiempo cero, administrarle intragástricamente por medio de una cánula, 5 ml de agua de la llave. Las muestras de sangre de las ratas 1 y 2 se tomarán a los tiempos 0, 60 y a los 90 minutos. 3) Rata en ayuno + realimentación, al iniciar la práctica se les administra por medio de una cánula intragástrica 5 g de purina molida disuelta en 5 ml de agua, o algún preparado de carne y almidón molido. Las muestras de sangre se tomarán a los 0, 60 y 90 min posteriores a la realimentación. Obtención de la muestra de sangre. A la hora señalada, se sujeta a la rata y se corta la punta de la cola con un bisturí. Se obtiene una gota de sangre, misma que se colocará en la superficie detectora de la tira reactiva. Dicho procedimiento se realiza para las 3 ratas, empezando con las de los grupos 1 y 2, dejando las del grupo 3 para el final, es decir una hora después de haberles suministrado el alimento
TIEMPO 0 MINUTOS
60 MINUTOS
90 MIN
Grupo Concen-tración (mg/dl)
Media ± E.E.
(mg/dl)
Concen-tración (mg/dl)
Media ± E.E.
(mg/dl)
Concen-tración (mg/dl)
Media ± E.E.
(mg/dl)
Alimentadas
1
2
3
4
1
2
3
4
1
2
3
4
Ayunadas
1
2
3
4
1
2
3
4
1
2
3
4
Ayunadas + Realimentación
1
2
3
4
1
2
3
4
1
2
3
4
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS
Se calculan y se reportan la media, la desviación estándar y el error estándar para cada grupo de los resultados obtenidos por todo el grupo. Con estos promedios se realiza
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una gráfica donde se vea el comportamiento de la variable entre los tres grupos y se comparan las medias entre sí, mediante la prueba de t (ver apéndice p.72), de la siguiente manera: ayuno (2) vs alimentación ad libitum (1), realimentación (3) vs ayuno (2). En la tabla en la cual se reportan las medias ± error estándar, se debe indicar si existe diferencia significativa con un asterisco. BIBLIOGRAFÍA: Berne R y M.Levy. Fisiología. 2ª Ed. Edit. Harcourt Brace, España, 1998. Carlson N. R. Physiology of behavior. Edit. Allyn and Bacon inc., USA, 1994. Ganong W. F. Manual de Fisiología Médica. 17ª Ed. Edit.El Manual Moderno. México
2000. Vander A. J. y cols. Fisiología Humana. Edit. Mc. Graw Hill, México, 1978. Russek M. y M. Cabanac. Regulación y control en biología. Edit. C.E.C.S.A. México,
1983.
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PRÁCTICA No. 9 EFECTOS PROVOCADOS POR LA POSTURA Y EL EJERCICIO SOBRE LA PRESIÓN ARTERIAL Y LA VENTILACIÓN PULMONAR CUESTIONARIO 1.- ¿Qué es la presión arterial? 2.- ¿Cuáles son los valores normales de presión arterial en el humano? 3.- ¿Cuál es el fundamento del método auscultatorio para medir la presión arterial? 4.- ¿Qué variables reguladas se modifican durante el ejercicio? 5.- Explique cómo se controla la ventilación pulmonar OBJETIVO Observar la participación de los sistemas cardiovascular y respiratorio ante perturbaciones como los cambios de postura y el ejercicio, y analizar su contribución en el mantenimiento de la homeostasis. MATERIAL Por equipo: - pajilla inscriptora - papel para quimógrafo - quimógrafo - soporte con base de media luna - pinzas dobles - esfigmomanómetro - cronómetro - neumógrafo de fuelle - cápsula de Marey - estetoscopio Por grupo: - fisiógrafo - neumógrafo de fuelle con transductor - acoplador universal de fuelle DESARROLLO Experimento I Efecto de la postura. 1.- Tomar a un sujeto la presión arterial empleando los métodos auscultatorio y
palpatorio, la frecuencia de pulso y la frecuencia y amplitud respiratorias (ver apéndice p. 62-63). Realizar un electrocardiograma (ver apéndice, p 64).
2.- Determinar las variables mencionadas en el punto anterior en las posiciones acostado, sentado y parado.
3.- Anotar sus mediciones en la tabla anexa.
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Experimento II Efectos del ejercicio 1.- Elegir 2 sujetos integrantes del equipo, de preferencia uno entrenado. 2.- Registrar sus valores basales de las variables medidas en el experimento I. 3.- Con el brazalete sin inflar y el neumógrafo colocado en su posición, el sujeto
realizará 50 sentadillas. 4.- Al terminar el ejercicio registrar las variables mencionadas anteriormente. 5.- Determinar estas variables cada tres minutos durante 21 minutos o hasta regresar
a sus valores basales. 6.- Anotar sus mediciones en la tabla anexa. DATOS a) Efecto de la postura
Variable Acostado Sentado Parado
P. Sistólica * (mmHg)
P. Diastólica * (mmHg)
P. Media * (mmHg)
P. Sistólica + (mmHg)
Frec. Cardíaca (lat/min)
Frec. Respiratoria (vent/min)
Amp. Respiratoria (mm)
*: Método auscultatorio; +:Método palpatorio
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II) Efecto del ejercicio
Variable Basal 0' 3' 6' 9' 12' 15' 18' 21'
P. Sistólica (mmHg)
P. Diastólica (mmHg)
P. Media (mmHg)
Frec. Cardíaca (lat/min)
Frec. Respiratoria (vent/min)
Amp. Respiratoria (mm)
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS Exp. I. Comparar los resultados de todo el grupo obtenidos en cada una de las posiciones. Exp. II. Realizar una serie de gráficas donde se muestre la variación de las mediciones (ordenadas) contra el tiempo (abscisas). BIBLIOGRAFÍA Best y Taylor. Bases Fisiológicas de la Práctica Médica. 12ª Ed. Edit. Médica
Panamericana, 1993. Ganong W. F. Manual de Fisiología Médica. 17ª Ed. Edit. El Manual Moderno. México
2000. Guyton A.C., 1996. Tratado de Fisiología Médica. 9ª Ed. Edit. Interamericana-McGraw-
Hill, México. Levitzky M. G. Fisiología Pulmonar. 2ªEd. Edit. Limusa, México, 1993. Mc Clintic J. R. Fisiología del cuerpo humano. Edit. Limusa, México, 1983.
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PRÁCTICA No. 10 VOLUMENES PULMONARES (ESPIROMETRIA)
CUESTIONARIO 1.- Defina Volumen Circulante, Volumen de Reserva Inspiratorio, Volumen de Reserva Espiratorio y Volumen Residual. Escriba sus valores promedio. 2.- ¿Por qué la capacidad vital teórica varía con la estatura? 3.- Enumere otros factores distintos de la estatura y la edad pueden que afectan a la capacidad pulmonar. Explique cómo la afectan. 4.- ¿Cómo cambiarían las medidas de volumen si los datos fueran colectados después de un ejercicio vigoroso? 5.- ¿Cuál es la diferencia entre las medidas de volumen y las capacidades? 6.- Enumere las Capacidades Pulmonares, indicando cómo se calcula cada una de ellas. 7.- ¿ En cuáles enfermedades del aparato respiratorio se altera la capacidad vital? OBJETIVOS Determinar experimentalmente los volúmenes pulmonares y calcular las capacidades pulmonares. Comparar los valores obtenidos con los valores promedio reportados en la literatura. Calcular la capacidad vital teórica y compararla con la capacidad vital obtenida experimentalmente. MATERIAL - Computadora con programa Bipoac Student Lab V3.0 - Unidad de adquisición MP30, con cables de conexión - Transductor de flujo de aire SS11LA - Filtro bacteriológico AFT1 - Boquilla (AFT2) y pinza nasal (AFT3) - Jeringa de calibración (AFT8) DESARROLLO A. PREPARACION. 1. Encienda la computadora. 2. Asegúrese que la unidad MP30 del BIPOAC esté apagada. 3. Conecte el transductor de flujo de aire al Canal 1 (CH1). 4. Encienda la unidad MP30. 5. Coloque un filtro en la punta de la jeringa de calibración. 6. Inserte el extremo libre del filtro en el transductor de flujo de aire (Fig. 12.1). IMPORTANTE. Sostenga el dispositivo por la jeringa. Nunca sujete la empuñadura del transductor cuando use la jeringa porque dañará los sitios de inserción de las partes.
7. Inicie el programa Biopac Student Lab (BSL).
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8. Elija la lección 12 (L12-PUL.1) 9. Escriba el nombre del archivo. 10. Active OK con el botón izquierdo del 'ratón'. Aparecerá la ventana de registro de datos para iniciar el procedimiento de calibración, que establece los parámetros internos del sistema para un desempeño óptimo. Lea con mucho cuidado el procedimiento completo antes de iniciar la calibración. B. CALIBRACION. 1. Saque completamente el émbolo de la jeringa y mantenga el dispositivo fijo en posición horizontal sin tocar el émbolo. 2. Active Calibrate y espere 8 seg a que termine la primera etapa, con la aparición de un mensaje de alerta. 3. Revise el procedimiento de la segunda etapa de calibración para asegurarse que no olvidará algún paso. 4. Active Yes. 5. Meta completamente el émbolo de la jeringa en 1 seg, espere 2 seg y saque completamente el émbolo en 1 seg, espere 2 seg y, con el mismo ritmo, repita la operación 4 veces más para totalizar 5 ciclos de inyección/succión. 6. Active End Calibration para finalizar el procedimiento de calibración. 7. Si el registro muestra 5 trazos hacia arriba, alternados con 5 trazos hacia abajo, pase a la sección de Registro de Datos. Si el registro muestra picos grandes, repita la calibración activando Redo Calibration.
Figura No. 1 Calibración C. REGISTRO DE DATOS. 1. Revise el procedimiento descrito a continuación para que lo pueda realizar sin interrupción, ya que una vez iniciado el registro debe continuarlo hasta el final. En caso de error deberá repetirlo todo desde el inicio. 2. Inserte un filtro y una boquilla limpios en el transductor de flujo de aire, en lugar de la jeringa de calibración. Sujete el dispositivo por el mango y manténgalo en la posición horizontal que tenía durante la calibración. 3. Coloque la pinza nasal de manera que impida completamente el flujo de aire por la
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nariz. 4. Introduzca la boquilla en la boca y respire a través del transductor de flujo. 5. Active Record. a) Respire normalmente 3 veces. b) Inhale todo el aire que pueda. c) Exhale hasta el nivel de la respiración normal. d) Respire normalmente 3 veces. e) Exhale todo el aire que pueda. f) Respire normalmente 3 veces.
Figura No. 2 Volúmenes y capacidades pulmonares. 6. Active Stop y revise el registro en la pantalla. 7. Si los cambios de volumen no se aprecian claramente o se observa un nivel basal creciente o decreciente, active Redo y repita los incisos 5 y 6. Los datos se borrarán. 8. Si el registro es correcto y permite reconocer los distintos volúmenes pulmonares, active Done. Los datos se guardarán en el folder Data Files del disco duro.
Figura No. 3
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9. Enseguida aparecerá un menú con cuatro opciones. NO active ninguna para poder realizar un registro con otro sujeto sin necesidad de recalibrar el dispositivo. 10. Para hacer otro registro, espere hasta que el nuevo sujeto de estudio esté preparado y elija la opción Record from another Subject, escriba un nombre para el nuevo archivo y repita los incisos 1 a 8. 11. Cuando termine el último registro, elija la opción Data Analysis del menú que aparece después de activar Done y proceda al análisis de datos. Si este análisis se realiza en otra sesión, elija la última opción del menú Lessons (Review Saved Data) y busque el archivo que desea analizar en la lista que se despliega. D. ANALISIS DE DATOS. 1. Elija el archivo apropiado. En la pantalla aparecerá la gráfica del registro con dos cajitas, de los canales 0 y 40, arriba a la izquierda. 2. Suprima el canal 40 activando la caja 40 y oprimiendo la tecla Ctrl (en PC) o la tecla Option (en Mac). El trazo inferior (Air flow) desaparecerá, quedando sólo el registro de volumen (Volume). 3. En la parte superior hay 4 grupos de 3 cajas. La caja central de cada grupo muestra el tipo de medida (none), cuyo valor aparecerá en la caja derecha (en blanco) al hacer el análisis. 4. Defina el tipo de medida activando la caja central de cada uno de los 4 grupos para que se despliegue el menú. Elija los siguientes tipos de medida: Grupo 1 (izq.) p-p diferencia entre los valores máximo y mínimo Grupo 2 max valor máximo Grupo 3 min valor mínimo Grupo 4 (der.) Δ diferencia entre el primero y (delta) último puntos del área elegida
5. Cambie la forma del cursor de flecha a I activando la caja central de las 3 que se encuentran abajo a la derecha. 6. Coloque el cursor I al inicio de la gráfica (tiempo 0) y oprima el botón izquierdo del 'ratón', manténgalo oprimido mientras desplaza el cursor hasta el final de las 3 primeras respiraciones, justo antes del inicio de la inspiración forzada. 7. El área seleccionada aparecerá con fondo negro y los valores de los tipos de medida elegidos aparecerán en las cajas correspondientes. En este caso el valor p-p representa el volumen circulante (VC). Anótelo en el cuadro de datos. 8. De manera similar, seleccione las áreas apropiadas para medir el volumen inspiratorio de reserva (VIR), el volumen espiratorio de reserva (VER) y la capacidad vital (CV).
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Figura 4. Tres primeras respiraciones seleccionadas
DATOS Perfil del sujeto de experimentación: Nombre: Estatura: Edad: Peso: Género: Masculino / Femenino A. CÁLCULO DE LA CAPACIDAD VITAL TEORICA. Para calcular su capacidad vital teórica use la ecuación correspondiente a su sexo: Masculino CV = 0.052E - 0.022A - 3.60 Femenino CV = 0.041E - 0.018A - 2.69 CV = Capacidad vital en litros. E = Estatura en centímetros. A = Edad en años. Capacidad Vital Teórica:________litros.
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B. VOLUMENES Y CAPACIDADES OBSERVADOS.
VOLUMEN MEDIDA (litros)
Volumen Circulante (VC)
Volumen Inspiratorio de Reserva (VIR)
Volumen Espiratorio de Reserva (VER)
Capacidad Vital (CV)
Usando los datos anteriores, calcular las siguientes capacidades:
CAPACIDAD FORMULA CALCULO
Cap. Inspiratoria (CI) CI = VC+ VIR
Cap. Espiratoria (CE) CE = VC + VER
Cap. Funcional Residual (CFR) CFR = VER + VR
Cap. Pulmonar Total (CPT) CPT=VIR+VC+VER+VR
Volumen Residual (VR) estimado: 1 litro. Comparar los volúmenes pulmonares del sujeto con los valores típicos reportados en la bibliografía. Volumen Circulante: Volumen Inspiratorio de Reserva: Volumen Espiratorio de Reserva: C. CAPACIDAD VITAL OBSERVADA VS. CAPACIDAD VITAL TEORICA. ¿Cuál es la Capacidad Vital Observada en porciento de la Capacidad Vital Teórica (calculada)? litros observados CVO = ------------------------ X 100 =__________% litros calculados Nota: Las capacidades vitales dependen de factores adicionales a la edad y la estatura. Por tanto, el 80% del valor teórico se considera normal.
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PRÁCTICA No. 11
FUNCIÓN RENAL CUESTIONARIO 1.- Mencione las funciones del sistema renal. 2.- Explique como participa el riñón en la regulación osmótica y del pH. Realice un
diagrama de bloques para cada caso. 3.- ¿Cuál es la función de las hormonas antidiurética y aldosterona sobre la función
renal?. ¿En qué condiciones se requiere la participación de estas hormonas para mantener óptima la osmolaridad?.
4.- ¿Cuál es la importancia de la función renal para el mantenimiento de la homeostasis del organismo?.
OBJETIVO Determinar la función renal en la regulación de la osmolaridad plasmática para mantener la homeostasis del organismo. MATERIAL Por equipo: - jaula metabólica - vasos de pp de 5 ml - probeta de 10 ml - 2 pipetas volumétricas de 0.5 ml - 3 jeringas de 3 ml con aguja - 2 bebederos - agitador de vidrio - cronómetro - 9 vasos de pp de 100 ml Por grupo: - balanza analítica - balanza granataria SOLUCIONES - NaCl 0.9% - NaCl 6.0 % DESARROLLO Cada equipo contará con 4 ratas de un peso aproximado a 250 g. 48 hrs. antes de la sesión práctica separar las ratas en jaulas metabólicas con bebedero, para determinar los volúmenes de orina y de agua ingerida (valores basales), así como la densidad ( ) de la orina emitida. Cualquier rata que presente volúmenes de orina anormalmente bajos o altos deberá descartarse. El volumen de orina normal es de 5.5 ml/24 hrs/100 g de peso corporal.
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LLENAR LOS BEBEDEROS Y PESARLOS PARA QUE POR DIFERENCIA SE DETERMINE EL VOLUMEN DE AGUA INGERIDO. OBSERVAR QUE EL BEBEDERO NO SE TIRE. 1.- Sólo se trabajará con tres de las ratas que hayan cumplido con lo especificado anteriormente. Administrar intraperitonealmente 1.3 ml de una solución de NaCl 0.9 % a una de las ratas mientras que a las otras se le administrará el mismo volumen pero de una solución al 6.0 % de NaCl. Colocarlas inmediatamente en sus jaulas metabólicas respectivas. A una de las ratas a la que se le administre NaCl 6.0% no se le permitirá ingerir agua durante toda la experiencia. 2.- En las ratas con ingestión libre de agua, determinar los volúmenes de agua ingerida y de orina emitida cada 30 minutos durante 120 minutos. 3.- Determinar la densidad de cada muestra de orina. Si el volumen de orina es muy pequeño pese 0.5 ml de la orina (medida con pipeta volumétrica) y aplique la fórmula de = m/V, o utilice las tiras reactivas (pídalas al profesor). IMPORTANTE: Los valores de densidad deben ser mayores de 1.
TOMA DE DATOS
tiempo (min) Volumen de agua ingerida (ml)
Volumen de orina emitida (ml)
NaCl 0.9 %
Intraperitoneal
30
60
90
120
tiempo (min) Volumen de agua ingerida (ml)
Volumen de orina emitida (ml)
NaCl 6.0 % intraperitoneal
30
60
90
120
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RATA SIN INGESTIÓN DE AGUA
tiempo (min) Volumen de orina emitida (ml)
de la orina
NaCl 6.0 % intraperitoneal
30
60
90
120
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS Con los resultados obtenidos de todos los equipos realizar una gráfica comparativa de las ratas con tratamientos similares del volumen acumulado contra tiempo y de la densidad contra tiempo. BIBLIOGRAFÍA Baker J. H., Lindsey J. R. y Weisbroth S. H. Eds. The Laboratory Rat. Vol II. Edit.
Academic Press. London. pp.3-28, 1980. Best y Taylor. Bases fisiológicas de la Práctica Médica. Edit. Médica Panamericana, 1993. Ganong W. F. Manual de Fisiología Médica. 17ª. Ed. Edit. Manual Moderno, México, 2000. Russek M. y Cabanac, M. Regulación y Control en Biología. Edit Instituto Politécnico
Nacional. México, D.F., 1990. Smith, M. K. E. Líquidos y Electrólitos. 2ª. Ed. Manual Moderno, México, 1994. Vander A.J. Fisiología renal. 4ª. Ed. Interamericana Mc Graw-Hill, México, 1993.
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APÉNDICE I.- SELECCIÓN, CUIDADO Y MANEJO DE LOS ANIMALES DE LABORATORIO …………………………............................ 49 II.- USO Y CUIDADO DE ALGUNOS APARATOS EMPLEADOS EN EL LABORATORIO ..........……………………................. 52 III.- DETERMINACIÓN DE ALGUNAS VARIABLES BIOLÓGICAS .................................……………………………………............ 58 IV.- PREPARACIÓN DE LAS SOLUCIONES EMPLEADAS EN LAS PRÁCTICAS .......................………………………..... 63 V.- PRUEBA T DE STUDENT...............…................……………………………... 65 VI.- RIESGOS PRECAUCIONES Y TRATAMIENTO EN CASO DE ACCIDENTE ..............................……………………………..... 67
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I.- SELECCIÓN, CUIDADO Y MANEJO DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN. Los animales de experimentación se han empleado por muchos años en la investigación médica y veterinaria. El conocimiento de los procesos fisiológicos, farmacológicos, inmunológicos y patológicos se ha logrado gracias a ellos. Más aún, un número incontable de animales se utilizan diariamente en la enseñanza y en las pruebas de control de fármacos y productos biológicos. En la investigación médica se pueden utilizar animales de diferentes especies domésticas o silvestres. Además de mamíferos y aves se emplean frecuentemente protozoarios, artrópodos, peces y anfibios. Por ser de más fácil adquisición, comúnmente se usan ratas, ratones, gatos, perros, conejos, hámsteres, cobayos, monos y sapos. Otros animales domésticos que también se utilizan con frecuencia son: cerdos, terneras, carneros, caballos, cabras y pollos. Cuidado especial y manejo Todos los animales de laboratorio deben recibir un cuidado apropiado, no solamente por un sentido humanitario, sino para garantizar la precisión de las pruebas experimentales. Así como el Químico emplea reactivos químicamente puros, el Biólogo requiere contar con animales libres de enfermedades. Son necesarios por lo tanto animales sanos y de la misma calidad para obtener precisión en los resultados de una investigación. Manejo CONEJOS. Para transportar un conejo por distancias cortas, se sujeta la piel del cuello con una mano y se sostienen los cuartos traseros con la otra mano (ver fig. 9). Para distancias más largas, el conejo se coloca sobre el antebrazo con su cabeza oculta en la curvatura del codo (ver fig. 10). Las orejas de los conejos son frágiles y sensibles por lo que no deben usarse para levantar o sujetar al animal. Los conejos manejados inapropiadamente se sacuden y se pueden luxar o fracturar la columna vertebral a nivel lumbar, o bien pueden rasguñar severamente a quien los maneja.
Figura 9. Forma de
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sujetar al conejo con las dos manos
Figura 10. Método para sujetar al conejo para su transporte. RATONES. Los ratones pueden transportarse tomándolos por la base de la cola y por poco tiempo, para evitar que se desprenda la piel. Para manipularlos (fig. 11a), se levantan por la base de la cola y, sin soltar ésta, se colocan sobre una superficie rugosa a la cual puedan asirse (en una superficie lisa girarán y morderán cuando se intente sujetarlos). Enseguida se toma la piel de la nuca y el lomo con los dedos pulgar e índice, se levanta y voltea al animal, y se sujeta la cola entre el dedo meñique y la palma de la mano (ver fig. 11b).
Figura No. 11. Sujeción del ratón agarrándolo de la base de la cola (a) y por la piel (b).
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RATA. Si las ratas se manejan con suavidad se vuelven dóciles y rara vez muerden, a menos que se les lastime o se asusten. Para llevarlas de un lugar a otro se pueden tomar por la cola, pero como la piel se desprende con cierta facilidad, deben sujetarse sólo por la base de la cola y por poco tiempo. En particular, cuando las ratas están en jaulas con piso de tela de alambre, no deben jalarse de la cola porque se agarran al piso de la jaula y se desprenden las uñas, lo que les provoca grandes hemorragias. Para sujetar a la rata, se coloca la mano firmemente sobre la caja torácica y el lomo, y se sujeta la cabeza con los dedos pulgar e índice inmediatamente por detrás de las mandíbulas (ver fig. 12). Si se les voltea boca arriba estarán más preocupadas por enderezarse que por morder. Puede colocársele entre los dientes una pieza de madera con una horadación (bocado), para alimentar con sonda, la cual se introduce por la horadación del bocado (debe humedecerse la punta de la sonda con aceite, vaselina líquida o agua). Siempre que se dirija una sonda al estómago, deberá asegurarse de que se está introduciendo efectivamente al esófago y no a la tráquea, cuando está en la tráquea se percibe ruido de aire.
Figura No. 12.
Sujeción de la rata inmovilizando la cabeza y las extremidades anteriores.
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II.- USO Y CUIDADO DE ALGUNOS APARATOS EMPLEADOS EN EL LABORATORIO. Para el estudio de la Fisiología es necesario poder contar con los sistemas de registro y medición de señales biológicas, que nos permitan sacar conclusiones sobre la respuesta de un organismo ante un estímulo determinado. Estimulador eléctrico Narco SM-I El estimulador eléctrico Narco es un generador de pulsos cuadrados, que tiene control sobre tres parámetros que son: la intensidad (volts), la duración (ms) y la frecuencia (Hz), parámetros que pueden variarse de manera independiente. Además, el estimulador tiene la opción de generar estímulos únicos o un tren de descarga, con los parámetros preestablecidos. El interruptor de encendido se encuentra en la parte posterior. Como electrodos de estimulación se emplean alambres de cobre muy delgados que se fijan a los bornes de conexión. Estímulos unitarios. Para establecer la intensidad del estímulo, primero se selecciona el rango de voltaje deseado mediante el interruptor "voltage range" (fig. 13) y después con la perilla "variable", se establece la intensidad del estímulo. Para fijar la duración del estímulo en ms, se utiliza la perilla "width". Una vez seleccionadas las características del estímulo, es necesario accionar el interruptor "mode" hacia la posición "single" para generar el estímulo eléctrico. Estímulos repetitivos. Para generar estímulos eléctricos de este tipo, los parámetros de intensidad y duración se establecen como en el caso anterior y la frecuencia se selecciona colocando la perilla "freq." en un valor determinado. La frecuencia del estímulo será igual al valor de frecuencia indicado por la perilla "freq." multiplicado por el valor que se indica en el interruptor "rate". Para generar el estímulo es necesario accionar el interruptor "mode" hacia la posición "cont", mientras el interruptor se quede en esta posición el estímulo eléctrico se mantendrá.
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Figura No. 13.
Estimulador Narco SM-I de pulsos cuadrados.
Quimógrafo Consiste de un tambor giratorio, al que se adhiere un papel para registro que puede ahumarse (del lado brillante). Este gira sobre el eje al que está unido, y en la base se localizan los controles de velocidad y encendido. De acuerdo con el tipo de experimento se selecciona la velocidad de registro. Debe tenerse en cuenta que la inscripción quimiográfica representa en las ordenadas, la magnitud y en las abscisas el tiempo del fenómeno registrado. No debe moverse el control de velocidad si está apagado.
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Fisiógrafo Narco Mark IV El fisiógrafo o polígrafo es un instrumento de medición ampliamente utilizado en la investigación fisiológica, ya que nos permite obtener el registro gráfico de diversas variables biológicas, como son la actividad eléctrica del corazón (electrocardiograma), la frecuencia y amplitud respiratoria, la actividad eléctrica del encéfalo (electroencefalograma), etc. Debido a que las señales biológicas no tienen la fuerza necesaria para mover un sistema de registro, como pueden ser unas plumillas, se requieren varios pasos previos para conseguir dicho registro. Estos pasos, se describen enseguida. 1) El primer paso consiste en convertir la señal biológica en señal eléctrica. Esto se realiza por medio de un transductor, el cuál esta diseñado para captar una señal específica (como puede ser una señal mecánica) y la convierte en una señal eléctrica con características específicas, ya que esta señal es preamplificada y filtrada. 2) Posteriormente esta señal eléctrica generada por el transductor se amplifica. La amplificación de esta señal es proporcional a la fuerza de la señal biológica. 3) La señal amplificada es la encargada de provocar el movimiento de una plumilla, lo que permite finalmente tener el registro gráfico de nuestra señal biológica. Este registro gráfico nos permite cuantificar el valor de nuestra variable, tanto en duración como en magnitud. La duración de la variable la realizamos conociendo la velocidad de desplazamiento del papel o por medio de marcas temporales que puede generar el fisiógrafo. La magnitud la medimos tomando como referencia una señal de calibración que, dependiendo del transductor que se esté utilizando, se puede generar en el papel de registro. PARTES DEL FISIOGRAFO Para seguir las instrucciones en el uso del fisiógrafo, es necesario que el usuario este familiarizado con las partes del mismo (ver figura 14). FUNCION NOMBRE 1) Tecla de encendido/apagado (on/off) Power 2) Tecla de cambio de polaridad (+/-) Polarity 3) Tecla de registro (on/off) Record 4) Perilla de posición de plumilla Position 5) Perilla de selección de sensibilidad mV/cm 6) Perilla de selección de frecuencia Filter 7) Teclas para selección de veloc. del papel Speed Chart 8) Teclas para inicio/fin del mov. del papel Operate 9) Teclas para marcar el tiempo (seg) Time marks 10) Tecla para marcar eventos Event mark 11) Perilla para conexión a tierra 12) Módulos de acoplamiento
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Figura No. 14. Sistema de registro del Fisiógrafo Mark IV. En la parte superior se encuentran los módulos de acoplamiento (12) a los cuales se conectan los transductores. Cada módulo es específico para un tipo de transductor, por lo que estos módulos se pueden reemplazar fácilmente, dependiendo de los transductores que se van a emplear. USO DEL FISIÓGRAFO Para emplear el aparato, es necesario seguir ciertos pasos que deberán observarse cada vez que iniciemos nuestro monitoreo de variables biológicas. El no hacerlo puede llevarnos desde un mal registro hasta descomponer el sensor, el motor de las plumillas o el sistema amplificador. 1) Conecte el aparato a una toma de corriente de 127 V. 2) Por medio del cable adecuado, conecte el aparato a tierra. El cable se conecta
desde la perilla 11 hasta una tubería de agua, NUNCA A UNA DE GAS. 3) Las teclas de Polarity (2) y Record (3) deben estar en la posición + y off,
respectivamente. 4) Coloque y asegure el módulo a emplear. Este dependerá de la variable a medir. 5) Algunos módulos contienen un interruptor "Record/Calibrate". Si éste es el caso,
debe de colocarse en Calibrate.
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6) La perilla de selección de sensibilidad (5) debe de colocarse en la mínima
sensibilidad (1000 mV/cm). 7) La perilla del filtro (6) debe colocarse en el valor adecuado, dependiendo de la
variable que se vaya a monitorear. Tenga siempre en cuenta que el filtro es de paso bajo, lo que significa que únicamente las frecuencias que se encuentran por debajo del valor seleccionado podrán ser registradas. Por lo tanto, las que se encuentran por encima de dicho valor serán eliminadas.
8) Conecte al módulo, el sensor o electrodo a emplear. 9) Retire la tira de hule que se encuentra debajo de las plumillas. 10) Cerciórese de que tengan tinta los frascos. 11) Haga fluir la tinta en las plumillas que vaya a emplear, tapando el orificio que se
encuentra en el extremo superior de cada tintero y presionando el capuchón de goma.
12) La tecla Operate (8) debe de estar en la posición Stop. 13) Seleccione la velocidad del papel (7). Si no conoce la duración del evento,
seleccione temporalmente una velocidad baja. 14) Seleccione el intervalo de tiempo a marcar (9). Si no necesita dichas marcas
presione la tecla Off. 15) La tecla Pen Drive debe de estar en posición Normal. 16) Coloque el sensor o los electrodos en la preparación biológica de tal forma que los
cables queden fijos. 17) Encienda el fisiógrafo (1). 18) Inicie el movimiento del papel presionando la tecla Operate (8) (posición Run). 19) En caso de que el módulo posea la tecla Calibrate ó Cal, y si la variable así lo
requiere, efectúe la calibración necesaria. 20) Presione la tecla Record (3) (posición On). 21) Reseleccione la sensibilidad del aparato si el caso lo requiere. Los incrementos o
decrementos de la sensibilidad nunca deben de ser de más de un paso a la vez. 22) Reubique las plumillas en caso que lo requiera con el uso de la perilla Position (4),
si no es posible con esta perilla, utilice la perilla de balance del módulo correspondiente.
ANTES DE DESCONECTAR EL FISIÓGRAFO
El desconectar el fisiógrafo no sólo implica retirar los electrodos o sensor empleado y apagarlo. Si no se sigue una secuencia adecuada se puede dañar el aparato. Recuerde que es demasiado sensible.
1) Inactive las teclas Operate (8) y Record (3) (posición Stop y Off respectivamente), así como la tecla "Time marks".
2) Retire el sensor o electrodos empleados. 3) Desconecte el sensor o electrodos del módulo de acoplamiento. 4) Apague el fisiógrafo (1). 5) Desconéctelo de la toma de corriente. 6) Desconecte la conexión a tierra y retire el cable. 7) Corte el papel de registro hasta donde sea necesario y colóquelo en un lugar
seguro.
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8) Levante las plumillas levemente y coloque la tira de hule entre estas y el papel,
empuje los tinteros a la posición más baja posible. 9) Guarde los aditamentos en sus respectivos estuches. 10) Limpie el fisiógrafo. 11) Tápelo con su funda. LO QUE NUNCA DEBE HACERSE 1) Falsos contactos. 2) Forzar o impedir el movimiento de las plumillas. 3) Anudar los cables. 4) Remover o tocar los sensores o electrodos de la preparación sin antes desactivar
las teclas Operate y Record. 5) Retirar algún módulo sin previa desconexión del fisiógrafo. 6) Forzar o impedir el movimiento del papel.
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III.- DETERMINACIÓN DE ALGUNAS VARIABLES BIOLÓGICAS. Frecuencia de pulso. La frecuencia del pulso es una indicación de la frecuencia cardíaca. Cuando el corazón late, un impulso en forma de onda se transmite a lo largo de las paredes de las arterias. Este impulso se puede sentir fácilmente sobre la arteria radial en la muñeca, colocando suavemente sobre esta, los dedos índice y medio. Contar el número de pulsaciones por minuto. Presión arterial en humano. a).- Método palpatorio. Colocar el brazalete del esfigmomanómetro alrededor del brazo izquierdo. Palpar el pulso radial con los dedos anular e índice, dar presión al brazalete hasta que en el manómetro se lean 180 mmHg. Dejar escapar el aire lentamente sin dejar de palpar el pulso, lea en la escala a los cuántos mm Hg vuelve a percibirse el pulso. Esta lectura corresponde a la presión más alta (presión sistólica). b).- Método auscultatorio. Con el brazalete colocado en la forma mencionada anteriormente, colocar la cápsula del estetoscopio sobre el antebrazo, inmediatamente por debajo del borde inferior del brazalete, elevar la presión unos 20 mm Hg por arriba de la presión sistólica, disminuir gradualmente la presión del brazalete hasta escuchar el primer ruido atribuído al pulso humeral. Tomar nota de la altura de la columna de mercurio (presión sistólica) y continuar disminuyendo la presión. Notar en qué momento hay modificación del ruido y qué altura de la columna coincide con la franca disminución en la intensidad del ruido (presión dias-tólica). La diferencia entre la presión sistólica y la diastólica se conoce como presión de pulso. La presión arterial media puede calcularse de la siguiente forma: PAm =Pd + 1/3 Pp Pd= Presión diastólica Pp= Presión de pulso PAm= Presión arterial media Frecuencia y amplitud respiratoria en humano (quimógrafo). Colocar alrededor del tórax el neumógrafo de fuelle, de tal forma que no quede estirado y pueda responder a la expansión de la caja torácica. El extremo de éste se conecta a la cápsula de Marey, que estará montada en un soporte de base de media luna. La cápsula de Marey está constituida en un extremo por una superficie elástica, sobre la cual se apoya una palanca ligera con la pajilla inscriptora, y por el otro se conecta al neumógrafo de fuelle con una manguera de plástico. Frecuencia y amplitud respiratoria en humano (polígrafo). Conectar el cable del transductor (neumógrafo de fuelle) al acoplador universal. Debe asegurarse que la válvula de mariposa se encuentre abierta (en sentido contrario a
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las manecillas del reloj). Balancear el canal de registro. Colocar cuidadosamente el transductor sobre el pecho del sujeto y asegurar la correa. El fuelle debe estar enfrente del sujeto y a nivel del tórax. El cable del transductor debe estar sobre el hombro para soportar el peso del transductor (ver fig. No. 15). Apretar ligeramente el fuelle mientras cierra la válvula. Seleccionar la sensibilidad y la línea basal apropiada y comenzar a registrar.
Figura No. 15. Colocación del neumógrafo de fuelle al sujeto.
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Electrocardiograma (polígrafo). 1.- Colocar en brazos y piernas las placas con las cintas elásticas, en las que deben estar insertados los electrodos correspondientes al electrocardiógrafo (transductor) (fig. 16). 2.- Seleccionar en el electrocardiógrafo la derivada requerida: I, II, III, AVL, AVR, AVF o V. 3.- Conectar el electocardiógrafo al acoplador HI-GAIN. 4.- Balancear. 5.- Seleccionar el valor 0.3 del acoplador. 6.- Abrir el filtro a un valor de 10 Hz. 7.- Seleccionar la sensibilidad requerida. 8.- Comenzar a registrar. NOTA: La frecuencia respiratoria, cardiaca y la presión arterial pueden determinarse simultáneamente en el polígrafo, empleando el acoplador universal, el amplificador de alta ganancia y el de impedancia, unidos por el cable de acople.
Figura 16. Esquema del electrocardiógrafo y la posición de los electrodos
para registrar el electrocardiograma.
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Frecuencia respiratoria y cardíaca en rata (polígrafo). I Acoplador Neumógrafo de Impedancia. 1.- Coloque y asegure el acoplador neumógrafo de impedancia al fisiógrafo. 2.- Antes de aplicar los electrodos al sujeto de experimentación, se deben hacer los
siguientes ajustes al acoplador del neumógrafo de impedancia y al canal de amplificación:
a) Se pone el botón de polaridad del canal del amplificador al positivo (+). b) Se pone el botón del filtro del amplificador a 10 Hz. c) Poner el botón directo-capacitivo del neumógrafo al modo capacitivo. d) Observe que no es necesario balancear el acoplador. 3.- Coloque los electrodos de superficie o de aguja, uno en cada lado del pecho,
introduciéndolos por debajo de la piel, (a la altura de las costillas) de un animal anestesiado colocado en posición ventral, cuidando que los electrodos lleguen hasta la línea media axilar, preferiblemente entre el quinto y sexto espacio intercos-tal. Se debe poner un tercer electrodo para una conexión a tierra, colocado en una extremidad posterior. Los dos electrodos de registro y el electrodo a tierra deben conectarse al cable de tres polos para entrada de señal, y entonces conectar éste a la entrada del neumógrafo de impedancia (fig. 17).
Presione el botón de registro (record), establezca una línea basal y por medio del
botón de ganancia aumente la amplificación del neumógrafo hasta obtener un registro adecuado. Calibre la gráfica introduciendo una variación de 5 ohms por medio del botón de calibración. Proceda a registrar.
II Si además se quiere obtener el registro del electrocardiograma (ECG), en otro canal del
fisiógrafo se debe colocar y asegurar un acoplador universal. 1.- Por medio de un cable blindado de acople, unir los dos acopladores. 2.- Antes de registrar el ECG, se deben hacer los siguientes ajustes al acoplador
universal y al canal de amplificación: a) Poner el botón selector de eventos en la posición ECG. b) Poner el botón de polaridad del canal al positivo (+). c) Poner el botón del filtro del amplificador a 30 Hz. d) Presione el botón de registro. Seleccione una línea basal por medio del botón
"position", y por medio del botón de ganancia aumente la amplificación hasta obtener un registro adecuado.
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Figura No. 17. Sitio donde se colocan los electrodos en la rata para registro
de la frecuencia respiratoria y cardíaca.
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IV.- PREPARACIÓN DE LAS SOLUCIONES EMPLEADAS EN LAS PRÁCTICAS PRÁCTICA No. 1 RECEPTORES SENSORIALES 1.- Bisulfato de quinina 0.2% Bisulfato de quinina…...... 200 mg Agua destilada.........……. 100 ml 2.- Sacarosa 5% Sacarosa.................…………. 5 g Agua destilada........…….. 100 ml 3.- Acido Cítrico 2% Acido cítrico.............. ………..2 g Agua destilada.........…….100 ml 4.- Cloruro de sodio 2% Cloruro de sodio.........……… 2 g Agua destilada........…….. 100 ml 5.- Sacarosa 2% Sacarosa..............………… 0.5 g Agua destilada.........…….. 25 ml PRÁCTICA No. 2 ARCO REFLEJO EN HUMANO 1.- Sacarosa 10% Sacarosa.......………….….... 10 g Agua destilada....…………100 ml PRÁCTICA No. 4 SISTEMA NERVIOSO AUTÓNOMO 1.- Adrenalina Ampolleta de adrestat 1mg/ml 2.- Clorhidrato de pilocarpina… 0.75 mg/ml Clorhidrato de pilocarpina.....7.5 mg Agua destilada.............……... 10 ml PRÁCTICA No. 5 HORMONAS TIROIDEAS 1.- Triyodotironina USP............. 1 mg Agua de la llave..............……1 ml 2.- NaOH 0.1 N NaOH.........................……… 0.4 g Agua destilada................…100 ml PRÁCTICA No. 6 HORMONAS SEXUALES 1.- Alcohol 70% Alcohol 96%............……... 72.3 ml Agua destilada..........……. 27.7 ml 2.- Hematoxilina de Harris Cristales de Hematoxilina…… 1 g Alcohol etílico absoluto.……10 ml Alumbre de potasio......……..20 g Oxido mercúrico.......………..0.5 g
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Agua destilada..........……..200 ml Disolver la hematoxilina en alcohol absoluto y el alumbre en agua destilada
caliente; se mezclan ambas soluciones. Se lleva a ebullición y se agrega el agua rápidamente. Cuando la mezcla toma un color rojo púrpura se retira del fuego y se enfría. Filtrar antes de usar.
3.- Alcohol ácido Ácido clorhídrico 36.9% ….. 1 ml Alcohol etílico 96%. …....... 99 ml 4.- Agua amoniacal Hidróxido de amonio..….10 gotas Agua destilada..........….... 100 ml 5.- Alcohol 50% Alcohol 96%..............…. 52.08 ml Agua destilada............. ..47.92 ml 6.- Alcohol 60% Alcohol 96%..............……62.5 ml Agua destilada……..........37.5 ml 7.- Alcohol 80% Alcohol 96%......……….... 83.3 ml Agua destilada........……..16.7 ml 8.- Estrona 0.5 mg/ml Estrona.................…………..5 mg Aceite vegetal...........………10 ml PRÁCTICA No. 7 CONTROL DEL VACIAMIENTO GÁSTRICO - Solución de carbón activado al 5 % Carbón activado .....……….. 5 g Agua destilada .....………. 100 ml - Solución de almidón al 1 % Almidón .............……………... 1 g Agua destilada ......…….... 100 ml Calentar hasta disolución. PRÁCTICA No. 11 FUNCIÓN RENAL 1.- NaCl 6% NaCl.................……………....... 6 g Agua destilada..........……… 100 ml
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V . PRUEBA t DE STUDENT. Para realizar la prueba de "t" de Student debe calcular la media muestral (X), la varianza ( ó s
2), la desviación estándar de la población (s) y el error estándar (EE) con
las siguientes fórmulas:
La "t" de student se calcula con la siguiente fórmula: Siendo Xa la media poblacional del grupo a y Xb la media poblacional del grupo b. Si na = nb entonces se emplean los errores estándar de cada población: Los grados de libertad (gl) se determinan así: gl = na + nb - 2 El valor calculado de "t" se compara con el valor de la tabla de "t" (tabla 2) y en caso de que la "t" calculada sea mayor que la "t" de las tablas (para una p<0.05 ó 0.01), se rechaza la hipótesis nula (Xa y Xb son iguales), y se acepta la alternativa (son diferentes). Dicha afirmación tiene una proba-bilidad de error menor de 0.05 ó 0.01, según sea el caso y se reporta de la siguiente forma: (* p<0.05 ó 0.01 vs media). Steel D.G. y J.H. Torrie, 1988. Bioestadística. Principios y Procedimientos. 2ª Ed. Edit. McGraw-Hill. México, p. 83-117.
n
X=X
s==s 2 n
s=EE
2)-n+n(nn
1)-n(+1)-n)(n+n(
X-X=t
baba
bbaaba
ba
)EE(+)EE(
X-X=t
2
b
2
a
ba
1-n
n
)X(-X
=s=
2
2
2
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Tabla 1. Percentiles de la distribución t de student.
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VI.- RIESGOS PRECAUCIONES Y TRATAMIENTO EN CASO DE ACCIDENTE En algunas prácticas se emplearán solventes como el éter, cloroformo, xilol, alcohol etílico, etc. los cuales es bien sabido que despiden vapores tóxicos, por lo que deberán manejarse en las campanas de extracción o evitar en lo posible su inhalación directa. La mayoría de los solventes son inflamables por lo que deberán emplearse lejos de instalaciones de gas o de los contactos eléctricos. El manejo en general de los solventes debe ser cuidadoso y si ocurriera la ingestión de alguno de ellos deberá darse el antídoto adecuado. A continuación se mencionan algunos agentes tóxicos y sus antídotos correspondientes: AGENTE TÓXICO ANTÍDOTO GASES DE AMONíACO AIRE FRESCO Y OXÍGENO. EN CASOS
GRAVES LA INHALACIÓN DE VAPORES DE ÁCIDO ACÉTICO
CLOROFORMO Y ÉTER OXÍGENO Y RESPIRACIÓN ARTIFICIAL. EN
CASO DE INGESTIóN: LAVADO GÁSTRICO con solución acuosa de bicarbonato de sodio al 1 % seguido de carbón activado (30 g en el adul-to), seguido de sulfato de sodio o magnesio (30 g por vía oral).
ALCOHOL METíLICO ETANOL ACETONA LAVADO GÁSTRICO ALCOHOL ETÍLICO LAVADO GÁSTRICO CURARE PROSTIGMINA 0.5 mg QUEMADURA POR ÁCIDOS EN LOS OJOS SOLUCIÓN DE BICARBONATO AL 1 % QUEMADURA POR ALCALIS EN LOS OJOS SOLUCIÓN DE ÁCIDO ACÉTICO AL 1 %. ELECTROCUCIÓN CORTAR LA CORRIENTE. RESPIRACIÓN
ARTIFICIAL INMEDIATA Y PROLONGADA, OXÍGENO. ANALÉPTICOS, EVITAR LA ADRENALINA.
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